Name: spectral karyotyping to study chromosome abnormalities in humans and mice with polycystic kidney disease
Uploaded: 2012-02-03T13:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 47 s
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저자는 기술 지원을 위해 브라이언 Muntean, Shao 소호, 마키 다카하시와 블레어 MELL 감사드립니다. 이 작품은 NIH (DK080640) 및 박사 Surya Nauli로 톨레도 &amp; ProMedica Translational 연구 자극 수상의 대학에서 수상에 의해 지원되었다.

1. 세포 전처리와 metaphase 준비 <ol><li> 그들이 70~80%가 confluency 도달할 때까지 세포는 5 % CO 2 배양기로 37 10-15% 태아 소 혈청 (FBS) 및 1퍼센트 페니실린 / 스트렙토 마이신 ° C를 포함하는 이글 배지 (DMEM)의 Dulbecco의 변경 재배하고 있습니다. </li><li> 0.05 μg / 30-60 분 ML에 colcemid 솔루션 세포를 드셔보세요. </li><li> 50-ML 멸균 매의 원심 튜브에 어떤 떠다니는 세포를 포함하는 매체를 수집합니다. sterile1X-PBS로 접시에 세포를 씻어. 1-2 분, 추수와 같은 튜브에 남아있는 세포를 수집을 위해 멸균 트립신과 잠복기 후에. </li><li> 5 분, 1,000 rpm으로 튜브 던가, 뜨는 떠나는 0.5 ML을 대기음 오직 손가락으로 flicking하여 펠렛을 푸세요. </li><li> 펠렛의 크기에 따라, DH 2 O에서 0.56 %의 KCl의 hypotonic 솔루션의 5-10 ML을 추가하고 30-45 분 동안 37 ° C에서 정학을 품어. </li><li> 메탄올 / 초산 한 방울 추가(3시 1분 권 / 권) 당 ML hypotonic 세포 현탁액과 믹싱을 위해 부드럽게 튜브를 바꾸란. </li><li> continously 펠렛을 flicking 동안 5 분 동안 1,200 rpm으로 원심과 스텝 1.4으로 펠렛을 수집 후 신선한 메탄올 / 초산 (3시 1분 권 / 권) 정착액 솔루션 dropwise 5 ML에 추가합니다. 이 절차는 metaphase 확산이 실험에 해가 될 세포 &#39;대단히 짧은 시간에 갇혀되지 않도록 중요합니다. </li><li> 5 분을위한 1,200 rpm으로 다시 원심 분리기와 튜브 벽을 따라 얼음처럼 차가운 메탄올 / 아세트산 정착액의 5-10 ML을 추가합니다. 필요한 경우이 단계에서는, 세포는 단기 또는 -80 용 -20 ° C에서 강화하고 밀폐 튜브에 고정력있는 용액에 저장할 수 ° C에서 나중에 사용할 장기 (년)입니다. </li><li> 절대 에탄올의 클린 슬라이드 다음 슬라이드의 표면에 물을 칼집을 형성하기 위해 approximately10X 대한 DH 2 O의 슬라이드를 찍어. (단계 1.8에서 세포 현탁액의 유리 접시 놓기 15-20μl에 슬라이드를 놓으십시오) &quot;에서 10 슬라이드 위에. 1-2 분 65-70에서 설정 물 목욕 ° C에서 슬라이드를 삽입하고 건조 수 있습니다. </li><li> metaphase의 염색체와 확산이 균등하게 게재됩니다이 확인하는 10X 및 40X 건조 목표를 사용하여 가벼운 현미경 슬라이드를 확인합니다. 염색체를 둘러싼 세포질에 존재를 확인합니다. 세포질은 현재 슬라이드 전처리 (펩신의 소화)을 진행하는 경우에는 세포질이 존재하지 않고 염색체가 좋은 형태가있다면 다음 슬라이드 전처리를위한 필요가 없습니다. </li></ol> 2. 슬라이드 전처리 (펩신 처리) <ol><li> X 60mm 현미경의 coverglass 24mm에 2X-SSC에 녹아있는 1:200 RNase 용액 (20 밀리그램 / ML) 120 μl를 적용하고 metaphase 슬라이드 얼굴 반전을 부드럽게 coverglass에 metaphase 슬라이드 얼굴을 아래로 반전과에서 부화 37 ° C 45 분입니다. </li><li> 조심스럽게 15 분 때마다 5 분 슬라이드를 긁적없이 coverglass를 제거하고 coplin 항아리에 2X-SSC 버퍼에 씻어떨고있는. </li><li> 깨끗한 비커에 펩신 주식 솔루션의 5-15 μl (DH 2 O 100 밀리그램 / ML)를 추가하고 prewarmed 100 ML 추가 (를 37 ° C) 0.01M HCL. 