무균 영역의 1 설치 <ol><li> 모자와 마스크를 포함하여 돈 적절한 복장. 때 처리 방에 눈 보호구를 착용 할 것. </li><li> 처리 영역을 준비합니다. 처리실을 사용할 때는 방에 정압을 생성하는 팬의 연속 동작을 유지한다. </li><li> 모든 물품을 수집합니다. 만료 날짜, 패키지 무결성 및 살균 표시등을 확인합니다. </li><li> 손을 씻으 비 멸균 장갑을 돈. </li><li> 무균 영역을 설정하는 살균 키트를 엽니 다. 처리실을 사용할 때는, 테이블 키트를 배치하고 무균 랩을 연다. 이 세그먼트가 unsterile 간주됩니다로 무균 영역의 한 부분으로 포장의 외부 1.5 인치를 사용하지 마십시오. </li><li> 오픈 무균 기술을 사용하고, 이미 만들어진 팩 이미 일부 않는 무균 영역에 멸균 항목을 삭제합니다. </li><li> 는 멸균 필드 위에 있도록, 현미경을 이동 현미경의 광원을 켜고 필요에 따라 oculars을 조정합니다. </li><li> OBT아인 각막 조직은 준비된 멸균 처리 영역에 다음 장소 (보존 매체에) 제거합니다. 볼 챔버의 뚜껑을 풀고 약혼없이 스레드 실 기반을보기 위에 휴식 할 수 있습니다. 비 멸균 장갑을 폐기하십시오. </li><li> 멸균 장갑과 수건 무균 가운 오픈 한 쌍. </li><li> 수술 스크럽을 수행합니다. 다음, 멸균 가운에 멸균 장갑을 넣습니다. </li><li> 오픈 악기 상자 있도록 모든 공급 액세스 할 수 있습니다. 오픈 수분 작업 영역을 생성하는 불 투과성 드레이프. </li><li> 5 CC 주사기에 바늘을 연결합니다. 지혈을 사용하여, 경사에서 벤드 1mm 배치하여 30 G 바늘을 준비하고,베이스 밴드에서 다른 1mm는 ( &quot;S&quot;형상을 형성한다). </li><li> 주사기에 플런저를 배치하고 손가락이 플런저를 조여 트리 판 블루 염색에 대한 유리 주사기를 조립합니다. 정맥을 연결합니다. </li><li> 균형 염 용액 (BSS) 병에 정맥을 연결합니다. </li><li> 진공 블록으로부터 트레 펀치를 별개따로 설정합니다. 현미경의 시야 내에 진공 블록을 중심. </li><li> 현미경 설정을 조정하여 초점 진공 블록을 준비한다. </li></ol> 기증자의 조직 준비를위한 2 절차 <ol><li> 장벽 호일 광장을 사용하여 챔버를 볼 리프트 뚜껑. 공막은 각막을 제거하기 위해 RIM의 반대 손과 집게를 이용하여 부드럽게 각막을 파악. 챔버를 볼 덮개를 교체합니다. </li><li> 완전히 흡입 주사기를 우울하게 한 다음 아래로 진공 블록에 각막 상피​​ 측을 배치하고이를 중심으로되어 있는지 확인합니다. (그림 1) </li><li> 가이드 포스트를 사용하여 진공 블록 부드럽게 좌석 하부 링. 천천히 흡입 주사기의 피스톤을 출시하여 진공을 잠급니다. 좌석 링을 제거하고 따로 설정합니다. (그림 2). </li><li> 데스 메 막을 통해 점수 부분 trephination을 수행합니다. </li><li> 조직이 잘 가시화되도록 현미경 줌과 초점을 조정합니다. </li><li&gt; 진공 블록을 기울여 초과 매체를 제거 윤부에 배치 멸균 면봉 창을 사용합니다. (그림 3) </li><li> 득점 데스 메막의 가장자리에 얼룩 윤부에 충분한 얼룩을 놓습니다. 