MRC-DPFS 보조금 코드 G1000788-98812을 - 저자는이 연구에 자금을 지원하기위한 의료 연구위원회를 감사하고 감사드립니다.

1.Scaffold 제조 및 살균 <ol><li> 10 % w / V 농도를 제공하기 위해 1,1,1,3,3,3- 헥사 플루오로 이소프로판올에 PCL을 녹여. . 중합 용액 (파라미터 : 20 kV로, 1 ㎖ / hr이고, 20cm) electrospin 보즈 등의 문헌 9에 기재된 바와 같이 회전 맨드릴 (600 RPM)의 가장자리에 정렬 된 섬유를 수집한다. (골짜기와 회전 선박에 대한) 3cm과 길이 (세포 배양 인서트) 4cm를 - 메스 짧은 길이로 절단 한 후 수집 된 섬유의 리본을 제거하고. </li><li> 미세 집게 증류수의 개별 스트립 잠수함 및 제거를 사용. </li><li> 엄지 손가락과 집게 손가락 사이의 양쪽 끝을 잡고; 이 스레드를 닮을 때까지 수동으로 스트립을 비틀. </li><li> 간단히 증류수이 스레드 같은 발판 잠수함 건조 깨끗한, 비 섬유 카드에 배치합니다. </li><li> 일단 건조, 개별적으로 깨끗한 마이크로 원심 튜브를 취하게하고 증류수에 50 % v / V를 에탄올 1 ㎖를 추가합니다. 뚜껑을 닫고 2 떠나4 시간. 참고 : 층류에서 다음 단계를 수행하십시오 : </li><li> 층류 캐비닛에 마이크로 원심 튜브를 삽입하고 50 % V / V 솔루션을 대기음. 증류수, 가까운 뚜껑에 1 ml의 70 % v / V를 에탄올로 교체하고 24 시간 동안 둡니다. </li><li> 90 % 증류수 (1 ml의 볼륨)에서 100 % V / V 에탄올을 반복합니다. </li><li> 워시 인산염 완충 생리 식염수 (PBS), 세척 당 24 시간 (2 × 1 ml)로 두 번 발판. </li><li> PBS를 제거하고 1 ml의 세포 배양 용지로 교체합니다. 참고 : 공사장 공중 발판은 사용 후 24 시간 동안 준비가되어 있습니다. </li></ol> 2. 비계 표면적과 세포의 수 결정 <ol><li> 광학 현미경 및 이미징 소프트웨어를 사용하여, 평균값을 결정하기 위해 그 길이를 따라 전기 방사 원사의 직경을 측정한다. </li><li> 환봉을 사용하고 표면적 근사 얀을 가정 : </li><li> 여기서 A = 표면적, R = 반경과 시간 = 길이 주 : 표면적이 18,902 인 것으로 계산되었다800 μm의 2. 또한, 얀 표면적을 증가 미세 섬유, 수백로 구성되어 실제 표면적이 계산보다 크다는 것을 주목해야한다. 따라서 세포의 수가 많을수록 골격에 부착 할 수 있어야한다. 그러나, 이것은 테스트 그룹 간의 직접적인 비교가 이루어지고 영향을주지 않는다. </li><li> 에 의해 노출 된 지지체 표면에 부착 할 수 세포의 최대 수를 결정합니다 : 주 : 광학 현미경 및 이미징 소프트웨어를 사용하여, 인간 중간 엽 줄기 세포의 직경이 측정되었다 20 μm의 (가정 세포는 원형), 따라서이 경우에, 셀의 수 = 60,200. </li></ol> 3. 비계 셋업 - 세포 배양 삽입 (그림 1A) <ol><li> 층류에서 멸균 6- 웰 세포 배양 삽입물을 열고 넓은 고리의 몸에서 치아 짧은 고리를 분리. </li><li> 치아가 위쪽으로 가리키는 반지를 가져 가라. 하나를 올려 놓만드는 고리의 중심을 통해 4cm 비계의 확인이 양쪽에 겹칩니다. 톱니 링과 비계를 통해 고리 몸과 위치를 가지고 발판이 위치에 유지하고, 세포 배양 삽입의 중심을 거짓말을 확인하고 아래쪽으로 밀어 넣습니다. </li><li> 6 자, 낮은 결합 판의 우물에 지지체와 세포 배양 삽입을 놓습니다. </li><li> 발판에 문화 매체의 10 ML을 추가합니다. </li></ol> 4. 비계 셋업 - 쓰루 (그림 1B) <ol><li> 층류에서 장소 폴리 (테트라 플루오로 에틸렌) (PTFE)는 각각의 배양 접시에 쓰루과 구유에 배지 10 ㎖를 추가합니다. </li><li> 반드시 길이를 만들고, 집게가 저점에 3cm의 비계의 한 드레이프 사용하면 통의 긴 가장자리에 평행하게 놓여있다. </li></ol> 5. 비계 셋업 - 생물 반응기 용기 (그림 1C) <ol><li> 층류에서 생물 반응기를 통해 용기의 멸균 PBS 10 ㎖를 분배주요 항구와 10 분 동안 둡니다. </li><li> PBS를 제거하고 8 ml의 문화 용지로 교체합니다. </li><li> 집게를 사용하여 주 포트를 통해 용기에 3cm의 발판 중 하나를 삽입합니다. </li><li> 주요 포트를 닫습니다. </li></ol> 6. 셀 카운팅 <ol><li> 최대 수확 이전에 통과 4 제조 업체 프로토콜에 따라 골수에서 파생 된 문화 인간 중간 엽 줄기 세포 (hMSC). </li><li> 75cm에서 골수 (통로 (4), 80 % 컨 플루)에서 파생 된 중배엽 줄기 세포를 포함하는 2 플라스크 미디어를 대기음. </li><li> 10 ml의 멸균 PBS와 대기음으로 세포를 씻으십시오. </li><li> 3 ㎖ 트립신을 추가하고 세포를 플라스크 표면에서 빠질 때까지 37 ° C, 5 % CO 2의 플라스크를 품어. </li><li> 효소를 불 활성화 및 원심 분리 관이 총 부피 (10 ml)에 전송하는 7 ml의 배지를 추가합니다. </li><li> 균일 내에서 세포를 분산하도록 피펫 팅에 의해 여러 번 다운이 세포 현탁액을 재현 탁미디어 및 한계 세포 응집체 (10㎖ 피펫). </li><li> 혈구에 세포 현탁액 및 전송의 20 μl를 제거합니다. </li><li> X10 목적에서 광학 현미경 이미지에서 혈구를 놓습니다. </li><li> 눈금 선 초점과 그리드의 각 모서리에있는 4 × 4 사각형 세포의 수를 계산하고있는이 광장 내에 오른손 또는 하단 경계 선을 넘어 것들. 4 × 4 사각형 (그리드 당 4 카운트)의 각 세트에 대한 계산합니다. </li><li> 부유 세포 수를 세 번 (6.6-6.9 단계) 반복합니다. </li><li> 평균 세포 수를 계산하고 재 부유 셀 (200 μL의 세포 농도 60,200)에 필요한 미디어의 볼륨을 결정한다. 