그것은 펩신이 깨끗한로 추가되는 것이 중요합니다 직접 HCL 용액으로 먼저하지 비커가, 그렇지 않으면 그것은 용액에 용해되지 것입니다. 37 HCL / 펩신 용액을 포함 coplin 항아리에 슬라이드를 품어 3-5 분 ° C에서. 너무 많은 소화가 염색체가 overdigested되는 원인이되며 너무 적게 소화는 프로브가 아닌 특정 바인딩으로 이어질과 하이브리드화 신호를 방해할 수있는 세포질은 소화되지 않은 떠날하므로이 단계는 매우 중요합니다. </li><li> 상온에서 두 번 5 분 동안 100 ML-1X PBS를 포함 coplin 항아리에 슬라이드를 씻으십시오. </li><li> 실온 (1X-PBS은 950 ML에 1M MgCl 2의 50 ML)에서 5 분 동안 100 ML 1X-PBS/MgCl 2를 포함하는 coplin 항아리에 슬라이드를 씻으십시오. </li><li> coplin 항아리 containin에있는 슬라이드를 삽입실온 (1X-PBS/MgCl 2의 100 ML 37 %의 포름 알데히드의 1.7 ML)에서 10 분 g 100 ML 1 %의 포름 알데히드. </li><li> 5 분 동안 100 ML-1X PBS를 포함 coplin 항아리에 슬라이드를 씻으십시오. </li><li> 슬라이드가 제대로 소화되며 세포질이 존재하지 않고 염색체 형태가 보존되도록 40X 건조한 렌즈를 사용하여 가벼운 현미경 슬라이드를 관찰. 다이아몬드 펜을 사용하여 하이브 리다이 제이션을위한 영역을 선택합니다. </li></ol> 3. 염색체와 프로브 변성과 하이브리드화 <ol><li> 신선한 denaturing 용액 (70 % formamide/2X SSC, 산도 7.0) 및 70-80까지 prewarm ° C ~ 70 물 목욕에 denaturing 솔루션을 포함하는 coplin 항아리에 슬라이드 물 목욕 장소에 배치 coplin 항아리에 ° 준비 마우스 염색체 80에 해당하는 C ° C ~ 30 대 - 1.5 분 인간의 염색체를위한. </li><li> 바로 3 분 각각의 공기 건조 3 80 % 다음 분 및 100 % 에탄올에 대해 얼음처럼 차가운 70 % 에탄올에 슬라이드를 넣습니다. 슬라이드를 검사염색체 형태입니다. 좋은 염색체 형태는 어두운 염색체가 아닌 &quot;위상 빛&quot;또는 후광 염색체으로 표시됩니다. </li><li> 몇 초 동안 1,000 rpm으로 짧게 20 분, 와동 및 원심 젖는와 37 ° C에서, SkyPaint 프로브 (유리병 # 1 스카이 페인트 키트)를 따뜻하게. </li><li> preannealing 위해 라벨 - 프로브 DNA를 허용하는 60 분 동안 37 ° C이어서 5 분주기 위해 85 ° C에서 두 단계의주기 위해 프로그래밍 thermocycler에 프로브를 변성. </li><li> 22mm와 하이브리드화 및 커버 영역에 변성 프로브의 10μl를 적용 기포를 잡을수 않도록하는 X 40mm의 coverglass. 48-72 시간 동안 37 ° C에서 humidified 챔버의 고무 시멘트와 부화와 coverglass의 가장자리를 밀봉합니다. </li></ol> 4. 형광 프로브 감지 <ol><li> 신중 coverglass를 제거하고 포함된 coplin 항아리에 슬라이드를 배치 prewarmed (45 ° C) 솔루션을 씻는 I (2X SSC의 신선한 50 % 포름 아미드). 5 분 동안 씻으45 세 번이나 45 rpm으로 흔들어 물을 욕조에 ° C </li><li> 떨고로 5 분 대한 ° C ~ 두번 45 용액 II (1X SSC)를 세척에서 슬라이드를 씻으십시오. </li><li> 45시 5 분에 대한 해결책 III을 (4X SSC/0.1 % 십대 초반 20) 세정 ° C를 흔들어으로 슬라이드를 씻으십시오. </li><li> 차단 시약의 80 μl (스카이 페인트 키트, 유리병 # 2)를 적용, 30 분 동안 37 ° C에서 coverslip과 부화를 놓습니다. </li><li> 슬라이드를 제거하고 액체 드레인 수 있습니다. Cy5 염색법 시약 (고농도 항체 검출 CAD 키트, 유리병 # 3)의 80 μl를 적용, 40 분 동안 37 ° C에서 coverglass과 부화를 적용합니다. </li><li> 떨고으로 5 분 동안 45 ° C에서 세 번 용액 III을 세척과 함께 슬라이드를 씻으십시오. </li><li> Cy5.5 염색법 시약 (고농도 항체 검출 CAD 키트, 유리병 # 4) 80 μl를 적용, 40 분 동안 37 ° C에서 coverglass과 부화를 놓습니다. </li><li> 떨고으로 5 분 동안 45 ° C에서 세 번 용액 III을 세척과 함께 슬라이드를 씻으십시오. </li><li> 슬라이드를 기울이고 유체에 허용<html> 배수. 