닥터 드 CAESTECKER의 연구실은 NIH 1RO1 HL093057 - 01 1RC4DK090770-01에 의해 지원됩니다. 해리스 박사 &#39;실험실 DK38226, DK51265, DK62794 및 재향 군인의 관리의 자금에 의해 지원됩니다. 또한 밴더빌트 오브라이언 신장 손상 센터 보조금 1P30 DK079341에서 제공하는 마우스 신장 손상 수술, 혈청 크레아티닌 및 섬유증 분석을 지원합니다.

<ol><li> 수술 전에 수술 악기를 압력솥. 하나는 다른 생쥐에서 여러 수술을 수행하는 경우, 뜨거운 비드 살균기를 사용하여 소독 한 후 사용 후 악기를 씻어합니다. 그것은 70 % 에탄올에 담가하기에 충분하지 않습니다. </li><li> 수술 전 0.5 ML S / C 멸균 생리 식염수를주고 즉시 수술 후 수술하는 동안 체액의 손실을 보상 할 수 있습니다. </li><li> 마우스 무게. </li><li> IP의 Xylazine / 케타민 혼합물을 사용하여 마우스를 마취. 그것은 일반적으로 수술 평면 마취에 도달하기 위해 마우스를위한 3-5 분 걸립니다. </li><li> 절개 사이트를 오염으로부터 머리카락을 유지하기에 충분한 국경 지역과 수술 부위를 면도. 이 수술이 수행되는 경우, 준비 영역에 있지 수행해야합니다. </li><li> 절차를 수행하는 동안 건조를 방지하기 위해 눈 안과 윤활 연고를 적용합니다. </li><li> 흡수성 벤치 패드로 덮여 가열 된 표면에 발생하기 쉬운 마우스를 놓습니다. 수술 표면에 테이프 다리. </li><li> 사용하는 경우water bath 시스템, 수술하기 전에 38 ° C 1 시간에서 설정 가열한다. </li><li> 무균 준비는 베타 딘 용액 면봉 스틱을 사용 : 베타 딘을 제거하는 Nolvasan로 닦고 다음에 할 때마다, 배 주변으로 사이트의 중심에서 제거한다. 모든 베타 딘은 Nolvasan로 세척하여 절개하기 전에 수술 부위에서 제거해야합니다. 무균 절차 장갑을 시작하기 전에 멸균로 변경해야합니다. </li><li> 무균 수술 드레이프로 수술 부위를 커버. 이 수술 필드를 입력에서 길잃은 머리카락을 방지하고 수술하는 동안 멸균 악기를 배치하는 방법에 대한 영역을 제공합니다. </li><li> 피부를 통해 신장 위치를​​ 만져. </li><li> 가위와 집게를 사용하여 마우스 (약 1.5 cm)의 정중선을 따라 지느러미 피부를 잘라. </li><li> 가위와 집게를 사용 무딘 절개하여이 절개를 통해 왼쪽과 오른쪽 등의 측면에 별도의 피부와 피하 층. </li><li> 오른쪽 플로리다를 통해 작은 절개를합니다근육과 신장 이상 근막 ANK하고 오른쪽 신장을 외면. </li><li> 조심스럽게 조직을 둘러싼에서 무료로 신장의 상부 및 하부 기둥을 해부하다. 상단 기둥 주위의 지방 조직이 신장을 푸시 할 수 있지만, 분명히 마우스 (그림 1)에서 제거하지 않아야 자신의 혈액 공급을 들고 부신이 포함되어 있습니다. 주변 조직에서 해방 신장 한 번 수술 매듭을 사용하여 올바른 신장의 종자의 배꼽 주위에 4-0 실크 봉합사를 묶어. 당신은 사이트가 차단 될 시각화 할 수 있도록 매듭 원위부 절단 될 때 신장을 보유하는 장기의 봉합 ~ 2의 한쪽 끝을 두십시오. 멸균 식염수 그루터기 관개. </li><li> 흡수성 봉합사를 이용하여 근육 레이어를 닫습니다. </li><li> 왼쪽 측면 근육 및 신장 위의 근막을 통해 작은 절개를 만들고 왼쪽 신장 (그림 2A)를 외면. </li><li> 조심스럽게 신장을 발표하면서 무딘 집게를 사용하여 신장을 보유포셉 (그림 2B-2F)를 사용하여 지방 조직을 둘러싼에서 경. 연구는 &quot;가짜&quot;컨트롤을 디자인 할 때 하나의 요구 사항이 기억에 매우 무딘 집게를 사용하여 신장에 너무 많은 압력이 신장 손상을 일으킬 수 있습니다. 당신이 가짜 컨트롤은 신장 손상을 (혈청 크레아티닌의 상승에 의해 입증) 개발하는 찾아내는 경우에, 다른 방법은 신장 경에서 주변의 지방 조직을 풀어 고려할 수는 부드럽게 생리 식염수 적신 멸균과 조직을 롤백하는면 면봉. 우리의 경험에 지방이 매우 밀접하게 신 경에 부착되어 쉽게 면봉으로 제거 할 수 없기 때문에, 이것은 당신이 사용하고자하는 것이 첫 번째 접근되지 않을 수 있습니다. 그러나,이 모델의 다른 부분처럼, 이것은 당신이 연습과 경험이 자신을 위해 설정해야 할 무언가이다. </li><li> 지주 포셉 (클램프 배치를 용이하게하기 위해)를 사용하여 비 외상성 혈관 클램프를 사용하여 왼쪽 신장 경 클램프, 다른 CIA 요원에 대한 타이머를 사용MP 시간은 마우스 변형과 (표 1 참조)이 필요 손상의 심각도에 따라 다릅니다. </li><li> 피부 (그림 2H)과 왼쪽 신장을 커버합니다. </li><li> 식염수 적신 거즈로 피부 절개를 포함합니다. </li><li> 신장을 외면하고 균일 한 어스레 한 모양을 확인하고 지정된 시간 후 클램프를 해제하고, 그 어슴푸레 한 모습 (그림 2I / G) 신장 균일하게 반대 확인합니다. 신장은 신속하고 균일하게 다시 붓​​는다 (핑크까지) 마우스는 추가 분석에서 제외해야하지 않는 경우. 부드럽게 복막 공간으로 다시 신장을 누릅니다. </li><li> 흡수성 봉합사를 이용하여 근육 레이어를 닫습니다. </li><li> 모노 필라멘트 나일론 비 흡수성 봉합사를 사용하여 피부 층을 닫습니다. </li><li> 부 프레 노르 핀 진통제를 관리 할 수​​ 있습니다. </li><li> 그들이 깨어 때까지 가열 패드에 떨어져 수술 분야에서 쥐를 전송합니다. </li><li> 동물의 방에 쥐를 반환합니다. </li><li> 밀접하게 마우스를 모니터링하고 추가 용량을 제공합니다부 프레 노르 핀의 등의 통증이나 불편마다 8-12 시간 이상 지적했다. 진통제 투여로 인한 임상 증상은 우울증이나 다른 행동 변화, 비정상적인 모양이나 자세 등의 필로 - 발기로 구부리고 자세, 정리 및 식사의 부족, 또는 부동이 (가) 있습니다. </li></ol>

