Dr. de Caestecker Labor wird durch NIH 1RO1 HL093057-01 und 1RC4DK090770-01 unterstützt. Dr. Harris &#39;Labor wird durch DK38226, DK51265, DK62794 und Finanzierung von der Veterans Administration unterstützt. Unterstützung für Maus Nierenschädigung Operationen, Serum-Kreatinin und Fibrose Assays auch von der Vanderbilt O&#39;Brien Kidney Injury-Center Zuschuss 1P30 DK079341 vorgesehen.

<ol><li> Autoklav alle chirurgischen Instrumente vor der Operation. Beachten Sie, dass, wenn man mehrere Operationen durchführen wird auf verschiedenen Mäusen, Spülen Sie die Instrumente nach Gebrauch und dann sterilisieren mit einem heißen Perle Sterilisator. Es ist nicht ausreichend, um in 70% Ethanol einweichen. </li><li> Geben Sie 0,5 ml S / C sterile Kochsalzlösung prä-und postoperativ sofort für den Verlust von Körperflüssigkeit während der Operation zu kompensieren. </li><li> Wiegen die Mäuse. </li><li> Anesthetize Maus mit IP Xylazin / Ketamin Mischung. Es dauert in der Regel 3-5 min für die Mäuse, um chirurgische Anästhesie Ebene zu erreichen. </li><li> Rasur das OP-Gebiet mit genügend Grenzgebiet, um Haare aus Verunreinigung des Inzisionsstelle halten. Dies muss in einem vorbereitenden Bereich ausgeführt werden, nicht, wo die Operation durchgeführt wird. </li><li> Apply Augen Schmier-Salbe für die Augen ein Austrocknen zu verhindern während des Verfahrens. </li><li> Platzieren Sie die Maus in Bauchlage auf der beheizten Oberfläche mit einem saugfähigen Pad Bank abgedeckt. Band Beine auf die chirurgische Oberfläche. </li><li> Bei der Verwendung vondas Wasserbad-System setzen Wärme bei 38 ° C 1 Stunde vor der Operation. </li><li> Aseptische Herstellung mit Betadine Lösung Tupfer-Stick: schrubben vom Zentrum des Ortes in Richtung der Peripherie 3x, jedes Mal durch Schrubben mit Nolvasan gefolgt, um die Betadine entfernen. Alle Betadine sollte aus dem Operationsfeld entfernt werden, bevor Einschnitt durch Spülen mit Nolvasan. Vor Beginn der aseptischen Verfahren Handschuhe sollten geändert werden, um steril sein werden. </li><li> Titelbild Operationsfeld mit einer sterilen Operationstuch. Dies wird Haarsträhne vom Betreten des OP-Feld zu verhindern und eine Fläche, auf der sterilen Instrumente während der Operation lag. </li><li> Ertasten Niere Lage durch die Haut. </li><li> Schneiden Sie die Rückenhaut entlang der Mittellinie der Maus (ca. 1,5 cm) mit einer Schere und Pinzette. </li><li> Separate Haut und des subkutanen Schichten über den linken und rechten dorsalen Seiten durch diesen Einschnitt durch stumpfe Dissektion mit einer Schere und Pinzette. </li><li> Machen Sie einen kleinen Schnitt durch die rechte flank Muskeln und Faszien oberhalb der Niere und exteriorisieren der rechten Niere. </li><li> Vorsichtig zerlegen die oberen und unteren Pole der Niere frei von umgebendem Gewebe. Beachten Sie, dass Fettgewebe aus der ganzen oberen Pol der Nebenniere trägt seine eigene Blutversorgung, die abgeschaltet werden kann die Niere geschoben aber offensichtlich nicht von der Maus (Abbildung 1) entfernt werden enthält. Nach