안티 페이드 DAPI 시약 (스카이 페인트 키트, 유리병 # 5) 20 μl를 적용하고 X 60mm 현미경의 coverglass 24mm 넣으십시오. 조심스럽게 형성했을 수도 기포를 제거합니다. 슬라이드 바로 몇 군데 또는 4에 저장할 수 일주보다 더 이상의 어둠 속에서 ° C에서. </li></ol> 5. 이미지 수집 및 분석 <ol><li> 이미지 취득 60X 기름 침지 렌즈, CCD 카메라와 스펙트럼 큐브 (사용자 정의 설계된 트리플 밴드 패스 필터), DAPI 필터 sagnac 간섭계 모듈을 갖춘 올림푸스 현미경을 사용하여 metaphase 슬라이드를 보는하여 수행됩니다. </li><li> 스펙트럼-Karyotypes은 사용자의 설명서에 따라 스카이 뷰 소프트웨어 (응용 스펙트럼 이미징 버전 1.62)를 사용하여 수행되었다. </li><li> 이미지를 분석 후, 염색체는 컬러 이미지 (특정 형광 색상), 의사 컬러 이미지 (구분을위한 색상)과 거꾸로 DAPI 이미지 (특정 banding 패턴)로 볼 수 있습니다. </li></ol>e_title &quot;&gt; 6. 대표 결과 전체 SKY 절차는 일반적으로 일주일에 하루는 시간 (그림 1) 소요됩니다. 이것은 metaphase 세포가 적절한 공급에 한해 이미지 수집 및 분석을 포함합니다. Karyotyping 분석은 야생 형 마우스 (그림 2A)에서 세포의 정상적인 마우스 핵형을 (40, XY) 밝힌다. 반대로, Pkd1의 세포는 - / - 마우스 (PKD 마우스 모델) 염색체 번호와 같은 염색체 삭제 (염색체 # 8)과 translocations (염색체 # 11, 19) (그림 2B)와 같은 구조적 이상에서 상당한 증가를 보여줍니다. 우리는 또한 ADPKD 환자에서 혈관 조직을 분석했다. 염색체 숫자를 계산하여 간단한 연구는 비 ADPKD와 일부 ADPKD 혈관 샘플 23쌍 정상 염색체 숫자 (그림 2C)을 가지고 있다고 지적했다. 그러나 일반적으로, 우리는에서 염색체 46 쌍으로 결과, 염색체 분리의 실패를 관찰DPKD 샘플 대신 23 쌍 (그림 2D). <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/3887/3887fig1.jpg" /> 1 그림. SKY 프로토콜 순서도 있습니다. 스카이 프로토콜의 흐름 차트는 이미지 수집 및 분석으로 세포 전처리와 metaphase의 준비부터 실험을 완료하는 단계를 보여줍니다. 대략 1 주일 스케줄은 매일 매일 단계별 절차는 왼쪽에 표시됩니다. <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/3887/3887fig2.jpg" /> 그림 2. 불후의 마우스 세포 라인과 갓 고립된 인간의 일차 세포에 대한 분광 karyotyping가. 색상 및 개별 염색체의 거꾸로 DAPI 이미지는 염색체 정렬하기 전에 표시됩니다. 정렬 후, 염색체는 &quot;분류&quot;테이블에 표시됩니다. 야생 형 마우스 metaphase 확산의) 스카이 이미지 (40, XY) 정상 핵형을 설명합니다. B)이 </st스카이 마우스가 비정상적 염색체 번호 (68 대신 40) 등 염색체 삭제 (염색체 # 8)과 염색체 translocations (염색체 # 11 및 19)과 같은 염색체 이상을 보여줍 C) - / -. Pkd1에서 metaphase의 소문의 주인 공인 국영&gt; 스카이 이미지 비 ADPKD 환자의 혈관 조직에서 metaphase의 전파의 이미지는 정상 핵형 (46, XX). d)에 ADPKD 환자의 혈관 조직에서 metaphase 확산의 스카이 이미지 (92, XXXX) 비정상 핵형이 포함되어 있습니다. 데이터의 일부는 이전에보고하고 허가를 14으로 재사용되었습니다.