<ol>
	<li>Singh, A. P., Junemann, A., Muthuraman, A., Jaggi, A. S., Singh, N., Grover, K., Dhawan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+acute+renal+failure.">Animal models of acute renal failure.</a> Pharmacological reports: PR. 64, 31-44 (2012).</li><li>Heyman, S. N., Rosenberger, C., Rosen, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+ischemia-reperfusion:+Biases+and+myths-the+proximal+vs.+Distal+hypoxic+tubular+injury+debate+revisited.">Experimental ischemia-reperfusion: Biases and myths-the proximal vs. Distal hypoxic tubular injury debate revisited.</a> Kidney Int. 77, 9-16 (2010).</li><li>Lieberthal, W., Nigam, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+renal+failure.+II.+Experimental+models+of+acute+renal+failure:+Imperfect+but+indispensable.">Acute renal failure. II. Experimental models of acute renal failure: Imperfect but indispensable.</a> Am. J. Physiol. Renal Physiol. 278, F1-F12 (2000).</li><li>Dunn, S. R., Qi, Z., Bottinger, E. P., Breyer, M. D., Sharma, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Utility+of+endogenous+creatinine+clearance+as+a+measure+of+renal+function+in+mice.">Utility of endogenous creatinine clearance as a measure of renal function in mice.</a> Kidney Int. 65, 1959-1967 (2004).</li><li>Yuen, P. S., Dunn, S. R., Miyaji, T., Yasuda, H., Sharma, K., Star, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simplified+method+for+HPLC+determination+of+creatinine+in+mouse+serum.">A simplified method for HPLC determination of creatinine in mouse serum.</a> Am. J. Physiol. Renal Physiol. 286, F1116-F1119 (2004).</li><li>Hetu, P. O., Gingras, M. E., Vinet, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+validation+of+a+rapid+liquid+chromatography+isotope+dilution+tandem+mass+spectrometry+(LC-IDMS/MS)+method+for+serum+creatinine.">Development and validation of a rapid liquid chromatography isotope dilution tandem mass spectrometry (LC-IDMS/MS) method for serum creatinine.</a> Clin. Biochem. 43, 1158-1162 (2010).</li><li>Keppler, A., Gretz, N., Schmidt, R., Kloetzer, H. M., Groene, H. J., Lelongt, B., Meyer, M., Sadick, M., Pill, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plasma+creatinine+determination+in+mice+and+rats:+An+enzymatic+method+compares+favorably+with+a+high-performance+liquid+chromatography+assay.">Plasma creatinine determination in mice and rats: An enzymatic method compares favorably with a high-performance liquid chromatography assay.</a> Kidney Int. 71, 74-78 (2007).</li><li>Yang, L., Besschetnova, T. Y., Brooks, C. R., Shah, J. V., Bonventre, J. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Epithelial+cell+cycle+arrest+in+G2/M+mediates+kidney+fibrosis+after+injury.">Epithelial cell cycle arrest in G2/M mediates kidney fibrosis after injury.</a> Nat. Med. 16, 535-543 (2010).</li><li>Shanley, P. F., Rosen, M. D., Brezis, M., Silva, P., Epstein, F. H., Rosen, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Topography+of+focal+proximal+tubular+necrosis+after+ischemia+with+reflow+in+the+rat+kidney.">Topography of focal proximal tubular necrosis after ischemia with reflow in the rat kidney.</a> Am. J. Pathol. 122, 462-468 (1986).</li><li>Chawla, L. S., Amdur, R. L., Amodeo, S., Kimmel, P. L., Palant, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+severity+of+acute+kidney+injury+predicts+progression+to+chronic+kidney+disease.">The severity of acute kidney injury predicts progression to chronic kidney disease.</a> Kidney Int. 79, 1361-1369 (2012).</li><li>Lo, L. J., Go, A. S., Chertow, G. M., McCulloch, C. E., Fan, D., Ordonez, J. D., Hsu, C. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dialysis-requiring+acute+renal+failure+increases+the+risk+of+progressive+chronic+kidney+disease.">Dialysis-requiring acute renal failure increases the risk of progressive chronic kidney disease.</a> Kidney Int. 76, 893-899 (2009).</li><li>Burne, M. J., Haq, M., Matsuse, H., Mohapatra, S., Rabb, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+susceptibility+to+renal+ischemia+reperfusion+injury+revealed+in+a+murine+model.">Genetic susceptibility to renal ischemia reperfusion injury revealed in a murine model.</a> Transplantation. 69, 1023-1025 (2000).</li><li>Muller, V., Losonczy, G., Heemann, U., Vannay, A., Fekete, A., Reusz, G., Tulassay, T., Szabo, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sexual+dimorphism+in+renal+ischemia-reperfusion+injury+in+rats:+Possible+role+of+endothelin.">Sexual dimorphism in renal ischemia-reperfusion injury in rats: Possible role of endothelin.</a> Kidney Int. 62, 1364-1371 (2002).</li><li>Schmitt, R., Marlier, A., Cantley, L. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zag+expression+during+aging+suppresses+proliferation+after+kidney+injury.">Zag expression during aging suppresses proliferation after kidney injury.</a> J. Am. Soc. Nephrol. 19, 2375-2383 (2008).</li><li>Oxburgh, L., de Caestecker, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ischemia-reperfusion+injury+of+the+mouse+kidney.">Ischemia-reperfusion injury of the mouse kidney.</a> Methods Mol. Biol. 886, 363-379 (2012).</li></ol>

