이 작품은 국립 심장 및 폐 연구소 (R01 HL086582)와 뉴욕 줄기 세포 과학 기금 (NYSTEM, 계약 # 보조금에 의해 지원되었다 &#160; STA와 존 나이 퀴 스트 완료 한 조브 비디오에 사용 된 DDS 그림을 C024316); 버팔로 뉴욕 주립 대학에서 의학 일러스트 레이터.

참고 :이 프로토콜은 버팔로 뉴욕 주립 대학에서 동물 관리 및 사용위원회에 의해 승인되었습니다. 1. 수술 전 준비 <ol><li> 다음 연구를위한 (40-60kg의 무게와 약 1~3년 된 도싯 크로스, 여성,) 양을 사용합니다. 수술 3 일 전 시작, 입으로 사이클로스포린 A (200 ㎎ / 일), 아스피린 (975 ㎎ / 일) 및 쿠마딘 (20 ~ 30 ㎎ / 일)를 관리하고 모든 연구 기간 동안 계속합니다. </li><li> 확인 양이 수술 전 12 시간 (일반 공급 = 1.8 kg 건초 및 0.4 kg 곡물)를 금식하고있다. </li><li> 스팀 121 ° C에서 오토 클레이브 30 분 15 PSI를 사용하여 모든 수술 용품을 소독. </li><li> 수술 전에 파라 포름 알데히드 데시 케이 터 48 시간에서 다음과 같은 항목을 배치 : 4mm 도플러 흐름 프로브, 1mm 초음파 결정, 내주 동맥 카테터, 확장 튜브, 42 &quot;타이곤 튜브를. 참고 : 필요한 관련 의료 기기 테이블수술과 살균은 표 1에 나열되어 있습니다.이 단계에서 타이곤 튜브에 장비의 사전 배치는 수술하는 동안 시간을 절약하는 데 도움이됩니다. <ol><li> 왼쪽 해당하는 경우, 권리로 프로브, 카테터 및 결정의 각 끝에 레이블. </li></ol></li></ol> 2. 수술 <ol><li> 디아제팜 (0.5 ㎎ / ㎏) 및 케타민 (4 ㎎ / kg)로 마취를 유도 양 정맥 내 (IV). 또한, Telazol (4 ㎎ / ㎏) IV를 사용합니다. <ol><li> 8.5-10.0 mm 내경 수갑을 차고 기관 튜브 7 orotracheal 삽관을 수행합니다. </li><li> 호흡량 인공 호흡기 (7 ~ 10 ㎖ / kg) 또는 압력 조절 인공 호흡기로 호흡 낭 회로를 통해 흡입 마취를 관리 (15-20cm H 2 O). 깊은 수술 마취 단계에 매체에 도달하기 위해 적절한 양 (3 % 처음 -4 %)에서 이소 플루 란 또는 세보를 관리하는 정밀 기화기를 사용합니다. 최소 폐포 농도양이 1.4 % 나 각각 8 1.9 %이다. </li><li> 자극, 눈꺼풀 반사, 눈 위치, 및 심장 박동에 모터 반응을 관찰하여 마취 깊이를 평가합니다. 혈중 산소 포화도 (95 % -100 %) 맥박 산소 측정기를 사용하여 모니터, CO 2 호 기말 이산화탄소 분압을 사용하여 호기 가스 중의 농도 (45 ~ 55 mmHg로)와 자동 조절 온난화 블랭킷을 사용하는 절차 (38.5-39.5 ° C) 동안 체온을 유지한다. </li></ol></li><li> 양의 전체 목 울 면도, 한 두개의 정맥을 통해, 표준 가위에 # 40 블레이드를 사용하여. 70 % 이소 프로필 알코올 7.5 % 베타 딘 스​​크럽 포화 거즈를 사용하여 수술을 두 사이트의 피부를 준비합니다. 피부 오일의 제거를 용이하게하기 위해 알코올 거즈로 시작합니다. 베타 딘 거즈과 알코올 사이의 대체는 세 번 거즈. </li><li> 온난화 담요 위에 지느러미 드러 누움에 조작 테이블에 양을 놓습니다. 위 내용물의 수동적 퇴학 수 있도록 중간 크기의 orogastric 튜브를 전달합니다. 확장위치를 유지하기 위해 양의 목 및 지원 쿠션을 사용합니다. <ol><li> 7.5 %의 베타 딘 적신 거즈를 사용하여 최종 무균 스크럽을 수행하고 수술 전에 5 분 동안 앉아 할 수 있습니다. </li></ol></li><li> 두개의 정맥에 배치 angiocath를 통해 10 ㎖ / ㎏ / 시간 IV 유체 (락 테이트 링거액 또는 0.9 % 생리 식염수)을 관리합니다. 페니실린 G 프로 카인 6,600 U / kg 근육 주사 (IM), 겐타 마이신 1.6 ㎎ / kg IM 및 프레 놀핀 0.005-0.01 mg을 IV 또는 IM : 수술 항생제와 진통제를 관리. </li><li> 전기 소작을 사용하여 복부 정중선 목에 걸쳐 길이 ~ 12cm의 절개를합니다. 무딘 절개 기술을 사용하여 결합 조직을 제거하여 좌측 및 우측 경동맥 (~ 6cm)을 격리. 묶어 출혈을 최소화하기 위해 경동맥에서 분기 미세 혈관을 소작. </li><li> 모든 배선 및 배관 (흐름 프로브, 초음파 크리스탈 와이어를 굴을 파기을 지원하기 위해 (비 멸균) 외과 간호사를 활용하여 불임을 유지피부 및 피하 층 카테터 튜브). 