예를 들어, 혈구 세포의 평균 수를 결정하고, 그 다음 세 개의 분리 된 세포의 카운트에서 전체 평균 수를 결정한다. 에주는 세포 현탁액의 전체 볼륨을 곱 후 1 ㎖ 당 세포의 수와를 제공하기 위해 1 × 4를 곱하면세포의 탈 번호. 재 부상에 필요한 용지의 양을 결정하기 위해 다음 식을 사용하여 </li><li> 5 분 동안 241 XG에 세포 현탁액을 원심 분리기. </li></ol> 7. 셀 시드 <ol><li> 세포 펠렛을 떠나 원심 분리 관에서 미​​디어를 대기음 계산 된 미디어 볼륨으로 교체합니다. </li><li> 심지어 혼합의 세포와 미디어를 재현 탁. </li><li> P200 길슨 피펫을 사용하여 천천히 골격 길이를 따라 그리고 매체 액면 아래 피펫 팁을 실행하여 각 지지체에 세포 현탁액 200 μl를 분배. 20 분 동안 방해받지 둡니다. </li><li> 생물 반응기 용기의 경우, 주 포트를 통해 세포 현탁액 200 μl를 분배. 주사기 포트를 통해 상위로해서 나머지 2 ml의 배양 배지는 10 ㎖의 총량을 얻었다. </li></ol> 8. 실험 시작 <ol><li> RCCS - 4DQ 생물 반응기에 생물 반응기 혈관을 전송하고 9 rpm으로 회전하도록 설정합니다. </li><li> 트란셰이 판에 세포 배양 삽입과 최저점과 웰 플레이트를 sfer 30 rpm으로 회전하도록 설정합니다. </li><li> 37 ° C, 5 % CO 2 (정적 문화)로 설정 세포 배양기의 선반에 세포 배양 삽입과 최저점과 웰 플레이트를 전송합니다. </li></ol> 9. DNA 분석 <ol><li> 용해 버퍼, 1X TE 버퍼, DNA 표준 및 세포 DNA의 작업 솔루션 - - 제조사의 지시에 따라 솔루션을 준비합니다. </li><li> 4 시간 후, 인큐베이터에서 샘플을 제거하고 층류 아래에 배치합니다. </li><li> 모든 샘플에서 미디어 분수를 제거하고 별도 표시 원심 분리기 튜브에 배치합니다. 튜브 241 XG를 원심 분리기. 상층 액을 제거하고 3 ㎖ 용해 버퍼를 추가합니다. 해체 할 수있는 세포 펠렛을 솔루션을 재현 탁. </li><li> 집게는 생물 반응기 용기 내에서 비​​계를위한 3 ㎖ 용해 버퍼를 (포함하는 원심 분리기 튜브의 발판과 장소를 제거하여, 이전에 저를 흡입에 발판을 제거DIA). 세포 배양 삽입 내에서 개최 비계를 들어, 먼저 메스를 사용하여 삽입의 가장자리에 발판을 절단하여 발판을 확보. </li><li> 각 발판 콘센트에 용해 버퍼의 3 ㎖를 추가하고 표면을 긁어 (적극적으로 생물 반응기 선박 선동). 용해 버퍼를 제거하고 별도 표시 원심 분리기 튜브에 배치합니다. </li><li> 소용돌이 대략 1 분 동안 원심 분리 관 각각은 셀들의 충분한 교반을 보장하고 버퍼와 세포막의 용해를 촉진한다. </li><li> 비계, 미디어 및 잘 (중복) - 검은 96 웰 플레이트에서 각 샘플 일부분에 대한 용해 버퍼 100 μl를 추가합니다. </li><li> 어둠 속에서, 용해 버퍼를 포함하는 모든 우물에 세포의 DNA 용액 100 μl를 추가하고 부드럽게 섞는다. </li><li> 잘 판에 대한 부정과 긍정적 인 제어를 제공하기 위해 더 DNA와 세포의 DNA 솔루션을 포함하지 않는 용해 버퍼와 우물을 포함합니다. </li><li> 형광 플레이트 판독기를 사용하여, 웰의 흡광도를 측정485 nm의 여기 및 520 nm의 발광을 사용이야. </li><li> 제조사의 지시에 따라 DNA 표준에서 생성 된 표준 곡선과 데이터를 비교한다. </li></ol> (10) 주사 전자 현미경 (SEM) 고정 <ol><li> 층류에서 다음 단계를 수행 : 4 시간 후, 새로운 6 웰 플레이트 (별도의 우물) 내에서 소켓과 장소에서 모든 비계를 제거합니다. </li><li> PBS로 두 번 발판을 씻으십시오. </li><li> 오픈 벤치에서 다음 단계를 수행하여 각 웰, 발판의 완전한 범위를 보장하기 위해 PBS에 1.5 % V / V의 글 루타 알데하이드 (glutaraldehyde) 2 ㎖를 추가합니다. </li><li> 셀 고정 4 ℃에서 최소 30 분 동안 접시를 남겨주세요. </li><li> 정착액 솔루션을 제거하고 PBS로 두 번 발판을 씻는다. </li><li> 70 % V / V 및 V 90 %,이어서 50 % V / V를 증류수로 시작하고, 에탄올 농도가 증가함에 따라 발판 탈수 / V. 각각의 농도를 들어, 완전히 solutio의 발판을 물속에 가라 앉히다N (2 ml)을 3 분 동안 둡니다. 솔루션을 취소하고 반복합니다. </li><li> 완전 용액의 비계 (2ml)에 5 분간 담근 떠나 100 % 에탄올 탈수. 솔루션을 취소하고 반복합니다. </li><li> 화학적 흄 후드 내에서 헥사 메틸 디 실라 잔을 사용하여 비계 (HMDS)을 건조. HMDS의 비계 (2 ml)에 담그고 5 분 동안 둡니다. HMDS를 제거하고 반복합니다. </li><li> HMDS를 제거하고 비계 건조 할 수 있습니다. (이 경우 접착제 탄소 탭 스테인레스 스틸 스텁)에서 상업적으로 이용 가능한 SEM 스텁에 비계를 탑재합니다. </li><li> SEM에서 볼 완화하기 위해, 2 분 동안 금 스퍼터 코터를 사용하여 코팅 된 샘플은 심지어 얇은 커버리지를 보장한다. </li><li> 및 SEM 내의 플레이스 샘플 5 KeV의 전자 빔을 이용하여 셀 시드 발판을 시각화. </li></ol>

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The authors declare that they have no competing financial interests.

