NIH / 네이 EY017885 (RMS)에 의해 부분적으로 지원.

1. 설정 : 무균 기법 11 <ol><li> 층류 후드 (LFH)를 켭니다. </li><li> 질소 가스 제어 장치를 켭니다. 그 호스를 본체 유닛과 질소 탱크 사이에 연결되어 있는지 확인합니다. 에 가스를 켭니다. 기체 설정을 조절 탱크에서 50-60 PSI로 설정되어야합니다. 장치의 터빈 압력은 3.3-3.4 바 읽어야 할 것 같아. </li><li> 테스트 버튼을 누릅니다. 대기 압력 아래에 200이어야합니다 700s와 펌프 1과 2에서 읽을 수 있습니다. 테스트가 완료되면 단위 삐됩니다. 눈 보호, 등 적용, 그리고 모자와 돈 마스크. 손과 돈 비 멸균 장갑을 씻으십시오. 멸균 필드를 설정하는 LFH 및 오픈 랩 내부 살균 키트를 놓습니다. </li><li> 한 무균 의약품 컵과 안정적인 살균 필드 옆에 멸균 거즈 한 멸균 플라스틱 대야를 놓습니다. 의학 컵에 멸균 이소 프로필 알코올을 부어. 의학 컵로, 아래 팁을 알코올 면봉 / 패드 및 장소 프로브와 pachymetry 프로브를 닦아주십시오. 프로브 팁은 ​​10m 위해 이소 프로필 알코올에 담그다합니다inutes. pachymetry 프로브는 10 분 동안 배어 후에는 플라스틱 분지 알코올과 장소 프로브를 제거하는 prefilled 주사기의 멸균 물을 프로브 팁을 린스. </li><li> 무균 기술을 사용하여 미리 만든 팩을 이미 일부 않는 멸균 분야에 무균 항목 (블레이드, 멸균 장갑, 그리고 각막보기 회의소) 열어 놓습니다. </li><li> 보존 매체와 LFH 내부의 장소 (그림 2)에서 각막 조직을 얻습니다. </li><li> 유리병 (들)을 열고 적절한 보호복 콘센트에 뚜껑 (들) 처분. 비 멸균 장갑을 폐기하십시오. </li><li> 멸균 장갑을 &#39;돈&#39;이라. pachymeter가있는 필드의 측면에 미리 포장 플라스틱 대야를 놓습니다. 후드로 재입 및 멸균 필드를 만져서 후드 밖에서 라인을 방지하는 등의 방법으로 라인을 확보 후드 밖 꼭지 및 주입 라인 대신 스파이크 엔드에 주입 라인을 연결합니다. </li><li> 각막 조직 전송을 수행합니다. 부드럽게 씨에서, 조직 및 매체를 따르다기존 유리병에서 멸균보기 챔버에 ngle 운동. 내피 측면을 깨어있게해야합니다. 챔버의 뚜껑을 놓습니다. 멸균 분야에 조직 및 미디어가 들어있는 챔버 보관하십시오. LFH에서 유리병 (들)을 제거합니다. 제거하고 멸균 장갑을 버리고. </li><li> 스파이크 균형 소금 용액 (BSS) 주입 라인 병. 작업 영역 표면에서 멸균 BSS 약 4 피트 병을 잡아. </li><li> 멸균 장갑과 수건과 멸균 가운의 두 쌍을 엽니다. </li><li> 육분 외과 스크럽과 건조한 손을를 수행합니다. </li><li> 두 쌍 멸균 장갑 후, 무균 가운 입어. </li><li> 멸균 분야에 기기 상자와 장소 내용을 엽니다. </li><li> 금속 그릇이나 의학 컵에 BSS 솔루션의 10-20 CC 하는걸. BSS 솔루션 멸균 피펫을 채웁니다. 꼭지와 앞쪽에 챔버 주입 포트에 주입 라인을 연결하고 작은 금액은 피스톤의 꼭대기에서 볼 수 있도록 BSS을 잔뜩. </li><li> 에 LFH의 위치 인조 챔버거즈 위에. 그라 프트 타이트닝 반지 반시계 회전에 의한 낮은 피스톤. </li></ol> 2. 절차 <ol><li> 포셉 사용하여 부드럽게 scleral 림에 의해 각막을 탄다. 조심스럽게 다운 내피 측면과 함께 피스톤 위에 홍채를 중심으로하면서 BSS와 시스템을 내리려고 꼭지를 엽니다. 거품이 각​​막 아래에 볼 수있는 경우 BSS와 기적과 약간 그들을 제거하는 각막을 이동 계속 진행합니다. 공기 거품이 제거되고 나면 주입을 중단. 각막이 피스톤 (그림 3A)를 중심으로되었는지 확인하십시오. </li><li> 기본 잠금 링에 위치 앞쪽에 챔버 커버하므로베이스의 열린 공간으로 커버 끼워 맞춤 탭니다. 커버는 15 °를 시계 방향으로 회전하여 기지로 커버 조준. 피스톤을 올리고 (그림 3B)를 완전히 조입니다. </li><li> 멸균 장갑 낀 손가락으로 절차를 수행하는 데 충분한 압력이있다는 것을 보장하기 위해 각막 위에 만지지. </li><li> 표면 O에 프로브를 배치하여 pachymetry를 확인두께 독서를 얻을 수있는 F 각막 (그림 4). 표준 편차는 10 미만이어야합니다. 그렇지 않을 경우 측정을 재시험. pachymetry을 수행하는 데 사용되지 멸균 장갑 낀 손으로 pachymetry을 수행 손에 터빈 호스를 전달하고 제어 장치에 터빈 호스를 나사. 