얼룩은 60 ~ 90 초 동안 내피 세포에 남아있을 수 있습니다. (그림 4) </li><li> 얼룩을 제거합니다 : <ol><li> 각막의 오프 거즈 패드에 얼룩을 부어 진공 블록을 기울입니다. </li><li> 내피를 만지지 않도록주의하면서 각막 윤부 지역에서 초과 얼룩을 제거하는 수술 스피어스를 사용합니다. (그림 5) </li></ol></li><li> 초과 BSS를 제거하는 염색 용액의 각막을 씻어 BSS 몇 방울을 사용하여 멸균 면봉 스피어스. (그림 6) </li><li> 건조로부터 조직을 방지하기 위해 공막의 가장자리에 BSS 1 ~ 2 방울을 놓습니다. 절차 전반에 걸쳐 필요한만큼 반복합니다. </li><li> 데스 메막의 부분 절개를 수행 <ol><li> 튜브를 연결하는 지점부터진공 블록의는 오픈 집게를 사용하여 점수 마르크의 가장자리 멀리 기질에서 조심스럽게 분리 데스 메막과 내피 세포에 하나의 팁을 배치합니다. (그림 7). </li><li> 별도의 데스 메막과 내피 세포 이상, 1 득점 가장자리에서 MM 계속 해부 360 °. (그림 8). </li><li> 피부 마커 진공 블록에 점을 배치하여 모든 마이크로 눈물의 위치를​​ 확인합니다. 참고 : 트레가 데스 메 막을 통해 완전히 침투하지 않은 경우, 필요에 따라 염색의 두 번째 응용 프로그램 다음에 필요, 데스 메막를 통해 점수를 완료하기 위해 준비 30 G 바늘의 경 사진 가장자리를 사용합니다. 데스 메막의 접착이 부분 절개을 방해하는 경우 필요에 따라 trephinated 영역 외부에 내피를 제거합니다. </li></ol></li><li> 점수 표시를 중복 내피 태그를 제거하기 위해 집게를 사용합니다. </li> &lt;리&gt; 이전에 표시된 마이크로 눈물의 위치를​​ 고려하여 가장 큰 6시이되도록 진공 블록을 회전 할 수 있습니다. 이 플랩의 힌지가 될 것이다. </li><li> 집게를 사용하여, 12시 데스 메막을 파악. 조심스럽게 힌지쪽으로 박리하여 기질에서 데스 메 막을 분리합니다. 점수 표시에서 분리 2mm를 중지하여 힌지를 만듭니다. 참고 : 플랩의 주변 가장자리가 분리 동안 이동하기 시작합니다. (그림 9). </li><li> 조심스럽게 제자리 기질에 플랩을 배치합니다. 내피를 unscroll 원래 위치로 돌아갑니다 BSS와 면봉 스피어스를 사용합니다. (그림 10A-C) </li><li> 플랩 위치에 유지되도록 멸균 면봉 스피어스와 데스 메막과 기질 사이에서 잔류 유체를 제거합니다. (그림 11) </li><li> 힌지 근처의 공막에서 수분을 과도하게 흡수 멸균 면봉 스피어스를 사용합니다. 을 그립니다 피부 마커를 사용하여N, 힌지의 센터를 가리키는 공막의 가장자리에 화살촉 멸균 면봉 창을 사용하여 여분의 잉크를 제거합니다. (그림 12) </li><li> 진공 블록에 연결된 주사기의 피스톤을 눌러서 진공을 해제합니다. 진공이 해제되는 동안, 진공에서 각막 블록을 제거하는 집게를 사용한다. </li><li> 장벽 호일 광장을 사용하여 챔버를 볼 리프트 뚜껑. 위로,보기 실에서 내피 쪽 각막을 놓고 챔버를 볼 덮개를 교체합니다. </li><li> (해당되는 경우), 친구의 각막 절차 위의 단계를 반복합니다. 둘째 조직을 처리하기 전에 진공 블록을 청소 거즈를 사용합니다. </li><li> 시청 챔버 리드 (들)을 조이고 처리 영역에서 조직을 제거합니다. </li><li> 생물학적 폐기물 관리 계획에 따라 항목으로 배치함으로써 무균 영역을 분류합니다. 오염 된 장갑, 가운을 제거합니다. 손을 씻으 비 멸균 장갑을 돈. </li><li> 작성자 컷 세극등 평가 및 각막의 경면 현미경 (들)을 수행하고 결과를 기록한다. </li></ol>