생체 고분자로부터 제조 전기 방사 섬유 매트릭스 정기적 생체 재료 및 / 또는 조직 공학을위한 응용 11,12 세포 부착과 증식을 지원하는데 사용된다. 이러한 경우, 행렬은 쉽게 세포 배양 웰 플레이트의베이스 전체를 커버하고, 따라서 세포 부착을 향상 시드 세포 완전한 접촉하는 섬유의 얇은 시트가 많다. 그러나, 생체 지지체 완전히 웰 플레이트의베이스를 커버하지 않는 경우, 시딩 된 세포의 큰 비율이 지지체와 접촉 유지되지 궁극적 첨부 할 수 없다는 것을 높은 확률이있다. 본 연구는 미래 세포 기반 실험을 추천 할 수있는 최적화 된 방법을 결정하기 위해, 웰 플레이트의베이스를 커버하지 않는 세포를 지지체 상에 시드를위한 여러 가지 방법을 연구 하였다. 다섯 다른 셋업 (그림 1)을 조사 하였다 : scaffo을LDS (전기 방사 얀) 낮은 결합 웰 플레이트 내에서 세포 배양을 이용하여 인서트 개최 정적 조건하에 유지 또는 30 rpm으로 진탕; 30 rpm에서 좁은 PTFE 골짜기 내에 배치 및 정적 개최 또는 동요 비계; 와 비계 9 rpm으로 회전 생물 반응기 용기 안에 보관. 모든 시드 셋업 (그림 2)에 대한 첨부 파일의 낮은 비율은 DNA 분석하여 전기 방사 원사에 부착 한 세포의 수를 보여 결정하는 단계; 이는 상기 전자 현미경 (SEM) (도 3) 검색에서 확인되었다. 최대 세포 부착 - 30 % ~ 18,060 세포 세포 배양 인서트 내에 유지하고 지속적인 운동을 실시 얀 관찰 하던가. 흥미롭게도, 낮은 세포 부착 (15 %)는 방사상 모션의 포함은 지지체와 접촉 세포 유지에 긍정적 인 효과를 제안했다 세포 배양 삽입물에 유지하지만, 정적 조건하에 유지 얀, 달성 하였다. 그러나,이것은 미디어의 흐름이 연속적으로 선회 SEM 이미지에서 관찰 된 세포 응집체 책임 수 있다는 것에주의해야 할 것이다. 셰이 판은 가장 낮은 설정에 설정 한 - 30 RPM -이 세트 업에 제한이 될 수 있습니다. 느린 방사형 모션을 사용하면 방지하거나 세포 덩어리를 줄이는 데 도움이 될 수있는 세포가 적은 힘을 경험하게 될 것입니다으로도 세포 부착을 향상시킬 수 있습니다. 미래의 실험은 개선 된 세포 부착을위한 이상적인 흔드는 속도를 최적화에 초점을 맞추어야한다. 두 경우 모두 18 %의 첨부 파일 (~ 10,836 세포)를 산출하여, 유사한 경​​향을 초래하지 않은 골짜기에서 개최 원사 운동을 통합; 이 골짜기 내에서 비​​계의 일부 부상으로 인해있을 수 있지만 그들이베이스에 고정되지 않은로 (통 판에 배치 골 관찰). 재료 및 접착과 접촉 통의 바닥에 침몰 한 모든 세포를 방지 할 수 비계의 일부 부동. t에 대한자신의 특정 세트 업, 저점은 페트리 접시 내에 수용하고 미디어의 총 10 ml의 볼륨 덧붙였다. 구유의 작은 크기는 미디어의 대부분은 페트리 접시 내에 존재와 움직임이있는 경우, 세포가 배양 접시에 떨어져 저점에서 드리프트와 비계의 손이 닿지 않는 곳에 완전히 남아있을 수 있다는 것을 의미한다. 이 노출 비계 그들의 부유 특히 이동 (방지한다 이러한 한계를 극복하기 위해 추가적인 실험이 비계의 단부 멸균 미세 바늘을 이용하여 골의베이스에 고정되어있다 프로토콜에 추가 단계를 포함한다 궁극적으로 발판에 부착 세포 수의 증가로 연결되어야 반경 모션). 세포의 16 %가 회전 혈관 내에 존재하는 실에 부착했다. 3D 문화 확립 된 기술 임에도 불구하고, 문제가 느슨하게 ATTAC 이어질 수있는 선박의 주요 포트에서 비계의 제거, 발생할 않았다을 Hed 세포가 손실된다. 완벽하게이 문제를 제거 할 열 수있는 선박; 이러한 구매 가능하지만 상당히 본 연구에 사용 된 일회용 용기보다 더 비싸다. 이 연구는 표준 세포 배양 웰 플레이트의 전체베이스를 커버하지 않는 발판을 시드와 현재의 문제를 보여줍니다. 알려진 세포 수를 심는 것은 준수하는 모든 셀을 허용 비계의 면적에도 불구하고, 발판에 세 번째 부착 이하의 결과. 이것은 잠재적 인 미래의 의료 기기와 비계와 생체 적합성 및 세포 물질 / 세포 - 세포 행동과 상호 작용을 평가할 수있는 다른 세포 기반 분석에 해로운 결과를 초래할 수 있습니다. 이 연구의 또 다른 한계는 4 시간의 시간을 소수점 포함 할 수있다 - 초기 셀 시딩을 보장하기 위해 충분한 시간 임에도 불구하고을 (세포가 단단히 삼십분 13,14,15 내에서 기판에 부착하는 것으로 나타났다), 그것은에서 합리적으로 할 수있다나중에 포인트이 그렇지 않으면 시작 세포 수를 왜곡하는 것처럼 세포가 더 긴 시간 프레임 동안 증식하지 않습니다 제공 vestigate. 이 경우에, 10 mL의 매체의 용적을 감소 또한 세포와​​ 지지체 사이의 접촉을 향상시키고, 궁극적으로 세포 부착을 증가시킬 수있다. 미래의 연구는 세포 손상 및 / 또는 세포 사멸 (16)을 일으킬 수 세포 파종의 과정으로 세포 생존 능력을 고려해야한다. 그러한 라이브 / 죽은 분석법, 예를 들면 생존 레벨을 강조하는 것처럼 세포 DNA 분석이 가능한 비 생존 세포를 구별하지 않는다. 이 조사는 알려진 양을 뿌리기에도 불구하고 발판에 부착 세포의 실제 수에 대한 인식을 제기한다. 세포의 시작 번호에 의존하는 연구의 경우, 연구자들은 그 그림의 대부분은 사실 관심의 기판에 부착에 똑같이 방법을 알고 매우 중요합니다.