배 외측 목에 수술 수험 공부를 절개를 통해 종료 무딘 투관침을 사용합니다. <ol><li> 무균 드레이프에서 도달 범위 및 목의 측면 드레이프에서 가시화 될 수 있도록 양의 머리를 켜십시오. </li><li> 복부 정중선 목 절개 및 목의 측면 사이의 피하 공간을 통해 터널에 8cm 곡선 지혈을 사용합니다. 열고 퉁명스럽게 넓은 ~ 튜브 1.5 cm를 공간을 해부 지혈을 닫습니다. 지혈의 끝은 오른쪽 또는 왼쪽 귀에 약 10cm 꼬리 머리와 어깨 사이 중간에 있어야합니다. 팁 표피 쪽을 가리되도록 지혈을 돌립니다. </li><li> 무균 드레이프에서 도달 범위 및 멸균 # 11 블레이드와 지혈의 팁을 통해, 피부를 통해 1.5 cm 절개를합니다. 피부를 통해 명확한 종료를 확인하는 지혈의 팁을 시각화. </li><li> 함유 타이곤 튜브 합격피하 터널을 통해 LL 배선 및 배관. 멸균 드레이프 위의 전선 및 튜브를 잡습니다. </li><li> 이 양의 목을 나갈 때 이식 배선을 노출, 목에 외부 타이곤 튜브를 제거 드레이프 아래에 도달. 피하 공간에서 느슨한 부분을 최소화하기 위해 각각의 라인을 잡아 당깁니다. 제대로 동맥에 기기를 연결하기에 충분한 거리를 둡니다. </li></ol></li><li> 모두 경동맥에 4mm 도플러 흐름 프로브를 놓고 초기 읽기 (그림 1) 달성. 30 분 동맥을 체결하기 전에 헤파린 IV의 100 U / kg을 관리합니다. </li><li> 수술이 끝날 때까지 100 U / kg / 시간에 헤파린 투여를 계속합니다. 비 분쇄 혈관 클램프를 사용하여 경동맥 클램프 부 (길이가 약 4cm)을 절제. 반대측 경동맥 유량은 뇌 혈류를 유지하기 위해 50 % -100 %를 증가 할 것이다. 참고 : 제거하여 네이티브 선박의 반동에 의해 길이 방향의 신축성을 제한 할 수보다 짧은 세그먼트를 대체 및 / 또는 혈관에 네이티브 동맥 문합 연신 전체 절차가 완료 될 때까지의 간격을 짧게하는 클램프된다. 이 개별 지주 봉합에 긴장과 이식 이식을 제한하는 데 도움이됩니다. </li><li> 7-0 프롤린 ethalloy 더블 무장 모노 필라멘트 봉합사 간단한 중단 바늘을 사용하여 장소에 TEV를 봉합. 필요한 경우, 문합 봉합을 방해 할 혈관 수축을 방지하기 위하여 이러한 베린 (15 ㎎ / ㎖) 또는 국소 네이티브 혈관계에 니 카르 디핀 (1.25 ㎎ / ㎖)로서 혈관 평활근 이완제를 적용. 참고 : 약 1mm 간격으로 봉합을 배치 시작합니다. 이것은 크게 케이스에서 경우에 따라 다를 수 있습니다. 구성과 TEV 두께는 봉합 사이의 유효 거리에 영향을 미칠 것입니다. 또는 TEV 감소 네이티브 조직의 두께, 그것은 봉합 가깝게 배치 할 필요가있다. <ol><li> 먼저 앵커 두 개의 반대의를 배치하여 네이티브 동맥에 TEV의 네 점모두 근위부에 titches 및 말단부 (그림 2 디). 지혈제를 사용하여 가르쳐 각각의 앵커를 잡습니다. 주 : 근위 및 원위 설명은 종이 전반 혈류의 방향에 참조된다. </li><li> 문합을 시작 근위 및 원위 양쪽 끝의 피상적 인 측면에 5-6 개 봉합을 추가합니다. (그림 2 -Pr). 동시에 혈관이 180도 회전 클램프. </li><li> 고정 봉합에 긴장을 다시 설정합니다. TEV의 회전 측에 (5-6) 근위 봉합 및 말단부를 추가 중단에 추가합니다. </li></ol></li><li> TEV 제자리에 단단히 봉합되면 다시 원래의 위치로 회전하고 제, 혈관은 한 번에 하나의 클램프 원위 클램프를 제거한다. 문합 부위에 약간의 출혈이 일반적이다. 이 자연스럽게 클램프 출시 후 몇 분 안에 해결 reclamping 또는 추가 봉합의 위치를​​ 요구할 수있다. 도플러 흐름 프로브를 놓습니다 (그림 3트리아) 위로 TEV 유입 혈류와 모니터 유량 네이티브 동맥에 근위. 주 : 좌측 및 우측 경동맥의 유속은 약 15 분 후, 평형화 예상된다. TEV 꾸준히 방울 주입으로 경동맥에 유량, 가능한 경우는 TEV 응고이다. 흐름에 대한 다른 가능한 이상이 TEV에 네이티브 동맥의 근위부 또는 원위부의 수축에 기인 할 수있다. 이 경우, 추가로 혈관 평활근 이완제의 사용은 도포 될 수 있고, 용기는 네이티브 그래프트 위에 사이트 조직의 폐쇄 다음 30-60 분 후에 기저 톤에 복귀한다. <ol><li> 원하는 경우, 반대측 경동맥을 절제하고 「가짜」대조군으로 밀어 넣어 고정 봉합사. 이는 임상 적으로 더 관련 단독 우측 경동맥을 남기고 만 유동 프로브 초음파 결정하고, 카테터를 장착보다 길다. 가짜 제어가 원하는 경우 2.11 단계로 진행하기 전에이 작업을 수행합니다. </li></ol></li><li> 7-0 프롤린을 사용 TEV의 대향하는 측면에 1mm 초음파 결정 (도 3 -CR1 CR2)를 봉합. 초음파 크리스탈 머리를 통해 봉합 스레드 만 TEV의 표면층에 스티치. </li><li> 테플론 짠 플래 킷 (도 -3- 칼슘 및도 4a)와 변성 18 G 카테터를 사용하여 동맥 카테 테르를 꽂다. 