<ol>
	<li>Fernandez, M., Afshari, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endothelial+Keratoplasty:+From+DLEK+to+DMEK.">Endothelial Keratoplasty: From DLEK to DMEK.</a> Middle East African Journal of Ophthalmology. 17 (1), 5-8 (2010).</li><li>Kruse, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Stepwise+Approach+to+Donor+Preparation+and+Insertion+Increases+Safety+and+Outcome+of+Descemet+Membrane+Endothelial+Keratoplasty.">A Stepwise Approach to Donor Preparation and Insertion Increases Safety and Outcome of Descemet Membrane Endothelial Keratoplasty.</a> Cornea. 30 (5), 580-587 (2011).</li><li>Dapena, I., Moutsouris, K., Droutsas, K., Ham, L., van Dijk, K., Melles, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Standardized+'No-Touch'+Technique+for+Descemet+Membrane+Endothelial+Keratoplasty.">Standardized 'No-Touch' Technique for Descemet Membrane Endothelial Keratoplasty.</a> Archives of Ophthalmology. 129, 88-94 (2011).</li><li>Tourtas, T., Laaser, K., Bachmann, B., Cursiefen, C., Kruse, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Descemet+Membrane+Endothelial+Keratoplasty+versus+Descemet+Stripping+Automated+Endothelial+Keratoplasty.">Descemet Membrane Endothelial Keratoplasty versus Descemet Stripping Automated Endothelial Keratoplasty.</a> American Journal of Ophthalmology. 153 (6), 1082-1090 (2012).</li><li>Guerra, F., Anshu, A., Price, M., Price, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endothelial+Keratoplasty:+fellow+eyes+comparison+of+Descemet+stripping+automated+endothelial+keratoplasty+and+Descemet+membrane+endothelial+keratoplasty.">Endothelial Keratoplasty: fellow eyes comparison of Descemet stripping automated endothelial keratoplasty and Descemet membrane endothelial keratoplasty.</a> Cornea. 30 (12), 1382-1386 (2011).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> 2012 Eye Banking Statistical Report: Surgical Use and Indications for Corneal Transplant Statistical Report Analysis. , (2012).</li><li>Price, M., Price, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Descemet's+stripping+endothelial+keratoplasty.">Descemet's stripping endothelial keratoplasty.</a> Current Opinion Ophthalmology. 18 (4), 290-294 (2007).</li><li>Woodward, M., Titus, M., Mavin, K., Shtein, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Corneal+Donor+Tissue+Preparation+for+Endothelial+Keratoplasty.">Corneal Donor Tissue Preparation for Endothelial Keratoplasty.</a> Journal of Visualized Experiments. (64), e3847 (2012).</li><li>Price, M., Price, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Descemet's+membrane+endothelial+keratoplasty+surgery:+update+on+the+evidence+and+hurdles+to+acceptance.">Descemet's membrane endothelial keratoplasty surgery: update on the evidence and hurdles to acceptance.</a> Current Opinion Ophthalmology. 24 (4), 329-335 (2013).</li><li>Venzano, D., Pagani, P., Randazzo, N., Cabiddu, F., Traverrso, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Descemet+Membrane+air-bubble+separation+in+donor+cornea.">Descemet Membrane air-bubble separation in donor cornea.</a> Journal of Cataract and Refractive Surgery. 36 (12), 2022-2027 (2010).</li><li>Price, F., Price, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> DSEK: What you need to know about endothelial keratoplasty. , (2009).</li><li>Studeny, P., Sivekova, D., Lieheova, K., Vokrojova, M., Kuchynka, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hybrid+technique+of+lamellar+keratoplasty+(DMEK-S).">Hybrid technique of lamellar keratoplasty (DMEK-S).</a> Journal of Ophthalmology. 2013, 2013.254383 (2013).</li><li>Muraine, M., Gueudry, J., He, Z., Piselli, S., Lefevre, S., Toubeau, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+technique+for+the+preparation+of+corneal+grafts+for+Descemet+membrane+endothelial+keratoplasty.">Novel technique for the preparation of corneal grafts for Descemet membrane endothelial keratoplasty.</a> American Journal of Ophthalmology. 156 (5), 851-859 (2013).</li><li>Lie, J. T., Birbal, R., Ham, L., van der Wees, J., Melles, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Donor+tissue+preparation+for+Descemet+membrane+endothelial+keratoplasty.">Donor tissue preparation for Descemet membrane endothelial keratoplasty.</a> Journal of Cataract Refractive Surgery. 34 (9), 1578-1583 (2008).</li><li>Kruse, F. E., Laaser, K., Cursiefen, C., Heindl, L. M., Schlotzer-Schrehardt, U., Riss, S., Bachmann, B. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+stepwise+approach+to+donor+preparation+and+insertion+increases+safety+and+outcome+of+Descemet+membrane+endothelial+keratoplasty.">A stepwise approach to donor preparation and insertion increases safety and outcome of Descemet membrane endothelial keratoplasty.</a> Cornea. 30 (5), 580-587 (2011).</li><li>Rudolph, M., Kaaser, L., Bachmann, B., Cursiefen, C., Epstein, D., Kruse, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Corneal+higher-order+aberrations+after+Descemet&#8217;s+membrane+endothelial+keratoplasty.">Corneal higher-order aberrations after Descemet&#8217;s membrane endothelial keratoplasty.</a> Ophthalmology. 119 (3), 528-535 (2012).</li><li>Price, F., Price, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolution+of+endothelial+keratoplasty.">Evolution of endothelial keratoplasty.</a> Cornea. 32, 28-32 (2013).</li><li>Dapena, I., Dapena, L., Dirisamer, M., Ham, L., Melles, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visual+acuity+and+endothelial+cell+density+following+Descemet+membrane+endothelial+keratoplasty+(DMEK).">Visual acuity and endothelial cell density following Descemet membrane endothelial keratoplasty (DMEK).</a> Arch Soc Esp Oftalmol. 86 (12), 395-401 (2011).</li></ol>