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관심의 어떠한 충돌 선언 없습니다.

스펙트럼 Karyotyping (SKY)는 게놈 및 염색체 작곡을 공부에 사용 cytogenetics의 기술이다. 이 기술은 염색체 페인팅 프로브 활용, 이러한 프로브 감지 sagnac 간섭계를 통해 찾았습니다. 전체 SKY 과정은 보통 일주일에 하루는 걸립니다, 그리고 몇 가지 주요 단계 (그림 1)을 포함한다. SKY 먼저 빠디야-내시 외 3 설명한 표준 프로토콜을 사용합니다. 프로토콜은 이후 우리를 포함?...

<table border="1"><tbody><tr><td> 시약의 이름 </td><td> 회사 </td><td> 카탈로그 번호 </td><td> 댓글 </td></tr><tr><td> DMEM </td><td> Cellgro Mediatech 주식 회사 </td><td> 10-013 - 이력서 </td><td></td></tr><tr><td> 태아 소 혈청 (FBS) </td><td> Hyclone </td><td> SH30088-03 </td><td></td></tr><tr><td> Penecillin / 스트렙토 마이신 </td><td> 써모 과학 </td><td> SV30010 </td><td></td></tr><tr><td> Colcemid </td><td> 로슈 진단 </td><td> 10 295 892 001 </td><td> 10 μg / ML </td></tr><tr><td> HCL </td><td> 피셔 과학 </td><td> A144-500 </td><td></td></tr><tr><td> KCl </td><td> 피셔 과학 </td><td> S77375-1 </td><td></td></tr><tr><td> 인산염은 염분 버퍼 </td><td> 써모 과학 </td><td> SH30256-01 </td><td></td></tr> &lt;TR&gt; <td> 스카이 페인트 프로브 키트 (인간) </td><td> 응용 스펙트럼 이미징 </td><td> SKY000028 </td><td></td></tr><tr><td> 스카이 페인트 프로브 키트 (마우스) </td><td> 응용 스펙트럼 이미징 </td><td> SKY000030 </td><td></td></tr><tr><td> 농축 항체 검출 키트 </td><td> 응용 스펙트럼 이미징 </td><td> SKY000033 </td><td></td></tr><tr><td> 트립신 </td><td> 써모 과학 </td><td> SH30236.01 </td><td></td></tr><tr><td> 메탄올 </td><td> 피셔 과학 </td><td> A433P-4 </td><td></td></tr><tr><td> 초산 </td><td> 피셔 과학 </td><td> A38-212 </td><td></td></tr><tr><td> RNase </td><td> 로슈 진단 </td><td> 10 109 169 001 </td><td></td></tr><tr><td> 펩신 </td><td> 시그마 - 올드 리치 </td><td> P6887-5G </td><td></td></tr><tr><td> MgCl 2 </td><td> Fluka </td><td> 63069-500ML </td><td></td></tr><tr><td> 37%의 포름 알데히드 </td><td> Mallinckrodt 베이커 </td><td> 2106-02 </td><td></td></tr><tr><td> 20X SSC </td><td> Promega </td><td> V4261 </td><td></td></tr><tr><td> 포름 아미드 </td><td> Fluka </td><td> 47,671 </td><td> 사용하기 전에 그냥 준비 </td></tr><tr><td> 십대 초반-20 </td><td> 피셔 과학 </td><td> BP337-500 </td><td></td></tr><tr><td> 현미경의 유리 슬라이드 </td><td> 피셔 과학 </td><td> 12-549 </td><td></td></tr><tr><td> 현미경 덮개 유리 24x60mm </td><td> VWR 비스타 비전 </td><td> 16004-312 </td><td></td></tr><tr><td> 고무 시멘트 </td><td> 엘머 (현지 소매점) </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 하이브리드화 / humidifiedchamber / 트레이 </td><td> Simport </td><td> M920-2 </td><td> 하단에 젖은 종이 수건을 넣어 </td></tr><tr><td> 써모자전거 타는 사람 </td><td> Eppendorf </td><td> Epgradient S </td><td></td></tr><tr><td> 플랫폼을 떨고 / 궤도 흔드는 </td><td> Bellco 생명 공학 </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 흔들어봐 / 물 목욕 </td><td> 정밀 과학 </td><td></td><td></td></tr><tr><td> DAPI 필터 큐브 </td><td> 채도 기술 </td><td></td><td></td></tr><tr><td> SKY 필터 큐브 </td><td> 채도 기술 </td><td></td><td></td></tr><tr><td> SpectraCube </td><td> 응용 스펙트럼 이미징 </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 거꾸로 세포 배양 현미경 </td><td> 니콘 </td><td> 니콘 이클립스 TS100 </td><td></td></tr><tr><td> 형광 현미경 </td><td> 올림포스 산 </td><td> IX70 </td><td> 60X 오일 </td></tr></tbody></table>

spectral karyotyping to study chromosome abnormalities in humans and mice with polycystic kidney disease

식별하고 각각의 염색체를 분류하는 종래의 방법은 1, 2를 분석중인 특정 종족의 각 염색체의 독특한 banding 패턴에 따라 달라집니다. 이것은 고전 banding 기술은 그러나, 그러한 암과 연관된 것과 같은 복잡한 염색체 aberrations을 확인하는 신뢰할 수 없습니다. banding 기술의 한계를 극복하기 위해 스펙트럼 Karyotyping (SKY)는 염색체 이상에 대한 많은 신뢰할 수있는 정보를 제공하기 위해 도입된다. 하늘은 여러 가지 빛깔의의 형광에 원위치 하이브리드화 (물고기) 분광 현미경 3, 4 metaphase 염색체를 감지하는 기술입니다. 하늘이 유전 질환과 malignancies 5, 6의 큰 번호와 연관된 염색체 이상의 광범위한 범위의 cytogenetic 분석에 유용한 도구로 입증되었습니다. 하늘은 타락한 oligonucle에서 준비한 여러 가지 빛깔의 fluorescently-라벨의 DNA 프로브의 사용과 관련된PCR에 의한 otide primers. 따라서, 모든 염색체는 differentially 형광 염료의 혼합물 (Rhodamine, 텍사스 빨강, Cy5, FITC와 Cy5.5)으로 표시되는 프로브와 원위치 하이브리드화 후 독특한 스펙트럼 색상을 가지고 있습니다. SKY에 사용되는 프로브는 7-10 55 번 염색체 특정 프로브에로를 구성됩니다. SKY에 대한 절차는 여러 단계 (그림 1)을 포함한다. 스카이는 정상이나 병에 걸린 조직이나 혈액에서 높은 mitotic 지수와 세포의 가용성을 필요로합니다. 갓 격리 기본 셀 또는 셀 라인 중 하나에서 단일 세포의 염색체는 유리 슬라이드에 전파됩니다. 이 염색체 확산은 각 염색체의 특정 형광 염료의 다른 조합으로 표시됩니다. 프로브 감지 및 이미지 수집의 경우 스펙트럼 이미징 시스템 sagnac 간섭계와 CCD 카메라로 구성되어 있습니다. 이것은 시료로부터 방출되는 가시 광선 스펙트럼의 측정이 가능하며 오가는 스펙트럼 이미지를 얻기 위해m 각 염색체. HiSKY, 촬영된 이미지의 결과를 분석하는 데 사용되는 소프트웨어는 염색체 이상 현상의 쉬운 식별을 제공합니다. 최종 결과는 metaphase와 염색체의 각 페어는 독특한 컬러 (그림 2)를 가지고있는 핵형 분류 이미지입니다. 이것은 염색체 정체성과 translocations을 쉽게 식별할 수 있습니다. 자세한 내용은 응용 스펙트럼 이미징 홈페이지를 (참조하십시오 <a href="http://www.spectral-imaging.com/" target="_blank">http://www.spectral-imaging.com/</a> ). 스카이는 최근 염색체 분리 결함 및 Autosomal 지배 Polycystic 신장 질환 (ADPKD), 기본 속눈썹 11-13의 장애가 특징 유전 질환과 인간과 생쥐의 염색체 이상의 식별을 위해 사용되었다. 이 기법을 사용하여, 우리는 ADPKD 환자와 마우스 모델 14 비정상적인 염색체 분리 및 염색체 결함의 존재를 증명. SKY를 사용하여 더 자세한 분석은 우리가 염색체 번호와 ID를 식별하는 것이 아니라 정확하게 같은 염색체 삭제 및 translocations (그림 2)와 같은 매우 복잡한 염색체 aberrations를 검색할 수 없습니다 전용.