기본 동맥 조직에 TEV에 카테터 말단를 놓습니다. <ol><li> 출혈을 제어하기 위해 5/0, 후부와 동맥 벽 옆을 터 놓은 부분을 봉합. 식염수로 플러시 된 카테터에 마이크로 보어 튜브를 부착 시클로 헥사 논을 사용합니다. 확장 라인으로 튜브를 사용합니다. </li><li> 튜브의 표면화 끝 (그림 4B)를 밀봉 Surflo 주입 플러그와 20 G 루어 스텁 어댑터를 사용합니다. 카테터의 개방성을 유지하기 위해, 2-3 일마다 행의 프라이밍 체적을 구하고 식염수 10 ㎖로 세척하고 나트륨 헤파린 주입 후, 5000 U / ㎖. </li></ol></li><li> 유량 및 초음파 프로브 결정뿐만 아니라 유동 프로브와 카테터 사이의 거리 사이의 거리를 기록한다. 이 가능하게 맥파 속도는 소프트웨어와 함께 계산 될 수있다. 이러한 계산이 필요하지 않은 경우, 카테터를 이식하지 않는다. </li><li> 기능 모든 이식 하드웨어를 확인하기 위해 필요한 경우 수술 독서를 얻습니다 (3 절 참조). </li><li> 2/0 실크 테이퍼 바늘 (그림 3)를 사용하여 근처의 근육에 주입 라인과 와이어를 고정합니다. <ol><li> 프로브 꼬리 와이어 두개쪽으로 확장하고 측면 근육을 향해 &quot;U 턴&quot;을 만들기로, 용기에 혈관 흐름 프로브 와이어 평행하게 배치합니다. 선이나 흐름 프로브가 선박에 어떤 부담을 할 수없는, 그래서 두 위치에서 테이퍼 바늘에 2-0 실크를 사용하여, 인접한 근육에 와이어를 고정합니다. 봉합이 안정적해야하지만 이상 조여 muscula를 교살하다하지 않습니다진짜야 (그림 3). </li><li> 흐름 프로브 (그림 3) 보안을위한 이전 단계와 유사 여유의 ~ 1.5 cm를 허용, 측면 근육에 결정 전선 및 동맥 카테터 라인을 봉합. </li><li> 그룹의 모든 전선 및 라인 함께 바로 이전 단계와 유사 피하 터널을 통해 종료하기 전에 근육에 앵커. </li></ol></li><li> 매트리스는 피부에 스티치 실행, 간판 및 피하에 실행 봉합 패턴을 사용하여 레이어 2-0 Vicryl의 봉합 수술 부위를 닫습니다 (계기판, 비 절단 바늘, 피부, 바늘 절단). 2/0 Vicryl 및 절단 바늘을 사용하여 밖으로 노출 전선 및 라인 주변의 등쪽 목에 1.5 cm 절개를 닫습니다. </li><li> 확실하게 양 (- 복구 후 그림 5)의 피부에 봉합 주머니에 넣습니다 흐름 프로브 와이어, 카테터 선, 초음파 크리스탈 와이어 (X 10cm 10cm). </li><li> 점차적으로 양 오프 마취를 유아자가 호흡이 재개 될 때 호흡량 인공 호흡기는 양을 튜브를 빼내. 필요한 경우 두개의 정맥과 붕대에 삽입 된 angiocath를 제거합니다. </li><li> 절개, Telfa 패드, 스트레칭 롤 거즈, 그리고 elasticon에 트리플 항생제 연고를 사용하여 목에 붕대를 감아 줘. </li><li> 수술 후 통증 관리 : 복구 중 2.2 ㎎ / kg IM 번 flunixin 메 글루 민을, 다음 1.1 ㎎ / kg IM 한 번 두 번 이일, 부 프레 노르 핀 0.005-0.01 mg을 IV 또는 IM에 대한 일 하루 동안 하루. </li></ol> 생체 모니터링 3. <ol><li> 적절한 구속을 보장하기 위해 이동 카트에 양을 놓습니다. 이 양이 하드웨어를 손상시키지 않고 조용하고 의식을 유지 할 수 있습니다. 계측 기록을 획득하기 전에 30 분 동안 장바구니에 2 ~ 3 번 양을 적응해야 할 수도 있습니다. </li><li> 주머니에서 모든 전선 및 라인을 제거하고 감시 장치에 연결합니다. 유량계에 흐름 프로브를 연결 1mm 초음파 결정 TRB에 연결압력 변환기에 - USB 상자 및 카테터 라인. 이 설정의 플로우 차트 (도 6)가 제공된다. </li><li> 흐름 프로브 및 데이터 수집 이전에 압력 변환기를 교정하십시오. 참고 : 인해 소프트웨어 버전 및 사용되는 장비의 차이, 교정 및 설정 사이의 잠재적 인 변동성 경우에서 경우에 따라 다를 것입니다. </li><li> 제조사의 프로토콜에 따라, Sonometrics 크리스탈 측정 미세 조정 오실로스코프를 이용한다. </li><li> 컴퓨터 소프트웨어를 이용하여 기록 데이터 (도 7). 붉은 색 하단의 흔적 위장 / 기본에 해당하는 동안 화이트 컬러 그림 7 상단에서 흔적, 이식 TEV에 해당합니다. TEV와 가짜 유속 (㎖ / 분), 동맥압 (mmHg 이상) 및 직경 (mm) 모두 살 기록된다. </li><li> 방해하지 적어도 1 분 녹음. 더 자세한 분석을 위해이 데이터를 내 보냅니다. 녹음, DISCONN 후요법 모든 전선 및 다시 양의 목에 봉합 주머니에 넣습니다. </li></ol>

