저자는 박사 부부에게 감사의 말씀을 전합니다. 화평 쳉, 그들의 도움의 의견과이 방법을 개발하는 기술 지원 Huiliang 장과 스티븐 Kolwicz. 이 연구는 NIH 보조금 및 미국 심장 협회 (American Heart Association)에서 WW의 과학자 개발 그랜트에 의해 지원되었다.

1. 실험 준비 <ol><li> 140 밀리미터의 NaCl, 5 밀리미터의 KCl, 2.5 mM의 염화칼슘, 2 mM의 MgCl2를 10 mM의 HEPES 생체 골격 근육 이미징 (산도 7.2)이 포함 된 등장 균형 염 용액 (50 ㎖)을 준비합니다. </li><li> 118 밀리미터의 NaCl, 5.3 밀리미터의 KCl, 1.2 mM의 망초, 0.5 mM의 EDTA, 25 mM의 탄산 수소 나트륨을 : 포함 크렙스 - Henseleit 버퍼 (KHB)의 1 L를 준비합니다. </li><li> 버블 함유 가스 95 % O 2 / 5 더 이전에 2 ㎜ 염화칼슘을 추가로 10 ~ 15 분 %의 CO 2 KHB. 신진 대사 기판 (예를 들어, 10 mM의 포도당과 0.5 mM의 피루 베이트)를 추가합니다. </li><li> 70 % 에탄올에 클램프, 가위 및 집게를 살균하고 소독 DDH 2 O.에서 세척하여 수술 도구를 준비합니다 </li><li> 심장 관류 시스템을 켜고 물을 욕조 및 순환 장치의 온도를 조정, 6 ㎖ / 분으로 연동 펌프의 속도를 설정합니다. </li><li> 95 % O 2와 버블 KHB/ 5 % CO 2 가스, 폐수의 유량 (광섬유 온도 프로브에 의하여 37 ° C)의 온도를 모니터링한다. 이 시스템은 가스 온도 평형에 대해 20 분을 필요로한다. </li></ol> 2. 생체 내에서 골격 근육의 공 촛점 이미징 <ol><li> 펜토 바르 비탈 (80​​ ㎎ / kg, IP)으로 마우스를 마취. 동물은 10 ~ 15 분 이내에 수술 마취 (발가락 핀치에 대한 응답)에 도달과 골격 근육의 생체 내 이미징을위한 충분한 ~ 1.5 시간,이 상태로 유지됩니다. </li><li> 뒷다리 중 하나에 머리카락을 제거하고 70 % 에탄올로 피부를 소독. </li><li> 비복근 근육을 노출 사지의 외측을 따라 피부에 절개를합니다. </li><li> 날카로운 집게로 조심스럽게 epimysium를 들고 가위로를 통해 절개를합니다. 또한 epimysium를 제거하고 그 아래에 근육 섬유를 노출 해부. </li><li> 골격에 TMRM의 생체 로딩근육은 30 분 동안 근육을​​ 몰두하고 표시가없는 솔루션에 의해 세척 등장 균형 염 용액에 TMRM (500 nm의) 등이 있습니다. </li><li> 공 초점 현미경 (자이스 혈구 LSM 510) 무대에서 옆에 마우스를두고 노출 된 골격 근육은 챔버의 바닥을 형성하는 커버 슬립에 직면 위치에 뒤쪽 다리를 억제합니다. 커버 슬립은 근육 조직과 반전 목적 (40X 오일) 사이에있다. </li><li> 조직과 커버 슬립 간의 긴밀한 접촉을 부드럽게 아래로 다리를 누릅니다. 등장 균형 염 용액에 노출 된 근육을 담근다. </li><li> 프레임 당 1 초의 샘플링 속도에서 기록이 차원 (2D, XY) 공 촛점 이미지. 각 픽셀의 강도는 8 비트 깊이로 디지털화된다. 일반적으로, 연속 검사는 100 프레임이 포함되어 있습니다. </li><li> &gt; 505 nm에서 처음으로 405 nm에서 흥분과 수집하여 순차 이미지를 수집 한 후 488 nm에서 이중 파장 excitatio에&gt; 505 nm에서 수집하는 동안MT-cpYFP의 N 영상. MT-cpYFP과 TMRM의 트리플 파장 여기 영상에 대해 각각 405, 488 및 543 nm에서 순차적 여기를 사용하여, 505-545에서 505-545을 배출를 수집하고,&gt; 560 nm의. </li></ol> 3. 관류 마우스 심장의 공 촛점 이미징 <ol><li> 즉시 골격근의 생체 촬상 후에, 헤파린 (IP)의 200 단위로 마우스를 주입. 십 분, 개흉술로 마우스를 안락사 빠르게에 연결된 폐, 흉선과 마음을 제거합니다. </li><li> 빨리 얼음처럼 차가운 버퍼에 폐를 제거합니다. 