LWE와 RK는 건강 보조금 R37 NS033506-16 R01 NS060699-03의 미국 국립 연구소에 의해 지원됩니다. MPT는 미국 암 협회 박사후 연구 원정대 (PF-10-057-01-MPC)에 의해 지원되었다. 박사 매튜 리먼 박사 오렌 Kobiler의 조언과 지식 현미경 구성과 라이브 셀 이미징 방법을 설계에 쓸모 있었다. 우리는 또한 현미경의 취득, 설치 및 성능에서의 기술 지원 닐 발로과 니콘 인스트루먼트의 브라이언 T. 케인 덕분에 확장 할 수 있습니다.

제 1 항 - 라이브 세포 형광 현미경을위한 환경 제어 조건 <ol><li> 모든 영상 실험에 앞서 30 분에 연결하고 현미경 스테이지 위에 인큐베이터을 따뜻하게 시작합니다. <ol><li> 현미경, 전송되고 epifluorescent 광원, 자동화 하드웨어 컨트롤을 켭니다. 현미경에 연결하고 EM-CCD 카메라를 냉각하기 위해 현미경 제어 소프트웨어, NIS 요소를 엽니 다. </li><li> . 렌즈 적합한 목적 (하나 60X 나 100X 기름 침지)에 따뜻한 참고 첨부 : 실험 유형에 따라 대물 렌즈를 선택합니다. 60X 단계의 목적은 선행 성 확산을 시각화하기 적합하는 동안 100X 미분 간섭 대비 (DIC)은 선행 성 수송 virion의 어셈블리 추적에 가장 적합합니다. 그들은 샘플과 직접 접촉하지 않기 때문에 낮은 배율, 비 기름 침지 목표 렌즈 따뜻한 필요하지 않습니다. </li><li> 마일의 전동 무대에 무대 위로 보육을 연결<html> croscope. 샘플이 자리에 개최 적절한 삽입을 보장합니다. 인큐베이터 컨트롤에서 무대 위에 인큐베이터의 입력 포트에 가습 공기 라인을 연결합니다. </li><li> 인큐베이터와 렌즈 따뜻한 컨트롤을 설정하고 (설명 참조) 몇 군데되는 목적과 샘플에 대한 구체적인 이전에 확인 된 상태로 온도 설정을 조정합니다. </li><li> 5 % CO 2 / 최고 배양기를 준비하는 CO 2 보충 공기를 제공하기 위해 95 % 대기 탱크 제어 밸브를 엽니 다. 유량은 분당 가스의 60 내지 80 ML해야합니다. 빠른 속도는 가습 챔버에도 불구하고 광범위한 샘플 탈수가 발생합니다. </li></ol></li><li> 대물 렌즈에 렌즈 오일을 추가하고 바로 무대 위에 인큐베이터로 이미지화되는 문화를 놓습니다. </li><li> 10 분의 최소 문화의 온도 평형을 허용합니다. 한 시간 특히 3 장에서 설명 하룻밤 이미징 바람직하다. </li></ol>ve_title &quot;&gt; 제 2 항 - 선행 성 virion의 전송 이벤트 프로토콜의 실시간 영상 <ol><li> 6 ~ 8 시간 전에 이미징, 테일러 등에 설명 된 방법을 사용하여 관심있는 바이러스 1 X 10 6 플라크 형성 단위와 성숙, 해리 SCG 뉴런의 35mm coverslip에 바닥 접시를 (예를 들어 바이러스를 표 1 참조) 감염 알. 2012A 11. 30 ~ 60 분에 한 개 이상의 바이러스, 오프 세트 접종을 테스트하는 유사한 시간 후 감염에 순차적으로 샘플 이미징을 허용하는 경우. </li><li> 어떤 실험을 실행하기 전에 10 분 최소 무대 위에 인큐베이터에 접시를 삽입합니다. 온도가 평형을하는 동안 초점면이 이동하고 부정적인 모든 이미징 실험에 영향을 미칠 것입니다. </li><li> 전송 빛과 현미경의 접안 렌즈를 사용하여 명확하게 고립 된 축삭 확장명을 가진 신경 세포의 시체를 찾을 수 있습니다. 또한, 검출을 표현하는 세포를 찾아 적절한 형광 조명을 사용형광 단백질의 테이블 양. 그것은 빛 때문에 유도 된 세포 손상의과 형광 단백질의 표백,이 단계와 이후 단계에서 형광등 조명에 시료의 노출을 제한하는 것이 중요합니다. </li><li> 세포가 노출하는 여기 빛의 강도를 줄이기 위해 형광 조명을 약하게. 중성 농도 (ND) 형광 조명 빛의 경로에 필터를 감쇠 빛을 갖습니다. 이상 1 분, ND4의 최소값보다 지속 동영상이 형광 단백질의 사진 - 표백 및 축삭의 사진 손상 광범위을 방지하기 위해 사용되어야합니다. 높은 형광 구조는 일반적으로 장소에 ND8 필터를 시각화 할 수 있습니다. </li><li> 현미경 소프트웨어 (그림 2 및 보충 영화 1A)를 사용하여 EM-CCD 카메라에 빛의 경로를 전환합니다. </li><li> 각각의 형광 채널에 대한 최적의 이미징 시간과 조건을 결정합니다. <ol><li> &quot;재생&quot;버튼을 사용하여 라이브 이미지 창을 시작합니다. &lt;/ 리&gt; <li> 각 형광 단백질을위한 최적의 카메라 노출 설정을 확인합니다. 