지원 기술자 기록 pachymetry 읽기 되세요. </li><li> 오염된 장갑을 제거합니다. </li><li> 멸균 마킹 펜 사용하여 각막의 중심 (또는 외과 의사가 더 표시를 선호하지 않는다면 표시하지 않음)쪽으로 limbus에서 4mm 라인을 그립니다. 각막 위에 BSS 다섯 방울을 배치 피펫을 사용합니다. </li><li> 특정 지침은 외과 의사에 의해 제공되지 않는 한 사전 컷 pachymetry 측정 미만 600 μm의 경우 300 μm의 절단 헤드가 사용됩니다. 600 μm의 이상, 350 μm의 절단 헤드가 사용됩니다 바랍니다. </li><li> 스레드가 당신과만은 번호 향해 마주보고를 통해, microkeratome 머리의 오른쪽에 날개를로드 1 단부를 지적, 연락처 WI을 피하고블레이드 일. </li><li> 양쪽에서 머리를 개최하는 것은 터빈에 머리를 망치. 인공 챔버 손가락을 조여. </li><li> 터빈 호스로 터빈을 보자. </li><li> 5 초 동안 살균 물과 펄스 엔진에 절단 머리를 잠수함이 잠수 한 번 진공 페달을 눌러 블레이드 진동을 테스트합니다. </li><li> 피스톤 Retighten. </li><li> 5시에 장착 게시물과 자세와 기지쪽으로 장소 microkeratome. 눌러 블레이드 (그림 5A)를 진동하는 터빈 페달을 누르고 있습니다. </li><li> 엄지와 검지를 사용하여베이스 및 터빈의 상단 사이에 microkeratome의 한가운데를 누르고 있습니다. 부드러운, 심지어 통해 그리고 각막을 가로질러 만들어 손목을 돌립니다. 릴리스 터빈은 페달과 직선 단위 해제 microkeratome 리프트. 진공 (그림 5B)을 해제하기 위해 진공 페달을 누르십시오. </li><li> 멸균 장갑과 각막 뚜껑 후에 다시 확인 pachymetry 읽기를 &#39;돈&#39;이라하는 것은되는 초 두께 독서를 얻기 위해 각막 표면에 프로브를 삽입하여 제거된다조직은 매우 얇고 쉽게 손상될 것이 늘. 오염된 장갑을 제거합니다. 기술자 레코드 초 pachymetry 읽기를 지원합니다. </li><li> 요청하신 경우에는 멸균 마킹 펜 사용, 인공 챔버의 잔류 stromal 침대 중반 주변 가장자리에, 외과의에 의해 마크를 넣습니다. 잔여 stromal 침대에 살균 BSS 몇 방울을 넣으십시오. </li><li> microkeratome에서 앞쪽에 각막 뚜껑 (그림 6)을 제거하고 인공 앞쪽에 챔버로부터 각막을 제거하기 전에 각막에 그것을 대체합니다. 모자가 제대로 해당되는 경우 뚜껑을 정렬하는 데 마킹 주변 장치를 사용하여 각막 중심으로해야합니다. 부드럽게 각막에 뚜껑을 재배치 면봉의 창을 사용합니다. 앞쪽에 뚜껑 아래에있는 BSS를 흡수하기 위해 새로운 창을 사용합니다. </li><li> 오픈 꼭지는 거꾸로 챔버를 켜고 낮은 피스톤은 deforming로부터 각막을 막기 위해 충분히 느리게. 베이스의 잠금을 해제하고 기지에서 인공 챔버 컵 밀어하기 BSS 흐름의 압력을 허용합니다. 집게로 부드럽게 당겨t 9시 각막 가장자리, 컵에서 풀어야 12 3시 위치. 일단 느슨하게, 각막을 제거하려면 12시 위치에 집게를 사용합니다. 보기 챔버, 내피 사이드까지 (그림 7)에서 각막를 놓습니다. 보기 챔버에 뚜껑을 놓습니다. 멸균 장갑을 제거합니다. </li><li> 챔버 덮개를 보는 조이십시오. </li><li> 포스트 컷 슬릿 램프 평가 및 각막 및 레코드 결과의 반사 현미경을 수행합니다. </li><li> 냉장고의 적절한 섹션에 장소 챔버 (들). </li><li> 외과로 이송하기위한 패키지 (그림 8). </li></ol> 3. 대표 결과 부드럽고 균일한 층상 각막 기증자 조직의 기증자 각막 결과의 적절한 기계적 microkeratome의 해부. 이것은 크로스 섹션의 각막의 광학 일관성 tomography (-10 월) 이미지 (그림 9)에 의해 표시됩니다. pachymet에 의해 측정된대로 최종 후부 각막 조직은 충분한 두께이어야합니다공예. 미시간 아이 뱅크에서 지난 6 개월 동안 평균 미리 처리 각막 두께는 558 미크론었고, 사후 각막 조직의 후처리 두께는 158 미크론했습니다. 87 살이 100-200 미크론, 10.9 % 측정한&gt; 200 미크론 및 2.1 % 측정 &lt;100 미크론 사이에 측정된 microkeratome - 해부하는 기증자 조직의 퍼센트. 사후 각막 조직은 이식받는 사람에게 향상된 내피 기능을 제공하는 높은 내피 세포 밀도 (ECD)를 유지합니다. 반사 현미경은 ECD를 측정하는 데 사용됩니다. 지난 6 개월 동안 미시간 안구 은행에서 내피 keratoplasty받을 수있는 것으로 간주 각막 조직의 모든 정보&gt; 2,200 세포 / mm 2 ECD했다. precut DSAEK 조직 중 99 %는 후처리 ECD&gt; 2,400 세포 / mm 2, 19 %는 ECD 있었&gt; 3,000 세포 / mm 2를했다. 