흉선의 엽 (叶)을 식별하고 부드럽게 상행 대동맥을 노출 다시 껍질. </li><li> 흉선을 제거하고주의 깊게 주변 조직을 제거하여 대동맥을 격리 할 것. </li><li> 대동맥의 첫 번째 분기 전에 상행 대동맥의 상단에 상처를 확인합니다. </li><li> 루멘을 노출하는 두 개의 마이크로 봉합 핀셋으로 조심스럽게 대동맥의 벽을 잡고 조심 캘리포니아에 대동맥을 배치nnula (PE50 튜브). 봉합이 빠르게 대동맥 주위에 연결되어있는 동안 대동맥은 마이크로 혈관 클램프와 장소에서 개최됩니다. </li><li> 정맥의 끝이 대동맥 루트를 확인하기 위해 집게와 캐 뉼러를주의 깊게 검사, 클램프를 제거합니다. 추가 관계는 장소에 마음을 잡고 필요에 따라 추가됩니다. </li><li> 연동 펌프의 전원을 켜고 / 분 1 ㎖에 마음을 perfuse. 심장 관류에 치고 다시 시작됩니다. </li><li> 관류 시스템의 위치를​​ 조정하고 현미경 무대에 마음을 넣어. 무대는 마음을 보유 챔버의 가열 수있는 어댑터가 있습니다. </li><li> 부분적으로 마음을 잠수함 챔버에 KHB 관류 용액 1 ㎖를 추가합니다. 37 ° C에서 챔버의 온도를 모니터링 연동 펌프를 사용하여 챔버로부터 유출 물을 제거한다. </li><li> 서서히 심장에 충분한 흐름을 (약 2 ml / 분)를 제공하는 연동 펌프의 속도를 높입니다. </li><li> 안정화의 10 분 후, 혜를 perfuse10 μM의 blebbistatin 및 100 ~ 500 nm의 TMRM과 RT. 심장 박동이 10 분 후에 속도가 느려집니다. </li><li> 챔버의 바닥에 커버 슬립과 마음의 밀착을 보장하기 위해 추가로 심장 박동을 억제하기 위해 심장에 부드러운 압력을 적용합니다. </li><li> 위의 단계 2.8에 설명 된대로 그대로 심근의 공 촛점 이미징에 대해 동일한 절차를 수행합니다. 가능한 한주의 깊게 깨끗한 이미지를 나타 내기 위해 초점 평면을 조정합니다. </li></ol> 4. 이미지 처리 및 데이터 분석 <ol><li> 하나의 미토콘드리아가 깜박이고 막 잠재적 인 변화를 분석 할 수있는 공 초점 소프트웨어의 &quot;생리 학적 분석&quot;모듈에서 제공하는 도구를 사용합니다. 이 모듈은 종종 공 초점 시스템의 화상 획득 소프트웨어에 포함 된 이미지의 특정 영역의 판정뿐만 아니라, 시간 라벨 형광 강도의 출력을 허용한다. </li><li> 데이터베이스 및 분석 할 후 시리얼 2D 이미지 파일을 엽니 다. </li><li> &quot;지역을 클릭이자 (ROI)은 평균의 ROI &quot;로 전환&quot;을 의미의 의미의 ROI &quot;모드&quot;로 전환 &quot;관심 영역 (ROI) 의미&quot;모드.을 클릭합니다. &quot; </li><li> 깜박 선택 cpYFP 488 ㎚의 채널을 제외한 다른 채널의 표시를 해제합니다. </li><li> 이미지의 수동 줌 직렬 2D 이미지를 재생하는 슬라이드 막대를 이동합니다. </li><li> 여기서 형광 신호의 증가는 일시적으로 사이트를 찾아서 단일 미토콘드리아 슈퍼 옥사이드가 점멸을 확인합니다. 섬광을 표시하기 위해 적절한 투자 수익 (ROI) 도구를 사용합니다. 각각의 투자 수익 (ROI)의 시간에 따른 형광 변화를 나타내는 곡선은 이미지 옆에 표시됩니다. </li><li> 모든 섬광을 선택한 후, 다른 채널의 디스플레이를 켭니다. 배경 신호 감산에 대한 세포의 외부 이미지에 투자 수익 (ROI)을 선택합니다. 함께 시간 라벨 출력 각 ROI의 평균 형광을. </li><li> 스캔 시간과 지역과 함께 직렬 스캔 이미지 파일의 각 깜박이는 횟수를 기록세포. Excel을 사용하여 100 초 / 1,000 μm의 2 셀 영역 당 섬광의 숫자로 플래시 주파수를 계산합니다. </li><li> 각 플래시 (진폭, 피크 시간과 소멸 시간)의 매개 변수를 계산하는 대화 형 데이터 언어 (IDL, ResearchSystems)로 작성된 사용자 정의 개발 한 프로그램을 사용하십시오. IDL 소프트웨어를 상업적으로 사용할 수 있으며 플래시 파라미터 분석을위한 사용자 개발 프로그램은 요청에 따라 저자에서 얻을 수 있습니다. </li></ol>