저자는 공개 할 관심 없음 충돌이 없습니다.

우리는 중등도 및 중증 신 손상의 효과를 연구하기 위해 IR-AKI의 두 가지 모델에 대해 설명합니다. 이 모델은 우리가 낮은 사망률과 일관성 있고 예측할 수있는 부상을 유발 할 수 있습니다. 우리의 프로토콜은 전통적으로이 모델과 관련된 어려움과 함정의 많은 설명합니다. 더욱이, 우리는 신 경 클램핑 길이에 따라 모델이 불완전 복구 및 지속적인 신장 섬유증 크게 가역 온화하고 온건 한 AKI, 또...

급성 신장 손상 (AKI)의 실험 모델의 다양한 인간의 조건 (최근의 종합적인 검토 1 참조를 참조)의 다양성과 복잡성에 맞도록 개발되었습니다. 이 모델의 각각은 자신의 강점과 약점을 가지고 있으며, 각각 다양한 효율성에 해당하는 인간의 조건을 모방하면서, 아무도 정확하게 그들의 인간의 대응의 병태 생리를 모델링하지 않습니다. 허혈 재관류 (IR) 유도 AKI는 설치류의 급성 허혈에 의한 신 손상의 모델로 개발되었습니다. 이 모델에서 본 신 세뇨관 손상의 정도가 거의 한계에도 불구하고, 신장 저관류 손상 환자 2에서 관찰되며 주로하기 때문에이 모델의 상대적으로 재현 특성으로 인해 광범위한 사용을 제공하고, 그것은이 예상되는 반면, 계속 공통 기본 AKI의 메커니즘, 수리, 및 치료 3의 많은에 중요한 통찰력을 제공합니다. IR 수술은 FAM이 필요합니다우리는 그림 1의 단순화 된 형태로 예시 한 마우스 신장 해부학과 iliarity. 신장 허혈 - 재관류 (IR) 상해 수술은 복부 (개복술) 또는 지느러미 (복막) 방식을 통해 수행 할 수 있습니다. 덜 충격 때문에 우리는 더 빠른 복구 시간과 향상된 생존 (첫 번째 절차를 학습 특히) 허용 등의 방법을 사용합니다. 신장 IR 부상은 일방적 또는 양자 수행 할 수 있습니다. 그러나 효과적인 클램프 압력 (클램프 턱 사이 perihilar 지방 개재에서 발생할 수있는) 및 / 또는면 사이 허혈로 신장 반응의 차이 사이의 차이가 더 많은 변수가 결과에 이르게한다. 이 극복 할 수없는 문제가되지 않지만,이 모델에 대한 큰 문제입니다, 실험 사이의 변동성을 증가시킬 수 있습니다. 일방적 인 IR은 콘트라 측면 절제를 수행 할 수 있습니다. 이것은이 pedicles 사이에 체결의 변화를 감소 이후 동시에 선택의 우리의 방법입니다llows 하나 혼자 일방적으로 IR에 영향을받지 않고 신장 기능을 평가합니다. 생쥐의 신장 기능을 평가하는 가장 실용적인 대 최적의 방법입니다 것에 대해 논의가 있었다. 혈액 요소 질소 (BUN)는 신장 기능의 측정을 제공하고 IR 부상 등 AKI의 일부 모델에 유용 &quot;첫번째보기&quot;마커입니다. 회복 지연이 일 후 수술의 수에 대한 유체의 경구 섭취를 줄일 경우 단, BUN 수준은, 특히 복부 접근 IR 부상에 따라 영향을받을 수 있습니다 생쥐의 볼륨 상태에 의해 영향을받을 수 있습니다. 혈청 크레아티닌이 적은 수분 상태에 의해 영향을하지만 명확하게 근육 질량에 의해 영향을받습니다. 혈청 크레아티닌 측정에 어려움 중 하나는 피크르산 기반 기술을 사용하여 마우스 혈청의 비 크레아​​티닌 chromogens의 검출에 문제가있다. 대안으로, 센터의 수는이 이슈 4에 의해 영향을받지 않습니다 마우스 크레아티닌을 정량화 HPLC 기반 방법을 개발했습니다. 그러나 UNLIKE BUN 및 혈청 만 5-10 μl를 필요로 picric 산 크레아티닌 분석은 HPLC-분석은 ~ 25 μL 분석 기준 혈청, 중복 수행하면 분석 당 전혈 ~ 100 μl를 요구합니다.이 필요합니다 이 기능은 마우스 공부를 제한 할 수 있습니다. 일부 센터는 작은 샘플 볼륨 5, 6, 분석 할 수 있도록 더 민감 HPLC 및 질량 분석 기반 방법을 개발했습니다. 그러나 이러한 기술은 널리 사용할 수 없습니다. 대안, 효소 연쇄 분석은 (혈청 5-10 μl를 요구하는) 마우스 및 쥐의 혈청에서 평가 밀접 혈청 크레아티닌 피크르산의 분석은 항상 과대 평가 크레아티닌 값 동안 7 HPLC 측정을 병행하기 위해 표시되었습니다. 이 분석은 널리 AKI 문헌에서 사용하지 않는 동안, 분석은 사용하기 간단 상업적으로 사용할 수 있습니다, 우리는 생쥐의 IR 유도 AKI의 모델과 신뢰할 수있는 결과를 제공 찾을 수 있습니다.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Drug or solution</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalogue number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine (anesthetic)</td>
			<td>Webster Veterinary</td>
			<td>07-881-9413 (100 mg/ml)</td>
			<td>Final concentration 30 mg/ml Ketamine with 3 mg/ml Xylazine administered at 3-4 ml/kg (100 mg/kg Ketamine and 10 mg/kg Xylazine)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine (analgesic)</td>
			<td>Webster Veterinary</td>
			<td>07-808-1939 (100 mg/ml)</td>
			<td>As above</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Antisedan (anti-Xylazine)</td>
			<td>Webster Veterinary</td>
			<td>07-867-7097 (5 mg/ml)</td>
			<td>Optional: to reverse effects of Xylazine in order to increase the rate of recovery after surgery Use 0.5-0.7 mg/kg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine (analgesic)</td>
			<td>Bedford Laboratories</td>
			<td>NDC 55390-100-10 (0.3 mg/ml)</td>
			<td>Dose 0.05-0.1 &mu;g/g every 8-12 hr. Make up a 1:5 dilution in sterile normal saline preoperatively and give 2.5-5 &mu;l/g of the diluted solution.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ophthalmic ointment</td>
			<td>Dechra</td>
			<td>NDC 17033-211-38</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine swab sticks</td>
			<td>Purdue Products L.P.</td>
			<td>NDC 67618-153-01</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nolvasan Surgical Scrub</td>
			<td>Pfizer Animal Care</td>
			<td>300253</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Table 2. Drugs and solutions for I/R surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iris Scissors</td>