빠르게 움직이는 virion의 구조 운동의 수차로 채널당 300 밀리 초를 초과하지 마십시오 발생합니다. (제조 업체의 최대 이득 제안), 노출 시간을 최소화하고 희미한 신호의 검출을 향상시키기 위해 300의 설정으로 카메라의 EM 게인을 사용합니다. 정확한 노출 시간이 낮은 배경 강도 높은 특정 신호 이미지를 생성합니다. </li></ol></li><li> 노출을 설정하고 축삭의 잘 정의 된 영역을 찾은 후, 소프트웨어는 자동으로 이미지 수집을 수행하도록 구성해야합니다. 표백 샘플을 방지하기 위해 라이브 영상 창을 중지합니다. <ol><li> NIS 요소 소프트웨어에서 6D 선택 - 정의 / 다운 메뉴에서 &quot;응용 프로그램&quot;드롭에서 실험 응용 프로그램을 실행합니다. </li><li> ND 수집 창에서 이미지 수집의 빈도를 결정하는 시간 탭을 클릭합니다. &quot;아니 지연&quot;및 지속 시간 5 분까지의 간격을 설정합니다. 목전자 소프트웨어는 5 분 동안 가능한 최고 주파수에서 이미지 프레임을 습득합니다. </li><li> 여러 형광 이미지 획득에 사용되는 사전 설정 하드웨어 구성을 선택할 수있는 &quot;람다&quot;탭을 선택합니다. 첫 번째 상자를 클릭하고 다운 메뉴에서 다음 드롭 적절한 하드웨어 구성을 선택합니다. 이미지에 표시 할 모든 형광 단백질에 대해이 단계를 반복합니다. </li><li> &quot;XY 위치 위치&quot;, &quot;Z 시리즈&quot;와 &quot;큰 이미지&quot;에 대한 탭이 선택 취소되어 있는지 확인합니다. </li><li> 탭 위에 표시된 상자가 자동​​으로 수집하는 동안 하드 디스크에 이미지를 저장하기 위해 &quot;파일에 저장&quot;을 선택합니다. 실험 출력 파일의 위치와 파일 이름을 구성합니다. 연속적인 실험이 수행되면, 소프트웨어는 지정된 파일 이름 끝에 일련 번호를 추가합니다. </li><li> 일단 모든 탭이 선택되었습니다. &quot;실행 - 이제&quot;버튼을 클릭하여 실험을 시작합니다. </li><li> 노출 설정을 통해 이미지 수집 속도를 최적화하고 IMAG전자 크기입니다. 이미지 수 영역의 작은 영역을 사용하면 종종 프레임 수집 속도를 빠르게합니다. 25 % 전체 이미지 영역의 50 % 사이의 영역을 선택 NIS-요소 ROI 도구를 사용하여 관심 영역을 정의합니다. 또는 짧은 노출 시간은 프레임 수집 속도를 증가하지만 (설명 참조) 신호의 품질을 저하 할 것이다. </li></ol></li></ol> 제 3 항 - 선행 성 확산 이벤트 밤새 시간 경과 영상 <ol><li> 이미징 이전에 네 시간, 35mm μ-접시에 건설 구획화의 연결 문화를 감염. 테일러 등에 설명 된 방법을 사용하여 (예를 들어 바이러스를 표 1 참조) 그 바이러스의 1 X 10 6 플라크 형성 단위와 신경 세포 기관을 접종한다. 2012b 12. </li><li> 조심스럽게 무대 위로 인큐베이터에 배양 접시를 놓습니다. 목표의 위치를​​ 접시의 측면에 설정되어 있는지 확인합니다. 천천히 초점 ensur에에 목적을 가지고목표를 ING하면 샘플로 밀어하지 않습니다. 포커스 필드가 확인되면, 천천히 축삭 구획의 내부면을 demarking 내부 장벽 근처 접시의 중앙에 목표를 이동합니다. 운동을하는 동안, 초점 심도가 유지되도록하고 샘플로 밀어하지 마십시오. 목적에 의한 플라스틱 표면의 변형은 축삭과 플라스틱을 손상 될 수 있습니다. </li><li> 따뜻한 (~ 37 ° C) 인산 테프론 링 밖에서 배양 접시에 식염수 버퍼.​​ 약 2 ML을 추가합니다 이 샘플 탈수를 최소화하고 단열을 제공하기 위해 PBS의 반지와의 연결 문화를 둘러싸고 있습니다. </li><li> 온도가 자동 이미지 수집 (3.8)을 시작하기 전에 1 시간의 최소 평형 수 있습니다. 3.7 단계 3.5이 시간 동안 구성 할 수 있습니다. </li><li> 모든 중립적 인 밀도 필터를 참여하여 낮은 수준으로 조명의 강도를 제한 할 수 있습니다. 이 빈번한 이미지 수집을 비켜 수사진 손상 과도한없이 R 오랜 시간 동안. 조명을 줄이는 것은 더 이상 노출 (토론 참조) 요구, 낮은 신호가 발생합니다. </li><li> 역사적 노출 설정이나 셋업 2.5 절에 설명 된대로 대상 형광 단백질이 노출 설정을 구성하는 표현 감염된 상피 세포의 병렬 접시를 생성 실험하기 전에를 사용합니다. </li><li> 필요한 채널에 대한 노출을 설정 한 후, 그것은 자동으로 이미지 수집 용 소프트웨어를 구성 할 때입니다. 