<ol>
	<li>Brookes, P. S., Yoon, Y., Robotham, J. L., Anders, M. W., Calcium Sheu, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcium,+ATP,+and+ROS:+a+mitochondrial+love-hate+triangle.">Calcium, ATP, and ROS: a mitochondrial love-hate triangle.</a> Am. J. Physiol. Cell Physiol. 287, 817-833 (2004).</li><li>Scheffler, I. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Mitochondria. , (2008).</li><li>Rosca, M. G., Hoppel, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mitochondria+in+heart+failure.">Mitochondria in heart failure.</a> Cardiovasc. Res. 88, 40-50 (2010).</li><li>Griffiths, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mitochondria+and+heart+disease.">Mitochondria and heart disease.</a> Adv. Exp. Med. Biol. 942, 249-267 (2012).</li><li>Winklhofer, K. F., Haass, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mitochondrial+dysfunction+in+Parkinson's+disease.">Mitochondrial dysfunction in Parkinson's disease.</a> Biochim. Biophys. Acta. 1802, 29-44 (2010).</li><li>Pieczenik, S. R., Neustadt, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mitochondrial+dysfunction+and+molecular+pathways+of+disease.">Mitochondrial dysfunction and molecular pathways of disease.</a> Exp. Mol. Pathol. 83, 84-92 (2007).</li><li>Szentesi, P., Zaremba, R., van Mechelen, W., Stienen, G. J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=ATP+utilization+for+calcium+uptake+and+force+production+in+different+types+of+human+skeletal+muscle+fibres.">ATP utilization for calcium uptake and force production in different types of human skeletal muscle fibres.</a> J. Physiol. 531, 393-403 (2001).</li><li>Lemieux, H., Hoppel, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mitochondria+in+the+human+heart.">Mitochondria in the human heart.</a> J. Bioenerg. Biomembr. 41, 99-106 (2009).</li><li>Chance, B., Williams, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Respiratory+enzymes+in+oxidative+phosphorylation.+III.+The+steady+state.">Respiratory enzymes in oxidative phosphorylation. III. The steady state.</a> J. Biol. Chem. 217, 409-427 (1955).</li><li>Lambert, A. J., Brand, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reactive+oxygen+species+production+by+mitochondria.">Reactive oxygen species production by mitochondria.</a> Methods Mol Biol. 554, 165-181 (2009).</li><li>Brand, M. D., Nicholls, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessing+mitochondrial+dysfunction+in+cells.">Assessing mitochondrial dysfunction in cells.</a> Biochem. J. 435, 297-312 (2011).</li><li>Robinson, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selective+fluorescent+imaging+of+superoxide+in+vivo+using+ethidium-based+probes.">Selective fluorescent imaging of superoxide in vivo using ethidium-based probes.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 103, 15038-15043 (2006).</li><li>Dickinson, B. C., Srikun, D., Chang, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mitochondrial-targeted+fluorescent+probes+for+reactive+oxygen+species.">Mitochondrial-targeted fluorescent probes for reactive oxygen species.</a> Curr. Opin. Chem. Biol. 14, 50-56 (2010).</li><li>Dooley, C. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+dynamic+redox+changes+in+mammalian+cells+with+green+fluorescent+protein+indicators.">Imaging dynamic redox changes in mammalian cells with green fluorescent protein indicators.</a> J. Biol. Chem. 279, 22284-22293 (2004).</li><li>Hanson, G. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Investigating+mitochondrial+redox+potential+with+redox-sensitive+green+fluorescent+protein+indicators.">Investigating mitochondrial redox potential with redox-sensitive green fluorescent protein indicators.</a> J. Biol. Chem. 279, 13044-13053 (2004).</li><li>Belousov, V. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetically+encoded+fluorescent+indicator+for+intracellular+hydrogen+peroxide.">Genetically encoded fluorescent indicator for intracellular hydrogen peroxide.</a> Nat. Methods. 3, 281-286 (2006).</li><li>Wang, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Superoxide+Flashes+in+Single+Mitochondria.">Superoxide Flashes in Single Mitochondria.</a> Cell. 134, 279-290 (2008).</li><li>Wei-Lapierre, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Respective+Contribution+of+Mitochondrial+Superoxide+and+pH+to+Mitochondria-targeted+Circularly+Permuted+Yellow+Fluorescent+Protein+(mt-cpYFP)+Flash+Activity.">Respective Contribution of Mitochondrial Superoxide and pH to Mitochondria-targeted Circularly Permuted Yellow Fluorescent Protein (mt-cpYFP) Flash Activity.</a> J. Biol. Chem. 288, 10567-10577 (2013).</li><li>Fang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+superoxide+flash+and+metabolism-coupled+mitochondrial+permeability+transition+in+living+animals.">Imaging superoxide flash and metabolism-coupled mitochondrial permeability transition in living animals.</a> Cell Res. 21, 1295-1304 (2011).</li><li>Wei, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mitochondrial+superoxide+flashes:+metabolic+biomarkers+of+skeletal+muscle+activity+and+disease.">Mitochondrial superoxide flashes: metabolic biomarkers of skeletal muscle activity and disease.</a> FASEB J. 25, 3068-3078 (2011).</li><li>Sheu, S. S., Wang, W., Cheng, H., Dirksen, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Superoxide+flashes:+illuminating+new+insights+into+cardiac+ischemia/reperfusion+injury.">Superoxide flashes: illuminating new insights into cardiac ischemia/reperfusion injury.</a> Future Cardiol. 4, 551-554 (2008).</li><li>Wei, L., Dirksen, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Perspectives+on:+SGP+symposium+on+mitochondrial+physiology+and+medicine:+mitochondrial+superoxide+flashes:+from+discovery+to+new+controversies.">Perspectives on: SGP symposium on mitochondrial physiology and medicine: mitochondrial superoxide flashes: from discovery to new controversies.</a> J. Gen. Physiol. 139, 425-434 (2012).</li><li>Johnson, I., Spence, M. T. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ch.+12.2.">Ch. 12.2.</a> The Molecular Probes Handbook, A Guide to Fluorescent Probes and Labeling Technologies. , 510-511 (2013).</li><li>Wang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Superoxide+flashes:+elemental+events+of+mitochondrial+ROS+signaling+in+the+heart.">Superoxide flashes: elemental events of mitochondrial ROS signaling in the heart.</a> J. Mol. Cell Cardiol. 52, 940-948 (2012).</li><li>Li, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Superoxide+flashes+reveal+novel+properties+of+mitochondrial+reactive+oxygen+species+excitability+in+cardiomyocytes.">Superoxide flashes reveal novel properties of mitochondrial reactive oxygen species excitability in cardiomyocytes.</a> Biophys. J. 102, 1011-1021 (2012).</li><li>Bell, R. M., Mocanu, M. M., Yellon, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Retrograde+heart+perfusion:+The+Langendorff+technique+of+isolated+heart+perfusion.">Retrograde heart perfusion: The Langendorff technique of isolated heart perfusion.</a> J. Mol. Cell. Cardiol. 50, 940-950 (2011).</li><li>Pasdois, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+diazoxide+on+flavoprotein+oxidation+and+reactive+oxygen+species+generation+during+ischemia-reperfusion:+a+study+on+Langendorff-perfused+rat+hearts+using+optic+fibers.">Effect of diazoxide on flavoprotein oxidation and reactive oxygen species generation during ischemia-reperfusion: a study on Langendorff-perfused rat hearts using optic fibers.</a> Am. J. Physiol. 294, H2088-H2097 (2008).</li><li>Granville, D. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reduction+of+ischemia+and+reperfusion-induced+myocardial+damage+by+cytochrome+P450+inhibitors.">Reduction of ischemia and reperfusion-induced myocardial damage by cytochrome P450 inhibitors.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 101, 1321-1326 (2004).</li><li>Davidson, S. M., Yellon, D. M., Murphy, M. P., Duchen, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Slow+calcium+waves+and+redox+changes+precede+mitochondrial+permeability+transition+pore+opening+in+the+intact+heart+during+hypoxia+and+reoxygenation.">Slow calcium waves and redox changes precede mitochondrial permeability transition pore opening in the intact heart during hypoxia and reoxygenation.</a> Cardiovasc. Res. 93, 445-453 (2012).</li></ol>