하산 Tausif 박사 Navasuja Chandrasekaran는 공개 아무것도 없어. 박사. Mian, Shtein 및 우드워드는 미시간 안구 은행에 대한 의료 이사. 씨 Mavin 씨 디도 씨와 존슨은 중서부 안구 은행 직원입니다.

각막 내피 세포 층은 탈수를 통해 각막 명확성을 유지하는 중요한 역할을한다. 내피 세포의 질병은 상당한 시력 손상이 발생할 수 있습니다. DMEK는 데스 메막과 내피 세포 층으로 구성된 기증자 이식으로 질병이 혈관 내피 세포를 대체하는 것을 목표로하고있다. 그대로 DM 적절한 내피 세포 수와 기증자의 조직 준비 이식 조직의 생존에 매우 중요합니다. 기증자의 조직을 준비하는 동안 DM 찢어은 ?...

내피 각막 이식술 (EK)은 빠르게 2012 6 년에 미국에서 수행되는 모든 이식의 50 %를 차지 내피 질환의 치료에 대한 선택의 절차와 전층 각막 이식술 대체했다. PKP 높은 난시의 장기간의 시력 회복에 의해 제한된다 굴절 불안정, 세계 무결성 및 봉합 관련 합병증의 손실. 깊은 강철 내피 각막 이식술 (DLEK)를 포함한 초기 세대 EK 절차, 부분 층 기증자 조직의 이식은 각막 실질을 수동으로 절개를하고있었습니다. 이러한 절차는 그대로 각막 표면을 유지하면서 기증자 내피 조직을 이식에 성공했다 그러나 기술적으로 도전했다 인한 불규칙한 각막 표층 인터페이스 1로 제한 최대 교정 시력의 결과. 선택의 현재 EK 절차는 각막 CLAR을 제공 데스 메 스트립 내피 각막 이식술 (DSEK)입니다비전의 빠른 복구와 성만은 수술 후 굴절 이상 및 난시를 최소화하고 각막 표면에 칠을 유지하면서 외상성 창상 열개의 위험을 감소시킨다. 이 과정은 내피 세포의 새로운 층을 포함하는 부분의 두께 공여체 각막 조직과 병든 데스 메막과 내피 세포의 제거 및 교체를 수반한다. 공여자 각막 이식 8되는 후방 조직을 제조 절삭기로 해부한다. 눈에 은행 기증자 조직의 준비는 틀림없이이 절차의 성공 급속한 성장의 쓸모와있다. 2005 년과 2012 년 사이 미국에서 DSEK 절차에 가까운 16 배의 증가는 현재 눈 은행 (6)에 의해 준비되고 조직의 거의 절반에 해당합니다. DSEK가 20/40 이상으로 시력을 향상시킬 수는 있지만, 대부분의 환자로 인해 간질 인터페이스 안개와 증가 된 빛에 20 분의 20 비전을 달성하지공여 기질 조직 (7)의 첨가로부터 산란. EK 수술 기술은 기증자 데스 메막 (DM) 및 내피 세포의 이식을 포함 데스 메막 내피 각막 이식술 (DMEK)으로 진행하고있다. 이 절차는 20 분의 20의 비전, 빠른 시력 회복 및 내피 거부 (9)의 낮은 위험을 달성 환자의 높은 비율을 가지고있다. 그러나 기증자 조직의 준비로 인해 얇은 이식 차원에 더 도전이다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="770">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:268px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">VisionBlue&#160;</td>
			<td style="width:268px;">D.O.R.C., Zuiland, The Netherlands</td>
			<td style="width:119px;">NA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Barron vacuum punch</td>
			<td style="width:268px;">Katena, Denville, New Jersey</td>
			<td style="width:119px;">K20-2112</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

corneal donor tissue preparation for descemet's membrane endothelial keratoplasty

데스 메막 내피 각막 이식술 (DMEK)는 그것의 기저막 (데스 메막)와 함께 단지 하나의 셀 층, 각막 내피는, 수신자의 후방 기질 3에 도입 된 각막 이식의 한 형태이다. 추가 기증자 기질을 도입 데스 메 스트립 자동 내피 각막 이식술 (DSAEK)과는 달리, 부 자연스러운 기질 간 실질 인터페이스가 만들어지지 않습니다. 따라서, 각막의 천연 해부 개선 복구 시간과 시력 04 있도록 최대한 보존된다. 내피 각막 이식술 (EK)은 내피 기능 장애의 치료에 대한 선택의 절차입니다. EK의 장점은 적기 때문에, 주변 절개 한 사용과 빠른 시력 회복, 눈의 무결성과 최소한의 굴절 변화의 보존을 포함한다. DSAEK 부분 두께 간질 및 내피 세포로 제조 기증자의 조직을 사용합니다. 빠른 SUCCESS는이 절차의 활용이 눈에 은행의 가용성에 기인 할 수는 미리 절단 조직을 준비했다. 기증자 조직의 눈에 은행 준비의 장점은 준비하는 동안 조직 천공 가지 경우에 백업 기증자 조직의 수술실과 가용성 전문 장비에 대한 필요성의 제거를 포함한다. 또한, 눈에 은행 기술자 기증자 조직의 높은 볼륨 준비 기증자 조직의 개선 된 품질을 제공 할 수있다. DSAEK 인해 기증자와받는 사람의 각막 사이의 간질 인터페이스의 창출에 최대 교정 시력을 제한 할 수 있습니다. 시각적 인 결과를 개선하고 EK 오 후 합병증을 줄일 수 있습니다 DMEK 만 기증자 데스 메막과 내피 세포의 이식이 인터페이스의 제거. DSAEK, 장기적인 성공과 DMEK의 수용과 마찬가지로 미리 절단의 가용성의 용이성에 따라 달라집니다, 눈 은행은 기증자의 조직을 준비했다. 여기에서 우리는 몇 가지 BARRI을 줄일 수 있습니다 기증자 조직 준비에 대한 단계적 접근 방법을 제시들 눈에 은행 DMEK 이식을 제공 직면하고있다.