공사장 공중 발판은 일상적으로 개발하고 생체 재료 및 조직 공학 응용 프로그램에 대한 연구되고있다. 이와 같이, 그것들은 일반적으로 예를 들면, 세포 증식 및 세포 수를 결정하는 것을 특징으로 세포 분석을 통해 시험 관내 및 행동 시딩 하였다. 이와 같은 실험의 경우, 초기 셀 수가 알려진 것이 필수적이며, 연구자들은 종종 또는 ml의 cm 당이 세포의 수로 시드 농도를 명시. 이 특히 스케일 업을 위해 좋은 방법이 있지만, 그것은 (또한 생체 재료 표면 1의 접착 특성에 따라 다릅니다), 골격 표면에 부착 세포의 실제 수를 고려하지 않습니다. 세포 구조에서 멀리 떨어질 수 있고, 때문에 실험 종종 정적 특성으로 INTE의 물질과 접촉에 다시 오지 않을 수 있으므로이 세포 배양 웰 플레이트의 전체베이스를 커버하지 않는 발판 특히 그렇습니다나머지. 전기 방사 섬유 원사가 잘 (그림 1A)의베이스를 커버하지 않는 발판의 좋은 예이다. 이 경우, 표면 처리되지 않은 낮은 결합 웰 플레이트는 플레이트의 표면에 부착하기 때문에 임의의 잘 - 기반 분석의 결과로부터 세포 왜곡을 방지하기 위해 사용되어야한다. 음 판은 쉽게 발판에 셀 시드에 사용되는, 그러나 그들은 사용할 수있는 유일한 방법은 아니다. 로타리 세포 배양 시스템, 1980 년대 후반 NASA에서 생명 과학에 의해 개발 부문 생물 반응기의 유형은 유사하게 시뮬레이션 미세 중력과 3 차원 (3D) 환경 내에서 골격을 배정 할 수있다. 생물 반응기의 이러한 유형의 연구는 전 세계적으로 인기있는 선택 및 유지, 세포 5 및 조직 공학 -6,7- 줄기 세포 2,3의 시그널링을위한 연구에 포함되었다. 무엇을 잘 접시에 바람직 회전 생물 반응기를 만드는 것은 유지 보수입니다자주의 경우와 같이, dedifferentiating에서 분화 세포를 방지하는 데 도움이 3D 환경의 경우 기존의 2D 조건 (8) 내에서 배양 하였다. 본 논문은 4 시간 기간 내에 이러한 지지체에 부착 세포의 초기 수를 최대화하기 위해 보즈 워스 등., 9 제작으로 전기 방사 된 폴리 (ε 카프로 락톤) 섬유 원사에 인간 중간 엽 줄기 세포를 파종에 대해 서로 다른 기술을 조사합니다. 2D 문화, 원사 안전하게 잘 접시 또는 사용자 정의 만든 폴리 (테트라 플루오로 에틸렌) (PTFE) 골짜기에서 개최 된 정적 조건에서 보관, 30 rpm으로 흔들어. 3D 문화, 원사 및 세포는 9 rpm으로 회전 생물 반응기 혈관 내에서 개최되었다.

<table><tbody><tr><td>Distilled water</td><td>in-house supply</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Merck</td><td>1117271000</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate Buffered Saline solution</td><td>Life Technologies</td><td>70013016</td><td></td></tr><tr><td>Human mesenchymal stem cells</td><td>PromoCell GmbH</td><td>C-12974</td><td></td></tr><tr><td>MSC culture media</td><td>PromoCell GmbH</td><td>C-28010B</td><td>Warmed to 37 oC before use</td></tr><tr><td>Supplement mix</td><td>PromoCell GmbH</td><td>C-39810</td><td>Add to culture media</td></tr><tr><td>Antibiotic/antimyotic mix</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A5955</td><td>Add to culture media</td></tr><tr><td>Trypsin (0.05%) EDTA (0.02%)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>59417C</td><td>Warmed to 37 &amp;#176;C before use</td></tr><tr><td>Cell culture flasks (T75)</td><td>Becton Dickinson Ltd</td><td>353110</td><td></td></tr><tr><td>Low binding 6-well plates</td><td>Costar Corning</td><td>3471</td><td></td></tr><tr><td>6-well CellCrowns</td><td>Scaffdex</td><td>C00003S</td><td></td></tr><tr><td>Petri-dish 50 ml deep</td><td>Sterilin</td><td>124</td><td></td></tr><tr><td>PTFE troughs</td><td>in-house production</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>Disposable RCCS vessels 10 ml</td><td>Synthecon</td><td>D-410</td><td></td></tr><tr><td>4 Vessel Rotary Cell Culture System bioreactor</td><td>Synthecon</td><td>RCCS-4DQ</td><td></td></tr><tr><td>Shaker plate</td><td>Stuart</td><td>SSM1</td><td>Mini Orbital Shaker</td></tr><tr><td>Haemocytometer</td><td>Digital Bio</td><td>DHC-F01</td><td>Disposable C-Chip</td></tr><tr><td>Centrifuge tube</td><td>Deltalab</td><td>352096, 429901</td><td>15 ml and 50 ml</td></tr><tr><td>Centrifuge</td><td>Hettich</td><td>Rotafix 32 A</td><td></td></tr><tr><td>Syringe 3 ml</td><td>Shield Medicare Ltd</td><td>3039820</td><td></td></tr><tr><td>Pipettes</td><td>Sterilin</td><td>40305, 47310, 40125</td><td>5, 10 and 25 ml</td></tr><tr><td>Gilson pipettes</td><td>SLS</td><td>F144801, F144802, F123600, F123601, F123602</td><td>P2 - P1000</td></tr><tr><td>Pipette tips</td><td>SLS</td><td>PIP7852, PIP7834, PIP7840</td><td></td></tr><tr><td>Micro test tube 1.5 ml</td><td>Eppendorf</td><td>30125.15</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma</td><td>9002-93-1</td><td></td></tr><tr><td>PicoGreen Assay</td><td>Invitrogen</td><td>P7589</td><td>Assay set-up in the dark</td></tr><tr><td>Black 96-well plate</td><td>Greiner Bio One</td><td>655086</td><td></td></tr><tr><td>Fluorescent plate-reader</td><td>BGM Labtech</td><td>FLUOstar Optima</td><td></td></tr><tr><td>Glutaraldehyde 25%</td><td>TAAB Laboratories</td><td>G002</td><td>Made to a concentration of 1.5% v/v in PBS</td></tr><tr><td>Hexamethyldisilazane (HMDS)</td><td>Sigma</td><td>999-97-3</td><td></td></tr><tr><td>Aluminium stubs (SEM)</td><td>Agar Scientific</td><td>G301</td><td></td></tr><tr><td>Carbon tabs (SEM)</td><td>Agar Scientific</td><td>G3347N</td><td></td></tr><tr><td>Gold sputter coater</td><td>Edwards</td><td>S150B</td><td></td></tr><tr><td>Scanning Electron Microscope (SEM)</td><td>Phenom World</td><td>Phenom Pro</td><td></td></tr></tbody></table>