der Befreiung Niere vom umgebenden Gewebe, binden das 4-0 Seidenfaden um den Hilus der rechten Niere mit einem Doppel chirurgischen Knoten. Lassen Sie ein Ende des Fadens in ~ 2 lange zu halten, bis die Niere, wie Sie Schneiden distal der Knoten sind so zu visualisieren kann die Website zu schneiden. Spülen Sie den Stumpf mit steriler Kochsalzlösung. </li><li> Schließen Sie die Muskulatur durch resorbierbares Nahtmaterial. </li><li> Machen Sie einen kleinen Schnitt durch die linke Flanke Muskeln und Faszien oberhalb der Niere und exteriorisieren der linken Niere (Abbildung 2A). </li><li> Sorgfältig halten Niere mit stumpfen Pinzette beim Loslassen NierenStiel aus den umliegenden Fettgewebe mit einer Pinzette (2B-2F). Zu viel Druck auf die Niere mit den stumpfen Pinzette kann Nierenschädigung so muss man sich daran erinnern, um bei der Gestaltung &quot;Schein&quot;-Kontrollen für die Studien. Wenn Sie, dass Ihr Schein Kontrollen Nierenschädigung (wie durch einen Anstieg des Serum-Kreatinin belegt) zu finden, eine alternative Methode können Sie prüfen, um die umliegende Fettgewebe aus der renalen Stiel lösen ist, sanft rollen die Gewebe mit Salzlösung getränkte sterile Baumwolle Wattestäbchen. Nach unserer Erfahrung wird das Fett ziemlich eng an die Nieren Stiel befestigt und kann nicht einfach mit einem Wattestäbchen entfernt werden, so kann dies nicht der erste Ansatz, den Sie verwenden möchten wäre. Jedoch, wie andere Aspekte dieses Modells, ist dies etwas, das Sie haben, um für sich selbst mit der Praxis und Erfahrung zu etablieren wird. </li><li> Clamp links renalen Stiel mit nicht traumatischen Gefäßklemme mit Haltezange (zu Klemme Platzierung zu erleichtern), verwenden Sie Timer für verschiedene clamp Zeiten abhängig von der Maus-Stamm und Verletzungsschwere erforderlich (siehe Tabelle 1). </li><li> Decken Sie die linke Niere mit der Haut (2H). </li><li> Titelbild Hautschnitt mit Kochsalzlösung getränkten Gaze. </li><li> Exteriorisieren Niere, bestätigen einheitlich dunkle Aussehen und lassen Sie die Klammer nach den angegebenen Zeiten, und bestätigen, dass düsteren Erscheinungsbild einheitlich kehrt in der Niere (2I / G). Wenn die Niere nicht schnell und gleichmäßig wieder perfuse (pink up) sollte die Maus aus der weiteren Analyse ausgeschlossen werden. Schieben Sie zurück in die Niere Retroperitonealraum. </li><li> Schließen Sie die Muskelschicht mit resorbierbares Nahtmaterial. </li><li> Schließen Sie die Hautschicht mit Monofilament Nylon-resorbierbares Nahtmaterial. </li><li> Verwalten Buprenorphin Analgesie. </li><li> Übertragen Mäuse vom OP-Feld auf einem Heizkissen, bis sie aufwachen. </li><li> Bringen Sie die Mäuse Tierraum. </li><li> Überwacht die Mäuse und geben zusätzliche Dosenvon Buprenorphin wie oben angegeben alle 8-12 h für Schmerzen oder Beschwerden. Klinische Zeichen was Verabreichung von Analgetika sind Depressionen oder andere Verhaltensänderungen, Auffälligkeiten oder Körperhaltung wie Piloerektion, gekrümmte Haltung, mangelnde Pflege und Essen, oder Immobilität. </li></ol>