표백 샘플을 제한하는 라이브 영상 창을 중지합니다. <ol><li> 요소 소프트웨어 (그림 2 및 보충 영화 2)에서 6D 선택 - ND 취득 창을 가지고 아래 &quot;응용 프로그램&quot;드롭 메뉴에서 실험 응용 프로그램을 정의 / 실행합니다. </li><li> ND 취득 창에서 시간 탭을 클릭합니다. &quot;5 분&quot;으로 간격을 설정합니다. 20 시간의 지속 시간을 설정합니다. 루프 필드가 자동으로 PROGRA 반복의 수를 계산합니다남성 수행합니다. </li><li> &quot;람다&quot;탭을 선택합니다. 첫 번째 상자를 클릭하고 다운 메뉴에서 다음 드롭 위상차에 해당하는 람다 구성을 선택합니다. 이미지에 표시 할 각 형광 단백질에 대한 적절한 구성을 선택, 다음의 위치에 대해 반복합니다. </li><li> 보기의 큰 하나의 필드로 결합 할 여러 이미지의 매개 변수를 결정하는 &quot;큰 이미지&quot;탭을 선택합니다. 좋은 크기의 면적은 7 % 바느질 중복을 사용하여 5 × 2 이미지로 구성되어 있습니다. 이 이미지 수집의 빈도에 영향을주지 않고 이미지에 표시 할 위치 당 세포의 최대 수를 허용합니다. 또한, &quot;무대 이동 중 닫기 액티브 셔터&quot;확인란을 선택 취소합니다. 이 옵션은 이미지 사이의 셔터를 닫는하여 인수의 속도를 향상시킵니다. </li><li> , &quot;XY 위치 위치&quot;탭을 선택 순차적으로 밤새 영화의 과정에서 병렬로 이미지를 만들 여러 위치를 식별 할 수 있습니다. 센터 포를 정의 할 위치를 선택합니다각 큰 이미지 영역으로 int로. 예제 6-8 이미지 위치를 선택합니다. 좋은 이미지 영역은 명확하게 정의 된 축삭에 가까운 동격의 세포의 작은 클러스터를해야합니다. 세포는 최소화해야 서로 축삭 번들의 상단에 쌓여 할 수 없습니다. 초점 포인트는 세포의 핵이다. 명확하게 정의 된 핵 봉투 세포의 대부분을 볼 수 있도록 목표를 놓습니다. </li><li> &quot;Z 시리즈&quot;탭이 선택 해제되어 있는지 확인합니다. </li><li> 위의 2.6.5 절에 설명 된대로 자동 저장 기능을 구성합니다. </li><li> &quot;1 회 루프&quot;를 클릭하여 노출 및 위치 설정을 테스트합니다. 투과광 조명, 초점, 및 프레임에 대한 결과 이​​미지를 평가합니다. 초점이 이동 한 경우, XY 탭에서 각 위치에 대해 초점을 다시 설정합니다. 10 분을 기다린 후 초점이 안정 될 때까지이 단계를 반복합니다. </li><li> 모든 설정을 확인 및 테스트 한 후 &quot;지금 실행&quot;버튼을 클릭하여 자동화 실험을 시작합니다. </li></ol></lI&gt; </ol> 제 4 항 - 이미지 프로세싱 및 수출 데이터 내보내기 <ol><li> 운송 또는 스프레드 이벤트의 라이브 세포 이미징 동안 얻어진 데이터 세트는 프레 젠 테이션 및 출판물 (보충 영화 3)에서 나중에 사용하기 위해 일반적으로 사용되는 파일 형식으로 NIS 요소 소프트웨어에서 내 보낸되어야한다. NIS 요소에 영화 적절한 원시. ND2 파일을 열 내보내고 원하는 형광 채널을 시각화하기 위해 &quot;분할 구성 요소&quot;보기를 선택합니다. 재생이 적절한 속도로 파일, 초당 5 프레임은 빠른 전송의 시각화를위한 좋은 출발점입니다. </li><li> 동영상 재생 중에 실시간 클럭을 나타내는 타임 스탬프를 포함합니다. 이미지를 마우스 오른쪽 버튼으로 클릭하고, ND-정보를 추가합니다. 디지털 카운터는 왼쪽 상단에 표시됩니다. <ol><li> 정보를 표시하는 타임 스탬프를 편집합니다. 오른쪽 카운터에 클릭하고 편집 ND-정보를 선택합니다. 다음 팝업 창에서, 이마 기를 반영하기 위해 텍스트를 편집중요 NG 매개 변수입니다. 명확성을 위해 편집 글꼴, 색상 및 크기. </li></ol></li><li> &quot;편집&quot;메뉴로 가서 &quot;보기 스냅 샷 만들기&quot;또는 &quot;X&quot;키를 누르면 찾을 수 있습니다. 이 명령은 &quot;보기 스냅 샷&quot;창을 엽니 다. 선택은 8 비트, RGB, 전체 영화의 형광 채널을 포함하는 수출 준비 파일을 생성하기 위해 &quot;모든 프레임에 적용됩니다.&quot; </li><li> 크로스 플랫폼 호환성을 위해. AVI 파일로 저장합니다. 프레임 당 200 밀리 초에서 재생 속도를 설정합니다. NIS 요소에 의해 생성 된. AVI 파일은 다음 추가 원하는 파일 형식으로 다른 변환 소프트웨어를 사용하여 압축 할 수 있습니다. </li></ol>