후처리 ECD 사전으로의 평균 변화는 1.2 % (P = 0.0003, 이점 두 꼬리 T-테스트)에서 무시할했습니다.절차를 수행하는 동안 발생할 수있는 합병증의 압력 손실, 비대칭 절개, 그리고 상당한 조직 들여쓰기를 (각막 내피 세포의 손실을 초래)가 있습니다. 부적 절한 해부도 조직 천공이 발생할 수 있습니다. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig1.jpg" /> 그림 1. 1E에 내피 Keratoplasty 그림 1a를위한 각막 조직의 준비 전반적인 제도 기증 각막 준비 단면의 표현입니다. 1i 대한 수치 층은 DSAEK 수술 중에 이식받는 사람의 각막의 단면 표현입니다. <ol class="lalpha"><li> 공여 각막은 인공 앞쪽에 챔버에 탑재하고 microkeratome 머리를 해부한다. </li><li> 조직 절개 후 두 lamellae 별도지만 앞부분은 얇은 판은 (캡) 외과에 대한 운송을 위해 남아 각막 침대에 다시 배치됩니다. </li><li> 에방을 운영, 외과 앞부분과 뒷부분 모두 얇은 판을 통해 수직으로 중심 각막 조직을 절단하는 trephine을 사용합니다. </li><li> trephine 절단 후 주변 기증자 각막은 현장에서 제거됩니다. </li><li> 후부 얇은 판은 가볍게 주걱으로 앞쪽에 얇은 판에서 제거됩니다. 기증자 사후 얇은 판 (DSAEK 조직)은받는 사람 각막 (1i)의 병에 걸린 부분을 대체합니다. </li><li> 환자는 제거하는 질병 사후 각막 있습니다. </li><li> 병에 걸린 사후 각막은 대구경 원으로 intraocular 악기 (역방향 Sinsky 후크)와 함께 득점있다. </li><li> 병에 걸린 각막 골을 후 사후 각막 멤브레인가 제거됩니다. </li><li> 기증자 사후 얇은 판 (DSAEK 조직)가 수신자의 눈 속에 위치합니다. </li></ol><img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig2.jpg" /> 그림 2. 미디어의 각막 조직이 있습니다. 각막 조직 헥타르 후 보존 매체에기증자로부터 rvesting. <img alt="그림 3" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig3.jpg" /> 그림 3. 인공 앞부분은 상공 회의소에 각막 조직. <ol class="lalpha"><li> 각막 조직은 인공 앞쪽에 챔버 이전에 기본 잠금 링이나 조직 해부에 마운트됩니다. </li><li> 각막 조직은 조직을 통해 봉인베이스 잠금 고리와 인공 앞쪽에 챔버에 마운트됩니다. </li></ol><img alt="그림 4" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig4.jpg" /> 4 그림. 각막 조직 두께가 확인합니다. 각막 두께가 각막의 표면에 초음파 pachymetry 프로브를 사용하여 검사합니다. <img alt="그림 5" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig5.jpg" /> 그림 5. 각막 조직 해부. <ol class="lalpha"><li> Microkeratome 블레이드는시 5 번 장착 게시물 및 위치와 기지에 배치됩니다. </li><li> Microkeratome층상 절개를 만들기 위해 각막을 통해 전달됩니다. </li></ol><img alt="그림 6" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig6.jpg" /> 6 그림. 절개 후 각막의 앞부분은 모자. 앞쪽에 각막 뚜껑이 microkeratome의 절개 후 무료가 완료된 것입니다. <img alt="그림 7" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig7.jpg" /> 그림 7. 상공 회의소보기에 각막를 해부. 절개가 완료되면 각막은 교통 보는 챔버에 반환됩니다. <img alt="그림 8" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig8.jpg" /> 그림 8. 운송을위한 포장의 각막은.보기 챔버의 각막 그런 다음 안전하게 외과 의사로 수송을위한 포장됩니다. <img alt="그림 9" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig9.jpg" /> 9 그림. 각막의 10월의 외관.의 10월최종 해부 각막이 (단면)을 각막 두 개의 반쪽으로 분할되어 있는지 보여줍니다. 인터페이스는 화살표로 표시대로 주변 조직보다 더 강렬한 반사이다.