optimizing attachment of human mesenchymal stem cells on poly(&#949;-caprolactone) electrospun yarns

생체 재료 및 조직 공학에 대한 연구는 종종 시작 셀 번호의 초기 지식을 필요 셀 기반 시험 관내 연구를 포함한다. 연구진은 일반적으로 자신의 파종 밀도를 참조하는 동안이 반드시 문제의 자료에 부착 한 세포의 실제 수를 표시하지 않습니다. 특히 표준 세포 배양 웰 플레이트의베이스를 커버하지 않는 재료 또는 비계 대한 경우이다. 이 연구는 문화에 4 시간 후 전기 방사 폴리 (ε 카프로 락톤) 사 상에 알려진 번호로 시드 인간 중간 엽 줄기 세포의 초기 부착을 조사합니다. 전기 방사 얀 9 rpm으로 배양 접시 내에 배치 낮은 결합 웰 플레이트 및 테트라 플루오로 에틸렌 (PTFE) 최저점에 위치하는 세포 배양 용 바이오 리액터를 삽입 회전 용기를 포함한 여러 다른 셋업 내에 유지 하였다. 후자의 두 가지를 흔드는 판에 정적 조건 중 하나를 사용하거나 배치했다 ((30) ℃로 4 시간 배양, 5 % CO 2 후에, 세포 접종 위치는 세포 DNA 분석으로 측정 하였다. 지지체는 용기에서 제거하고, 용해 완충액에 넣었다. 미디어 분획 마찬가지로 제거하고, 원심 분리 - 상등액을 버리고 펠렛을 용해 완충액으로 망가. 용해 버퍼는 각 소켓에 추가하거나, 잘, 그리고 존재할 수있는 임의의 셀을 무료로 긁어했다. 세포 DNA 분석은 세포 골격 내에 존재하는, 미디어 및 웰 분획의 비율을 결정 하였다. 세포 부착 원사 세포 배양 삽입 이내에 개최 및 모션을 흔들어 실시에 대한 큰 첨부 파일 (30 %)으로, 모든 실험 셋업에 대한 낮았다. 이 연구는 관계없이 정해진 셀 시드 밀도의 골격에 부착 세포의 실제 수에 대한 인식을 제기한다.

결과는 조사 각 실험 장치에 대한 4 시간의 후 파종을 다음 세포의 위치를 강조 표시합니다. 그림 2A는이 시간 동안 지지체의 표면에 부착 한 세포의 비율을 보여줍니다. 8.5 PG / 셀의 변환율은 셀 개수의 측정 DNA 콘텐츠를 변환하고, 따라서 셀 (10)의 백분율을 측정 하였다. 모든 시드 셋업 조사 들어, 세포 부착의 백분율은 세포 배양 인서트 내에 유지 30rpm의 (삽입 쉐이커) 진탕 발판 대 큰 셀 순응도 (30 %)와, 상대적으로 낮다. 최저 순응도 (15 %)을 세포 배양 용 지지체 인서트 내에 유지했다 위해 정적 상태 (삽입 정적)하에 유지. 세포의 많은 수의 미디어 부분 (그림 2B) 내에 존재, 특히 50 %와 51 % 인 낮은 바인딩 플레이트 (삽입 정적) 및 회전 용기 내에서 개최 세포 배양 인서트각각. 트로프 셰이커에 대한 세포의 48 %와 트로프 정적 50 % - 골짜기에서 개최 발판 홀더 자체 내에 존재하는 세포의 발생 수를 보여 주었다. 주사 전자 현미경은 셀 시드 비계의 시각적 평가를 (도 3)을 허용했다. 대표적인 이미지는 관계없이 설정 시딩, 섬유 표면에 세포의 존재를 제한 강조. 그러나, 세포 및 세포 응집체는 더 많은 수의 세포 배양 인서트 내에 유지 30rpm의 (삽입 쉐이커) 진탕 지지체 상에 존재 하였다. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/52135/52135fig1.jpg" /> 전기 방사 원사가 내에서 개최되는 그림 1. 실험 셋업; (A) 세포 배양 삽입물과 낮은 바인딩 웰 플레이트 (B) 폴리 (테트라 플루오로 에틸렌) (PTFE) 및 트로프 페트리 접시; 및 (C) 생물 반응기 용기. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52135/52135fig1highres.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/52135/52135fig2.jpg" /> 다른 시드 셋업을 사용하여 PCL 전기 방사 원사 상 세포 4 시간 후 파종 그림 2. 위치. 미디어 (웰 지지체 N = 4 데이터로 표현 - (B) 세 분획 내의 셀 위치의 백분율 확산 강조; (A)는 (평균 ± 표준 편차) PCL 지지체에 부착 한 세포의 백분율을 보여 ) 값을 의미한다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52135/52135fig2highres.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 3" sRC = &quot;/ 파일 / ftp_upload / 52135 / 52135fig3.jpg&quot;/&gt; 그림 3. 대표 주사 전자 현미경 사진 인간 중간 엽 줄기 세포와 PCL 전기 방사 원사, 4 초기 시드가 다른 실험 셋업 사용 후 시간. 대한 (배, 1000 배 배율의 모든 이미지, 스케일 바 = 130 μm의.) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52135/52135fig3highres.jpg" target="_blank">를 보려면 여기를 클릭하십시오 이 그림의 더 큰 버전.</a>

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Optimizing Attachment of Human Mesenchymal Stem Cells on Poly(&#949;-caprolactone) Electrospun Yarns

This article describes a range of set-ups for seeding human mesenchymal stem cells onto materials, in this case electrospun yarns, that do not cover the base of standard culture well plates in order to maximize and quantify the number of cells that initially attach compared to the known seeding density.