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우리는 공개 아무것도 없어.

그들은 관찰의 행위에 의한 중요한 변경없이 발생할 라이브 셀 이미징의 목표는 생물 학적 과정을 관찰합니다. 환경 제어, 영상의 속도 및 형광 조명이 목표는 세 가지 변수를 최적화하여 달성된다. 이러한 상호 종속 변수는 가능한 이미징 조건을 달성하기 위해 균형을해야합니다. 제시된 프로토콜은 대표적인 결과를 생성하는 특정 조건을 사용합니다. 우리는 간략하게 제시하는 특정 방법을 자?...

alphaherpes와 같은 단순 포진 바이러스와 같은 바이러스 (HSV) -1, -2, 그리고 pseudorabies 바이러스에 의한 말초 신경계 (PNS)의 감염 (PRV) 바이러스 라이프 사이클 전반에 걸쳐 여러 가지 복잡하고 규제가 심한 단계를 포함한다. PNS의 뉴런 내에서의 운반은 기본 바이러스 감염 및 후속 호스트 간 스프레드 모두의 이벤트 기간 동안 중요합니다. 바이러스 생활주기의 두 가지 구성 요소를 조절 분자 메커니즘, 멀리 축삭 (선행 성 전송) 및 감염 세포 (선행 성 확산)에 비리의 연속 전송에서 세포 기관에서 바이러스 어셈블리를 직접 전송 이해 헤르페스 바이러스 병인에 중요하다. 신경에 바이러스 입자의 전송과 송신은 성숙한 감염 virion의 1,2의 집합에 따라 달라집니다. 면역 (IF)과 전자 현미경 (EM)를 포함하여 이전에 고정 된 분석은, 입자의 조립 상태와 제자를 연구하는 데 사용되었다EIN 상호 작용 virion의 수송 및 확산 3-6와 관련. 그러나 화학 고정에 의해 도입 운반 비리 실험 유물의 동적 특성은 고정 된 이미지 7,8의 해석을 혼동. 최근 바이러스 형광 융합 단백질의 수는 단백질 기능의 무시할만한 영향을 미칠 HSV와 PRV에 대해 설명하고있다. 캡시드, 외피 및 당 단백질 9-11 : 녹색 형광 단백질 (GFP), 레드 형광 단백질 (mCherry 또는 MRFP) 형광체는 종종 성숙한 virion의 세 가지 구조 구성 요소의 두 가지 영상을 허용 한 쌍이된다. 이중 라벨 바이러스를 사용하여 선행 성 교통 세포 이미징을 살고는 수송 도중 바이러스 입자의 조립 상태를 시각화. 바이러스 변종을 표현 유사 형광은 수와 확산 12,13 다음 바이러스 게놈의 다양성을 시각화하는 데 사용됩니다. 형광 단백질의 특성 (14,15에 리뷰) 크게 영향을바이러스 또는 휴대 어셈블리를 시각화 할 수있는 능력. 야생형 기능의 보존을위한 새로운 단백질 융합을 설계하고 테스트 할 때 자기 상호 작용과 안정성 등 형광 단백질의 고유 특성이 고려되어야한다. 형광 단백질의 융합, 두 체외 세포 배양 시스템에서 잘 특성화와 함께 헤르페스 바이러스 감염의 라이브 셀 이미징에 대한 사용된다 : 해리 16, 17 (그림 1A) 쥐 우수 자궁 경부 신경절 (SCG) 뉴런을하게 구분. 두 시스템에서 배아 SCG의는 하나의 세포 기관에 해리, 해부, 체외 배양 18에 대한 도금. SCG 신경은 자율 신경계의 일부이며 쉽게 성숙한 편광 상태 전직 생체에 배양 신경 성장 인자 (NGF)으로 구분 될 수있다. 해리 SCG 뉴런은 F 수 축색 돌기의 확장 된 네트워크를 형성또는 그들이 선행 성 교통 6를 받아야로 바이러스 입자의 시각화. 구획화 SCG 문화는 신경 세포체 (S 구획) 및 원위부 축삭 말단 (N 칸) 19의 유체 절연을 제공합니다. 원래 20 수정 Campenot 챔버 17를 사용하여 구획 된 뉴런의 건설 및 사용에 대한 자세한 프로토콜의 수는 이전에 다음 ID로 출판되었다. 유체 분리는 신경 세포 기관 및 격리 된 축삭 말단에 전송 한 후 자손 비리의 탐지를 선택적으로 감염 할 수 있습니다. 감염 전에 말단에 상피 세포를 도금하는 것은 바이러스 감염의 확산을 위해받는 세포를 제공합니다. 이 모든 라이브 셀 이미징 실험을위한 중요한 많은 필수 요소가 있지만, 우리의 프로토콜에 가장 관련이 있습니다 : 자동 이미지 수집, 형광등 조명, 영상의 속도 및 환경 제어. 모든 이미징 실험을 위해, 우리는 사용거꾸로, 자동화, epifluorescence에 조명 현미경 (그림 1B). 현미경은 니콘 이클립스 티베이스 중심으로 빠르게 재구성 자동화 이미지 수집하는 동안 현미경의 컴퓨터 제어 자동화 시스템의 숫자를 채택하고 있습니다. 형광 조명을 위해, 우리는 조명 경로를 따라 중립적 인 밀도 필터 감쇠 할 수 있습니다 광범위한 스펙트럼 수은 아크 램프를 사용합니다. 여기 필터는 형광 조명의 스펙트럼을 제한하고 멀티 패스 이색 거울과 형광 방출 필터 특정 형광 물질을 시각화와 결합 할 때. 여기 및 방출 필터는 서로 다른 형광 채널의 빠른 연속 획득을 가능하게하는 독립적 인 고속 스위칭 필터 휠에 장착되어 있습니다. 이미지 수집의 속도는 더욱 낮은 강도 신호와 짧은 이미지 번 읽어 검출에 유용 민감하고 빠른 EM-CCD 카메라로 향상됩니다. microsc의 환경 제어OPE는 인큐베이터 가열 스테이지 위쪽 및 가습 및 CO 2 농축 분위기 인큐베이터로 전달되는 동안 고온에서 샘플을 유지하기 위해 대물 렌즈 히터로 이루어집니다. 현미경 있으며 25 유지 온도와 어두운 방에 보관 ° C 모든 창에 암막 커튼을 최소화 외부 빛. 다음 프로토콜은 선행 성 전송 및 확산 분석이 시스템의 사용을 설명합니다. 대안의 숫자는 라이브 셀 이미징의 변수를 제어하기 위해 존재합니다. 현미경 설정의 제어는 수동으로 또는 독점 소프트웨어에 따라 자동화 된 시스템을 통해 수행 할 수 있습니다. 형광 조명은 할로겐, LED 또는 레이저 소스를 얻을 수 있습니다. 영상의 속도는 필터 전환의 속도와 짝을 탐지 시스템에 신호를 시각화하는 시간으로 변경됩니다. 환경 제어 마일에 특수 하드웨어를 얻을 수 있습니다croscope 단계 전부 또는 가열 가습 상자에서 현미경의 일부, 또는 현미경을 수행 할 실내의 온도를 상승으로의 인클로저. 이러한 대안 각각의 비용 및 성능과 관련된 장점과 단점이 있습니다. 다음 프로토콜, 우리는 당신에게 세부 사항을 재조합 바이러스 변종의 사용을 통해 빠른 선행 성 전송 및 alphaherpes 바이러스의 선행 성 확산을 연구하는 라이브 셀 이미징을 사용합니다. 실시간 라이브 셀 이미징 캡시드 (capsid), 외피 및 / 또는 축삭 11에서 전송받은 동적 구조에서 당 단백질의 공동 지방화를 시각화. 구획화의 연결을 문화의 하룻밤 인터벌 영상은 감염 세포 12의 축삭 virion의 탈출구 감염을 시각화. 여기에 제시된 프로토콜은 우리의 특정 이미징 시스템에 사용하도록 최적화되어 있지만, 라이브 셀 이미징의 네 가지 요소에 상대적으로 넓은 의미로 표시됩니다. 토론 우리더 세부 사항이 성공적으로 실험에 필요한 최적화의 일부 것이다.