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W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Precut+tissue+for+Descemet+stripping+automated+endothelial+keratoplasty.">Precut tissue for Descemet stripping automated endothelial keratoplasty.</a> Cornea. 27, 630-631 (2008).</li></ol>

Drs. 우드워드와 Shtein는 공개 할게 없다. 미스터 Mavin 씨와 딛는 중서부 아이 은행의 직원입니다.

각막의 안쪽 - 대부분의 계층, 내피는 각막 탈수를 유지하여 각막의 광학 선명도를 유지합니다. 많은 질병 상태는 특별히 dystrophies, 감염, 염증 프로세스 및 degenerations 포함하여 각막 내피의 건강과 생존에 영향을 미칩니다. 최근까지 질병 각막 내피를 교체하는 각막 이식은 각막의 전체 두께 이식을 필요합니다. 지난 10 년, 같은 DSAEK 수술과 같은 부분 두께가 각막 이식, 의한 사후 각막의 대상으로 대체 짧은 복구 시간과 같은 목표를 달성할 수있었습니다. 에 관계없이 기술의, 이식된 조직이 이식된 각막의 광학 선명도를 유지하는 건강한 각막 내피를 유지해야하며 그 결과로 모든 조직 처리 기술은 각막 내피를 보호하기위한 추가 단계가 있습니다. 자동 microkeratome의 해부는 현재 일입니다내피 keratoplasty위한 각막 조직 준비를위한 전자 표준입니다. microkeratome 사용은 기증자 조직 천공을 감소 및 수동 해부 5에 비해 시각적인 회복 속도를 표시했다. DSAEK가 처음 도입되었을 때, 일부 외과 의사들은 microkeratome 장비를 구입하여 수술 시작시 수술실에 기증자 층상 절개를 수행했습니다. 조직 준비에 실패하는 경우, 수술은 환자와 의사에게 원인이 불편과 비용을 취소해야만했다. 2006 년 안구 은행은 안구 은행 연구실 이전 수술 12 ~ 하루에 통제된 조건 하에서 &quot;사이트 해제&quot;microkeratome 절개를 수행하기 시작했다. 휴지 준비는이 설정에 실패하면 신선한 조직을 다른 절개를 수행하는 시간이 있습니다. 공여 후부 각막 층상 조직의 Microkeratome 절개는 합병증을 최소화하기 온유하고 정밀한 기술을 필요로합니다. 각막은 gentl 삽입되어야합니다섬세한 내피 세포 손상을 방지하기 위해 인공 앞쪽에 챔버 (AAC)에서 Y. 각막이 탑재하고 AAC에 부합되면, 잠금 고리가 위치하고 챔버 내에서 높은 압력을 유지하고 microkeratome 해부하는 동안 조직 붕괴의 가능성을 줄일 수있는 기밀 시일에 따라 조정되어야한다. 균일한 절개를 보장하기 위해 microkeratome 머리 상수, 부드러운 방식으로 회전한다. 절개 후 조직을 다시 내피 세포 손상을 최소화하기 위해 신중하게 처리되어야합니다. 또한 그것은 층상 절단은 사후 얇은 판 수술 13 사용하기에 적합 될 수 있도록하기 위해서는 중심과 완료되었는지 확인하는 것이 중요합니다. 각막 기증자 천공이 절차의 무시무시한 합병증이며 그것은 경험이 덜 자주됩니다. 반복적으로 구멍이 microkeratome 패스 동안 발생하는 경우, 프로 시저에서 여러 단계를 확인하는 것이 중요합니다. 옥수수EA가 제대로 마운트와 AAC를 정렬해야합니다. 꽉 인감와 높은 압력이 microkeratome 패스 이전에 취득 및 절차에 걸쳐 유지되어야합니다. 행사에서 잔류 결막은 공막엔의 가장자리에 있고 전에 마운트 해제를 해부해야합니다. microkeratome 블레이드는 샤프하고 노치없이 여야합니다. 올바른 microkeratome 헤드의 두께는 약 각막 두께에 따라 선택하여야한다. microkeratome 헤드 패스 이전 적절하게 진동한다. 이 기술을 추가 문제로 모든 장비가 제대로 작동하는지 확인하기 위해 microkeratome 공급 업체에 문의하십시오. 완벽하게 수행할 때도이 기법에 대한 몇 가지 제한이 있습니다. Microkeratome 헤드는 다양한 두께로 각막 조직을 절단하는 데 사용할 수 있지만, 최종 조직의 두께에 microkeratome 머리의 관계는 최종 조직의 다양한 두께를 제공하는 동일한 머리 부정확할입니다7. 또한, 준비에 상당한 학습 곡선의 존재 및 합병증은 새로운 사용자를위한 더 자주 있습니다. 안구 은행 설정에서 층상 절개를 수행하면이 프로 시저에게 하루에 여러 번 수행 훈련된 기술자들이이를 무경험으로 인한 합병증을 최소화하고, 그들의 기술을 최적화할 수 있습니다. 존재하는 내피 keratoplasty위한 microkeratome를 이용한 각막 절개에 대한 기술의 수정 사항. 일부는 각막 내피에 향상된 보호 기능을 제공의 목적으로 인공 앞쪽에 챔버에서 각막 버튼 아래에 점탄성 재료 또는 각막 저장 미디어보다는 균형잡힌 소금 용액을 사용하는 것을 선호합니다. microkeratome 절개이 시작되어야하는 위치를 결정하기위한 방법의 차이도 있습니다. 다른 안구 은행과 다른 각막 외과 의사는 각막이의 식별을위한 표시 방식과 같이 특정 환경 설정을 할 수 있습니다앞부분은 각막 뚜껑이나 사후 층상 방향. 이것은 제조 업체들이이 프로토콜에서 사용되는 것과 유사한 장비를 만들 것을인지해야합니다. 특정 제조 업체의 지침이 사용됩니다 어느것 장비를 따라야한다. DSAEK 수술에 대한 해부하는 각막 조직의 신뢰할 수있는 안구 은행 준비 과정이 비교적 새로운 외과 기술의 광범위한 수용을위한 유익했습니다. 일단 외과 의사는 각막 이식의 &#39;첫 단계&#39;공연 안구 은행에서 자신감되었다 - DSAEK로 즉 조직 준비, 많은 실제적인 제한이 완화되었다. 안구 은행은 안정적으로 기증자 조직의 안전하고 효과적인지, 그리고 적시 공급과 처리 조직에 대한 수요를 유지할 수있었습니다. 고품질 DSAEK 조직은 현재 사전 및 수술실 시간과 조직 준비 합병증은 14-15을 9를 감소 주문할 수 있습니다. 이 프로토콜은 preparati 설명각막 기증자 조직의 안구 은행 처리의 관점에서 DSAEK 이식술의에 있지만,이 기술은 자신의 층상 각막 기증자 조직을 준비뿐 아니라 관심 외과에 직접 적용 층상 각막에 실험실 기반 또는 임상 연구를 수행하기 관심 분들 이식. 각막 층상 준비의 앞으로의 방향은 조직 처리를 위해 femtosecond 레이저를 이용, &quot;울트라 씬&quot;DSAEK 각막 조직, 또는 Descemet의 멤브레인 내피 keratoplasty (DMEK) 수술을위한 각막 내피 스크롤의 준비의 생성을 포함합니다. 내피 keratoplasty은 진화에 수술 분야이며 안구 은행과 각막 외과 의사 사이의 공생 관계는 수술 기법은 최적화로 변경하는 것입니다.