기질에서 DM 및 내피 세포의 적절한 분리 DMEK에 미리 절단 조직을 준비하는 것이 필수적입니다. 65 ± 6 세 (범위 55-75), 2616 ± 321 세포 / mm 2의 5.9 ± 2.3 일 (범위 1 ~ 10) 및 내피 세포의 처리 시간에 죽음 (ECD) (의 평균 연령은 쉰 기증자의 각막 범위는 2,049-3,247)이 안구 은행 기술자 외과 제제 기술의 실현 가능성 및 재현성을 평가하기 위해 사용되었다. 성공률은 제 25가지 경우에 72 %이었던 76 %의 ...

Watch this Scientific Journal Video about Corneal Donor Tissue Preparation for Descemet's Membrane Endothelial Keratoplasty at JoVE.com

Corneal Donor Tissue Preparation for Descemet&#039;s Membrane Endothelial Keratoplasty

내피 세포 전층 각막 이식술은 발전이 각각 승계 한 얇아 이식의 이식을 초래하기 때문에 지속적으로 진화하는 수술 기법이다. 여기에서 우리는 내피 세포 이식이에 대한 기증자의 공막 버튼 데스 메 막을 안전하고 반복적 인 분리를 허용하는 제어 수동 조직 박리하는 기술을 제시한다.

데스 메막 내피 각막 이식을위한 각막 기증자의 조직 준비

Descemet&#8217;s Membrane Endothelial Keratoplasty (DMEK) is a form of corneal transplantation in which only a single cell layer, the corneal endothelium, ...

corneal-donor-tissue-preparation-for-descemet-s-membrane-endothelial

Research

JoVE Journal

Medicine

Corneal Donor Tissue Preparation for Descemet's Membrane Endothelial Keratoplasty

15.2K 조회수.  University of Michigan.  내피 세포 전층 각막 이식술은 발전이 각각 승계 한 얇아 이식의 이식을 초래하기 때문에 지속적으로 진화하는 수술 기법이다. 여기에서 우리는 내피 세포 이식이에 대한 기증자의 공막 버튼 데스 메 막을 안전하고 반복적 인 분리를 허용하는 제어 수동 조직 박리하는 기술을 제시한다. 

비디오: Corneal Donor Tissue Preparation for Descemet's Membrane Endothelial Keratoplasty

Single Port Donor Nephrectomy

In 2007, Rane presented the first single port nephrectomy for a small non-functioning kidney at the World Congress of Endourology. Since that time, the use of single port surgery for nephrectomy has expanded to include donor nephrectomy. Over the next two years the technique was adopted for many others types of nephrectomies to include donor nephrectomy. We present our technique for single port donor nephrectomy using the Gelpoint device. We have successfully performed this surgery in over 100 patients and add this experience to our experience of over 1000 laparoscopic nephrectomies. With the proper equipment and technique, single port donor nephrectomy can be performed safely and effectively in the majority of live donors. We have found that our operative times and most importantly our transplant outcomes have not changed significantly with the adoption of the single port donor nephrectomy. We believe that single port donor nephrectomy represents a step forward in the care of living donors.

Single port laparoscopic surgery is changing the standard of care in surgical care like nothing since the laparoscopic technique was introduced 20 years ago. We present out technique of single port donor nephrectomy using the Gelpoint device. We have successfully performed this surgery in 100 patients.

단일 포트 공여 신

In 2007, Rane presented the first single port nephrectomy for a small non-functioning kidney at the World Congress of Endourology.  Since that time, the ...

연구

의학

Corneal Donor Tissue Preparation for Endothelial Keratoplasty

Over the past ten years, corneal transplantation surgical techniques have undergone revolutionary changes1,2. Since its inception, traditional full thickness corneal transplantation has been the treatment to restore sight in those limited by corneal disease. Some disadvantages to this approach include a high degree of post-operative astigmatism, lack of predictable refractive outcome, and disturbance to the ocular surface. The development of Descemet's stripping endothelial keratoplasty (DSEK), transplanting only the posterior corneal stroma, Descemet's membrane, and endothelium, has dramatically changed treatment of corneal endothelial disease. DSEK is performed through a smaller incision; this technique avoids 'open sky' surgery with its risk of hemorrhage or expulsion, decreases the incidence of postoperative wound dehiscence, reduces unpredictable refractive outcomes, and may decrease the rate of transplant rejection3-6.
Initially, cornea donor posterior lamellar dissection for DSEK was performed manually1 resulting in variable graft thickness and damage to the delicate corneal endothelial tissue during tissue processing. Automated lamellar dissection (Descemet's stripping automated endothelial keratoplasty, DSAEK) was developed to address these issues. Automated dissection utilizes the same technology as LASIK corneal flap creation with a mechanical microkeratome blade that helps to create uniform and thin tissue grafts for DSAEK surgery with minimal corneal endothelial cell loss in tissue processing.
Eye banks have been providing full thickness corneas for surgical transplantation for many years. In 2006, eye banks began to develop methodologies for supplying precut corneal tissue for endothelial keratoplasty. With the input of corneal surgeons, eye banks have developed thorough protocols to safely and effectively prepare posterior lamellar tissue for DSAEK surgery. This can be performed preoperatively at the eye bank. Research shows no significant difference in terms of the quality of the tissue7 or patient outcomes8,9 using eye bank precut tissue versus surgeon-prepared tissue for DSAEK surgery. For most corneal surgeons, the availability of precut DSAEK corneal tissue saves time and money10, and reduces the stress of performing the donor corneal dissection in the operating room. In part because of the ability of the eye banks to provide high quality posterior lamellar corneal in a timely manner, DSAEK has become the standard of care for surgical management of corneal endothelial disease.
The procedure that we are describing is the preparation of the posterior lamellar cornea at the eye bank for transplantation in DSAEK surgery (Figure 1).