저자는 더 경쟁 재정적 이익이 없다는 것을 선언합니다.

살아있는 동물이나 관류 장기 단일 미토콘드리아 이벤트 이미징은 미토콘드리아의 기능 평가 17,19,21,22,24,25에 대한 기존의 방법에 비해 상당한 장점이있다. 여기에 설명 된 기술은 세포 내 해상도에서 실제의 생리 학적 상태에서 미토콘드리아 기능의 동일계 판정 실시간을 달성 할 수있다. 전신 생체 내 특정 기관 또는 세포 유형의 정상적인 기능의 미토콘드리아의 역할을 ?...

미토콘드리아는 세포의 생체 에너지의 중심 역할, 자유 라디칼 신호, 산화 환원 항상성, 이온 조절하고, 세포의 운명 결정 1,2을한다. 미토콘드리아의 기능 장애는 종종 함께 질병 3-6의 병인의 기초. 특히 심장과 골격 근육과 근육 시스템에서, 미토콘드리아의 호흡은 세포 내 칼슘과 강력한 힘 개발 7,8의 적절한 조절을 지원하는 ATP의 대부분을 제공합니다. 이 근육들은 전체 세포 부피 20-40 %를 차지하며, 근육 섬 2 사이에 &quot;고정&quot;하는 미토콘드리아의 큰 숫자를 가지고있다. 수많은 연구에도 불구하고, 특히 생체 내에서 생리 학적으로 관련된 조건에서 미토콘드리아 기능 조절, 우리의 이해는 제한되어 있습니다. 이유는 미토콘드리아의 기능을 평가하기 위해 개발 된 방법의 대부분 vitr에 의존하다O 또는 EX 인공 기질이 보충 된 절연 미토콘드리아의 산소 소비 및 형태학 통해서 미토콘드리아 기능의 간접 측정 (예를 들면 전자 현미경), 효소 활성 (예 aconitase 활성) 또는 세포 내 ATP 농도 9-11 모니터링과 같은 생체 내 접근법 . 최근 상대 미토콘드리아 농축 작은 분자 형광 표시는 그대로 세포의 막 전위, 칼슘과 반응 산소 종 (ROS), 11 ~ 13을 포함하여 미토콘드리아 신호를 엿볼 제공하기 위해 적용되었습니다. 또한, 여러 녹색 형광 단백질 (GFP)의 산화 환원을 기반으로 ROS 지표 구획화 된 세포 내 산화 환원 ROS 14-16 신호의보다 구체적인 평가를 달성하기 위해 개발되었다. 이 가운데, 우리는 유전자에 의해 코딩 슈퍼 옥사이드 표시, 원형 순열 노란색 형광 단백질 및 targete 개발미토콘드리아 (MT-cpYFP) 17에 D 그것. MT-cpYFP는 515 nm에서 모두 방출 피크와 405 또는 488 nm에서 흥분 할 수있다. 488 nm의 여기에서의 발광은 시험 관내 및 생체 내 보정 17,18에서 이전에 도시 된 바와 같이 수퍼 옥사이드에 구체적 응답한다. 405 nm의 여기에서의 방출은 (다양한 조건에서 MT-cpYFP의 방출 및 여기 스펙트럼에 대한 자세한 정보는 참조 (17)의 그림 1 참조) 내부 통제로 사용됩니다. 시간 경과 공 촛점 이미징,이 표시가 그대로 세포의 단일 미토콘드리아에서 초과 산화물 깜박라는 이름의 슈퍼 옥사이드 생산 이벤트를, 파열 감지합니다. 초과 산화물의 플래시는 미토콘드리아 호흡, 첨부 과도 미토콘드리아 막 탈분극과 ROS 생산 17 ~ 20의 복합 함수 역할을합니다. 최근에, 우리는 pUC 계 - CAGGS-MT-cpYFP 벡터 C57/BL6 배경에 (17, 19)를 사용하여 팬 조직 MT-cpYFP 형질 전환 마우스를 생성하고 강한 발현을 확인했습니다심장, 골격 근육과 다른 조직 (그림 2)에서이 지표의 시온. 형질 전환 마우스는 요청 및 워싱턴 대학의 MTA 승인에 관심이 학술 조사를 위해 사용할 수 있습니다. 이 연구에서, 우리는 현장 랑겐 관류 마음에 슈퍼 옥사이드 깜박 영상뿐만 아니라 마취 MT-cpYFP 형질 전환 마우스 (17, 19)의 골격 근육에있는 플래시 이벤트의 생체 내 이미징에 대해 설명합니다. 이 기술은 생리학 관련 조건이나 생체 (21, 22)의 단일 미토콘드리아 ROS 생산 이벤트의 실시간 모니터링을 할 수 있습니다. 그런 적절한 형광 표시기 막전위 및 칼슘 등의 기타 단일 미토콘드리아 매개 변수를 모니터링하는 시스템을 사용하는 것도 가능하다. 세포 내 이벤트 (예를 들면 칼슘 과도) 또는 심장 기능 (와 미토콘드리아 기능의 추가, 동시 또는 병렬 평가 예. 박출계수)이 달성 될 수있다. 이러한 허혈 및 재관류와 같은 병리학적인 섭동은 그대로 심근 단일 미토콘드리아 기능에 대한 응력의 영향을 평가하기 위해 관류 심장에 적용될 수있다.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>REAGENTS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blebbistatin</td>
			<td>Toronto Research Chemicals</td>
			<td>B592500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2</td>
			<td>Acros Organics</td>
			<td>AC34961-5000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EDTA</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP120-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>D-Glucose</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>G8270-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HEPES</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>H7006-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KCl</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P9541-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgCl2&#8226;6H2O</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP214-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgSO4&#8226;7H2O</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>M1880-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP358-212</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaH2PO4</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S8282-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaHCO3</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S6014-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pyruvate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P2256-25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TMRM</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>T-668</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>[header]</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>EQUIPMENT</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Confocal Line Scanning Microscope (LSM 510 Meta, Zeiss), software version 4.2 SP1 including &#34;Physiological Analysis&#34; module.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

confocal imaging of single mitochondrial superoxide flashes in intact heart or in vivo