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Spectral Karyotyping to Study Chromosome Abnormalities in Humans and Mice with Polycystic Kidney Disease

스펙트럼 Karyotyping (SKY)는 게놈 및 염색체 aberrations를 식별하기위한 고급 cytogenetics의 기술이다. 이 기술은 모든 염색체의 분류를 허용하는 염색체 페인팅 프로브를 이용 걸립니다. 스카이는 또한 polycystic 신장병 등 각종 질병을 가진 생쥐와 인간의 복잡한 염색체 aberrations 및 분리 결함을 식별할 수 있습니다.

Polycystic 신장 질환과 함께 인간과 마우스의 염색체 이상을 공부하는 스펙트럼 Karyotyping

Conventional method to identify and classify individual chromosomes depends on the unique banding pattern of each chromosome in a specific species being ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

38.3K 조회수.  University of Toledo, College of Pharmacy and Pharmaceutical Sciences. 스펙트럼 Karyotyping (SKY)는 게놈 및 염색체 aberrations를 식별하기위한 고급 cytogenetics의 기술이다. 이 기술은 모든 염색체의 분류를 허용하는 염색체 페인팅 프로브를 이용 걸립니다. 스카이는 또한 polycystic 신장병 등 각종 질병을 가진 생쥐와 인간의 복잡한 염색체 aberrations 및 분리 결함을 식별할 수 있습니다.

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Detection of Inter-chromosomal Stable Aberrations by Multiple Fluorescence In Situ Hybridization (mFISH) and Spectral Karyotyping (SKY) in Irradiated Mice

Ionizing radiation (IR) induces numerous stable and unstable chromosomal aberrations. Unstable aberrations, where chromosome morphology is substantially compromised, can easily be identified by conventional chromosome staining techniques. However, detection of stable aberrations, which involve exchange or translocation of genetic materials without considerable modification in the chromosome morphology, requires sophisticated chromosome painting techniques that rely on in situ hybridization of fluorescently labeled DNA probes, a chromosome painting technique popularly known as fluorescence in situ hybridization (FISH). FISH probes can be specific for whole chromosome/s or precise sub-region on chromosome/s. The method not only allows visualization of stable aberrations, but it can also allow detection of the chromosome/s or specific DNA sequence/s involved in a particular aberration formation. A variety of chromosome painting techniques are available in cytogenetics; here two highly sensitive methods, multiple fluorescence in situ hybridization (mFISH) and spectral karyotyping (SKY), are discussed to identify inter-chromosomal stable aberrations that form in the bone marrow cells of mice after exposure to total body irradiation. Although both techniques rely on fluorescent labeled DNA probes, the method of detection and the process of image acquisition of the fluorescent signals are different. These two techniques have been used in various research areas, such as radiation biology, cancer cytogenetics, retrospective radiation biodosimetry, clinical cytogenetics, evolutionary cytogenetics, and comparative cytogenetics.

Detection of Inter-chromosomal Stable Aberrations by Multiple Fluorescence In Situ Hybridization mFISH and Spectral Karyotyping SKY in Irradiated Mice

The present protocol describes the usefulness of multiple fluorescence in situ hybridization (mFISH) and spectral karyotyping (SKY) in identifying inter-chromosomal stable aberrations in the bone marrow cells of mice after exposure to total body irradiation.

여러 형광에 의한 간 염색체 안정 수차의 검출<em&gt; 현장에서</em&gt; 하이브리드 (mFISH) 및 방사선 조사 마우스의 스펙트럼 핵형 분석 (SKY)

Ionizing radiation (IR) induces numerous stable and unstable chromosomal aberrations. Unstable aberrations, where chromosome morphology is substantially ...