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T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+and+functional+effects+of+organismal+ageing+on+smooth+muscle+cells+derived+from+bone+marrow+mesenchymal+stem+cells.">Molecular and functional effects of organismal ageing on smooth muscle cells derived from bone marrow mesenchymal stem cells.</a> Cardiovascular Research. 87, 147-155 (2010).</li></ol>

There are no disclosures to report.

이 보고서의 목적은 양의 경동맥 관심 임플란트 TEVs으로 신뢰성 있고 재현 가능한 절차를 제공하는 것이다. 이 모델에서 사용 된 동물의 네이티브 경동맥은 0.5-0.75 mm 두께 및 바깥 지​​름이 4.5-5 mm이었다. 여기에 설명 된 수술 기법은 3 개월 기간, 의도 된 종점까지 효과가 입증 두께의 0.25-1 mm, 외부 직경 4-5mm 큰 성공의 길이가 4cm를 측정하는 다양한 형상의 TEVs을 주입에 대한 성공했다. 이 수술 ?...

TEVs의 개발을위한 주요 초점은자가 선박을 이용할 수없는 경우에자가 이식 교체에 대한 대체를 제공하기 위해 기증자 시력 이환율을 제한하고있다. 예를 들어 연간 관상 동맥 우회 수술의 수 USA 350,000을 초과하고, 적합한 이식 이상적인 소스는 관상 동맥과 정맥 절편 한 하행 동맥 좌측 내유동, 좌전 남아있다. 혈관 질환으로 고생 많은 개인이자가 이식 교체에 적합 동맥과 정맥이 없을 수 있기 때문에, TEVs의 개발은 이렇게 수십 년 1-6에 대한 연구의 강렬한 분야가되었다. 소설 TEVs의 엔지니어링 및 최적화 자체는 강렬한 토론의 주제되지 않았습니다 TEVs을 이식하기 위해 사용 수술 기법에 대한보고, 많은 발전을받은 상태. 오히려, 동물 모델에 TEVs의 주입에 관한 프로토콜은 크게 남아 있습니다연구자 조회입니다. 다음 원고 단단 문합술 접근법을 이용하여 TEVs를 이식하는 방법을 보여준다. 이 절차는 종 방향의 장력과 생체 모니터링 장비의 추가 최적화 봉합 기술을 안정화 문합 봉합 특정 패턴을 사용하여 최적화되었다. 이 방법은 이전에 사용 된 많은 변화들과 대조된다. 또한,이 절차는 동맥 혈압, TEV 직경 / 준수 등의 매개 변수를 획득하고 적출까지 수술까지 한 후 TEV를 통해 유량을하는 방법에 대해 설명합니다. 이 리모델링 과정에있는 동안이 데이터 수집 TEV의 불가결 분석을 제공한다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1505">
	<tbody>
		<tr height="43">
			<td dir="LTR" height="43" style="height:43px;width:335px;">Equipment</td>
			<td dir="LTR" style="width:208px;">Manufacturer</td>
			<td dir="LTR" style="width:311px;">Serial/Catalog #</td>
			<td dir="LTR" style="width:363px;">Notes</td>
		</tr>
		<tr height="56">
			<td dir="LTR" height="94" rowspan="2" style="height:94px;width:335px;">Pressure Transducer</td>
			<td dir="LTR" rowspan="2" style="width:208px;">Becton Dickinson</td>
			<td dir="LTR" rowspan="2" style="width:311px;">P23XL-1</td>
			<td dir="LTR" style="width:291px;">1+ (1 for each artery) 
			&#160;Used with water-filled diaphragm domes</td>
		</tr>
		<tr height="172">
			<td dir="LTR" height="172" style="height:172px;width:335px;">Amplifier and transducer box</td>
			<td dir="LTR" style="width:208px;">Gould</td>
			<td dir="LTR" style="width:311px;">5900 Signal Conditioner Cage</td>
			<td dir="LTR" style="width:291px;">1 
			Two transducers and amplifiers should be included in cage. While this specific unit may be discontinued, other commercially available pressure transducers with a BNC/analog output will communicate with the Sonometrics equipment</td>
		</tr>
		<tr height="121">
			<td dir="LTR" height="121" style="height:121px;width:335px;">T403 Console with TS420 perivascular flowmeter module(x2)&#160;</td>
			<td dir="LTR" style="width:208px;">Transonic Systems</td>
			<td dir="LTR" style="width:311px;">T403 module and TS420 (x2)</td>
			<td dir="LTR" style="width:291px;">1 
			Flow probes measuring flow through each of the carotid arteries will connect to each of the TS420 units.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="126">