미토콘드리아는 진핵 세포 시스템의 에너지 생산과 세포 내 신호 전달을 담당하는 중요한 세포 내 소기관이다. 미토콘드리아 기능 장애는 종종 함께 인간의 질병에 기여한다. 미토콘드리아의 기능 장애를 평가하기 위해 개발 된 방법의 대부분은 시험 관내 또는 생체 측정에 기반하고 있습니다. 이 실험의 결과는 생체 내에서 미토콘드리아의 기능을 결정하는 능력을 제한했다. 여기서, 우리는 생체 내에서 실시간 방식으로 단일 미토콘드리아 기능의 평가를 허용 라이브 aminals있는 그대로 조직 이미징을 위해 공 초점 주사 현미경을 이용하는 신규 한 방식을 기술한다. 첫째, 우리는 미토콘드리아 대상 슈퍼 옥사이드 표시, 원 순열 노란색 형광 단백질 (MT-cpYFP)를 발현하는 형질 전환 생쥐를 생성합니다. 마취 MT-cpYFP 마우스를 맞춤 제작 단계 어댑터와 시간 경과 이미지가 F를 촬영에 고정되어뒷다리의 노출 된 골격 근육을 롬. 마우스는 이후에 희생되고, 마음은 37 ℃에서 생리적 솔루션 랑겐 관류 설정 관류 마음은 공 초점 현미경의 무대에서 특별한 챔버에 위치하고 부드러운 압력은 마음을 고정화하고 심장 박동에 의한 동 잡음을 억제하기 위해 적용된다. 과산화물이 점멸 초당 프레임의 주파수에서 실시간 2D 공 촛점 이미징에 의해 감지됩니다. 관류 액은 다른 호흡 기질 또는 다른 형광 표시기를 포함하도록 수정 될 수있다. 관류 또한 허혈 및 재관류와 같은 질병 모델을 생성하기 위해 조정될 수있다. 이 기술은 본래 조직 및 생체 내 싱글 미토콘드리아의 기능을 결정하기위한 유일한 방법이다.

이 프로토콜에 따라, 하나의 미토콘드리아 이벤트의 생체 내 이미징 마취 된 쥐의 골격근에서 수행 할 수있는 관류 마음에 현장 영상 (그림 1)으로 하였다. 이미징 조건의 최적의 설정은 그대로 근육 조직의 선명한 이미지를 보장하고 단일 미토콘드리아 해상도 (그림 2)와 함께합니다. TMRM은 종종 MT-cpYFP의 위치를 확인하는 데 사용됩니다 및 MT-cpYFP 신호...

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Confocal Imaging of Single Mitochondrial Superoxide Flashes in Intact Heart or In Vivo

공 초점 주사 현미경은 살아있는 동물의 관류 심장이나 골격근에 단일 미토콘드리아 이벤트 이미징에 적용된다. 수퍼 옥사이드 깜박이고 막 잠재적 인 변동으로 단일 미토콘드리아 프로세스의 실시간 모니터링은 생리학 관련 맥락에서 병리학 섭동 동안 미토콘드리아 기능의 평가를 가능하게한다.

단일 미토콘드리아 과산화물 온전한 마음에 점멸 또는 공 촛점 이미징<em&gt; 생체</em

Mitochondrion is a critical intracellular organelle responsible for energy production and intracellular signaling in eukaryotic systems. Mitochondrial ...

confocal-imaging-single-mitochondrial-superoxide-flashes-intact-heart

Research

JoVE Journal

Biology

Confocal Imaging of Single Mitochondrial Superoxide Flashes in Intact Heart or In Vivo

14.5K 조회수.  University of Washington.  공 초점 주사 현미경은 살아있는 동물의 관류 심장이나 골격근에 단일 미토콘드리아 이벤트 이미징에 적용된다. 수퍼 옥사이드 깜박이고 막 잠재적 인 변동으로 단일 미토콘드리아 프로세스의 실시간 모니터링은 생리학 관련 맥락에서 병리학 섭동 동안 미토콘드리아 기능의 평가를 가능하게한다. 

비디오: Confocal Imaging of Single Mitochondrial Superoxide Flashes in Intact Heart or In Vivo

Single Cell Electroporation in vivo within the Intact Developing Brain

Single-cell electroporation (SCE) is a specialized technique allowing the delivery of DNA or other macromolecules into individual cells within intact tissue, including in vivo preparations. The distinct advantage of this technique is that experimental manipulations may be performed on individual cells while leaving the surrounding tissue unaltered, thereby distinguishing cell-autonomous effects from those resulting from global treatments. When combined with advanced in vivo imaging techniques, SCE of fluorescent markers permits direct visualization of cellular morphology, cell growth, and intracellular events over timescales ranging from seconds to days. While this technique is used in a variety of in vivo and ex vivo preparations, we have optimized this technique for use in Xenopus laevis tadpoles. In this video article, we detail the procedure for SCE of a fluorescent dye or plasmid DNA into neurons within the intact brain of the albino Xenopus tadpole. We also discuss methods to optimize yield, and show examples of live two-photon fluorescence imaging of neurons fluorescently labeled by SCE.

Single-cell electroporation (SCE) is a specialized technique allowing delivery of DNA or other macromolecules into individual cells within intact tissue, including in vivo preparations. Here we detail the procedure for SCE of a fluorescent dye or plasmid DNA into neurons within the intact brain of the Xenopus laevis tadpole.

완전한 개발 두뇌 속에 생체내에서 단일 세포 Electroporation

Single-cell electroporation (SCE) is a specialized technique allowing the delivery of DNA or other macromolecules into individual cells within intact ...