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Name</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalogue number</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>35 mm glass bottom culture dish</td>
 <td>MatTek Corporation; Ashland, MA </td>
 <td>P35G-1.5-20-C</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>35 mm &mu;-Dish </td>
 <td>Ibidi USA LLC, Verona, WI </td>
 <td>81156</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Microscope body </td>
 <td>Nikon Instruments Inc. </td>
 <td>Nikon Eclipse Ti</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Motorized microscope X-Y stage</td>
 <td>Prior Scientific; Rockland, MA </td>
 <td>H117 ProScan Flat Top</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Motorized filter wheels</td>
 <td>Prior Scientific</td>
 <td>HF110 10 position filter wheel</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Fluorescent illumination source </td>
 <td>Lumen Dynamics; Mississauga, Ontario Canada </td>
 <td>X-Cite 120Q </td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Multi-band Fluorescence filter sets</td>
 <td>Chroma Technology Corp.; Bellows Falls, VT</td>
 <td>89000 Sedat Quad - ET 89006 ECFP/EYFP/mCherry - ET</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>EM-CCD camera</td>
 <td>Andor Technology USA; South Windsor, CT</td>
 <td>iXon3 897 </td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Chamlide stage top environmental incubator</td>
 <td>Live Cell Instruments; Seoul, South Korea</td>
 <td>TC-L-10</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Objective lens heater</td>
 <td>Bioptecs; Butler, PA</td>
 <td>150803 Controller 150819-12-08 Heater</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Analysis software</td>
 <td>Nikon Instruments Inc.; Melville, NY</td>
 <td>NIS Elements </td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

live cell imaging of alphaherpes virus anterograde transport and spread

살아있는 세포 형광 현미경 기술뿐만 아니라 형광 융합 단백질을 표현하는 재조합 바이러스 변종의 건설의 발전은 수송과 뉴런의 alphaherpes 바이러스 감염의 확산을 실시간으로 시각화를 가능하게했다. 라이브 셀 이미징과 함께 바이러스 성 막, 외피 및 캡시드에 새로운 형광 융합 단백질의 유틸리티, 축삭 내에서 전송을 겪고 바이러스 입자 어셈블리를 확인했다. 비슷한 도구가 성공적으로 세포 사이에 전송 비리의 수와 다양성을 정량화하는 바이러스 입자의 확산 세포 - 세포의 분석에 사용되어왔다. 중요한 것은, 선행 성 수송과 확산의 라이브 셀 이미징 기술은 입자의 전송 속도, 입자 분포, 단백질 지방화의 시간적 분석 등 다양한 정보를 생성합니다. 클래식 바이러스 성 유전자 기술과 함께, 이러한 방법론 중요한 통찰력을 제공하고 있습니다중요한 기계적인 문제에. 이 문서에서 우리는 자세히 alphaherpes 바이러스 수송과 확산의 기본적인 질문에 대답하기 위해 개발 된 이미징 방법을 설명합니다.

선행 성 전송 PRV 348와 해리 SCG 문화의 감염이 프로토콜의 응용 프로그램은 GFP-US9와 GM-mCherry 막 융합 단백질을 발현하는 재조합 PRV의 변형, 비리의 선행 성 전송 (그림 3 및 보충 영화 4)의 시각화를 촉진했다. 눈물 점을 운반에 자신의 검출 바이러스 입자 결과, 앞서 언급 한 이미징 조건으로 이러한 융합 단백질의 결합은 필터 전환 중에 움직이는 입자의...

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Live Cell Imaging of Alphaherpes Virus Anterograde Transport and Spread

alphaherpes 바이러스 감염의 라이브 셀 이미징 직접 수송 및 간 스프레드의 동적 이벤트 분석을 할 수 있습니다. 여기, 우리는 차 신경의 감염시 바이러스 어셈블리의 시각화를 촉진하기 위해 형광 융합 단백질을 발현하는 재조합 바이러스의 변종을 활용 방법론을 제시한다.

Alphaherpes 바이러스 선행 성 전송 및 확산의 라이브 셀 이미징

Advances in live cell fluorescence microscopy  techniques, as well as the construction of recombinant viral strains that  express fluorescent fusion ...

live-cell-imaging-alphaherpes-virus-anterograde-transport

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

11.0K 조회수.  Montana State University. alphaherpes 바이러스 감염의 라이브 셀 이미징 직접 수송 및 간 스프레드의 동적 이벤트 분석을 할 수 있습니다. 여기, 우리는 차 신경의 감염시 바이러스 어셈블리의 시각화를 촉진하기 위해 형광 융합 단백질을 발현하는 재조합 바이러스의 변종을 활용 방법론을 제시한다.

비디오: Live Cell Imaging of Alphaherpes Virus Anterograde Transport and Spread

Use of an Optical Trap for Study of Host-Pathogen Interactions for Dynamic Live Cell Imaging

Dynamic live cell imaging allows direct visualization of real-time interactions between cells of the immune system1, 2; however, the lack of spatial and temporal control between the phagocytic cell and microbe has rendered focused observations into the initial interactions of host response to pathogens difficult. Historically, intercellular contact events such as phagocytosis3 have been imaged by mixing two cell types, and then continuously scanning the field-of-view to find serendipitous intercellular contacts at the appropriate stage of interaction. The stochastic nature of these events renders this process tedious, and it is difficult to observe early or fleeting events in cell-cell contact by this approach. This method requires finding cell pairs that are on the verge of contact, and observing them until they consummate their contact, or do not. To address these limitations, we use optical trapping as a non-invasive, non-destructive, but fast and effective method to position cells in culture.
Optical traps, or optical tweezers, are increasingly utilized in biological research to capture and physically manipulate cells and other micron-sized particles in three dimensions4. Radiation pressure was first observed and applied to optical tweezer systems in 19705, 6, and was first used to control biological specimens in 19877. Since then, optical tweezers have matured into a technology to probe a variety of biological phenomena8-13.
We describe a method14 that advances live cell imaging by integrating an optical trap with spinning disk confocal microscopy with temperature and humidity control to provide exquisite spatial and temporal control of pathogenic organisms in a physiological environment to facilitate interactions with host cells, as determined by the operator. Live, pathogenic organisms like Candida albicans and Aspergillus fumigatus, which can cause potentially lethal, invasive infections in immunocompromised individuals15, 16 (e.g. AIDS, chemotherapy, and organ transplantation patients), were optically trapped using non-destructive laser intensities and moved adjacent to macrophages, which can phagocytose the pathogen. High resolution, transmitted light and fluorescence-based movies established the ability to observe early events of phagocytosis in living cells. To demonstrate the broad applicability in immunology, primary T-cells were also trapped and manipulated to form synapses with anti-CD3 coated microspheres in vivo, and time-lapse imaging of synapse formation was also obtained. By providing a method to exert fine spatial control of live pathogens with respect to immune cells, cellular interactions can be captured by fluorescence microscopy with minimal perturbation to cells and can yield powerful insight into early responses of innate and adaptive immunity.

A method is described to individually select, manipulate, and image live pathogens using an optical trap coupled to a spinning disk microscope. The optical trap provides spatial and temporal control of organisms and places them adjacent to host cells. Fluorescence microscopy captures dynamic intercellular interactions with minimal perturbation to cells.