폴리 (ε 카프로 락톤) 전기 방사 원사에 인간 중간 엽 줄기 세포의 첨부 파일을 최적화

Research into biomaterials and tissue engineering often includes cell-based in vitro investigations, which require initial knowledge of the starting cell ...

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

9.7K 조회수.  The University of Manchester. This article describes a range of set-ups for seeding human mesenchymal stem cells onto materials, in this case electrospun yarns, that do not cover the base of standard culture well plates in order to maximize and quantify the number of cells that initially attach compared to the known seeding density.

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Tri-layered Electrospinning to Mimic Native Arterial Architecture using Polycaprolactone, Elastin, and Collagen: A Preliminary Study

Throughout native artery, collagen and elastin play an important role, providing a mechanical backbone, preventing vessel rupture, and promoting recovery under pulsatile deformations. The goal of this study was to mimic the structure of native artery by fabricating a multi-layered electrospun conduit composed of poly(caprolactone) (PCL) with the addition of elastin and collagen with blends of 45-45-10, 55-35-10, and 65-25-10 PCL-ELAS-COL to demonstrate mechanical properties indicative of native arterial tissue, while remaining conducive to tissue regeneration. Whole grafts and individual layers were analyzed using uniaxial tensile testing, dynamic compliance, suture retention, and burst strength. Compliance results revealed that changes to the middle/medial layer changed overall graft behavior with whole graft compliance values ranging from 0.8 - 2.8 % / 100 mmHg, while uniaxial results demonstrated an average modulus range of 2.0 - 11.8 MPa. Both modulus and compliance data displayed values within the range of native artery. Mathematical modeling was implemented to show how changes in layer stiffness affect the overall circumferential wall stress, and as a design aid to achieve the best mechanical combination of materials. Overall, the results indicated that a graft can be designed to mimic a tri-layered structure by altering layer properties.

The aim of this study was to mimic the native three layered architecture of the arterial wall. To accomplish this, electrospinning was employed with the use of a 3-1 (input-output) nozzle and blends of polycaprolactone, elastin, and collagen.

Polycaprolactone, 엘라스틴, 콜라겐을 사용하여 네이티브 아티 건축을 모방하기 위해 트라이 - 계층 Electrospinning : 예비 연구

Throughout native artery, collagen and elastin play an important role, providing a mechanical backbone, preventing vessel rupture, and promoting recovery ...

연구

생체공학

Electrospinning Fundamentals: Optimizing Solution and Apparatus Parameters

Electrospun nanofiber scaffolds have been shown to accelerate the maturation, improve the growth, and direct the migration of cells in vitro. Electrospinning is a process in which a charged polymer jet is collected on a grounded collector; a rapidly rotating collector results in aligned nanofibers while stationary collectors result in randomly oriented fiber mats. The polymer jet is formed when an applied electrostatic charge overcomes the surface tension of the solution. There is a minimum concentration for a given polymer, termed the critical entanglement concentration, below which a stable jet cannot be achieved and no nanofibers will form - although nanoparticles may be achieved (electrospray). A stable jet has two domains, a streaming segment and a whipping segment. While the whipping jet is usually invisible to the naked eye, the streaming segment is often visible under appropriate lighting conditions. Observing the length, thickness, consistency and movement of the stream is useful to predict the alignment and morphology of the nanofibers being formed. A short, non-uniform, inconsistent, and/or oscillating stream is indicative of a variety of problems, including poor fiber alignment, beading, splattering, and curlicue or wavy patterns. The stream can be optimized by adjusting the composition of the solution and the configuration of the electrospinning apparatus, thus optimizing the alignment and morphology of the fibers being produced. In this protocol, we present a procedure for setting up a basic electrospinning apparatus, empirically approximating the critical entanglement concentration of a polymer solution and optimizing the electrospinning process. In addition, we discuss some common problems and troubleshooting techniques.

Electrospinning techniques can create a variety of nanofibrous scaffolds for tissue engineering or other applications. We describe here a procedure to optimize the parameters of the electrospinning solution and apparatus to obtain fibers with the desired morphology and alignment. Common problems and troubleshooting techniques are also presented.

Electrospinning 기본 : 최적화 솔루션 및 장치 매개 변수

Electrospun nanofiber scaffolds have been shown to accelerate the maturation, improve the growth, and direct the migration of cells in vitro. ...

Postproduction Processing of Electrospun Fibres for Tissue Engineering

Electrospinning is a commonly used and versatile method to produce scaffolds (often biodegradable) for 3D tissue engineering.1, 2, 3 Many tissues in vivo undergo biaxial distension to varying extents such as skin, bladder, pelvic floor and even the hard palate as children grow. In producing scaffolds for these purposes there is a need to develop scaffolds of appropriate biomechanical properties (whether achieved without or with cells) and which are sterile for clinical use. The focus of this paper is not how to establish basic electrospinning parameters (as there is extensive literature on electrospinning) but on how to modify spun scaffolds post production to make them fit for tissue engineering purposes - here thickness, mechanical properties and sterilisation (required for clinical use) are considered and we also describe how cells can be cultured on scaffolds and subjected to biaxial strain to condition them for specific applications.
Electrospinning tends to produce thin sheets; as the electrospinning collector becomes coated with insulating fibres it becomes a poor conductor such that fibres no longer deposit on it. Hence we describe approaches to produce thicker structures by heat or vapour annealing increasing the strength of scaffolds but not necessarily the elasticity. Sequential spinning of scaffolds of different polymers to achieve complex scaffolds is also described. Sterilisation methodologies can adversely affect strength and elasticity of scaffolds. We compare three methods for their effects on the biomechanical properties on electrospun scaffolds of poly lactic-co-glycolic acid (PLGA).
Imaging of cells on scaffolds and assessment of production of extracellular matrix (ECM) proteins by cells on scaffolds is described. Culturing cells on scaffolds in vitro can improve scaffold strength and elasticity but the tissue engineering literature shows that cells often fail to produce appropriate ECM when cultured under static conditions. There are few commercial systems available that allow one to culture cells on scaffolds under dynamic conditioning regimes - one example is the Bose Electroforce 3100 which can be used to exert a conditioning programme on cells in scaffolds held using mechanical grips within a media filled chamber.4 An approach to a budget cell culture bioreactor for controlled distortion in 2 dimensions is described. We show that cells can be induced to produce elastin under these conditions. Finally assessment of the biomechanical properties of processed scaffolds cultured with or without cells is described.