			<td dir="LTR" height="126" style="height:126px;width:335px;">Digital ultrasonic measurement unit</td>
			<td dir="LTR" style="width:208px;">Sonometrics</td>
			<td dir="LTR" style="width:311px;">TR-USB</td>
			<td dir="LTR" style="width:291px;">1</td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td dir="LTR" height="48" style="height:48px;width:335px;">Flow Probe Precision S-Series 4mm</td>
			<td dir="LTR" rowspan="4" style="width:208px;">Transonic Systems Inc.</td>
			<td dir="LTR" rowspan="4" style="width:311px;">MC4PSS-LS-WC100-CM4B-GA</td>
			<td dir="LTR" rowspan="4" style="width:291px;">2</td>
			<td dir="LTR" rowspan="4" style="width:363px;"></td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td dir="LTR" height="49" rowspan="2" style="height:49px;width:335px;">1mm&#160; Sonometrics Crystals</td>
			<td dir="LTR" rowspan="2" style="width:208px;">Sonometrics Systems</td>
			<td dir="LTR" rowspan="2" style="width:311px;">1R-38S-20-NC-SH</td>
			<td dir="LTR" style="width:291px;">&#160;2-4 (2 for each artery)</td>
		</tr>
		<tr height="81">
			<td dir="LTR" height="134" rowspan="2" style="height:134px;width:335px;">Catheter for implantation</td>
			<td dir="LTR" style="width:208px;">BD (Becton Dickinson)</td>
			<td dir="LTR" rowspan="2" style="width:311px;">&#160;381447</td>
			<td dir="LTR" style="width:291px;">&#160;1+ (1 for each artery) 
			Catheter is cut and secured to microbore tubing, stylette is utilized for insertion&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td dir="LTR" height="73" rowspan="2" style="height:73px;width:335px;">Tygon Microbore Tubing</td>
			<td dir="LTR" rowspan="2" style="width:208px;">Norton Performance Plastics</td>
			<td dir="LTR" style="width:311px;">(AAQ04127) Formulation S-54-HL</td>
			<td dir="LTR" style="width:291px;">NA (cut to length for an extension set)</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td dir="LTR" height="49" rowspan="2" style="height:49px;width:335px;">Luer Stub Adapter</td>
			<td dir="LTR" style="width:208px;">BD (Becton Dickinson)</td>
			<td dir="LTR" style="width:311px;">427564 (20 gauge)</td>
			<td dir="LTR" style="width:291px;">1+ (1 for each arterial catheter)</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td dir="LTR" height="82" rowspan="2" style="height:82px;width:335px;">Surflo Injection Plug</td>
			<td dir="LTR" rowspan="2" style="width:208px;">Terumo</td>
			<td dir="LTR" rowspan="2" style="width:311px;">SR-IP2</td>
			<td dir="LTR" style="width:291px;">1+ (1 for each arterial catheter)</td>
		</tr>
		<tr height="39">
			<td dir="LTR" height="128" rowspan="2" style="height:128px;width:335px;">Meadox</td>
			<td dir="LTR" rowspan="2" style="width:208px;">PTFE (Teflon) Felt</td>
			<td dir="LTR" rowspan="2" style="width:311px;">19306</td>
			<td dir="LTR" style="width:291px;">NA (cut to size) 
			The PTFE felt used in our studies was discontinued. However, comparable companies such as &#8220;Surgical Mesh&#8221; offer products which are equivalent.&#160;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