<ol>
	<li>Singh, A. P., Junemann, A., Muthuraman, A., Jaggi, A. S., Singh, N., Grover, K., Dhawan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+acute+renal+failure.">Animal models of acute renal failure.</a> Pharmacological reports: PR. 64, 31-44 (2012).</li><li>Heyman, S. N., Rosenberger, C., Rosen, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+ischemia-reperfusion:+Biases+and+myths-the+proximal+vs.+Distal+hypoxic+tubular+injury+debate+revisited.">Experimental ischemia-reperfusion: Biases and myths-the proximal vs. Distal hypoxic tubular injury debate revisited.</a> Kidney Int. 77, 9-16 (2010).</li><li>Lieberthal, W., Nigam, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+renal+failure.+II.+Experimental+models+of+acute+renal+failure:+Imperfect+but+indispensable.">Acute renal failure. II. Experimental models of acute renal failure: Imperfect but indispensable.</a> Am. J. Physiol. Renal Physiol. 278, F1-F12 (2000).</li><li>Dunn, S. R., Qi, Z., Bottinger, E. P., Breyer, M. D., Sharma, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Utility+of+endogenous+creatinine+clearance+as+a+measure+of+renal+function+in+mice.">Utility of endogenous creatinine clearance as a measure of renal function in mice.</a> Kidney Int. 65, 1959-1967 (2004).</li><li>Yuen, P. S., Dunn, S. R., Miyaji, T., Yasuda, H., Sharma, K., Star, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simplified+method+for+HPLC+determination+of+creatinine+in+mouse+serum.">A simplified method for HPLC determination of creatinine in mouse serum.</a> Am. J. Physiol. Renal Physiol. 286, F1116-F1119 (2004).</li><li>Hetu, P. O., Gingras, M. E., Vinet, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+validation+of+a+rapid+liquid+chromatography+isotope+dilution+tandem+mass+spectrometry+(LC-IDMS/MS)+method+for+serum+creatinine.">Development and validation of a rapid liquid chromatography isotope dilution tandem mass spectrometry (LC-IDMS/MS) method for serum creatinine.</a> Clin. Biochem. 43, 1158-1162 (2010).</li><li>Keppler, A., Gretz, N., Schmidt, R., Kloetzer, H. M., Groene, H. J., Lelongt, B., Meyer, M., Sadick, M., Pill, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plasma+creatinine+determination+in+mice+and+rats:+An+enzymatic+method+compares+favorably+with+a+high-performance+liquid+chromatography+assay.">Plasma creatinine determination in mice and rats: An enzymatic method compares favorably with a high-performance liquid chromatography assay.</a> Kidney Int. 71, 74-78 (2007).</li><li>Yang, L., Besschetnova, T. Y., Brooks, C. R., Shah, J. V., Bonventre, J. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Epithelial+cell+cycle+arrest+in+G2/M+mediates+kidney+fibrosis+after+injury.">Epithelial cell cycle arrest in G2/M mediates kidney fibrosis after injury.</a> Nat. Med. 16, 535-543 (2010).</li><li>Shanley, P. F., Rosen, M. D., Brezis, M., Silva, P., Epstein, F. H., Rosen, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Topography+of+focal+proximal+tubular+necrosis+after+ischemia+with+reflow+in+the+rat+kidney.">Topography of focal proximal tubular necrosis after ischemia with reflow in the rat kidney.</a> Am. J. Pathol. 122, 462-468 (1986).</li><li>Chawla, L. S., Amdur, R. L., Amodeo, S., Kimmel, P. L., Palant, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+severity+of+acute+kidney+injury+predicts+progression+to+chronic+kidney+disease.">The severity of acute kidney injury predicts progression to chronic kidney disease.</a> Kidney Int. 79, 1361-1369 (2012).</li><li>Lo, L. J., Go, A. S., Chertow, G. M., McCulloch, C. E., Fan, D., Ordonez, J. D., Hsu, C. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dialysis-requiring+acute+renal+failure+increases+the+risk+of+progressive+chronic+kidney+disease.">Dialysis-requiring acute renal failure increases the risk of progressive chronic kidney disease.</a> Kidney Int. 76, 893-899 (2009).</li><li>Burne, M. J., Haq, M., Matsuse, H., Mohapatra, S., Rabb, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+susceptibility+to+renal+ischemia+reperfusion+injury+revealed+in+a+murine+model.">Genetic susceptibility to renal ischemia reperfusion injury revealed in a murine model.</a> Transplantation. 69, 1023-1025 (2000).</li><li>Muller, V., Losonczy, G., Heemann, U., Vannay, A., Fekete, A., Reusz, G., Tulassay, T., Szabo, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sexual+dimorphism+in+renal+ischemia-reperfusion+injury+in+rats:+Possible+role+of+endothelin.">Sexual dimorphism in renal ischemia-reperfusion injury in rats: Possible role of endothelin.</a> Kidney Int. 62, 1364-1371 (2002).</li><li>Schmitt, R., Marlier, A., Cantley, L. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zag+expression+during+aging+suppresses+proliferation+after+kidney+injury.">Zag expression during aging suppresses proliferation after kidney injury.</a> J. Am. Soc. Nephrol. 19, 2375-2383 (2008).</li><li>Oxburgh, L., de Caestecker, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ischemia-reperfusion+injury+of+the+mouse+kidney.">Ischemia-reperfusion injury of the mouse kidney.</a> Methods Mol. Biol. 886, 363-379 (2012).</li></ol>