			<td>Integra Miltex</td>
			<td>VWR 21909-404</td>
			<td>For skin and muscle dissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved iris forceps</td>
			<td>FST</td>
			<td>11065-07</td>
			<td>To hold skin and muscle, to remove peri-nephric fat</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blunt forceps</td>
			<td>ROBOZ</td>
			<td>RS-5228</td>
			<td>To manipulate kidneys</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vascular clamp (795 g pressure)</td>
			<td>ROBOZ</td>
			<td>RS-5459</td>
			<td>Good for C57BL/6 and BALB/c mice strains</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Schwartz clip applying forceps</td>
			<td>ROBOZ</td>
			<td>RS-5450</td>
			<td>For RS-5459 clamps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vascular clamp (75-85 g pressure)</td>
			<td>FST</td>
			<td>18055-02</td>
			<td>Optimal for CD1 mice strain, but also can be used for C57BL/6 and BALB/c</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro-Serrefine Clamp Applicator-14 cm with Lock</td>
			<td>FST</td>
			<td>18056-14</td>
			<td>For FST 18055-02 clamps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gayman T/Pump (water-bath heated platform)</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>TP-650</td>
			<td>The water heater is set at 38 &deg;C 1 hr prior surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15" W x 24" Heated platform</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>HHP-2</td>
			<td>Connect to Gayman heated water pump</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating pad</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>Model 39DP</td>
			<td>Uses microwave for heating. This is useful for warming during recovery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Absorbable suture (Vicryl 5-0)</td>
			<td>ETHICON</td>
			<td>VCP834G</td>
			<td>For fascia and muscle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Non-absorbable suture: monofilament nylon MONOMID 6/0 660B)</td>
			<td>CP Medical</td>
			<td>CP-B660B-03</td>
			<td>For skin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Halsey needle holder: Tungsten Carbide/13 cm</td>
			<td>FST</td>
			<td>12501-13</td>
			<td>To hold suture needles</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Timer</td>
			<td>FST</td>
			<td>06-662-3</td>
			<td>To quantify ischemia time</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hot bead sterilizer</td>
			<td>FST</td>
			<td>18000-45</td>
			<td>To sterilize instruments between mice if you are performing multiple surgeries (it is not sufficient to soak instruments in ethanol)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electric razor</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>CLP-22965</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tape</td>
			<td>Durapore</td>
			<td>1538-0</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 ml Syringe</td>
			<td>EXELint</td>
			<td>26044</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile cotton tipped applicators</td>
			<td>Kendall</td>
			<td>8884541300</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Absorbent BenchPad</td>
			<td>VWR</td>
			<td>56617-014</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical drapes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>21902-985</td>
			<td>Need to be autoclaved</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2'' x 2'' Gauze Pads</td>
			<td>Medi-First</td>
			<td>60673</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile gloves</td>
			<td>Cardinal Health</td>
			<td>2D7251</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Table 3. Equipment and instruments for I/R surgery.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