<table border="1"><tbody><tr><td> 장비의 명칭 </td><td> 회사 </td><td> 카탈로그 번호 </td></tr><tr><td> Microkeratome </td><td> 모리아 </td><td> 1,021,174 </td></tr><tr><td> 인공 앞쪽에 상공 회의소 기지 </td><td> 모리아 </td><td> 19161-562 </td></tr><tr><td> 인공 앞쪽에 상공 회의소 캡 </td><td> 모리아 </td><td> 19172-220 </td></tr><tr><td> Microkeratome 헤드 300 </td><td> 모리아 </td><td> O304 </td></tr><tr><td> Microkeratome 헤드 350 </td><td> 모리아 </td><td> N791 </td></tr><tr><td> 콘솔 </td><td> 모리아 </td><td> 19360-3482 </td></tr></tbody></table>

corneal donor tissue preparation for endothelial keratoplasty

지난 10 년간 각막 이식 수술 기술은 혁명적인 변화의 1,2를받은. 창설 이래 전통적인 전체 두께의 각막 이식은 각막 질환에 의해 제한 사람의 시력을 회복시킬 수있는 치료되었습니다. 이 방법의 단점은 높은 수술 난시의 정도, 예측 굴절률의 결과의 부족, 그리고 안구 표면에 교란을 포함합니다. 오직 후부 각막 기질, Descemet의 멤브레인 및 내피를 이식 Descemet의 조직 내피 keratoplasty (DSEK)의 개발은 획기적으로 각막 내피 질환의 치료를 변경했습니다. DSEK은 작은 절개를 통해 수행되며,이 기술은 출혈이나 퇴학의 위험과 함께 &#39;오픈 스카이&#39;수술을 피할 수 수술후 상처 dehiscence의 발병률을 감소, 예측 불허의 굴절률 결과를 감소하고, 장기 이식 거부 반응 3-6의 속도를 줄일 수 있습니다. ove_content &quot;&gt; 처음 DSEK을위한 각막 기증자 사후 층상 절개를 수동으로 수행된 한 변수 그래프트 두께 및 조직 처리하는 동안 섬세한 각막 내피 조직에 손상을 발생. 자동 층상 해부 (Descemet의 잎을 자동 내피 keratoplasty, DSAEK)가되었다 이것을 해결하기 위해 개발된 문제를 해결합니다. 자동 절개는 조직 재생에 최소한의 각막 내피 세포의 손실과 함께 DSAEK 수술에 대한 균일하고 얇은 조직 이식을 만드는 데 도움이 기계적 microkeratome 블레이드과 라식 각막 플랩 생성과 같은 기술을 활용합니다. 안구 은행들은 수년간 외과 이식을 위해 전체 두께 각막을 제공하고 있습니다. 2006 년 안구 은행은 내피 keratoplasty 위해 precut 각막 조직에 공급을위한 방법론을 개발하기 시작했다. 각막 외과의 입력으로 안구 은행은 안전하고 효과적으로 사후 층상 조직 f를 준비하는 철저한 프로토콜을 개발했습니다또는 DSAEK 수술. 이것은 안구 은행에 preoperatively 수행할 수 있습니다. 연구는 DSAEK 수술을위한 안구 은행 precut 조직 대 외과 의사가 잘 준비되고 조직을 이용해 조직 7 또는 환자 결과 8,9의 질적 측면에서 더 큰 차이를 보여주지. 대부분의 각막 외과의 경우 precut DSAEK 각막 조직의 여부는 시간과 돈을 10을 저장하고, 수술실에서 기증자 각막 절개를 수행 스트레스를 줄여줍니다. 때문에 적시에 고품질의 사후 층상가 각막 제공하기 위해 안구 은행의 능력의 일부에 DSAEK는 각막 내피 질환의 외과적인 관리를위한 치료의 표준이되었습니다. 우리가 설명하는 절차는 DSAEK 수술에 이식 (그림 1) 안구 은행에서 후부 층상 각막의 준비입니다.

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Corneal Donor Tissue Preparation for Endothelial Keratoplasty

내피 각막 이식은 사후 각막 질병 치료를위한 수술 기법입니다. 덜 내피 세포 손실 및 향상된 결과로 더 얇고 더 대칭 이식에서 조직 결과를 준비하는 기계적 microkeratome 해부. 절개는 각막 이식 수술 이전 안구 은행에서 수행할 수 있습니다.

내피 Keratoplasty을위한 각막 기증자 조직 준비

Over the past ten years, corneal transplantation surgical techniques have undergone revolutionary changes1,2. Since its inception, traditional full ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

27.4K 조회수.  University of Michigan. 내피 각막 이식은 사후 각막 질병 치료를위한 수술 기법입니다. 덜 내피 세포 손실 및 향상된 결과로 더 얇고 더 대칭 이식에서 조직 결과를 준비하는 기계적 microkeratome 해부. 절개는 각막 이식 수술 이전 안구 은행에서 수행할 수 있습니다.

비디오: Corneal Donor Tissue Preparation for Endothelial Keratoplasty

Single Port Donor Nephrectomy

In 2007, Rane presented the first single port nephrectomy for a small non-functioning kidney at the World Congress of Endourology. Since that time, the use of single port surgery for nephrectomy has expanded to include donor nephrectomy. Over the next two years the technique was adopted for many others types of nephrectomies to include donor nephrectomy. We present our technique for single port donor nephrectomy using the Gelpoint device. We have successfully performed this surgery in over 100 patients and add this experience to our experience of over 1000 laparoscopic nephrectomies. With the proper equipment and technique, single port donor nephrectomy can be performed safely and effectively in the majority of live donors. We have found that our operative times and most importantly our transplant outcomes have not changed significantly with the adoption of the single port donor nephrectomy. We believe that single port donor nephrectomy represents a step forward in the care of living donors.