Autoren haben keine Interessenkonflikte offen zu legen.

Wir beschreiben zwei Modelle der IR-AKI, um die Auswirkungen von mittelschweren und schweren Nierenschädigung zu studieren. Diese ermöglichen uns die konsistente und vorhersagbare Verletzungen mit geringer Sterblichkeit zu induzieren. Unser Protokoll beschreibt viele der Schwierigkeiten und Fallstricke traditionell mit diesem Modell verbunden. Darüber hinaus haben wir gezeigt, dass abhängig von der Länge der renalen Stiel Klemmung, das Modell eine weitgehend reversible milde und moderate AKI oder mehr schwere AKI i...

Eine Vielzahl von experimentellen Modellen der akuten Nierenschädigung (AKI) wurden entwickelt, um die Vielfalt und Komplexität des menschlichen Daseins (siehe Referenz für eine aktuelle, umfassende Überprüfung 1) entsprechen. Jedes dieser Modelle hat seine eigenen Stärken und Schwächen, und während jeder ahmt die entsprechenden menschlichen Bedingungen mit unterschiedlichen Wirkungsgraden, keine präzise Modellierung der Pathophysiologie von ihren menschlichen Pendants. Ischämie Reperfusion (IR)-induzierten AKI als Modell von akuter Ischämie-induzierter Nierenschädigung in Nagetieren entwickelt. Während die Schwere der Schädigung der Nierentubuli in diesem Modell zu sehen ist selten bei Patienten mit renaler Minderdurchblutung Verletzungen 2 beobachtet, trotz ihrer Einschränkungen und vor allem wegen der relativ reproduzierbare Natur dieses Modells seines umfangreichen Einsatzes hat vorgesehen, und es wird erwartet, wird weiterhin wichtige Erkenntnisse über viele der gemeinsamen grundlegenden Mechanismen der AKI, Reparatur und Therapie 3 vorzusehen. IR Chirurgie erfordert familiarity mit der Maus Niere Anatomie, die wir in einer vereinfachten Form in Abbildung 1 dargestellt sind. Renal Ischämie-Reperfusion (IR) Verletzungen Operation kann über ventralen (Bauchschnitt) oder dorsal (retroperitoneale) Ansätze durchgeführt werden. Wir verwenden eine dorsale Ansatz, da es weniger traumatisch ist, so dass eine schnellere Genesung und eine verbesserte Überlebensrate (insbesondere, wenn das Erlernen der ersten Prozedur). Renal IR Verletzung kann einseitig oder beidseitig erfolgen. Dies führt jedoch Unterschiede zwischen effektiver Klemme Druck (die von Zwischenschaltung perihiläre Fett zwischen den Spannbacken führen) und / oder Unterschiede in der renalen Ischämie zwischen Reaktionen auf Seiten mehr unterschiedliche Ergebnisse. Zwar ist dies kein unüberwindbares Problem, kann es Variabilität zwischen den Experimenten zu erhöhen, das ist ein großes Problem für dieses Modell. Einseitige IR mit contra-lateraler Nephrektomie durchgeführt werden. Dies ist unsere Methode der Wahl, da es reduziert Variabilität Klemmung zwischen Pedikel und gleichzeitig einllows man beurteilen Nierenfunktion, die unberührt mit einseitiger IR allein ist. Es wurde darüber diskutiert, was ist die praktischste vs optimale Methode, um die Nierenfunktion bei Mäusen zu beurteilen. Blut-Harnstoff-Stickstoff (BUN) liefert ein Maß für die Nierenfunktion und ist ein nützlicher &quot;ersten Blick&quot; Marker in einigen Modellen von AKI, einschließlich IR Verletzungen. Allerdings kann BUN Ebenen Vol. Status der Mäuse, die betroffen sein könnten betroffen sein, insbesondere nach ventralen Zugang IR Verletzungen, wenn verzögerte Erholung reduziert orale Aufnahme von Flüssigkeiten für eine Anzahl von Tagen nach der Operation. Serum-Kreatinin