Endothelial corneal transplantation is a surgical technique for treatment of posterior corneal diseases. Mechanical microkeratome dissection to prepare tissue results in thinner, more symmetric grafts with less endothelial cell loss and improved outcomes. Dissections can be performed at the eye bank prior to corneal transplantation surgery.

내피 Keratoplasty을위한 각막 기증자 조직 준비

Over the past ten years, corneal transplantation surgical techniques have undergone revolutionary changes1,2. Since its inception, traditional full ...

Preparation and In Vitro Characterization of Magnetized miR-modified Endothelial Cells

To date, the available surgical and pharmacological treatments for cardiovascular diseases (CVD) are limited and often palliative. At the same time, gene and cell therapies are highly promising alternative approaches for CVD treatment. However, the broad clinical application of gene therapy is greatly limited by the lack of suitable gene delivery systems. The development of appropriate gene delivery vectors can provide a solution to current challenges in cell therapy. In particular, existing drawbacks, such as limited efficiency and low cell retention in the injured organ, could be overcome by appropriate cell engineering (i.e., genetic) prior to transplantation. The presented protocol describes the efficient and safe transient modification of endothelial cells using a polyethyleneimine superparamagnetic magnetic nanoparticle (PEI/MNP)-based delivery vector. Also, the algorithm and methods for cell characterization are defined. The successful intracellular delivery of microRNA (miR) into human umbilical vein endothelial cells (HUVECs) has been achieved without affecting cell viability, functionality, or intercellular communication. Moreover, this approach was proven to cause a strong functional effect in introduced exogenous miR. Importantly, the application of this MNP-based vector ensures cell magnetization, with accompanying possibilities of magnetic targeting and non-invasive MRI tracing. This may provide a basis for magnetically guided, genetically engineered cell therapeutics that can be monitored non-invasively with MRI.

Preparation and In Vitro Characterization of Magnetized miR-modified Endothelial Cells

This manuscript describes the efficient, non-viral delivery of miR to endothelial cells by a PEI/MNP vector and their magnetization. Thus, in addition to genetic modification, this approach allows for magnetic cell guidance and MRI detectability. The technique can be used to improve the characteristics of therapeutic cell products.

준비 및<em&gt; 체외</em&gt; 자화 특성의 내피 세포를 미르 변성

To date, the available surgical and pharmacological treatments for cardiovascular diseases (CVD) are limited and often palliative. At the same time, gene ...

Ex Vivo Corneal Organ Culture Model for Wound Healing Studies

The cornea has been used extensively as a model system to study wound healing. The ability to generate and utilize primary mammalian cells in two dimensional (2D) and three dimensional (3D) culture has generated a wealth of information not only about corneal biology but also about wound healing, myofibroblast biology, and scarring in general. The goal of the protocol is an assay system for quantifying myofibroblast development, which characterizes scarring. We demonstrate a corneal organ culture ex vivo model using pig eyes. In this anterior keratectomy wound, corneas still in the globe are wounded with a circular blade called a trephine. A plug of approximately 1/3 of the anterior cornea is removed including the epithelium, the basement membrane, and the anterior part of the stroma. After wounding, corneas are cut from the globe, mounted on a collagen/agar base, and cultured for two weeks in supplemented-serum free medium with stabilized vitamin C to augment cell proliferation and extracellular matrix secretion by resident fibroblasts. Activation of myofibroblasts in the anterior stroma is evident in the healed cornea. This model can be used to assay wound closure, the development of myofibroblasts and fibrotic markers, and for toxicology studies. In addition, the effects of small molecule inhibitors as well as lipid-mediated siRNA transfection for gene knockdown can be tested in this system.

A protocol for an ex vivo corneal organ culture model useful for wound healing studies is described. This model system can be used to assess the effects of agents to promote regenerative healing or drug toxicity in an organized 3D multicellular environment.

Ex Vivo 막 기관 문화 모델에 대 한 상처 치유 연구

The cornea has been used extensively as a model system to study wound healing. The ability to generate and utilize primary mammalian cells in two ...