Single port laparoscopic surgery is changing the standard of care in surgical care like nothing since the laparoscopic technique was introduced 20 years ago. We present out technique of single port donor nephrectomy using the Gelpoint device. We have successfully performed this surgery in 100 patients.

단일 포트 공여 신

In 2007, Rane presented the first single port nephrectomy for a small non-functioning kidney at the World Congress of Endourology.  Since that time, the ...

연구

의학

Corneal Donor Tissue Preparation for Descemet's Membrane Endothelial Keratoplasty

Descemet&#8217;s Membrane Endothelial Keratoplasty (DMEK) is a form of corneal transplantation in which only a single cell layer, the corneal endothelium, along with its basement membrane (Descemet&#39;s membrane) is introduced onto the recipient&#39;s posterior stroma3. Unlike Descemet&#8217;s Stripping Automated Endothelial Keratoplasty (DSAEK), where additional donor stroma is introduced, no unnatural stroma-to-stroma interface is created. As a result, the natural anatomy of the cornea is preserved as much as possible allowing for improved recovery time and visual acuity4. Endothelial Keratoplasty (EK) is the procedure of choice for treatment of endothelial dysfunction. The advantages of EK include rapid recovery of vision, preservation of ocular integrity and minimal refractive change due to use of a small, peripheral incision1. DSAEK utilizes donor tissue prepared with partial thickness stroma and endothelium. The rapid success and utilization of this procedure can be attributed to availability of eye-bank prepared precut tissue. The benefits of eye-bank preparation of donor tissue include elimination of need for specialized equipment in the operating room and availability of back up donor tissue in case of tissue perforation during preparation. In addition, high volume preparation of donor tissue by eye-bank technicians may provide improved quality of donor tissue. DSAEK may have limited best corrected visual acuity due to creation of a stromal interface between the donor and recipient cornea. Elimination of this interface with transplantation of only donor Descemet&#39;s membrane and endothelium in DMEK may improve visual outcomes and reduce complications after EK5. Similar to DSAEK, long term success and acceptance of DMEK is dependent on ease of availability of precut, eye-bank prepared donor tissue. Here we present a stepwise approach to donor tissue preparation which may reduce some barriers eye-banks face in providing DMEK grafts.

Corneal Donor Tissue Preparation for Descemet&#039;s Membrane Endothelial Keratoplasty

Endothelial keratoplasty is a surgical technique continuously evolving as advancements result in transplantation of thinner grafts with each succession1. Here we present a technique for controlled manual tissue dissection to allow safe and repeatable separation of endothelium and Descemet&#39;s membranes from donor corneoscleral buttons for transplantation2.

데스 메막 내피 각막 이식을위한 각막 기증자의 조직 준비

Descemet&#8217;s Membrane Endothelial Keratoplasty (DMEK) is a form of corneal transplantation in which only a single cell layer, the corneal endothelium, ...

Preparation and In Vitro Characterization of Magnetized miR-modified Endothelial Cells

To date, the available surgical and pharmacological treatments for cardiovascular diseases (CVD) are limited and often palliative. At the same time, gene and cell therapies are highly promising alternative approaches for CVD treatment. However, the broad clinical application of gene therapy is greatly limited by the lack of suitable gene delivery systems. The development of appropriate gene delivery vectors can provide a solution to current challenges in cell therapy. In particular, existing drawbacks, such as limited efficiency and low cell retention in the injured organ, could be overcome by appropriate cell engineering (i.e., genetic) prior to transplantation. The presented protocol describes the efficient and safe transient modification of endothelial cells using a polyethyleneimine superparamagnetic magnetic nanoparticle (PEI/MNP)-based delivery vector. Also, the algorithm and methods for cell characterization are defined. The successful intracellular delivery of microRNA (miR) into human umbilical vein endothelial cells (HUVECs) has been achieved without affecting cell viability, functionality, or intercellular communication. Moreover, this approach was proven to cause a strong functional effect in introduced exogenous miR. Importantly, the application of this MNP-based vector ensures cell magnetization, with accompanying possibilities of magnetic targeting and non-invasive MRI tracing. This may provide a basis for magnetically guided, genetically engineered cell therapeutics that can be monitored non-invasively with MRI.

Preparation and In Vitro Characterization of Magnetized miR-modified Endothelial Cells

This manuscript describes the efficient, non-viral delivery of miR to endothelial cells by a PEI/MNP vector and their magnetization. Thus, in addition to genetic modification, this approach allows for magnetic cell guidance and MRI detectability. The technique can be used to improve the characteristics of therapeutic cell products.

준비 및<em&gt; 체외</em&gt; 자화 특성의 내피 세포를 미르 변성

To date, the available surgical and pharmacological treatments for cardiovascular diseases (CVD) are limited and often palliative. At the same time, gene ...

Ex Vivo Corneal Organ Culture Model for Wound Healing Studies

The cornea has been used extensively as a model system to study wound healing. The ability to generate and utilize primary mammalian cells in two dimensional (2D) and three dimensional (3D) culture has generated a wealth of information not only about corneal biology but also about wound healing, myofibroblast biology, and scarring in general. The goal of the protocol is an assay system for quantifying myofibroblast development, which characterizes scarring. We demonstrate a corneal organ culture ex vivo model using pig eyes. In this anterior keratectomy wound, corneas still in the globe are wounded with a circular blade called a trephine. A plug of approximately 1/3 of the anterior cornea is removed including the epithelium, the basement membrane, and the anterior part of the stroma. After wounding, corneas are cut from the globe, mounted on a collagen/agar base, and cultured for two weeks in supplemented-serum free medium with stabilized vitamin C to augment cell proliferation and extracellular matrix secretion by resident fibroblasts. Activation of myofibroblasts in the anterior stroma is evident in the healed cornea. This model can be used to assay wound closure, the development of myofibroblasts and fibrotic markers, and for toxicology studies. In addition, the effects of small molecule inhibitors as well as lipid-mediated siRNA transfection for gene knockdown can be tested in this system.