wird weniger durch Flüssigkeitszufuhr Status beeinflusst, sondern ist eindeutig durch Muskelmasse beeinflusst. Eine der Schwierigkeiten, mit Serum-Kreatinin-Messungen hat Probleme mit dem Nachweis der Nicht-Kreatinin Chromogene in Maus-Serum mit Pikrinsäure Techniken. Alternativ haben einige Zentren eine HPLC-basiertes Verfahren zur Maus Kreatinin quantifizieren, die nicht von diesem Artefakt 4 betroffen ist entwickelt. Allerdings unlike BUN und Kreatinin-Pikrinsäure-Assays, die nur verlangen 5-10 ul Serum, erfordern HPLC-Assays ~ 25 ul Serum pro Test, die, wenn sie in doppelte durchgeführt wird ~ 100 ul Vollblut pro Assay benötigt. Dies kann Mäusestudien limitierend sein. Einige Zentren haben empfindlichere HPLC und Massenspektrometrie-basierte Methoden, die Analyse kleiner Probenvolumina 5, 6 ermöglichen entwickelt. Allerdings sind diese Techniken nicht allgemein verfügbar. Eine Alternative, enzymatische Kaskade Assay (was nur 5-10 ul Serum) wurde in Maus und Ratte Serumproben wurden ausgewertet und gezeigt, dass eng parallel HPLC-Messungen von Serum-Kreatinin während Pikrinsäure-Assays immer überschätzen Kreatinin-Werte 7. Während dieser Test ist nicht weit verbreitet in der AKI Literatur verwendet wird, ist der Test im Handel erhältlich, einfach zu bedienen, und wir finden, gibt zuverlässige Ergebnisse mit diesem Modell von IR-induzierten AKI in Mäusen.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Drug or solution</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalogue number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine (anesthetic)</td>
			<td>Webster Veterinary</td>
			<td>07-881-9413 (100 mg/ml)</td>
			<td>Final concentration 30 mg/ml Ketamine with 3 mg/ml Xylazine administered at 3-4 ml/kg (100 mg/kg Ketamine and 10 mg/kg Xylazine)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine (analgesic)</td>
			<td>Webster Veterinary</td>
			<td>07-808-1939 (100 mg/ml)</td>
			<td>As above</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Antisedan (anti-Xylazine)</td>
			<td>Webster Veterinary</td>
			<td>07-867-7097 (5 mg/ml)</td>
			<td>Optional: to reverse effects of Xylazine in order to increase the rate of recovery after surgery Use 0.5-0.7 mg/kg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine (analgesic)</td>
			<td>Bedford Laboratories</td>
			<td>NDC 55390-100-10 (0.3 mg/ml)</td>
			<td>Dose 0.05-0.1 &mu;g/g every 8-12 hr. Make up a 1:5 dilution in sterile normal saline preoperatively and give 2.5-5 &mu;l/g of the diluted solution.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ophthalmic ointment</td>
			<td>Dechra</td>
			<td>NDC 17033-211-38</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine swab sticks</td>
			<td>Purdue Products L.P.</td>
			<td>NDC 67618-153-01</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nolvasan Surgical Scrub</td>
			<td>Pfizer Animal Care</td>
			<td>300253</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Table 2. Drugs and solutions for I/R surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iris Scissors</td>
			<td>Integra Miltex</td>
			<td>VWR 21909-404</td>
			<td>For skin and muscle dissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved iris forceps</td>
			<td>FST</td>
			<td>11065-07</td>
			<td>To hold skin and muscle, to remove peri-nephric fat</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blunt forceps</td>