A Porcine Corneal Endothelial Organ Culture Model Using Split Corneal Buttons

Experimental research on corneal endothelial cells is associated with several difficulties. Human donor corneas are scarce and rarely available for experimental investigations as they are normally needed for transplantation. Endothelial cell cultures often do not translate well to in vivo situations. Due to the biostructural characteristics of non-human corneas, stromal swelling during cultivation induces substantial corneal endothelial cell loss, which makes it difficult to perform cultivation for an extended period of time. Deswelling agents such as dextran are used to counteract this response. However, they also cause significant endothelial cell loss. Therefore, an ex vivo organ culture model not requiring deswelling agents was established. Pig eyes from a local slaughterhouse were used to prepare split corneal buttons. After partial corneal trephination, the outer layers of the cornea (epithelium, bowman layer, parts of the stroma) were removed. This significantly reduces corneal endothelial cell loss induced by massive stromal swelling and Descemet&#39;s membrane folding throughout longer cultivation periods and improves general preservation of the endothelial cell layer. Subsequent complete corneal trephination was followed by the removal of the split corneal button from the remaining eye bulb and cultivation. Endothelial cell density was assessed at follow-up times of up to 15 days after preparation (i.e., days 1, 8, 15) using light microscopy. The preparation technique used allows a better preservation of the endothelial cell layer enabled by less stromal tissue swelling, which results in slow and linear decline rates in split corneal buttons comparable to human donor corneas. As this standardized organo-typically cultivated research model for the first time allows a stable cultivation for at least two weeks, it is a valuable alternative to human donor corneas for future investigations of various external factors with regards to their effects on the corneal endothelium.

Here, a step-by-step protocol for the preparation and cultivation of porcine split corneal buttons is presented. As this organo-typically cultivated organ culture model shows cell death rates within 15 days, comparable to human donor corneas, it represents the first model allowing long-term cultivation of non-human corneas without adding toxic dextran.

분할 각막 단추를 사용하여 돼지 각막 내피 내피 기관 문화 모형

Experimental research on corneal endothelial cells is associated with several difficulties. Human donor corneas are scarce and rarely available for ...

Development of a Noninvasive, Laser-Assisted Experimental Model of Corneal Endothelial Cell Loss

Nd:YAG lasers have been used to perform noninvasive intraocular surgery, such as capsulotomy for several decades now. The incisive effect relies on the optical breakdown at the laser focus. Acoustic shock waves and cavitation bubbles are generated, causing tissue rupture. Bubble sizes and pressure amplitudes vary with pulse energy and position of the focal point. In this study, enucleated porcine eyes were positioned in front of a commercially available Nd:YAG laser. Variable pulse energies as well as different positions of the focal spots posterior to the cornea were tested. Resulting lesions were evaluated by two-photon microscopy and histology to determine the best parameters for an exclusive detachment of corneal endothelial cells (CEC) with minimum collateral damage. The advantages of this method are the precise ablation of CEC, reduced collateral damage, and above all, the non-contact treatment.

Here, we present a protocol to detach corneal endothelial cells (CEC) from Descemet&#8217;s membrane (DM) using a neodymium:YAG (Nd:YAG) laser as an ex vivo disease model for bullous keratopathy (BK).

각막 내피 세포 손실의 비 침습적, 레이저 보조 실험 모델의 개발

Nd:YAG lasers have been used to perform noninvasive intraocular surgery, such as capsulotomy for several decades now. The incisive effect relies on the ...

An Epithelial Abrasion Model for Studying Corneal Wound Healing

The cornea is critical for vision, accounting for about two-thirds of the refractive power of the eye. Crucial to the role of the cornea in vision is its transparency. However, due to its external position, the cornea is highly susceptible to a wide variety of injuries that can lead to the loss of corneal transparency and eventual blindness. Efficient corneal wound healing in response to these injuries is pivotal for maintaining corneal homeostasis and preservation of corneal transparency and refractive capabilities. In events of compromised corneal wound healing, the cornea becomes vulnerable to infections, ulcerations, and scarring. Given the fundamental importance of corneal wound healing to the preservation of corneal transparency and vision, a better understanding of the normal corneal wound healing process is a prerequisite to understanding impaired corneal wound healing associated with infection and disease. Toward this goal, murine models of corneal wounding have proven useful in furthering our understanding of the corneal wound healing mechanisms operating under normal physiological conditions. Here, a protocol for creating a central corneal epithelial abrasion in mouse using a trephine and a blunt golf club spud is described. In this model, a 2 mm diameter circular trephine, centered over the cornea, is used to demarcate the wound area. The golf club spud is used with care to debride the epithelium and create a circular wound without damaging the corneal epithelial basement membrane. The resulting inflammatory response proceeds as a well-characterized cascade of cellular and molecular events that are critical for efficient wound healing. This simple corneal wound healing model is highly reproducible and well-published and is now being used to evaluate compromised corneal wound healing in the context of disease.