Electrospun scaffolds can be processed post production for tissue engineering applications. Here we describe methods for spinning complex scaffolds (by consecutive spinning), for making thicker scaffolds (by multi-layering using heat or vapour annealing), for achieving sterility (aseptic production or sterilisation post production) and for achieving appropriate biomechanical properties.

조직 공학을위한 Electrospun의 Fibres의 Postproduction 처리

Electrospinning is a commonly used and versatile method to produce  scaffolds (often biodegradable) for 3D tissue engineering.1, 2, 3 Many tissues in vivo ...

Electrospun Fibrous Scaffolds of Poly(glycerol-dodecanedioate) for Engineering Neural Tissues From Mouse Embryonic Stem Cells

For tissue engineering applications, the preparation of biodegradable and biocompatible scaffolds is the most desirable but challenging task. &#160;Among the various fabrication methods, electrospinning is the most attractive one due to its simplicity and versatility. Additionally, electrospun nanofibers mimic the size of natural extracellular matrix ensuring additional support for cell survival and growth. This study showed the viability of the fabrication of long fibers spanning a larger deposit area for a novel biodegradable and biocompatible polymer named&#160;poly(glycerol-dodecanoate) (PGD)1 by using a newly designed collector for electrospinning. PGD exhibits unique elastic properties with similar mechanical properties to nerve tissues, thus it is suitable for neural tissue engineering applications. The synthesis and fabrication set-up for making fibrous scaffolding materials was simple, highly reproducible, and inexpensive. In biocompatibility testing, cells derived from mouse embryonic stem cells could adhere to and grow on the electrospun PGD fibers. In summary, this protocol provided a versatile fabrication method for making PGD electrospun fibers to support the growth of mouse embryonic stem cell derived neural lineage cells.

Electrospun Fibrous Scaffolds of Polyglycerol-dodecanedioate for Engineering Neural Tissues From Mouse Embryonic Stem Cells

Synthesis and fabrication of electrospun long fibers spanning a larger deposit area via a newly designed collector from a novel biodegradable polymer named poly(glycerol-dodecanoate) (PGD) was reported. The fibers were able to support the growth of cells derived from mouse pluripotent stem cells.

마우스 배아 줄기 세포에서 신경 조직 공학을위한 폴리의 전기 방사 섬유 발판 (글리세롤 dodecanedioate)

For tissue engineering applications, the preparation of biodegradable and biocompatible scaffolds is the most desirable but challenging task. &#160;Among ...

Electrospun Nanofiber Scaffolds with Gradations in Fiber Organization

The goal of this protocol is to report a simple method for generating nanofiber scaffolds with gradations in fiber organization and test their possible applications in controlling cell morphology/orientation. Nanofiber organization is controlled with a new fabrication apparatus that enables the gradual decrease of fiber organization in a scaffold. Changing the alignment of fibers is achieved through decreasing deposition time of random electrospun fibers on a uniaxially aligned fiber mat. By covering the collector with a moving barrier/mask, along the same axis as fiber deposition, the organizational structure is easily controlled. For tissue engineering purposes, adipose-derived stem cells can be seeded to these scaffolds. Stem cells undergo morphological changes as a result of their position on the varied organizational structure, and can potentially differentiate into different cell types depending on their locations. Additionally, the graded organization of fibers enhances the biomimicry of nanofiber scaffolds so they more closely resemble the natural orientations of collagen nanofibers at tendon-to-bone insertion site compared to traditional scaffolds. Through nanoencapsulation, the gradated fibers also afford the possibility to construct chemical gradients in fiber scaffolds, and thereby further strengthen their potential applications in fast screening of cell-materials interaction and interfacial tissue regeneration. This technique enables the production of continuous gradient scaffolds, but it also can potentially produce fibers in discrete steps by controlling the movement of the moving barrier/mask in a discrete fashion.

Here, we present a protocol to fabricate electrospun nanofiber scaffolds with gradated organization of fibers and explore their applications in regulating cell morphology/orientation. Gradients with regard to physical and chemical properties of the nanofiber scaffolds offer a wide variety of applications in the biomedical field.

섬유 조직의 그라데이션으로 전기 방사 나노 섬유 공사장 공중 발판

The goal of this protocol is to report a simple method for generating nanofiber scaffolds with gradations in fiber organization and test their possible ...

Fabricating Superhydrophobic Polymeric Materials for Biomedical Applications

Superhydrophobic materials, with surfaces possessing permanent or metastable non-wetted states, are of interest for a number of biomedical and industrial applications. Here we describe how electrospinning or electrospraying a polymer mixture containing a biodegradable, biocompatible aliphatic polyester (e.g., polycaprolactone and poly(lactide-co-glycolide)), as the major component, doped with a hydrophobic copolymer composed of the polyester and a stearate-modified poly(glycerol carbonate) affords a superhydrophobic biomaterial. The fabrication techniques of electrospinning or electrospraying provide the enhanced surface roughness and porosity on and within the fibers or the particles, respectively. The use of a low surface energy copolymer dopant that blends with the polyester and can be stably electrospun or electrosprayed affords these superhydrophobic materials. Important parameters such as fiber size, copolymer dopant composition and/or concentration, and their effects on wettability are discussed. This combination of polymer chemistry and process engineering affords a versatile approach to develop application-specific materials using scalable techniques, which are likely generalizable to a wider class of polymers for a variety of applications.

Two- and three-dimensional superhydrophobic polymeric materials are prepared by electrospinning or electrospraying biodegradable polymers blended with a lower surface energy polymer of similar composition.

바이오 메디컬 응용 프로그램에 대한 초 소수성 고분자 재료를 제조

Superhydrophobic materials, with surfaces possessing permanent or metastable non-wetted states, are of interest for a number of biomedical and industrial ...

Electrospinning Fibrous Polymer Scaffolds for Tissue Engineering and Cell Culture

As the field of tissue engineering evolves, there is a tremendous demand to produce more suitable materials and processing techniques in order to address the requirements (e.g., mechanics and vascularity) of more intricate organs and tissues. Electrospinning is a popular technique to create fibrous scaffolds that mimic the architecture and size scale of the native extracellular matrix. These fibrous scaffolds are also useful as cell culture substrates since the fibers can be used to direct cellular behavior, including stem cell differentiation (see extensive reviews by Mauck et al. and Sill et al. for more information). In this article, we describe the general process of electrospinning polymers and as an example, electrospin a reactive hyaluronic acid capable of crosslinking with light exposure (see Ifkovits et al. for a review on photocrosslinkable materials). We also introduce further processing capabilities such as photopatterning and multi-polymer scaffold formation. Photopatterning can be used to create scaffolds with channels and multi-scale porosity to increase cellular infiltration and tissue distribution. Multi-polymer scaffolds are useful to better tune the properties (mechanics and degradation) of a scaffold, including tailored porosity for cellular infiltration. Furthermore, these techniques can be extended to include a wide array of polymers and reactive macromers to create complex scaffolds that provide the cues necessary for the development of successful tissue engineered constructs.