ischemia-reperfusion model of acute kidney injury and post injury fibrosis in mice

허혈 - 재관류 유도 급성 신장 손상 (IR-AKI)는 널리 생쥐 AKI의 모델로 사용하지만, 결과는 종종 분석을 혼동 수 있습니다 높은 종종보고되지 않은 사망률 매우 가변적입니다. 양측 신장 경 클램핑은 일반적으로 IR-AKI를 유도하는 데 사용하지만 효과적인 클램프 압력 및 / 또는 신장 사이의 허혈로 신장 반응의 차이는 종종 더 많은 변수를 결과로 이어질 있습니다. 또한, 짧은 클램프 시간이 더 많은 변수를 관 손상을 유발하는 것으로 알려져 있으며, 긴 클램프 시간으로 양국 간 손상을받은 쥐보다 일관된 관 부상을 개발하는 동안, 그들은 종종 심각한 신부전으로 인한 손상 후 첫 3 일 이내에 죽는다. 후 부상 생존을 개선하고보다 일관되고 예측 가능한 결과를 얻으려면, 우리는 반대측 신장 절제 뒤에 일방적 허혈 - 재관류 손상의 두 가지 모델을 개발했습니다. 두 수술은 F를 결과 수술 스트레스를 감소 등의 방법을 사용하여 수행됩니다일반적으로 마우스 IR-AKI 수술에 사용되는 ROM 복부 개복술. 신체 부상을 BALB / C 마우스의 유도를 위해 일방적는 26 분 동안 신장 작은 꽃자루의 클램핑 받아야하며 동시에 반대측 신장 절제를 겪는다. 이 방법을 사용하면, 마우스의 50 ~ 60 %는 부상 후 중간 AKI 24 시간을 개발하지만, 마우스의 90~100%이 남아있다. 더 심한 AKI를 유도하기 위해, BALB / C 마우스는 팔일 부상 후 반대측 신장 절제 뒤에 30 분 동안 클램핑 신 경을 받다. 이 90~100%의 생존 부상 후 신장 회복 기능 평가를 할 수 있습니다. 초기 이후 상해 관의 손상뿐만 아니라 포스트 부상 섬유증이 모델을 사용하여 매우 일치한다.