surgical technique for the implantation of tissue engineered vascular grafts and subsequent in vivo monitoring

혈관 조직 엔지니어링 (TEVs)의 발전 능력에 의해 전진 큰 동물 모델로 일상적 효과적으로 임플란트 TEVs (직경 4-5 mm)의 것이다. TEV 및 기본 경동맥의 TEV 및 실시간 디지털 평가의 상호 위치 배치를위한 단계로 단계 프로토콜은 여기에 설명되어 있습니다. 생체 모니터링이 가능하게된다 흐름 프로브, 카테터 및 초음파 결정의 주입 (수로 수술시의 주입 TEVs 네이티브 경동맥) 직경의 동적 변화를 기록. 일단 연구자는 맥파 속도, 증가 지표, 맥압 컴플라이언스와 같은 파라미터를 산출 동맥 혈류 패턴, 침습적 혈압 및 동맥 직경을 계산할 수 주입. 데이터 수집 실험 기간에 걸쳐 분석을 위해 하나의 컴퓨터 프로그램을 이용하여 달성된다. 이러한 귀중한 데이터가 TEV 매트릭스 리모델링에 대한 통찰력을 제공하고, 그 resemblan기본 / 가짜 제어 및 생체 내에서 전체 TEV 성능 CE.

30 개 이상의 양 (언론에) TEVs의 주입이 보고서에 설명 된 수술 기법을 9 겪었다. 프로토콜 최적화 후 가장 최근의 양의 작업을 요약 한 표는 표 2에 나타내었다. 생명이 합병증을 위협하지와 TEV 주입 후 복구 된 모든 양. 일부 동물에서, 섬유증은 내주 동맥 카테터의 끝 가까이에 네이티브 동맥에서 관찰되었다. 추가 된 계기의 존재와 염증의 유의 한 증가는 관찰되지 않았다. 드...

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Surgical Technique for the Implantation of Tissue Engineered Vascular Grafts and Subsequent In Vivo Monitoring

동물의 희생까지 생체 내에서 엔드 - 투 - 엔드 문합 및 실시간 디지털 평가를 사용하여 양의 경동맥에 조직 설계된 선박 (TEVs)의 상호 위치 배치를위한 단계별 프로토콜입니다.

티슈 엔지니어링 혈관 이식 및 이후의 이식을위한 수술 기법<em&gt; 생체</em&gt; 모니터링

The development of Tissue Engineered Vessels (TEVs) is advanced by the ability to routinely and effectively implant TEVs (4-5 mm in diameter) into a large ...

surgical-technique-for-implantation-tissue-engineered-vascular-grafts

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Surgical Technique for the Implantation of Tissue Engineered Vascular Grafts and Subsequent In Vivo Monitoring

11.6K 조회수.  State University of New York Buffalo School of Medicine.  동물의 희생까지 생체 내에서 엔드 - 투 - 엔드 문합 및 실시간 디지털 평가를 사용하여 양의 경동맥에 조직 설계된 선박 (TEVs)의 상호 위치 배치를위한 단계별 프로토콜입니다. 

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Bioluminescence Imaging for Assessment of Immune Responses Following Implantation of Engineered Heart Tissue (EHT)

Various techniques of cardiac tissue engineering have been pursued in the past decades including scaffolding strategies using either native or bioartificial scaffold materials, entrapment of cardiac myocytes in hydrogels such as fibrin or collagen and stacking of myocyte monolayers 1. These concepts aim at restoration of compromised cardiac function (e.g. after myocardial infarction) or as experimental models (e.g. predictive toxicology and substance screening or disease modelling). Precise monitoring of cell survival after implantation of engineered heart tissue (EHT) has now become possible using in-vivo bioluminescence imaging (BLI) techniques 2. Here we describe the generation of fibrin-based EHT from a transgenic rat strain with ubiquitous expression of firefly luciferase (ROSA/luciferase-LEW Tg; 3). Implantation is performed into the greater omentum of different rat strains to assess immune responses of the recipient organism following EHT implantation. Comparison of results generated by BLI and the Enzyme Linked Immuno Spot Technique (ELISPOT) confirm the usability of BLI for the assessment of immune responses.