동적 라이브 셀 이미징에 대한 호스트 병원체 상호 작용 연구를위한 광학 트랩의 사용

Dynamic live cell imaging allows direct visualization of real-time interactions between cells of the immune system1, 2; however, the lack of spatial and ...

연구

면역학 및 감염병학

Live Cell Imaging of Bacillus subtilis and Streptococcus pneumoniae using Automated Time-lapse Microscopy

During the last few years scientists became increasingly aware that average data obtained from microbial population based experiments are not representative of the behavior, status or phenotype of single cells. Due to this new insight the number of single cell studies rises continuously (for recent reviews see 1,2,3). However, many of the single cell techniques applied do not allow monitoring the development and behavior of one specific single cell in time (e.g. flow cytometry or standard microscopy).
Here, we provide a detailed description of a microscopy method used in several recent studies 4, 5, 6, 7, which allows following and recording (fluorescence of) individual bacterial cells of Bacillus subtilis and Streptococcus pneumoniae through growth and division for many generations. The resulting movies can be used to construct phylogenetic lineage trees by tracing back the history of a single cell within a population that originated from one common ancestor. This time-lapse fluorescence microscopy method cannot only be used to investigate growth, division and differentiation of individual cells, but also to analyze the effect of cell history and ancestry on specific cellular behavior. Furthermore, time-lapse microscopy is ideally suited to examine gene expression dynamics and protein localization during the bacterial cell cycle. The method explains how to prepare the bacterial cells and construct the microscope slide to enable the outgrowth of single cells into a microcolony. In short, single cells are spotted on a semi-solid surface consisting of growth medium supplemented with agarose on which they grow and divide under a fluorescence microscope within a temperature controlled environmental chamber. Images are captured at specific intervals and are later analyzed using the open source software ImageJ.

Live Cell Imaging of Bacillus subtilis and Streptococcus pneumoniae using Automated Time-lapse Microscopy

This protocol provides a step-by-step procedure to monitor single cell behavior of different bacteria in time using automated fluorescence time-lapse microscopy. Furthermore, we provide guidelines how to analyze the microscopy images.

라이브 셀 이미징 바실러스 subtilis과 연쇄상 구균 pneumoniae 자동 시간 저속 현미경을 사용하여

During the last few years scientists became increasingly aware that average data obtained from microbial population based experiments are not ...

Real-time Live Imaging of T-cell Signaling Complex Formation

Protection against infectious diseases is mediated by the immune system 1,2. T lymphocytes are the master coordinators of the immune system, regulating the activation and responses of multiple immune cells 3,4. T-cell activation is dependent on the recognition of specific antigens displayed by antigen presenting cells (APCs). The T-cell antigen receptor (TCR) is specific to each T-cell clone and determines antigen specificity 5. The binding of the TCR to the antigen induces the phosphorylation of components of the TCR complex. In order to promote T-cell activation, this signal must be transduced from the membrane to the cytoplasm and the nucleus, initiating various crucial responses such as recruitment of signaling proteins to the TCR;APC site (the immune synapse), their molecular activation, cytoskeletal rearrangement, elevation of intracellular calcium concentration, and changes in gene expression 6,7. The correct initiation and termination of activating signals is crucial for appropriate T-cell responses. The activity of signaling proteins is dependent on the formation and termination of protein-protein interactions, post translational modifications such as protein phosphorylation, formation of protein complexes, protein ubiquitylation and the recruitment of proteins to various cellular sites 8. Understanding the inner workings of the T-cell activation process is crucial for both immunological research and clinical applications.
Various assays have been developed in order to investigate protein-protein interactions; however, biochemical assays, such as the widely used co-immunoprecipitation method, do not allow protein location to be discerned, thus precluding the observation of valuable insights into the dynamics of cellular mechanisms. Additionally, these bulk assays usually combine proteins from many different cells that might be at different stages of the investigated cellular process. This can have a detrimental effect on temporal resolution. The use of real-time imaging of live cells allows both the spatial tracking of proteins and the ability to temporally distinguish between signaling events, thus shedding light on the dynamics of the process 9,10. We present a method of real-time imaging of signaling-complex formation during T-cell activation. Primary T-cells or T-cell lines, such as Jurkat, are transfected with plasmids encoding for proteins of interest fused to monomeric fluorescent proteins, preventing non-physiological oligomerization 11. Live T cells are dropped over a coverslip pre-coated with T-cell activating antibody 8,9, which binds to the CD3/TCR complex, inducing T-cell activation while overcoming the need for specific activating antigens. Activated cells are constantly imaged with the use of confocal microscopy. Imaging data are analyzed to yield quantitative results, such as the colocalization coefficient of the signaling proteins.

We describe a live-cell imaging method that provides insight into protein dynamics during the T-cell activation process. We demonstrate the combined usage of the T-cell spreading assay, confocal microscopy and imaging analysis to yield quantitative results to follow signaling complex formation throughout T-cell activation.

T 세포의 실시간 라이브 영상은 복잡한 형성을 신호

Protection against infectious diseases is mediated by the immune system 1,2. T lymphocytes are the master coordinators of the immune system, regulating ...

Neutrophil Isolation and Analysis to Determine their Role in Lymphoma Cell Sensitivity to Therapeutic Agents

Neutrophils are the most abundant (40% to 75%) type of white blood cells and among the first inflammatory cells to migrate towards the site of inflammation. They are key players in the innate immune system and play major roles in cancer biology. Neutrophils have been proposed as key mediators of malignant transformation, tumor progression, angiogenesis and in the modulation of the antitumor immunity; through their release of soluble factors or their interaction with tumor cells. To characterize the specific functions of neutrophils, a fast and reliable method is coveted for in vitro isolation of neutrophils from human blood. Here, a density gradient separation method is demonstrated to isolate neutrophils as well as mononuclear cells from the blood. The procedure consists of layering the density gradient solution such as Ficoll carefully above the diluted blood obtained from patients diagnosed with chronic lymphocytic leukemia (CLL), followed by centrifugation, isolation of mononuclear layer, separation of neutrophils from RBCsby dextran then lysis of residual erythrocytes. This method has been shown to isolate neutrophils &#8805; 90 % pure. To mimic the tumor microenvironment, 3-dimensional (3D) experiments were performed using basement membrane matrix such as Matrigel. Given the short half-life of neutrophils in vitro, 3D experiments with fresh human neutrophils cannot be performed. For this reason promyelocytic HL60 cells are differentiated along the granulocytic pathway using the differentiation inducers dimethyl sulfoxide (DMSO) and retinoic acid (RA). The aim of our experiments is to study the role of neutrophils on the sensitivity of lymphoma cells to anti-lymphoma agents. However these methods can be generalized to study the interactions of neutrophils or neutrophil-like cells with a large range of cell types in different situations.