Here, a protocol for creating a central corneal epithelial abrasion wound in the mouse using a trephine and a blunt golf club spud is described. This corneal wound healing model is highly reproducible and is now being used to evaluate compromised corneal wound healing in the context of diseases.

각막 상처 치유를 연구하기위한 상피 마모 모델

The cornea is critical for vision, accounting for about two-thirds of the refractive power of the eye. Crucial to the role of the cornea in vision is its ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts and complications such as primary graft dysfunction and graft rejection. The recent clinical use of an ex vivo perfusion device in cardiac transplantation introduces a unique opportunity for treating cardiac allografts with therapeutic interventions to improve function and avoid deleterious recipient responses. Establishing a translational, large-animal model for therapeutic delivery to the entire allograft is essential for testing novel therapeutic approaches in cardiac transplantation. The porcine, heterotopic heart transplantation model in the intraabdominal position serves as an excellent model for assessing the effects of novel interventions and the immunopathology of graft rejection. This model additionally offers long-term survival for the pig, given that the graft is not required to maintain the recipient's circulation. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach for achieving ex vivo delivery of a therapeutic to the entire cardiac allograft prior to transplantation and provide technical details to perform a survival heterotopic transplant of the ex vivo perfused heart.

We present a protocol for utilizing a normothermic ex vivo sanguinous perfusion system for the delivery of therapeutics to an entire cardiac allograft in a porcine heterotopic heart transplant model.

심장 동종이식편에 치료제를 전달하기 위한 돼지 이질성 심장 이식 프로토콜

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...

A Human Corneal Organ Culture Model of Descemet's Stripping Only with Accelerated Healing Stimulated by Engineered Fibroblast Growth Factor 1

Fuchs Endothelial Corneal Dystrophy (FECD) results from dysfunctional corneal endothelial cells (CECs) and is currently treated by transplantation of the whole cornea or Descemet's membrane. Recent developments in ocular surgery have established Descemet's Stripping Only (DSO), a surgical technique in which a central circle of guttae-dense Descemet's membrane is removed to allow for the migration of CECs onto the smooth stroma, restoring function and vision to the cornea. While this potential treatment option is of high interest in the field of ophthalmic research, no successful ex vivo models of DSO have been established and clinical data is limited. This work presents a novel wound-healing model simulating DSO in human donor corneas. Using this approach to evaluate the efficacy of the human engineered FGF1 (NM141), we found that treatment accelerated healing via stimulation of migration and proliferation of CECs. This finding was confirmed in 11 pairs of human corneas with signs of dystrophy reported by the eye banks in order to verify that these results can be replicated in patients with Fuchs' Dystrophy, as the target population of the DSO procedure.

A Human Corneal Organ Culture Model of Descemet&#039;s Stripping Only with Accelerated Healing Stimulated by Engineered Fibroblast Growth Factor 1

Descemet's Stripping Only is an experimental procedure wherein patients with central corneal guttae resulting from Fuchs Endothelial Corneal Dystrophy have Descemet's membrane stripped for peripheral cells to regenerate the endothelial layer. We present novel methodology simulating DSO in dystrophic human corneas ex vivo with accelerated healing stimulated by eFGF1 (NM141).

조작된 섬유아세포 성장 인자 1에 의해 자극된 가속화된 치유를 통해서만 Descemet의 스트리핑의 인간 각막 배양 모델

Fuchs Endothelial Corneal Dystrophy (FECD) results from dysfunctional corneal endothelial cells (CECs) and is currently treated by transplantation of the ...

Preparation of Human Myocardial Tissue for Long-Term Cultivation

Cardiomyocyte cultivation has seen a vast number of developments, ranging from two-dimensional (2D) cell cultivation to iPSC derived organoids. In 2019, an ex vivo way to cultivate myocardial slices obtained from human heart samples was demonstrated, while approaching in vivo condition of myocardial contraction. These samples originate mostly from heart transplantations or left-ventricular assist device placements. Using a vibratome and a specially developed cultivation system, 300 &#181;m thick slices are placed between a fixed and a spring wire, allowing for stable and reproducible cultivation for several weeks. During cultivation, the slices are continuously stimulated according to individual settings. Contractions can be displayed and recorded in real-time, and pharmacological agents can be readily applied. User-defined stimulation protocols can be scheduled and performed to assess vital contraction parameters like post-pause-potentiation, stimulation threshold, force-frequency relation, and refractory period. Furthermore, the system enables a variable pre- and afterload setting for a more physiological cultivation.
Here, we present a step-by-step guide on how to generate a successful long-term cultivation of human left ventricular myocardial slices, using a commercial biomimetic cultivation solution.

We present a protocol for ex vivo cultivation of human ventricular myocardial tissue. It allows for detailed analysis of contraction force and kinetics, as well as the application of pre- and afterload to mimic the in vivo physiological environment more closely.

장기 재배를 위한 인간 심근 조직의 제조

Cardiomyocyte cultivation has seen a vast number of developments, ranging from two-dimensional (2D) cell cultivation to iPSC derived organoids. In 2019, ...