동시에 반대측 신장 절제와 보통 IR 유도 AKI. 일방적 인 IR은 실질적 결과에 변화를 줄일 수 있지만,이 절차를 살아 남기 위해 마우스에 필요한 짧은 클램프 시간으로, 우리는 여전히 마우스의 단지 50 ~ 60 %가 예상 신부전 24 시간을 개발 한 발견 후 상해 (그림 3A). 연구 시간이 신장 기능을 평가하고 신부전을 개발하지 않는 쥐를 폐기 할 수 있도록, 부상 후 적어도 24 시간을 ...

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Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

우리는 쥐를 받아야하는 중간 및 심한 허혈 - 재관류 신장 손상의 모델을 설명 일방적 신 경 각각 동시 또는 지연 반대측 신장 절제 뒤에 체결. 이러한 모델은 지속적으로 신장 기능 장애 및 사후 부상 섬유증을 야기하지만, 부상 정도와 생존율 마우스 배경, 나이, 수술 장비에 따라 달라집니다.

마우스의 급성 신장 손상 및 사후 상해 섬유증의 허혈 - 재관류 모델

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

39.2K 조회수.  Vanderbilt University Medical Center. 우리는 쥐를 받아야하는 중간 및 심한 허혈 - 재관류 신장 손상의 모델을 설명 일방적 신 경 각각 동시 또는 지연 반대측 신장 절제 뒤에 체결. 이러한 모델은 지속적으로 신장 기능 장애 및 사후 부상 섬유증을 야기하지만, 부상 정도와 생존율 마우스 배경, 나이, 수술 장비에 따라 달라집니다.

비디오: Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

Normothermic 심장 마비와 심폐 소생술의 : 국소 빈혈 - Reperfusion 상해의 마우스 모델

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

연구

의학

Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, hypotension, necrotizing enterocolitis, bowel transplantation, trauma and chronic inflammation. Intestinal ischemia-reperfusion (IR) injury is a consequence of acute mesenteric ischemia, caused by inadequate blood flow through the mesenteric vessels, resulting in intestinal damage. Reperfusion following ischemia can further exacerbate damage of the intestine. The mechanisms of IR injury are complex and poorly understood. Therefore, experimental small animal models are critical for understanding the pathophysiology of IR injury and the development of novel therapies.
Here we describe a mouse model of acute intestinal IR injury that provides reproducible injury of the small intestine without mortality. This is achieved by inducing ischemia in the region of the distal ileum by temporally occluding the peripheral and terminal collateral branches of the superior mesenteric artery for 60 min using microvascular clips. Reperfusion for 1 hr, or 2 hr after injury results in reproducible injury of the intestine examined by histological analysis. Proper position of the microvascular clips is critical for the procedure. Therefore the video clip provides a detailed visual step-by-step description of this technique. This model of intestinal IR injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Here we describe the detailed procedure of intestinal ischemia-reperfusion in mice which results in reproducible injury without mortality to encourage the standardization of this technique across the field. This model of intestinal ischemia-reperfusion injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

창자 허혈 - 재관류 손상의 쥐 모델

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

A Mouse Model of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury Through Elevation of Intraocular Pressure

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, diabetic retinopathy, and retinal vascular occlusions. Rodent models of I/R injury are providing significant insights into mechanisms and treatment strategies for human I/R injury, especially with regard to neurodegenerative damage in the retinal neurovascular unit. Presented here is a protocol for inducing retinal I/R injury in mice through elevation of intraocular pressure (IOP). In this protocol, the ocular anterior chamber is cannulated with a needle, through which flows the drip of an elevated saline reservoir. Using this drip to raise IOP above systolic arterial blood pressure, a practitioner temporarily halts inner retinal blood flow (ischemia). When circulation is reinstated (reperfusion) by removal of the cannula, severe cellular damage ensues, resulting ultimately in retinal neurodegeneration. Recent studies demonstrate inflammation, vascular permeability, and capillary degeneration as additional elements of this model. Compared to alternative retinal I/R methodologies, such as retinal arterial ligation, retinal I/R injury by elevated IOP offers advantages in its&#160;anatomical specificity, experimental tractability, and technical accessibility, presenting itself as a valuable tool for examining neuronal pathogenesis and therapy in the retinal neurovascular unit.

This article describes a procedure for inducing retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure in mice. Retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure serves to model human pathologies characterized by compromised oxygen and nutrient delivery in the retina, enabling researchers to examine potential cellular mechanisms and treatments for human diseases of the retinal neurovascular unit.

안압 상승을 통해 망막 허혈 - 재관류 손상의 마우스 모델

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, ...