연구

유전학

Using Mouse Oocytes to Assess Human Gene Function During Meiosis I

Embryonic aneuploidy is the major genetic cause of infertility in humans. Most of these events originate during female meiosis, and albeit positively correlated with maternal age, age alone is not always predictive of the risk of generating an aneuploid embryo. Therefore, gene variants might account for incorrect chromosome segregation during oogenesis. Given that access to human oocytes is limited for research purposes, a series of assays were developed to study human gene function during meiosis I using mouse oocytes. First, messenger RNA (mRNA) of the gene and gene variant of interest are microinjected into prophase I-arrested mouse oocytes. After allowing time for expression, oocytes are synchronously released into meiotic maturation to complete meiosis I. By tagging the mRNA with a sequence of a fluorescent reporter, such as green fluorescent protein (Gfp), the localization of the human protein can be assessed in addition to the phenotypic alterations. For example, gain or loss of function can be investigated by establishing experimental conditions that challenge the gene product to fix meiotic errors. Although this system is advantageous in investigating human protein function during oogenesis, adequate interpretation of results should be undertaken given that protein expression is not at endogenous levels and, unless controlled for (i.e. knocked out or down), murine homologs are also present in the system.

As the genetic variants associated with human disease begin to become uncovered, it is becoming increasingly important to develop systems with which to rapidly evaluate the biological significance of those identified variants. This protocol describes methods for evaluating human gene function during female meiosis I using mouse oocytes.

감수 분열 동안 인간 유전자 기능을 평가 하기 위해 마우스 Oocytes를 사용 하 여 나

Embryonic aneuploidy is the major genetic cause of infertility in humans. Most of these events originate during female meiosis, and albeit positively ...

Rapid Analysis of Chromosome Aberrations in Mouse B Lymphocytes by PNA-FISH

Defective DNA repair leads to increased genomic instability, which is the root cause of mutations that lead to tumorigenesis. Analysis of the frequency and type of chromosome aberrations in different cell types allows defects in DNA repair pathways to be elucidated. Understanding mammalian DNA repair biology has been greatly helped by the production of mice with knockouts in specific genes. The goal of this protocol is to quantify genomic instability in mouse B lymphocytes. Labeling of the telomeres using PNA-FISH probes (peptide nucleic acid - fluorescent in situ hybridization) facilitates the rapid analysis of genomic instability in metaphase chromosome spreads. B cells have specific advantages relative to fibroblasts, because they have normal ploidy and a higher mitotic index. Short-term culture of B cells therefore enables precise measurement of genomic instability in a primary cell population which is likely to have fewer secondary genetic mutations than what is typically found in transformed fibroblasts or patient cell lines.

DNA repair pathways are essential for maintenance of genomic integrity and preventing mutation and cancer. The goal of this protocol is to quantify genomic instability by direct observation of chromosome aberrations in metaphase spreads from mouse B cells using fluorescent in situ hybridization (FISH) for telomeric DNA repeats.

PNA-FISH에 의해 마우스 B 림프구에서 염색체 이상을 신속하게 분석

Defective DNA repair leads to increased genomic instability, which is the root cause of mutations that lead to tumorigenesis. Analysis of the frequency ...

면역학 및 감염병학

Use of Ultra-high Field MRI in Small Rodent Models of Polycystic Kidney Disease for In Vivo Phenotyping and Drug Monitoring

Several in vivo pre-clinical studies in Polycystic Kidney Disease (PKD) utilize orthologous rodent models to identify and study the genetic and molecular mechanisms responsible for the disease, and are very convenient for rapid drug screening and testing of promising therapies. A limiting factor in these studies is often the lack of efficient non-invasive methods for sequentially analyzing the anatomical and functional changes in the kidney. Magnetic resonance imaging (MRI) is the current gold standard imaging technique to follow autosomal dominant polycystic kidney disease (ADPKD) patients, providing excellent soft tissue contrast and anatomic detail and allowing Total Kidney Volume (TKV) measurements.A major advantage of MRI in rodent models of PKD is the possibility for in vivo imaging allowing for longitudinal studies that use the same animal and therefore reducing the total number of animals required. In this manuscript, we will focus on using Ultra-high field (UHF) MRI to non-invasively acquire in vivo images of rodent models for PKD. The main goal of this work is to introduce the use of MRI as a tool for in vivo phenotypical characterization and drug monitoring in rodent models for PKD.

Use of Ultra-high Field MRI in Small Rodent Models of Polycystic Kidney Disease for In Vivo Phenotyping and Drug Monitoring

The use of ultra-high field MRI as a non-invasive way to obtain phenotypic information of rodent models for polycystic kidney disease and to monitor interventions is described. Compared with the traditional histological approach, MRI images can be acquired in vivo, allowing for longitudinal follow-up.

대한 다낭성 신장 질환의 작은 설치류 모델에서 매우 높은 필드 MRI의 사용<em&gt; 생체</em&gt; 표현형 의약품 모니터링

Several in vivo pre-clinical studies in Polycystic Kidney Disease (PKD) utilize orthologous rodent models to identify and study the genetic and molecular ...