Bioluminescence Imaging for Assessment of Immune Responses Following Implantation of Engineered Heart Tissue EHT

This video demonstrates the use of in vivo bioluminescence imaging to study immune responses after implantation of Engineered Heart Tissue (EHT) in rats.

엔지니어링된 심장 조직 이식 다음과 같은 면역 반응의 평가 (EHT)에 대한 Bioluminescence 이미징

Various techniques of cardiac tissue engineering have been pursued in the past decades including scaffolding strategies using either native or ...

연구

생체공학

Engineering Biological-Based Vascular Grafts Using a Pulsatile Bioreactor

Much effort has been devoted to develop and advance the methodology to regenerate functional small-diameter arterial bypasses. In the physiological environment, both mechanical and chemical stimulation are required to maintain the proper development and functionality of arterial vessels1,2.
Bioreactor culture systems developed by our group are designed to support vessel regeneration within a precisely controlled chemo-mechanical environment mimicking that of native vessels. Our bioreactor assembly and maintenance procedures are fairly simple and highly repeatable3,4. Smooth muscle cells (SMCs) are seeded onto a tubular polyglycolic acid (PGA) mesh that is threaded over compliant silicone tubing and cultured in the bioreactor with or without pulsatile stimulation for up to 12 weeks. There are four main attributes that distinguish our bioreactor from some predecessors. 1) Unlike other culture systems that simulate only the biochemical surrounding of native blood vessels, our bioreactor also creates a physiological pulsatile environment by applying cyclic radial strain to the vessels in culture. 2) Multiple engineered vessels can be cultured simultaneously under different mechanical conditions within a controlled chemical environment. 3) The bioreactor allows a mono layer of endothelial cells (EC) to be easily coated onto the luminal side of engineered vessels for animal implantation models. 4) Our bioreactor can also culture engineered vessels with different diameter size ranged from 1 mm to 3 mm, saving the effort to tailor each individual bioreactor to fit a specific diameter size. 
The engineered vessels cultured in our bioreactor resemble native blood vessels histologically to some degree. Cells in the vessel walls express mature SMC contractile markers such as smooth muscle myosin heavy chain (SMMHC)3. A substantial amount of collagen is deposited within the extracellular matrix, which is responsible for ultimate mechanical strength of the engineered vessels5. Biochemical analysis also indicates that collagen content of engineered vessels is comparable to that of native arteries6. Importantly, the pulsatile bioreactor has consistently regenerated vessels that exhibit mechanical properties that permit successful implantation experiments in animal models3,7. Additionally, this bioreactor can be further modified to allow real-time assessment and tracking of collagen remodeling over time, non-invasively, using a non-linear optical microscopy (NLOM)8. To conclude, this bioreactor should serve as an excellent platform to study the fundamental mechanisms that regulate the regeneration of functional small-diameter vascular grafts.

Our group has developed a bioreactor culture system that mimics the physiological pulsatile stresses of the cardiovascular system to regenerate implantable small-diameter vascular grafts.

타악기 생물 반응기를 사용하여 생물 공학 기반 혈관의 이식

Much effort has been devoted to develop and advance the methodology to regenerate functional small-diameter arterial bypasses. In the physiological ...

Non-contact, Label-free Monitoring of Cells and Extracellular Matrix using Raman Spectroscopy

Non-destructive, non-contact and label-free technologies to monitor cell and tissue cultures are needed in the field of biomedical research.1-5 However, currently available routine methods require processing steps and alter sample integrity. Raman spectroscopy is a fast method that enables the measurement of biological samples without the need for further processing steps. This laser-based technology detects the inelastic scattering of monochromatic light.6 As every chemical vibration is assigned to a specific Raman band (wavenumber in cm-1), each biological sample features a typical spectral pattern due to their inherent biochemical composition.7-9 Within Raman spectra, the peak intensities correlate with the amount of the present molecular bonds.1 Similarities and differences of the spectral data sets can be detected by employing a multivariate analysis (e.g. principal component analysis (PCA)).10
Here, we perform Raman spectroscopy of living cells and native tissues. Cells are either seeded on glass bottom dishes or kept in suspension under normal cell culture conditions (37 &deg;C, 5% CO2) before measurement. Native tissues are dissected and stored in phosphate buffered saline (PBS) at 4 &deg;C prior measurements. Depending on our experimental set up, we then either focused on the cell nucleus or extracellular matrix (ECM) proteins such as elastin and collagen. For all studies, a minimum of 30 cells or 30 random points of interest within the ECM are measured. Data processing steps included background subtraction and normalization.

Raman spectroscopy is a suitable technique for the non-contact, label-free analysis of living cells, tissue-engineered constructs and native tissues. Source-specific spectral fingerprints can be generated and analyzed using multivariate analysis.

라만 분광학을 사용하여 세포와 세포외 기질의 비 접촉, 레이블이없는 모니터링

Non-destructive, non-contact and label-free technologies to monitor cell and tissue cultures are needed in the field of biomedical research.1-5 However, ...