Evaluation of Coronary Flow Reserve After Myocardial Ischemia Reperfusion in Rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via recanalization of the coronary artery is the most effective strategy for reducing the size of ischemic myocardium. The coronary microvasculature cannot be visualized and imaged&#160;in vivo, but there are several invasive and noninvasive techniques that can be used to assess parameters which depend directly on coronary microvascular function. The endothelial function after ischemia reperfusion can be assessed also at the level of the coronary circulation via the coronary flow reserve (CFR).&#160;In this study, peak velocity of left anterior descending (LAD) coronary arteries was measured in rats in vivo via Transthoracic Doppler Echocardiography during resting and stress challenge (induced by Dobutamine). A normal heart can increase its coronary blood flow up to four times above the resting values during stress induction. Following ischemia reperfusion, we found a significantly diminished CFR, which can be used as a marker of coronary microvascular dysfunction. CFR has opened a window on the importance of microvascular dysfunction and has been shown to predict cardiovascular risk independent of whether the severe obstructive disease is present.

Coronary flow reserve (CFR), is defined as the ratio of maximal coronary blood flow to the resting coronary blood flow. We present a protocol for evaluating CFR in rats via ultrasound, which offers the opportunity to predict cardiovascular risk factors in the absence of obstructive coronary disease.

쥐의 심근 허혈 재관류 후 관상 동맥 흐름 예비의 평가

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via ...

A Pre-clinical Rat Model for the Study of Ischemia-reperfusion Injury in Reconstructive Microsurgery

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many areas of biomedical research due to its cost-effectiveness and its translation to humans. This protocol describes a method to create a preclinical free skin flap model in rats with ischemia-reperfusion injury. The described 3 cm x 6 cm rat free skin flap model is easily obtained after the placement of several vascular ligatures and the section of the vascular pedicle. Then, 8 h after the ischemic insult and completion of the microsurgical anastomosis, the free skin flap develops the tissue damage. These ischemia-reperfusion injury-related damages can be studied in this model, making it a suitable model for evaluating therapeutic agents to address this pathophysiological process. Furthermore, two main monitoring techniques are described in the protocol for the assessment of this animal model: transit-time ultrasound technology and laser speckle contrast analysis.

Here, we describe a pre-clinical animal model for studying the pathophysiology of ischemia-reperfusion injury in reconstructive microsurgery. This free skin flap model based on the superficial caudal epigastric vessels in the rat may also allow for the evaluation of different therapies and compounds to counteract ischemia-reperfusion injury-related damage.

재건 미세 수술에서 허혈 재관류 손상의 연구를위한 전 임상 쥐 모델

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many ...

Delayed Intramyocardial Delivery of Stem Cells after Ischemia Reperfusion Injury in a Murine Model

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, cardiac stem cell therapy is studied by delivering SCs concurrently with the induction of myocardial injury. However, this approach presents two significant limitations: the early hostile pro-inflammatory ischemic environment may affect the survival of transplanted SCs, and it does not represent the subacute infarction scenario where SCs will likely be used. Here we describe a two-part series of surgical procedures for the induction of ischemia-reperfusion injury and delivery of mesenchymal stem cells (MSCs). This method of stem cell administration may allow for the longer viability and retention around damaged tissue by circumventing the initial immune response. A model of ischemia reperfusion injury was induced in mice accompanied by the delivery of mesenchymal stem cells (3.0 x 105), stably expressing the reporter gene firefly luciferase under the constitutively expressed CMV promoter, intramyocardially 7 days later. The animals were imaged via ultrasound and bioluminescent imaging for confirmation of injury and injection of cells, respectively. Importantly, there was no added complication rate when performing this two-procedure approach for SC delivery. This method of stem cell administration, collectively with the utilization of state-of-the-art reporter genes, may allow for the in vivo study of viability and retention of transplanted SCs in a situation of chronic ischemia commonly seen clinically, while also circumventing the initial pro-inflammatory response. In summary, we established a protocol for the delayed delivery of stem cells into the myocardium, which can be used as a potential new approach in promoting regeneration of the damaged tissue.

Stems cells are continuously investigated as potential treatments for individuals with myocardial damage, however, their decreased viability and retention within injured tissue can impact their long-term efficacy. In this manuscript we describe an alternative method for stem cell delivery in a murine model of ischemia reperfusion injury.

뮤린 모델에서 허혈혈 재관류 부상 후 줄기 세포의 지연 된 자궁 내 납품

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, ...