연구

생물학

In vivo Imaging of Intact Drosophila Larvae at Sub-cellular Resolution

Recent improvements in optical imaging, genetically encoded fluorophores and genetic tools allowing efficient establishment of desired transgenic animal lines have enabled biological processes to be studied in the context of a living, and in some instances even behaving, organism. In this protocol we will describe how to anesthetize intact Drosophila larvae, using the volatile anesthetic desflurane, to follow the development and plasticity of synaptic populations at sub-cellular resolution1-3. While other useful methods to anesthetize Drosophila melanogaster larvae have been previously described4,5,6,7,8, the protocol presented herein demonstrates significant improvements due to the following combined key features: (1) A very high degree of anesthetization; even the heart beat is arrested allowing for lateral resolution of up to 150 nm1, (2) a high survival rate of &gt; 90% per anesthetization cycle, permitting the recording of more than five time-points over a period of hours to days2 and (3) a high sensitivity enabling us in 2 instances to study the dynamics of proteins expressed at physiological levels. In detail, we were able to visualize the postsynaptic glutamate receptor subunit GluR-IIA expressed via the endogenous promoter1 in stable transgenic lines and the exon trap line FasII-GFP1. (4) In contrast to other methods4,7 the larvae can be imaged not only alive, but also intact (i.e. non-dissected) allowing observation to occur over a number of days1. The accompanying video details the function of individual parts of the in vivo imaging chamber2,3, the correct mounting of the larvae, the anesthetization procedure, how to re-identify specific positions within a larva and the safe removal of the larvae from the imaging chamber.

In vivo Imaging of Intact Drosophila Larvae at Sub-cellular Resolution

This protocol describes a reliable method for anesthetization and imaging of intact Drosophila melanogaster larvae. We have utilized the volatile anesthetic desflurane to allow for repetitive imaging at sub-cellular resolution and re-identification of structures for up to a few days1.

서브 세포 해상도 손상 Drosophila의 애벌레의 생체내 이미징에서

Recent improvements in optical imaging, genetically encoded fluorophores and genetic tools allowing efficient establishment of desired transgenic animal ...

Fluorescence-based Measurement of Store-operated Calcium Entry in Live Cells: from Cultured Cancer Cell to Skeletal Muscle Fiber

Store operated Ca2+ entry (SOCE), earlier termed capacitative Ca2+ entry, is a tightly regulated mechanism for influx of extracellular Ca2+ into cells to replenish depleted endoplasmic reticulum (ER) or sarcoplasmic reticulum (SR) Ca2+ stores1,2. Since Ca2+ is a ubiquitous second messenger, it is not surprising to see that SOCE plays important roles in a variety of cellular processes, including proliferation, apoptosis, gene transcription and motility. Due to its wide occurrence in nearly all cell types, including epithelial cells and skeletal muscles, this pathway has received great interest3,4. However, the heterogeneity of SOCE characteristics in different cell types and the physiological function are still not clear5-7.
The functional channel properties of SOCE can be revealed by patch-clamp studies, whereas a large body of knowledge about this pathway has been gained by fluorescence-based intracellular Ca2+ measurements because of its convenience and feasibility for high-throughput screening. The objective of this report is to summarize a few fluorescence-based methods to measure the activation of SOCE in monolayer cells, suspended cells and muscle fibers5,8-10. The most commonly used of these fluorescence methods is to directly monitor the dynamics of intracellular Ca2+ using the ratio of F340nm and F380nm (510 nm for emission wavelength) of the ratiometric Ca2+ indicator Fura-2. To isolate the activity of unidirectional SOCE from intracellular Ca2+ release and Ca2+ extrusion, a Mn2+ quenching assay is frequently used. Mn2+ is known to be able to permeate into cells via SOCE while it is impervious to the surface membrane extrusion processes or to ER uptake by Ca2+ pumps due to its very high affinity with Fura-2. As a result, the quenching of Fura-2 fluorescence induced by the entry of extracellular Mn2+ into the cells represents a measurement of activity of SOCE9. Ratiometric measurement and the Mn+2 quenching assays can be performed on a cuvette-based spectrofluorometer in a cell population mode or in a microscope-based system to visualize single cells. The advantage of single cell measurements is that individual cells subjected to gene manipulations can be selected using GFP or RFP reporters, allowing studies in genetically modified or mutated cells. The spatiotemporal characteristics of SOCE in structurally specialized skeletal muscle can be achieved in skinned muscle fibers by simultaneously monitoring the fluorescence of two low affinity Ca2+ indicators targeted to specific compartments of the muscle fiber, such as Fluo-5N in the SR and Rhod-5N in the transverse tubules9,11,12.

The extent of store-operated Ca2+ entry (SOCE) can be monitored using fluorescent Ca2+ indicators. Mn2+ quenching of such indicators assays SOCE in cultured cells and skeletal muscle fibers. A technique allowing spatial and temporal resolution of SOCE by confocal imaging of mechanically skinned muscle fibers is also described.

라이브 세포의 저장소로 작동하는 칼슘 항목의 형광 기반의 측정 : 교양 암 세포에서 골격근 섬유에

Store operated Ca2+ entry (SOCE), earlier termed capacitative Ca2+ entry, is a tightly regulated mechanism for influx of extracellular Ca2+ into cells to ...

Assessment of Calcium Sparks in Intact Skeletal Muscle Fibers

Maintaining homeostatic Ca2+ signaling is a fundamental physiological process in living cells. Ca2+ sparks are the elementary units of Ca2+ signaling in the striated muscle fibers that appear as highly localized Ca2+ release events mediated by ryanodine receptor (RyR) Ca2+ release channels on the sarcoplasmic reticulum (SR) membrane. Proper assessment of muscle Ca2+ sparks could provide information on the intracellular Ca2+&#160;handling properties of healthy and diseased striated muscles. Although Ca2+ sparks events are commonly seen in resting cardiomyocytes, they are rarely observed in resting skeletal muscle fibers; thus there is a need for methods to generate and analyze sparks in skeletal muscle fibers.
Detailed here is an experimental protocol for measuring Ca2+ sparks in isolated flexor digitorm brevis (FDB) muscle fibers using fluorescent Ca2+ indictors and laser scanning confocal microscopy. In this approach, isolated FDB fibers are exposed to transient hypoosmotic stress followed by a return to isotonic physiological solution. Under these conditions, a robust Ca2+ sparks response is detected adjacent to the sarcolemmal membrane in young healthy FDB muscle fibers. Altered Ca2+ sparks response is detected in dystrophic or aged skeletal muscle fibers. This approach has recently demonstrated that membrane-delimited signaling involving cross-talk between inositol (1,4,5)-triphosphate receptor (IP3R) and RyR contributes to Ca2+ spark activation in skeletal muscle. In summary, our studies using osmotic stress induced Ca2+ sparks showed that this intracellular response reflects a muscle signaling mechanism in physiology and aging/disease states, including mouse models of muscle dystrophy (mdx mice) or amyotrophic lateral sclerosis (ALS model).