Neutrophils are the most abundant type of white blood cells. The isolation of neutrophils from human blood by density gradient separation method and the differentiation of human promyelocytic (HL60) cells along the granulocytic pathway are described here; to test their role on sensitivity of lymphoma cells to anti-lymphoma agents.

호중구의 분리 및 분석 치료제에 림프종 세포 감도에서 자신의 역할을 확인하는 방법

Neutrophils are the most abundant (40% to 75%) type of white blood cells and among the first inflammatory cells to migrate towards the site of ...

Evaluation of the Efficacy And Toxicity of RNAs Targeting HIV-1 Production for Use in Gene or Drug Therapy

Small RNA therapies targeting post-integration steps in the HIV-1 replication cycle are among the top candidates for gene therapy and have the potential to be used as drug therapies for HIV-1 infection. Post-integration inhibitors include ribozymes, short hairpin (sh) RNAs, small interfering (si) RNAs, U1 interference (U1i) RNAs and RNA aptamers. Many of these have been identified using transient co-transfection assays with an HIV-1 expression plasmid and some have advanced to clinical trials. In addition to measures of efficacy, small RNAs have been evaluated for their potential to affect the expression of human RNAs, alter cell growth and/or differentiation, and elicit innate immune responses. In the protocols described here, a set of transient transfection assays designed to evaluate the efficacy and toxicity of RNA molecules targeting post-integration steps in the HIV-1 replication cycle are described. We have used these assays to identify new ribozymes and optimize the format of shRNAs and siRNAs targeting HIV-1 RNA. The methods provide a quick set of assays that are useful for screening new anti-HIV-1 RNAs and could be adapted to screen other post-integration inhibitors of HIV-1 replication.

Methods to evaluate the efficacy and toxicity of RNA molecules targeting post-integration steps of the HIV-1 replication cycle are described. These methods are useful for screening new molecules and optimizing the format of existing ones.

유전자 또는 약물 치료에 사용하기 위해 HIV-1 생산을 표적 RNA를의 효능 및 독성 평가

Small RNA therapies targeting post-integration steps in the HIV-1 replication cycle are among the top candidates for gene therapy and have the potential ...

Imaging Cell Interaction in Tracheal Mucosa During Influenza Virus Infection Using Two-photon Intravital Microscopy

The analysis of cell-cell or cell-pathogen interaction in vivo is an important tool to understand the dynamics of the immune response to infection. Two-photon intravital microscopy (2P-IVM) allows the observation of cell interactions in deep tissue in living animals, while minimizing the photobleaching generated during image acquisition. To date, different models for 2P-IVM of lymphoid and non-lymphoid organs have been described. However, imaging of respiratory organs remains a challenge due to the movement associated with the breathing cycle of the animal.
Here, we describe a protocol to visualize in vivo immune cell interactions in the trachea of mice infected with influenza virus using 2P-IVM. To this purpose, we developed a custom imaging platform, which included the surgical exposure and intubation of the trachea, followed by the acquisition of dynamic images of neutrophils and dendritic cells (DC) in the mucosal epithelium. Additionally, we detailed the steps needed to perform influenza intranasal infection and flow cytometric analysis of immune cells in the trachea. Finally, we analyzed neutrophil and DC motility as well as their interactions during the course of a movie. This protocol allows for the generation of stable and bright 4D images necessary for the assessment of cell-cell interactions in the trachea.

In this study, we present a protocol to perform two-photon intravital imaging and cell interaction analysis in the murine tracheal mucosa after infection with influenza virus. This protocol will be relevant for researchers studying immune cell dynamics during respiratory infections.

영상 셀 상호 작용 Tracheal 점 막에서 2 광자 Intravital 현미경 검사 법을 사용 하 여 인플루엔자 바이러스 감염 중

The analysis of cell-cell or cell-pathogen interaction in vivo is an important tool to understand the dynamics of the immune response to infection. ...

In Vitro ELISA Test to Evaluate Rabies Vaccine Potency

The growing global concern for the animal welfare is encouraging manufacturers and the National Control Laboratories (OMCLs) to follow the 3Rs strategy for the Replacement, Reduction, and Refinement of the laboratory animal testing. The development of in vitro approaches is recommended at the WHO and European levels as alternatives to the NIH test for evaluating the rabies vaccine potency. At the surface of the rabies virus (RABV) particle, trimers of glycoprotein constitute the major immunogen to induce Viral Neutralizing Antibodies (VNAbs). An ELISA test, where Neutralizing Monoclonal Antibodies (mAb-D1) recognize the trimeric form of the glycoprotein, has been developed to determine the contents of the native folded trimeric glycoprotein along with the production of the vaccine batches. This in vitro potency test demonstrated a good concordance with the NIH test and has been found suitable in collaborative trials by RABV vaccine manufacturers and OMCLs. Avoidance of animal use is an achievable objective in the near future.
The method presented is based on an indirect ELISA sandwich immunocapture using the mAb-D1 which recognizes the antigenic sites III (aa 330 to 338) of the trimeric RABV glycoprotein, i.e., the immunogenic RABV antigen. mAb-D1 is used for both coating and detection of glycoprotein trimers present in the vaccine batch. Since the epitope is recognized because of its conformational properties, the potentially denatured glycoprotein (less immunogenic) cannot be captured and detected by the mAb-D1. The vaccine to be tested is incubated in a plate sensitized with the mAb-D1. Bound trimeric RABV glycoproteins are identified by adding the mAb-D1 again, labeled with peroxidase and then revealed in the presence of substrate and chromogen. Comparison of the absorbance measured for the tested vaccine and the reference vaccine allows for the determination of the immunogenic glycoprotein content.

Here we describe an indirect ELISA sandwich immunocapture to determine the immunogenic glycoprotein contents in rabies vaccines. This test uses a neutralizing Monoclonal Antibody (mAb-D1) recognizing glycoprotein trimers. It is an alternative to the in vivo NIH test to follow the consistency of vaccine potency during production.