Acute Kidney Injury Model Induced by Cisplatin in Adult Zebrafish

Cisplatin is commonly used as chemotherapy. Although it has positive effects in cancer-treated individuals, cisplatin can easily accumulate in the kidney due to its low molecular weight. Such accumulation causes the death of tubular cells and can induce the development of Acute Kidney Injury (AKI), which is characterized by a quick decrease in kidney function, tissue damage, and immune cells infiltration. If administered in specific doses cisplatin can be a useful tool as an AKI inducer in animal models. The zebrafish has appeared as an interesting model to study renal function, kidney regeneration, and injury, as renal structures conserve functional similarities with mammals. Adult zebrafish injected with cisplatin shows decreased survival, kidney cell death, and increased inflammation markers after 24 h post-injection (hpi). In this model, immune cells infiltration and cell death can be assessed by flow cytometry and TUNEL assay. This protocol describes the procedures to induce AKI in adult zebrafish by intraperitoneal cisplatin injection and subsequently demonstrates how to collect the renal tissue for flow cytometry processing and cell death TUNEL assay. These techniques will be useful to understand the effects of cisplatin as a nephrotoxic agent and will contribute to the expansion of AKI models in adult zebrafish. This model can also be used to study kidney regeneration, in the search for compounds that treat or prevent kidney damage and to study inflammation in AKI. Moreover, the methods used in this protocol will improve the characterization of tissue damage and inflammation, which are therapeutic targets in kidney-associated comorbidities.

This protocol describes the procedures to induce Acute Kidney Injury (AKI) in adult zebrafish using cisplatin as a nephrotoxic agent. We detailed the steps to evaluate the reproducibility of the technique and two techniques to analyze inflammation and cell death in the renal tissue, flow cytometry and TUNEL, respectively.

성인 얼룩말 피시에 있는 Cisplatin에 의해 유도된 급성 신장 상해 모형

Cisplatin is commonly used as chemotherapy. Although it has positive effects in cancer-treated individuals, cisplatin can easily accumulate in the kidney ...

Organ Ischemia-Reperfusion Injury by Simulating Hemodynamic Changes in Rat Liver Transplant Model

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, including ischemia-reperfusion injury (IRI) of extrahepatic organs. This model requires numerous experiments and devices. The duration of anhepatic phase is closely related to the time to develop IRI after transplantation. In this experiment, we used hemodynamic changes to induce extrahepatic organ damage in rats and determined the maximum tolerance time. The time until the most severe organ injury varied for different organs. This method can easily be replicated and can also be used to study IRI of the extrahepatic organs after liver transplantation.

This paper provides a detailed description of how to build an animal model of the anhepatic phase (liver ischemia) in rats to facilitate basic research into ischemia-reperfusion injury after liver transplantation.

쥐 간 이식 모형에 있는 혈역학적인 변경을 시뮬레이션하여 기관 허혈-재관류 상해

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, ...

An Effective Mouse Model of Unilateral Renal Ischemia-Reperfusion Injury

Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the leading cause of acute renal failure and is a significant contributor to delayed graft function. Animal models are the only available resources that mimic the complexities of the IRI-associated damage encountered in vivo. This paper describes an effective mouse model of unilateral renal IRI that delivers highly reproducible data. Ischemia is induced by occluding the right renal pedicle for 30 min followed by reperfusion. In addition to the surgical procedure, a sequential overview of the expected physiological and histopathological changes following renal IRI will be provided by comparing data from seven different reperfusion times (4 h, 8 h, 16 h, 1 day, 2 days, 4 days, and 7 days). Critical data for planning experiments ahead, such as mean surgical time, average anesthetic consumption, and body weight changes over time, will be shared. This work will help researchers implement a reliable renal IRI model and select the appropriate reperfusion time that aligns with their intended investigative goals.

Renal ischemia-reperfusion injury is associated with high morbidity and mortality in hospitalized patients. Here, we present a simple and effective mouse model of unilateral renal ischemia-reperfusion injury and provide a sequential overview of representative pathological changes observed in the kidney.

일방적 인 신장 허혈 - 재관류 손상의 효과적인 마우스 모델

Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the leading cause of acute renal failure and is a significant contributor to delayed graft function. Animal models ...

Induction of Myocardial Infarction and Myocardial Ischemia-Reperfusion Injury in Mice

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of heart reflow and induce secondary myocardial injury. A simple and reproducible model of myocardial infarction and myocardial ischemia-reperfusion injury is a good tool for researchers. Here, a customizable method to create a myocardial infarction (MI) model and MIRI by precision ligation of the left anterior descending coronary artery (LAD) through micromanipulation is described. Accurate and reproducible ligature positioning of the LAD helps obtain consistent results for heart injury. ST-segment changes can help to identify model accuracy. The serum level of cardiac troponin T (cTnT) is used to assess the myocardial injury, cardiac ultrasound is employed to evaluate the myocardial systolic function, and Evans-Blue/triphenyl tetrazolium chloride staining is used to measure infarct size. In general, this protocol reduces procedure duration, ensures controllable infarct size, and improves mouse survival.

Here we describe a simple and reproducible method that can induce myocardial infarction or myocardial ischemia-reperfusion injury in mice by precision ligation of the left anterior descending coronary artery through micromanipulation.

마우스의 심근경색 및 심근 허혈-재관류 손상 유도

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of ...