의학

Chromosomics: Detection of Numerical and Structural Alterations in All 24 Human Chromosomes Simultaneously Using a Novel OctoChrome FISH Assay

Fluorescence in situ hybridization (FISH) is a technique that allows specific DNA sequences to be detected on metaphase or interphase chromosomes in cell nuclei1. The technique uses DNA probes with unique sequences that hybridize to whole chromosomes or specific chromosomal regions, and serves as a powerful adjunct to classic cytogenetics. For instance, many earlier studies reported the frequent detection of increased chromosome aberrations in leukemia patients related with benzene exposure, benzene-poisoning patients, and healthy workers exposed to benzene, using classic cytogenetic analysis2. Using FISH, leukemia-specific chromosomal alterations have been observed to be elevated in apparently healthy workers exposed to benzene3-6, indicating the critical roles of cytogentic changes in benzene-induced leukemogenesis. 
Generally, a single FISH assay examines only one or a few whole chromosomes or specific loci per slide, so multiple hybridizations need to be conducted on multiple slides to cover all of the human chromosomes. Spectral karyotyping (SKY) allows visualization of the whole genome simultaneously, but the requirement for special software and equipment limits its application7. Here, we describe a novel FISH assay, OctoChrome-FISH, which can be applied for Chromosomics, which we define here as the simultaneous analysis of all 24 human chromosomes on one slide in human studies, such as chromosome-wide aneuploidy study (CWAS)8. The basis of the method, marketed by Cytocell as the Chromoprobe Multiprobe System, is an OctoChrome device that is divided into 8 squares, each of which carries three different whole chromosome painting probes (Figure 1). Each of the three probes is directly labeled with a different colored fluorophore, green (FITC), red (Texas Red), and blue (Coumarin). The arrangement of chromosome combinations on the OctoChrome device has been designed to facilitate the identification of the non-random structural chromosome alterations (translocations) found in the most common leukemias and lymphomas, for instance t(9;22), t(15;17), t(8;21), t(14;18)9. Moreover, numerical changes (aneuploidy) in chromosomes can be detected concurrently. The corresponding template slide is also divided into 8 squares onto which metaphase spreads are bound (Figure 2), and is positioned over the OctoChrome device. The probes and target DNA are denatured at high-temperature and hybridized in a humid chamber, and then all 24 human chromosomes can be visualized simultaneously. 
OctoChrome FISH is a promising technique for the clinical diagnosis of leukemia and lymphoma and for detection of aneuploidies in all chromosomes. We have applied this new Chromosomic approach in a CWAS study of benzene-exposed Chinese workers8,10.

A novel fluorescence in situ hybridization (FISH) method that simultaneously examines both numerical and structural chromosome alterations, particularly the specific chromosomal translocations associated with leukemia and lymphoma, of all 24 human chromosomes on a single device in one hybridization, is described.

Chromosomics : 수치과 구조 변경의 탐지는 모두 24 인간의 염색체로 동시에 소설 OctoChrome 생선 분석을 사용

Fluorescence in situ hybridization (FISH) is a technique that allows specific DNA sequences to be detected on metaphase or interphase chromosomes in cell ...

생물학

Chromosome Preparation From Cultured Cells

Chromosome (cytogenetic) analysis is widely used for the detection of chromosome instability. When followed by G-banding and molecular techniques such as fluorescence in situ hybridization (FISH), this assay has the powerful ability to analyze individual cells for aberrations that involve gains or losses of portions of the genome&#160;and rearrangements involving one or more chromosomes. In humans, chromosome abnormalities occur in approximately 1 per 160 live births1,2, 60-80% of all miscarriages3,4, 10% of stillbirths2,5, 13% of individuals with congenital heart disease6, 3-6% of infertility cases2, and in many patients with developmental delay&#160;and birth defects7. Cytogenetic analysis of malignancy is routinely used by researchers and clinicians, as observations of clonal chromosomal abnormalities have been shown to have both diagnostic and prognostic significance8,9.&#160; Chromosome isolation is invaluable for gene therapy and stem cell research of organisms including nonhuman primates and rodents10-13.
Chromosomes can be isolated from cells of live tissues, including blood lymphocytes, skin fibroblasts, amniocytes, placenta, bone marrow, and tumor specimens. Chromosomes are analyzed at the metaphase stage of mitosis, when they are most condensed and therefore more clearly visible. The first step of the chromosome isolation technique involves the disruption of the spindle fibers by incubation with Colcemid, to prevent the cells from proceeding to the subsequent anaphase stage. The cells are then treated with a hypotonic solution and preserved in their swollen state with Carnoy&#39;s fixative. The cells are then dropped on to slides and can then be utilized for a variety of procedures. G-banding involves trypsin treatment followed by staining with Giemsa to create characteristic light and dark bands. The same procedure to isolate chromosomes can be used for the preparation of cells for procedures such as fluorescence in situ hybridization (FISH), comparative genomic hybridization (CGH), and spectral karyotyping (SKY)14,15.

Chromosomes can be isolated from live cells such as lymphocytes or skin fibroblasts, and from organisms including humans or mice. These chromosome preparations can be further utilized for routine G-banding and molecular cytogenetic procedures such as fluorescence in situ hybridization (FISH), comparative genomic hybridization (CGH), and spectral karyotyping (SKY).

배양 세포에서 염색체 준비

Chromosome (cytogenetic) analysis is widely used for the detection of chromosome instability. When followed by G-banding and molecular techniques such as ...