광견병 백신 효능을 평가하기 위한 시험관 내 ELISA 테스트

The growing global concern for the animal welfare is encouraging manufacturers and the National Control Laboratories (OMCLs) to follow the 3Rs strategy ...

A Luciferase-fluorescent Reporter Influenza Virus for Live Imaging and Quantification of Viral Infection

Influenza A viruses (IAVs) cause human respiratory disease that is associated with significant health and economic consequences. As with other viruses, studying IAV requires the use of laborious secondary approaches to detect the presence of the virus in infected cells and/or in animal models of infection. This limitation has been recently circumvented with the generation of recombinant IAVs expressing easily traceable fluorescent or bioluminescent (luciferase) reporter proteins. However, researchers have been forced to select fluorescent or luciferase reporter genes due to the restricted capacity of the IAV genome for including foreign sequences. To overcome this limitation, we have generated a recombinant replication-competent bi-reporter IAV (BIRFLU) stably expressing both a fluorescent and a luciferase reporter gene to easily track IAV infections in vitro and in vivo. To this end, the viral non-structural (NS) and hemagglutinin (HA) viral segments of influenza A/Puerto Rico/8/34 H1N1 (PR8) were modified to encode the fluorescent Venus and the bioluminescent Nanoluc luciferase proteins, respectively. Here, we describe the use of BIRFLU in a mouse model of IAV infection and the detection of both reporter genes using an in vivo imaging system. Notably, we have observed a good correlation between the expressions of both reporters and viral replication. The combination of cutting-edge techniques in molecular biology, animal research and imaging technologies, provides researchers the unique opportunity to use this tool for influenza research, including the study of virus-host interactions and dynamics of viral infections. Importantly, the feasibility to genetically alter the viral genome to express two foreign genes from different viral segments opens up opportunities to use this approach for: (i) the development of novel IAV vaccines, (ii) the generation of recombinant IAVs that can be used as vaccine vectors for the treatment of other human pathogen infections.

Influenza A viruses (IAVs) are contagious respiratory pathogens that cause annual epidemics and occasional pandemics. Here, we describe a protocol to track viral infections in vivo using a novel recombinant luciferase and fluorescence-expressing bi-reporter IAV (BIRFLU). This approach provides researchers with an excellent tool to study IAV in vivo.

루시퍼라제-형광 리포터 인플루엔자 바이러스 감염 의 실시간 이미징 및 정량화

Influenza A viruses (IAVs) cause human respiratory disease that is associated with significant health and economic consequences. As with other viruses, ...

Intravital Widefield Fluorescence Microscopy of Pulmonary Microcirculation in Experimental Acute Lung Injury Using a Vacuum-Stabilized Imaging System

Intravital imaging of leukocyte-endothelial interactions offers valuable insights into immune-mediated disease in live animals. The study of acute lung injury (ALI)/acute respiratory distress syndrome (ARDS) and other respiratory pathologies in vivo is difficult due to the limited accessibility and inherent motion artifacts of the lungs. Nonetheless, various approaches have been developed to overcome these challenges. This protocol describes a method for intravital fluorescence microscopy to study real-time leukocyte-endothelial interactions in the pulmonary microcirculation in an experimental model of ALI. An in vivo lung imaging system and 3-D printed intravital microscopy platform are used to secure the anesthetized mouse and stabilize the lung while minimizing confounding lung injury. Following preparation, widefield fluorescence microscopy is used to study leukocyte adhesion, leukocyte rolling, and capillary function. While the protocol presented here focuses on imaging in an acute model of inflammatory lung disease, it may also be adapted to study other pathological and physiological processes in the lung.

Intravital fluorescence microscopy can be utilized to study leukocyte-endothelial interactions and capillary perfusion in real-time. This protocol describes methods to image and quantify these parameters in the pulmonary microcirculation using a vacuum-stabilized lung imaging system.

진공 안정화 이미징 시스템을 이용한 실험적 급성 폐 손상에서의 폐 미세순환의 생체내 광역 형광 현미경 검사

Intravital imaging of leukocyte-endothelial interactions offers valuable insights into immune-mediated disease in live animals. The study of acute lung ...

마우스 턱밑샘 재생의 실시간 실시간 이미징

Interrogating Cell-Cell Interactions in the Salivary Gland via Ex Vivo Live Cell Imaging

Salivary gland regeneration is a complex process involving intricate interactions among various cell types. Recent studies have shed light on the pivotal role played by macrophages in driving the regenerative response. However, our understanding of this critical role has primarily relied on static views obtained from fixed tissue biopsies. To overcome this limitation and gain insights into these interactions in real time, this study outlines a comprehensive protocol for culturing salivary gland tissue ex vivo and capturing live images of cell migration.
The protocol involves several key steps: First, mouse submandibular salivary gland tissue is carefully sliced using a vibratome and then cultured at an air-liquid interface. These slices can be intentionally injured, for instance, through exposure to radiation, to induce cellular damage and trigger the regenerative response. To track specific cells of interest, they can be endogenously labeled, such as by utilizing salivary gland tissue collected from genetically modified mice where a particular protein is marked with green fluorescent protein (GFP). Alternatively, fluorescently-conjugated antibodies can be employed to stain cells expressing specific cell surface markers of interest. Once prepared, the salivary gland slices are subjected to live imaging using a high-content confocal imaging system over a duration of 12 h, with images captured at 15 min intervals. The resulting images are then compiled to create a movie, which can subsequently be analyzed to extract valuable cell behavior parameters. This innovative method provides researchers with a powerful tool to investigate and better understand macrophage interactions within the salivary gland following injury, thereby advancing our knowledge of the regenerative processes at play in this dynamic biological context.

저자 스포트라이트: Studying Macrophage-Epithelial Cell Interactions in Salivary Gland Regeneration After Injury(부상 후 타액선 재생에서 대식세포-상피세포 상호작용 연구) 

Immunofluorescent imaging is constrained by the ability to observe complex, time-dependent biological processes in just a single snapshot in time. This study outlines a live-imaging approach conducted on precision-cut mouse submandibular gland slices. This approach allows for the real-time observation of cell-cell interactions during homeostasis and the processes of regeneration and repair.

Ex vivo Live Cell Imaging을 통한 타액선의 세포 간 상호 작용 조사

Salivary gland regeneration is a complex process involving intricate interactions among various cell types. Recent studies have shed light on the pivotal ...