			<td>ROBOZ</td>
			<td>RS-5228</td>
			<td>To manipulate kidneys</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vascular clamp (795 g pressure)</td>
			<td>ROBOZ</td>
			<td>RS-5459</td>
			<td>Good for C57BL/6 and BALB/c mice strains</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Schwartz clip applying forceps</td>
			<td>ROBOZ</td>
			<td>RS-5450</td>
			<td>For RS-5459 clamps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vascular clamp (75-85 g pressure)</td>
			<td>FST</td>
			<td>18055-02</td>
			<td>Optimal for CD1 mice strain, but also can be used for C57BL/6 and BALB/c</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro-Serrefine Clamp Applicator-14 cm with Lock</td>
			<td>FST</td>
			<td>18056-14</td>
			<td>For FST 18055-02 clamps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gayman T/Pump (water-bath heated platform)</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>TP-650</td>
			<td>The water heater is set at 38 &deg;C 1 hr prior surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15" W x 24" Heated platform</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>HHP-2</td>
			<td>Connect to Gayman heated water pump</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating pad</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>Model 39DP</td>
			<td>Uses microwave for heating. This is useful for warming during recovery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Absorbable suture (Vicryl 5-0)</td>
			<td>ETHICON</td>
			<td>VCP834G</td>
			<td>For fascia and muscle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Non-absorbable suture: monofilament nylon MONOMID 6/0 660B)</td>
			<td>CP Medical</td>
			<td>CP-B660B-03</td>
			<td>For skin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Halsey needle holder: Tungsten Carbide/13 cm</td>
			<td>FST</td>
			<td>12501-13</td>
			<td>To hold suture needles</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Timer</td>
			<td>FST</td>
			<td>06-662-3</td>
			<td>To quantify ischemia time</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hot bead sterilizer</td>
			<td>FST</td>
			<td>18000-45</td>
			<td>To sterilize instruments between mice if you are performing multiple surgeries (it is not sufficient to soak instruments in ethanol)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electric razor</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>CLP-22965</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tape</td>
			<td>Durapore</td>
			<td>1538-0</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 ml Syringe</td>
			<td>EXELint</td>
			<td>26044</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile cotton tipped applicators</td>
			<td>Kendall</td>
			<td>8884541300</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Absorbent BenchPad</td>
			<td>VWR</td>
			<td>56617-014</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical drapes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>21902-985</td>
			<td>Need to be autoclaved</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2'' x 2'' Gauze Pads</td>
			<td>Medi-First</td>
			<td>60673</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile gloves</td>
			<td>Cardinal Health</td>
			<td>2D7251</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Table 3. Equipment and instruments for I/R surgery.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