A protocol for an ex vivo corneal organ culture model useful for wound healing studies is described. This model system can be used to assess the effects of agents to promote regenerative healing or drug toxicity in an organized 3D multicellular environment.

Ex Vivo 막 기관 문화 모델에 대 한 상처 치유 연구

The cornea has been used extensively as a model system to study wound healing. The ability to generate and utilize primary mammalian cells in two ...

A Porcine Corneal Endothelial Organ Culture Model Using Split Corneal Buttons

Experimental research on corneal endothelial cells is associated with several difficulties. Human donor corneas are scarce and rarely available for experimental investigations as they are normally needed for transplantation. Endothelial cell cultures often do not translate well to in vivo situations. Due to the biostructural characteristics of non-human corneas, stromal swelling during cultivation induces substantial corneal endothelial cell loss, which makes it difficult to perform cultivation for an extended period of time. Deswelling agents such as dextran are used to counteract this response. However, they also cause significant endothelial cell loss. Therefore, an ex vivo organ culture model not requiring deswelling agents was established. Pig eyes from a local slaughterhouse were used to prepare split corneal buttons. After partial corneal trephination, the outer layers of the cornea (epithelium, bowman layer, parts of the stroma) were removed. This significantly reduces corneal endothelial cell loss induced by massive stromal swelling and Descemet&#39;s membrane folding throughout longer cultivation periods and improves general preservation of the endothelial cell layer. Subsequent complete corneal trephination was followed by the removal of the split corneal button from the remaining eye bulb and cultivation. Endothelial cell density was assessed at follow-up times of up to 15 days after preparation (i.e., days 1, 8, 15) using light microscopy. The preparation technique used allows a better preservation of the endothelial cell layer enabled by less stromal tissue swelling, which results in slow and linear decline rates in split corneal buttons comparable to human donor corneas. As this standardized organo-typically cultivated research model for the first time allows a stable cultivation for at least two weeks, it is a valuable alternative to human donor corneas for future investigations of various external factors with regards to their effects on the corneal endothelium.

Here, a step-by-step protocol for the preparation and cultivation of porcine split corneal buttons is presented. As this organo-typically cultivated organ culture model shows cell death rates within 15 days, comparable to human donor corneas, it represents the first model allowing long-term cultivation of non-human corneas without adding toxic dextran.

분할 각막 단추를 사용하여 돼지 각막 내피 내피 기관 문화 모형

Experimental research on corneal endothelial cells is associated with several difficulties. Human donor corneas are scarce and rarely available for ...

Development of a Noninvasive, Laser-Assisted Experimental Model of Corneal Endothelial Cell Loss

Nd:YAG lasers have been used to perform noninvasive intraocular surgery, such as capsulotomy for several decades now. The incisive effect relies on the optical breakdown at the laser focus. Acoustic shock waves and cavitation bubbles are generated, causing tissue rupture. Bubble sizes and pressure amplitudes vary with pulse energy and position of the focal point. In this study, enucleated porcine eyes were positioned in front of a commercially available Nd:YAG laser. Variable pulse energies as well as different positions of the focal spots posterior to the cornea were tested. Resulting lesions were evaluated by two-photon microscopy and histology to determine the best parameters for an exclusive detachment of corneal endothelial cells (CEC) with minimum collateral damage. The advantages of this method are the precise ablation of CEC, reduced collateral damage, and above all, the non-contact treatment.

Here, we present a protocol to detach corneal endothelial cells (CEC) from Descemet&#8217;s membrane (DM) using a neodymium:YAG (Nd:YAG) laser as an ex vivo disease model for bullous keratopathy (BK).

각막 내피 세포 손실의 비 침습적, 레이저 보조 실험 모델의 개발

Nd:YAG lasers have been used to perform noninvasive intraocular surgery, such as capsulotomy for several decades now. The incisive effect relies on the ...

An Epithelial Abrasion Model for Studying Corneal Wound Healing

The cornea is critical for vision, accounting for about two-thirds of the refractive power of the eye. Crucial to the role of the cornea in vision is its transparency. However, due to its external position, the cornea is highly susceptible to a wide variety of injuries that can lead to the loss of corneal transparency and eventual blindness. Efficient corneal wound healing in response to these injuries is pivotal for maintaining corneal homeostasis and preservation of corneal transparency and refractive capabilities. In events of compromised corneal wound healing, the cornea becomes vulnerable to infections, ulcerations, and scarring. Given the fundamental importance of corneal wound healing to the preservation of corneal transparency and vision, a better understanding of the normal corneal wound healing process is a prerequisite to understanding impaired corneal wound healing associated with infection and disease. Toward this goal, murine models of corneal wounding have proven useful in furthering our understanding of the corneal wound healing mechanisms operating under normal physiological conditions. Here, a protocol for creating a central corneal epithelial abrasion in mouse using a trephine and a blunt golf club spud is described. In this model, a 2 mm diameter circular trephine, centered over the cornea, is used to demarcate the wound area. The golf club spud is used with care to debride the epithelium and create a circular wound without damaging the corneal epithelial basement membrane. The resulting inflammatory response proceeds as a well-characterized cascade of cellular and molecular events that are critical for efficient wound healing. This simple corneal wound healing model is highly reproducible and well-published and is now being used to evaluate compromised corneal wound healing in the context of disease.