Evaluation of Zebrafish Kidney Function Using a Fluorescent Clearance Assay

The zebrafish embryo offers a tractable model to study organogenesis and model human genetic disease. Despite its relative simplicity, the zebrafish kidney develops and functions in almost the same way as humans. A major difference in the construction of the human kidney is the presence of millions of nephrons compared to the zebrafish that has only two. However, simplifying such a complex system into basic functional units has aided our understanding of how the kidney develops and operates. In zebrafish, the midline located glomerulus is responsible for the initial blood filtration into two pronephric tubules that diverge to run bilaterally down the embryonic axis before fusing to each other at the cloaca. The pronephric tubules are heavily populated by motile cilia that facilitate the movement of filtrate along the segmented tubule, allowing the exchange of various solutes before finally exiting via the cloaca2-4. Many genes responsible for CKD, including those related to ciliogenesis, have been studied in zebrafish5. However, a major draw back has been the difficulty in evaluating zebrafish kidney function after genetic manipulation. Traditional assays to measure kidney dysfunction in humans have proved non translational to zebrafish, mainly due to their aquatic environment and small size. For example, it is not physically possible to extract blood from embryonic staged fish for analysis of urea and creatinine content, as they are too small. In addition, zebrafish do not produce enough urine for testing on a simple proteinuria &#8216;dipstick&#8217;, which is often performed during initial patient examinations. We describe a fluorescent assay that utilizes the optical transparency of the zebrafish to quantitatively monitor the clearance of a fluorescent dye, over time, from the vasculature and out through the kidney, to give a read out of renal function1,6-9.

The zebrafish is a popular tool to model chronic kidney disease (CKD). However, their small size makes it impossible to evaluate renal function using traditional methods. We describe a fluorescent dye kidney clearance assay1 that allows quantitative analysis of zebrafish kidney function in CKD.

형광 정리 분석을 사용하여 Zebrafish의 신장 기능의 평가

The zebrafish embryo offers a tractable model to study organogenesis and model human genetic disease. Despite its relative simplicity, the zebrafish ...

Implementing Patch Clamp and Live Fluorescence Microscopy to Monitor Functional Properties of Freshly Isolated PKD Epithelium

Cyst initiation and expansion during polycystic kidney disease is a complex process characterized by abnormalities in tubular cell proliferation, luminal fluid accumulation and extracellular matrix formation. Activity of ion channels and intracellular calcium signaling are key physiologic parameters which determine functions of tubular epithelium. We developed a method suitable for real-time observation of ion channels activity with patch-clamp technique and registration of intracellular Ca2+ level in epithelial monolayers freshly isolated from renal cysts. PCK rats, a genetic model of autosomal recessive polycystic kidney disease (ARPKD), were used here for ex vivo analysis of ion channels and calcium flux. Described here is a detailed step-by-step procedure designed to isolate cystic monolayers and non-dilated tubules from PCK or normal Sprague Dawley (SD) rats, and monitor single channel activity and intracellular Ca2+ dynamics. This method does not require enzymatic processing and allows analysis in a native setting of freshly isolated epithelial monolayer. Moreover, this technique is very sensitive to intracellular calcium changes and generates high resolution images for precise measurements. Finally, isolated cystic epithelium can be further used for staining with antibodies or dyes, preparation of primary cultures and purification for various biochemical assays.

Ion channels expressed in renal tubular epithelium play a significant role in the pathology of polycystic kidney disease. Here we describe experimental protocols used to perform patch-clamp analysis and intracellular calcium level measurements in cystic epithelium freshly isolated from rodent kidneys.

패치 클램프 및 라이브 형광 현미경을 구현 갓 고립 PKD 상피 세포의 기능적 특성을 모니터링하려면

Cyst initiation and expansion during polycystic kidney disease is a complex process characterized by abnormalities in tubular cell proliferation, luminal ...

Use of 3D Robotic Ultrasound for In Vivo Analysis of Mouse Kidneys

Common modalities for in vivo imaging of rodents include positron emission tomography (PET), computed tomography (CT), magnetic resonance imaging (MRI), and ultrasound (US). Each method has limitations and advantages, including availability, ease of use, cost, size, and the use of ionizing radiation or magnetic fields. This protocol describes the use of 3D robotic US for in vivo imaging of rodent kidneys and heart, subsequent data analysis, and possible research applications. Practical applications of robotic US are the quantification of total kidney volume (TKV), as well as the measurement of cysts, tumors, and vasculature. Although the resolution is not as high as other modalities, robotic US allows for more practical high throughput data collection. Furthermore, using US M-mode imaging, cardiac function may be quantified. Since the kidneys receive 20%-25% of the cardiac output, assessing cardiac function is critical to the understanding of kidney physiology and pathophysiology.

Use of 3D Robotic Ultrasound for In Vivo Analysis of Mouse Kidneys

This protocol demonstrates robotic ultrasound (US) as a practical, cost-effective, and quick alternative to traditional non-invasive image modalities.

마우스 신장의 생체 내 분석을 위한 3D 로봇 초음파 사용

Common modalities for in vivo imaging of rodents include positron emission tomography (PET), computed tomography (CT), magnetic resonance imaging (MRI), ...

Cytogenetics

Cytogenetics is the field of study devoted to chromosomes, and involves the direct observation of a cell&#8217;s chromosomal number and structure, together known as its karyotype. Many chromosomal abnormalities are associated with disease. Each chromosome in a karyotype can be stained with a variety of dyes to give unique banding patterns. More recent techniques, including comparative genomic hybridization and fluorescence in situ hybridization (FISH), allow for detecting specific chromosomal features or abnormalities.This video will begin by examining the principles of these classical and modern cytogenetics techniques. This is followed by an examination of a general protocol for performing FISH. Finally, several examples of how karyotyping can be applied to various medical applications are presented.

Polycystic 신장 질환과 함께 인간과 마우스의 염색체 이상을 공부하는 스펙트럼 Karyotyping

요약

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여러 형광에 의한 간 염색체 안정 수차의 검출