Described here is a method to directly measure calcium sparks, the elementary units of Ca2+ release from sarcoplasmic reticulum&#160;in intact skeletal muscle fibers. This method utilizes osmotic-stress-mediated triggering of Ca2+ release from ryanodine receptor in isolated muscle fibers. The dynamics and homeostatic capacity of intracellular Ca2+ signaling can be employed to assess muscle function in health and disease.

칼슘의 평가는 그대로 골격 근육 섬유에서 불꽃

Maintaining homeostatic Ca2+ signaling is a fundamental physiological process in living cells. Ca2+ sparks are the elementary units of Ca2+ signaling in ...

En Face Detection of Nitric Oxide and Superoxide in Endothelial Layer of Intact Arteries

Endothelium-derived nitric oxide (NO) produced from endothelial NO-synthase (eNOS) is one of the most important vasoprotective molecules in cardiovascular physiology. Dysfunctional eNOS such as uncoupling of eNOS leads to decrease in NO bioavailability and increase in superoxide anion (O2.&#8722;) production, and in turn promotes cardiovascular diseases. Therefore, appropriate measurement of NO and O2.&#8722; levels in the endothelial cells are pivotal for research on cardiovascular diseases and complications. Because of the extremely labile nature of NO and O2.&#8722;, it is difficult to measure NO and O2.&#8722; directly in a blood vessel. Numerous methods have been developed to measure NO and O2.&#8722; production. It is, however, either insensitive, or non-specific, or technically demanding and requires special equipment. Here we describe an adaption of the fluorescence dye method for en face simultaneous detection and visualization of intracellular NO and O2.&#8722; using the cell permeable diaminofluorescein-2 diacetate (DAF-2DA) and dihydroethidium (DHE), respectively, in intact aortas of an obesity mouse model induced by high-fat-diet feeding. We could demonstrate decreased intracellular NO and enhanced O2.&#8722; levels in the freshly isolated intact aortas of obesity mouse as compared to the control lean mouse. We demonstrate that this method is an easy technique for direct detection and visualization of NO and O2.&#8722; in the intact blood vessels and can be widely applied for investigation of endothelial (dys)function under (physio)pathological conditions.

En Face Detection of Nitric Oxide and Superoxide in Endothelial Layer of Intact Arteries

In this article we describe an adapted relatively easy method using the fluorescence dye diaminofluorescein-2 diacetate (DAF-2DA) and dihydroethidium (DHE) for en face simultaneous detection and visualization of intracellular nitric oxide (NO) and superoxide anion (O2.&#8722;) respectively, in freshly isolated intact aortas of an obesity mouse model.

본래 동맥의 내피 층에서 산화 질소와 활성 산소의 욕실 얼굴 인식

Endothelium-derived nitric oxide (NO) produced from endothelial NO-synthase (eNOS) is one of the most important vasoprotective molecules in cardiovascular ...

High-resolution Respirometry to Assess Mitochondrial Function in Permeabilized and Intact Cells

A high-resolution oxygraph is a device for measuring cellular oxygen consumption in a closed-chamber system with very high resolution and sensitivity in biological samples (intact and permeabilized cells, tissues or isolated mitochondria). The high-resolution oxygraph device is equipped with two chambers and uses polarographic oxygen sensors to measure oxygen concentration and calculate oxygen consumption within each chamber. Oxygen consumption rates are calculated using software and expressed as picomoles per second per number of cells. Each high-resolution oxygraph chamber contains a stopper with injection ports, which makes it ideal for substrate-uncoupler-inhibitor titrations or detergent titration protocols for determining effective and optimum concentrations for plasma membrane permeabilization. The technique can be applied to measure respiration in a wide range of cell types and also provides information on mitochondrial quality and integrity, and maximal mitochondrial respiratory electron transport system capacity.

High-resolution respirometry is used to determine mitochondrial oxygen consumption. This is a straightforward technique to determine mitochondrial respiratory chain complexes&#39; (I-IV) respiratory rates, maximal mitochondrial electron transport system capacity, and mitochondrial outer membrane integrity.

고해상도 호흡율은 투과성이 그대로 세포에서 미토콘드리아 기능을 평가하는

A high-resolution oxygraph is a device for measuring cellular oxygen consumption in a closed-chamber system with very high resolution and sensitivity in ...

Drosophila Preparation and Longitudinal Imaging of Heart Function In Vivo Using Optical Coherence Microscopy (OCM)

Longitudinal study of the heartbeat in small animals contributes to understanding structural and functional changes during heart development. Optical coherence microscopy (OCM) has been demonstrated to be capable of imaging small animal hearts with high spatial resolution and ultrahigh imaging speed. The high image contrast and noninvasive properties make OCM ideal for performing longitudinal studies without requiring tissue dissections or staining. Drosophila has been widely used as a model organism in cardiac developmental studies due to its high number of orthologous human disease genes, its similarity of molecular mechanisms and genetic pathways with vertebrates, its short life cycle, and its low culture cost. Here, the experimental protocols are described for the preparation of Drosophila and optical imaging of the heartbeat with a custom OCM system throughout the life cycle of the specimen. By following the steps provided in this report, transverse M-mode and 3D OCM images can be acquired to conduct longitudinal studies of the Drosophila cardiac morphology and function. The en face and axial sectional OCM images and the heart rate (HR) and cardiac activity period (CAP) histograms, were also shown to analyze the heart structural changes and to quantify the heart dynamics during Drosophila metamorphosis, combined with the videos constructed with M-mode images to trace cardiac activity intuitively. Due to the genetic similarity between Drosophila and vertebrates, longitudinal study of heart morphology and dynamics in fruit flies could help reveal the origins of human heart diseases. The protocol here would provide an effective method to perform a wide range of studies to understand the mechanisms of cardiac diseases in humans.