Here, a protocol for creating a central corneal epithelial abrasion wound in the mouse using a trephine and a blunt golf club spud is described. This corneal wound healing model is highly reproducible and is now being used to evaluate compromised corneal wound healing in the context of diseases.

각막 상처 치유를 연구하기위한 상피 마모 모델

The cornea is critical for vision, accounting for about two-thirds of the refractive power of the eye. Crucial to the role of the cornea in vision is its ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts and complications such as primary graft dysfunction and graft rejection. The recent clinical use of an ex vivo perfusion device in cardiac transplantation introduces a unique opportunity for treating cardiac allografts with therapeutic interventions to improve function and avoid deleterious recipient responses. Establishing a translational, large-animal model for therapeutic delivery to the entire allograft is essential for testing novel therapeutic approaches in cardiac transplantation. The porcine, heterotopic heart transplantation model in the intraabdominal position serves as an excellent model for assessing the effects of novel interventions and the immunopathology of graft rejection. This model additionally offers long-term survival for the pig, given that the graft is not required to maintain the recipient's circulation. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach for achieving ex vivo delivery of a therapeutic to the entire cardiac allograft prior to transplantation and provide technical details to perform a survival heterotopic transplant of the ex vivo perfused heart.

We present a protocol for utilizing a normothermic ex vivo sanguinous perfusion system for the delivery of therapeutics to an entire cardiac allograft in a porcine heterotopic heart transplant model.

심장 동종이식편에 치료제를 전달하기 위한 돼지 이질성 심장 이식 프로토콜

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...

Preparation of Human Myocardial Tissue for Long-Term Cultivation

Cardiomyocyte cultivation has seen a vast number of developments, ranging from two-dimensional (2D) cell cultivation to iPSC derived organoids. In 2019, an ex vivo way to cultivate myocardial slices obtained from human heart samples was demonstrated, while approaching in vivo condition of myocardial contraction. These samples originate mostly from heart transplantations or left-ventricular assist device placements. Using a vibratome and a specially developed cultivation system, 300 &#181;m thick slices are placed between a fixed and a spring wire, allowing for stable and reproducible cultivation for several weeks. During cultivation, the slices are continuously stimulated according to individual settings. Contractions can be displayed and recorded in real-time, and pharmacological agents can be readily applied. User-defined stimulation protocols can be scheduled and performed to assess vital contraction parameters like post-pause-potentiation, stimulation threshold, force-frequency relation, and refractory period. Furthermore, the system enables a variable pre- and afterload setting for a more physiological cultivation.
Here, we present a step-by-step guide on how to generate a successful long-term cultivation of human left ventricular myocardial slices, using a commercial biomimetic cultivation solution.

We present a protocol for ex vivo cultivation of human ventricular myocardial tissue. It allows for detailed analysis of contraction force and kinetics, as well as the application of pre- and afterload to mimic the in vivo physiological environment more closely.

장기 재배를 위한 인간 심근 조직의 제조

Cardiomyocyte cultivation has seen a vast number of developments, ranging from two-dimensional (2D) cell cultivation to iPSC derived organoids. In 2019, ...

내피에서 중간엽으로의 전환을 연구하기 위한 생체 내 심장 이식

A Neonatal Heterotopic Rat Heart Transplantation Model for the Study of Endothelial-to-Mesenchymal Transition

Endocardial fibroelastosis (EFE), defined by subendocardial tissue accumulation, has major impacts on the development of the left ventricle (LV) and precludes patients with congenital critical aortic stenosis and hypoplastic left heart syndrome (HLHS) from curative anatomical biventricular surgical repair. Surgical resection is currently the only available therapeutic option, but EFE often recurs, sometimes with an even more infiltrative growth pattern into the adjacent myocardium.
To better understand the underlying mechanisms of EFE and to explore therapeutic strategies, an animal model suitable for preclinical testing was developed. The animal model takes into consideration that EFE is a disease of the immature heart and is associated with flow disturbances, as supported by clinical observations. Thus, the heterotopic heart transplantation of neonatal rat donor hearts is the basis for this model.
A neonatal rat heart is transplanted into an adolescent rat&#39;s abdomen and connected to the recipient&#39;s infrarenal aorta and inferior vena cava. While perfusion of the coronary arteries preserves the viability of the donor heart, flow stagnation within the LV induces EFE growth in the very immature heart. The underlying mechanism of EFE formation is the transition of endocardial endothelial cells to mesenchymal cells (EndMT), which is a well-described mechanism of early embryonic development of the valves and septa but also the leading cause of fibrosis in heart failure. EFE formation can be macroscopically observed within days after transplantation. Transabdominal echocardiography is used to monitor the graft viability, contractility, and the patency of the anastomoses. Following euthanasia, the EFE tissue is harvested, and it shows the same histopathological characteristics as human EFE tissue from HLHS patients.
This in vivo model allows for studying the mechanisms of EFE development in the heart and testing treatment options to prevent this pathological tissue formation and provides the opportunity for a more generalized examination of EndMT-induced fibrosis.

저자 스포트라이트: 내피에서 중간엽으로의 전환 연구를 위한 신생아 이종성 쥐 심장 이식 모델  

This work presents an animal model of endothelial-to-mesenchymal transition-induced fibrosis, as seen in congenital cardiac defects such as critical aortic stenosis or hypoplastic left heart syndrome, which allows for detailed histological tissue evaluation, the identification of regulatory signaling pathways, and the testing of treatment options.

내피에서 중간엽으로의 전환 연구를 위한 신생아 이종성 쥐 심장 이식 모델

Endocardial fibroelastosis (EFE), defined by subendocardial tissue accumulation, has major impacts on the development of the left ventricle (LV) and ...