ischemia-reperfusion model of acute kidney injury and post injury fibrosis in mice

Ischämie-Reperfusion akuten Nierenschädigung (AKI-IR) wird weithin als ein Modell der AKI in Mäusen verwendet, aber die Ergebnisse sind oft sehr variabel mit hohen, oft nicht gemeldet Sterblichkeit, die Analysen verwechseln kann. Bilaterale renale Stiel Klemmung wird häufig verwendet, um IR-AKI induzieren, aber die Unterschiede zwischen effektiver Klemme Drücke und / oder renalen Reaktionen auf Ischämie zwischen Nieren oft mehr variable Ergebnissen führen. Darüber hinaus werden kürzere Klemme mal bekannt, mehr variable tubuläre Schädigung induzieren, während Mäuse und unterziehen bilateralen Verletzungen mit längeren Klemme mal konsequenter tubuläre Schädigung entwickeln sie oft innerhalb der ersten 3 Tage nach der Verletzung wegen schwerer Niereninsuffizienz sterben. Um nach der Verletzung das Überleben zu verbessern und zu erhalten mehr konsistente und vorhersagbare Ergebnisse, haben wir zwei Modelle der einseitigen Ischämie-Reperfusion Verletzungen durch kontralaterale Nephrektomie gefolgt entwickelt. Beide Operationen werden durchgeführt unter Verwendung eines dorsalen Zugang, wodurch chirurgischen Stress durch from ventralen Laparotomie, die gemeinhin für Maus IR-AKI Operationen verwendet. Für die Induktion der mittleren Verletzungen BALB / c Mäusen zu unterziehen einseitiger Einspannung des renalen Stiel für 26 min unterzogen und gleichzeitig kontralaterale Nephrektomie. Mit diesem Ansatz entwickeln 50-60% der Mäuse moderate AKI 24 Stunden nach der Verletzung, aber 90-100% der Mäuse überleben. Um weitere schwere AKI induzieren, unterziehen BALB / c Mäusen Nieren Stiel Klemmung für 30 min durch kontralaterale Nephrektomie 8 Tagen nach Verletzungen gefolgt. Dies ermöglicht funktionelle Beurteilung der Nierenfunktion Genesung nach Verletzungen mit 90-100% Überleben. Frühe posttraumatische Tubulusschäden sowie nach der Verletzung Fibrose sind sehr konsistent mit diesem Modell.

Moderate IR-induzierten AKI. Einseitige IR mit gleichzeitiger kontralaterale Nephrektomie deutlich reduziert Schwankungen bei den Ergebnissen, aber mit kürzeren Klammer mal notwendig, dass die Mäuse, um dieses Verfahren zu überleben, haben wir noch festgestellt, dass nur 50-60% der Mäuse die erwartete Niereninsuffizienz 24 Stunden entwickelt nach der Verletzung (Abbildung 3A). In der Praxis bedeutet dies schafft Schwierigkeiten der Auswertung von Daten, es sei denn die Studien Behan...

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Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

Wir beschreiben Modelle der mittelschweren und schweren Ischämie-Reperfusion-induzierte Nierenschädigung, in denen die Mäuse unterziehen einseitige renale Stiel Klemm gefolgt durch gleichzeitige oder verzögerte kontralaterale Nephrektomie sind. Diese Modelle konsequent führen zu Nierenfunktionsstörungen und posttraumatische Fibrose, aber Verletzungsschwere und Überleben sind abhängig von Maus Hintergrund, Alter und chirurgischen Einrichtungen.

Ischämie-Reperfusion-Modell des akuten Nierenschädigung und nach der Verletzung Fibrose bei Mäusen

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often ...

ischemia-reperfusion-model-acute-kidney-injury-post-injury-fibrosis

Research

JoVE Journal

Medicine

39.1K Aufrufe.  Vanderbilt University Medical Center. Wir beschreiben Modelle der mittelschweren und schweren Ischämie-Reperfusion-induzierte Nierenschädigung, in denen die Mäuse unterziehen einseitige renale Stiel Klemm gefolgt durch gleichzeitige oder verzögerte kontralaterale Nephrektomie sind. Diese Modelle konsequent führen zu Nierenfunktionsstörungen und posttraumatische Fibrose, aber Verletzungsschwere und Überleben sind abhängig von Maus Hintergrund, Alter und chirurgischen Einrichtungen.