Drosophila Preparation and Longitudinal Imaging of Heart Function In Vivo Using Optical Coherence Microscopy OCM

Here, the experimental protocols are described for preparing Drosophila at different developmental stages and performing longitudinal optical imaging of Drosophila heartbeats using a custom optical coherence microscopy (OCM) system. The cardiac morphological and dynamical changes can be quantitatively characterized by analyzing the heart structural and functional parameters from OCM images.

초파리 준비 및 빛 간섭 현미경을 사용하여 생체 내에서 심장 기능의 세로 이미징 (OCM)

Longitudinal study of the heartbeat in small animals contributes to understanding structural and functional changes during heart development. Optical ...

Confocal Imaging of Neuropeptide Y-pHluorin: A Technique to Visualize Insulin Granule Exocytosis in Intact Murine and Human Islets

Insulin secretion plays a central role in glucose homeostasis under normal physiological conditions as well as in disease. Current approaches to study insulin granule exocytosis either use electrophysiology or microscopy coupled to the expression of fluorescent reporters. However most of these techniques have been optimized for clonal cell lines or require dissociating pancreatic islets. In contrast, the method presented here allows for real time visualization of insulin granule exocytosis in intact pancreatic islets. In this protocol, we first describe the viral infection of isolated pancreatic islets with adenovirus that encodes a pH-sensitive green fluorescent protein (GFP), pHluorin, coupled to neuropeptide Y (NPY). Second, we describe the confocal imaging of islets five days after viral infection and how to monitor the insulin granule secretion. Briefly, the infected islets are placed on a coverslip on an imaging chamber and imaged under an upright laser-scanning confocal microscope while being continuously perfused with extracellular solution containing various stimuli. Confocal images spanning 50 &#181;m of the islet are acquired as time-lapse recordings using a fast-resonant scanner. The fusion of insulin granules with the plasma membrane can be followed over time. This procedure also allows for testing a battery of stimuli in a single experiment, is compatible with both mouse and human islets, and can be combined with various dyes for functional imaging (e.g., membrane potential or cytosolic calcium dyes).

We describe a protocol for visualization of insulin exocytosis in intact islets using pHluorin, a pH-sensitive green fluorescent protein. Isolated islets are infected with adenovirus encoding pHluorin coupled to the vesicle cargo neuropeptide Y. This allows for the detection of insulin granule fusion events by confocal microscopy.

Confocal Neuropeptide Y-pHluorin의 이미징: 그대로 Murine 인간과 독도에 인슐린과 립 Exocytosis를 시각화 하는 기법

Insulin secretion plays a central role in glucose homeostasis under normal physiological conditions as well as in disease. Current approaches to study ...

Single-Cell Resolution Three-Dimensional Imaging of Intact Organoids

Organoid technology, in vitro 3D culturing of miniature tissue, has opened a new experimental window for cellular processes that govern organ development and function as well as disease. Fluorescence microscopy has played a major role in characterizing their cellular composition in detail and demonstrating their similarity to the tissue they originate from. In this article, we present a comprehensive protocol for high-resolution 3D imaging of whole organoids upon immunofluorescent labeling. This method is widely applicable for imaging of organoids differing in origin, size and shape. Thus far we have applied the method to airway, colon, kidney, and liver organoids derived from healthy human tissue, as well as human breast tumor organoids and mouse mammary gland organoids. We use an optical clearing agent, FUnGI, which enables the acquisition of whole 3D organoids with the opportunity for single-cell quantification of markers. This three-day protocol from organoid harvesting to image analysis is optimized for 3D imaging using confocal microscopy.

The entire 3D structure and cellular content of organoids, as well as their phenotypic resemblance to the original tissue can be captured using the single-cell resolution 3D imaging protocol described here. This protocol can be applied to a wide range of organoids varying in origin, size and shape.

단세포 분해능 3차원 알래기 알코노이드

Organoid technology, in vitro 3D culturing of miniature tissue, has opened a new experimental window for cellular processes that govern organ development ...

미토콘드리아 막 전위와 과산화물 수준의 정량화

Fluorescence-Based Quantification of Mitochondrial Membrane Potential and Superoxide Levels Using Live Imaging in HeLa Cells

Mitochondria are dynamic organelles critical for metabolic homeostasis by controlling energy production via ATP synthesis. To support cellular metabolism, various mitochondrial quality control mechanisms cooperate to maintain a healthy mitochondrial network. One such pathway is mitophagy, where PTEN-induced kinase 1 (PINK1) and Parkin phospho-ubiquitination of damaged mitochondria facilitate autophagosome sequestration and subsequent removal from the cell via lysosome fusion. Mitophagy is important for cellular homeostasis, and mutations in Parkin are linked to Parkinson's disease (PD). Due to these findings, there has been a significant emphasis on investigating mitochondrial damage and turnover to understand the molecular mechanisms and dynamics of mitochondrial quality control. Here, live-cell imaging was used to visualize the mitochondrial network of HeLa cells, to quantify the mitochondrial membrane potential and superoxide levels following treatment with carbonyl cyanide m-chlorophenyl hydrazone (CCCP), a mitochondrial uncoupling agent. In addition, a PD-linked mutation of Parkin (ParkinT240R) that inhibits Parkin-dependent mitophagy was expressed to determine how mutant expression impacts the mitochondrial network compared to cells expressing wild-type Parkin. The protocol outlined here describes a simple workflow using fluorescence-based approaches to quantify mitochondrial membrane potential and superoxide levels effectively.

저자 스포트라이트: HeLa 세포에서 실시간 이미징을 사용한 미토콘드리아 막 전위 및 과산화물 수준의 형광 기반 정량화  

This technique describes an effective workflow to visualize and quantitatively measure mitochondrial membrane potential and superoxide levels within HeLa cells using fluorescence-based live imaging.

HeLa 세포에서 라이브 이미징을 사용한 미토콘드리아 막 전위 및 슈퍼옥사이드 수준의 형광 기반 정량화

Mitochondria are dynamic organelles critical for metabolic homeostasis by controlling energy production via ATP synthesis. To support cellular metabolism, ...