The process of electrospinning polymers for tissue engineering and cell culture is addressed in this article. Specifically, the electrospinning of photoreactive macromers with additional processing capabilities of photopatterning and multi-polymer electrospinning is described.

조직 공학 및 세포 배양을위한 섬유 고분자의 공사장 공중 발판을 Electrospinning

As the field of tissue engineering evolves, there is a tremendous demand to produce more suitable materials and processing techniques in order to address ...

생물학

Melt Electrospinning Writing of Three-dimensional Poly(&#949;-caprolactone) Scaffolds with Controllable Morphologies for Tissue Engineering Applications

This tutorial reflects on the fundamental principles and guidelines for electrospinning writing with polymer melts, an additive manufacturing technology with great potential for biomedical applications. The technique facilitates the direct deposition of biocompatible polymer fibers to fabricate well-ordered scaffolds in the sub-micron to micro scale range. The establishment of a stable, viscoelastic, polymer jet between a spinneret and a collector is achieved using an applied voltage and can be direct-written. A significant benefit of a typical porous scaffold is a high surface-to-volume ratio which provides increased effective adhesion sites for cell attachment and growth. Controlling the printing process by fine-tuning the system parameters enables high reproducibility in the quality of the printed scaffolds. It also provides a flexible manufacturing platform for users to tailor the morphological structures of the scaffolds to their specific requirements. For this purpose, we present a protocol to obtain different fiber diameters using melt electrospinning writing (MEW) with a guided amendment of the parameters, including flow rate, voltage and collection speed. Furthermore, we demonstrate how to optimize the jet, discuss often experienced technical challenges, explain troubleshooting techniques and showcase a wide range of printable scaffold architectures.

This protocol serves as a comprehensive guideline to fabricate scaffolds via electrospinning with polymer melts in a direct writing mode. We systematically outline the process and define the appropriate parameter settings for achieving targeted scaffold architectures.

조직 공학 응용 프로그램에 대 한 제어 형태학과 3 차원 Poly(ε-caprolactone) 장비의 전기 글 녹아

This tutorial reflects on the fundamental principles and guidelines for electrospinning writing with polymer melts, an additive manufacturing technology ...

Fabrication and Characterization of Griffithsin-modified Fiber Scaffolds for Prevention of Sexually Transmitted Infections

Electrospun fibers (EFs) have been widely used in a variety of therapeutic applications; however, they have only recently been applied as a technology to prevent and treat sexually transmitted infections (STIs). Moreover, many EF technologies focus on encapsulating the active agent, relative to utilizing the surface to impart biofunctionality. Here we describe a method to fabricate and surface-modify poly(lactic-co-glycolic) acid (PLGA) electrospun fibers, with the potent antiviral lectin Griffithsin (GRFT). PLGA is an FDA-approved polymer that has been widely used in drug delivery due to its outstanding chemical and biocompatible properties. GRFT is a natural, potent, and safe lectin that possesses broad activity against numerous viruses including human immunodeficiency virus type 1 (HIV-1). When combined, GRFT-modified fibers have demonstrated potent inactivation of HIV-1 in vitro. This manuscript describes the methods to fabricate and characterize GRFT-modified EFs. First, PLGA is electrospun to create a fiber scaffold. Fibers are subsequently surface-modified with GRFT using 1-Ethyl-3-(3-dimethylaminopropyl)carbodiimide (EDC) and N-hydroxysuccinimide (NHS)chemistry. Scanning electron microscopy (SEM) was used to assess the size and morphology of surface-modified formulations. Additionally, a gp120 or hemagglutinin (HA)-based ELISA may be used to quantify the amount of GRFT conjugated to, as well as GRFT desorption from the fiber surface. This protocol can be more widely applied to fabricate fibers that are surface-modified with a variety of different proteins.

This manuscript describes the procedure to fabricate and characterize Griffithsin-modified poly(lactic-co-glycolic acid) electrospun fibers that demonstrate potent adhesive and antiviral activity against human immunodeficiency virus type 1 infection in vitro. Methods used to synthesize, surface-modify, and characterize the resulting morphology, conjugation, and desorption of Griffithsin from surface-modified fibers are described.

감염 성병 제조 및 방지를 위한 Griffithsin 수정 섬유 장비의 특성

Electrospun fibers (EFs) have been widely used in a variety of therapeutic applications; however, they have only recently been applied as a technology to ...

Controlling Electrospun Polymer Morphology for Tissue Engineering Demonstrated Using hepG2 Cell Line

Electrospinning affords researchers the opportunity to fabricate reproducible micro to nanoscale polymer fibers. The 3D fibrous architecture of electrospun polymers is regarded as a structural imitation of the extracellular matrix (ECM). Hence, electrospun fibers fabricated from biocompatible polymers have been widely investigated by tissue engineering researchers for their potential role as an artificial ECM for guiding tissue growth both in vitro and in vivo. All cells are acutely sensitive to their mechanical environment. This has been demonstrated by the discovery of multiple mechanotransduction pathways intrinsically linked to the cytoskeletal actin filaments. The cytoskeleton acts as a mechanical sensor that can direct the functionality and differentiation of the host cell depending on the stiffness and morphology of its substrate. Electrospun fibers can be tuned both in terms of fiber size and morphology to easily modulate the mechanical environment within a fibrous polymer scaffold. Here, methods for electrospinning polycaprolactone (PCL) for three distinct morphologies at two different fiber diameters are described. The morphological fiber categories consist of randomly oriented fibers, aligned fibers, and porous cryogenically spun fibers, with 1 &#181;m and 5 &#181;m diameters. The methods detailed within this study are proposed as a platform for investigating the effect of electrospun fiber architecture on tissue generation. Understanding these effects will allow researchers to optimize the mechanical properties of electrospun fibers and demonstrate the potential of this technology more thoroughly.

This method provides the means to test different polycaprolactone fiber morphologies and topographies for the purpose of tissue engineering. Small and large fibers are fabricated with random orientations, aligned orientations, and also porous cryogenically electrospun structures and used as platforms for cell culture.