Production, Characterization and Potential Uses of a 3D Tissue-engineered Human Esophageal Mucosal Model

The incidence of both esophageal adenocarcinoma and its precursor, Barrett&#8217;s Metaplasia, are rising rapidly in the western world. Furthermore esophageal adenocarcinoma generally has a poor prognosis, with little improvement in survival rates in recent years. These are difficult conditions to study and there has been a lack of suitable experimental platforms to investigate disorders of the esophageal mucosa.
A model of the human esophageal mucosa has been developed in the MacNeil laboratory which, unlike conventional 2D cell culture systems, recapitulates the cell-cell and cell-matrix interactions present in vivo and produces a mature, stratified epithelium similar to that of the normal human esophagus. Briefly, the model utilizes non-transformed normal primary human esophageal fibroblasts and epithelial cells grown within a porcine-derived acellular esophageal scaffold. Immunohistochemical characterization of this model by CK4, CK14, Ki67 and involucrin staining demonstrates appropriate recapitulation of the histology of the normal human esophageal mucosa.
This model provides a robust, biologically relevant experimental model of the human esophageal mucosa. It can easily be manipulated to investigate a number of research questions including the effectiveness of pharmacological agents and the impact of exposure to environmental factors such as alcohol, toxins, high temperature or gastro-esophageal refluxate components. The model also facilitates extended culture periods not achievable with conventional 2D cell culture, enabling, inter alia, the study of the impact of repeated exposure of a mature epithelium to the agent of interest for up to 20 days. Furthermore, a variety of cell lines, such as those derived from esophageal tumors or Barrett&#8217;s Metaplasia, can be incorporated into the model to investigate processes such as tumor invasion and drug responsiveness in a more biologically relevant environment.

This manuscript describes the production, characterization and potential uses of a tissue engineered 3D esophageal construct prepared from normal primary human esophageal fibroblast and squamous epithelial cells seeded within a de-cellularized porcine scaffold. The results demonstrate the formation of a mature stratified epithelium similar to the normal human esophagus.

3 차원 조직 공학 인간의 식도 점막 모델의 제조, 특성 및 사용 가능성

The incidence of both esophageal adenocarcinoma and its precursor, Barrett&#8217;s Metaplasia, are rising rapidly in the western world. Furthermore ...

Athymic Rat Model for Evaluation of Engineered Anterior Cruciate Ligament Grafts

Anterior cruciate ligament (ACL) rupture is a common ligamentous injury that often requires surgery because the ACL does not heal well without intervention. Current treatment strategies include ligament reconstruction with either autograft or allograft, which each have their associated limitations. Thus, there is interest in designing a tissue-engineered graft for use in ACL reconstruction. We describe the fabrication of an electrospun polymer graft for use in ACL tissue engineering. This polycaprolactone graft is biocompatible, biodegradable, porous, and is comprised of aligned fibers. Because an animal model is necessary to evaluate such a graft, this paper describes an intra-articular athymic rat model of ACL reconstruction that can be used to evaluate engineered grafts, including those seeded with xenogeneic cells. Representative histology and biomechanical testing results at 16 weeks postoperatively are presented, with grafts tested immediately post-implantation and contralateral native ACLs serving as controls. The present study provides a reproducible animal model with which to evaluate tissue engineered ACL grafts, and demonstrates the potential of a regenerative medicine approach to treatment of ACL rupture.

Animal models are important tools for the evaluation of tissue-engineered grafts. This paper presents the protocol for preparing an electrospun biodegradable polymer graft for use in anterior cruciate ligament tissue engineering, as well as a surgical protocol for implantation in a rat model.

엔지니어링 전방 십자 인대 이식의 평가 흉선 쥐 모델

Anterior cruciate ligament (ACL) rupture is a common ligamentous injury that often requires surgery because the ACL does not heal well without ...

Engineering 3D Cellularized Collagen Gels for Vascular Tissue Regeneration

Synthetic materials are known to initiate clinical complications such as inflammation, stenosis, and infections when implanted as vascular substitutes. Collagen has been extensively used for a wide range of biomedical applications and is considered a valid alternative to synthetic materials due to its inherent biocompatibility (i.e., low antigenicity, inflammation, and cytotoxic responses). However, the limited mechanical properties and the related low hand-ability of collagen gels have hampered their use as scaffold materials for vascular tissue engineering. Therefore, the rationale behind this work was first to engineer cellularized collagen gels into a tubular-shaped geometry and second to enhance smooth muscle cells driven reorganization of collagen matrix to obtain tissues stiff enough to be handled.
The strategy described here is based on the direct assembling of collagen and smooth muscle cells (construct) in a 3D cylindrical geometry with the use of a molding technique. This process requires a maturation period, during which the constructs are cultured in a bioreactor under static conditions (without applied external dynamic mechanical constraints) for 1 or 2 weeks. The &#8220;static bioreactor&#8221; provides a monitored and controlled sterile environment (pH, temperature, gas exchange, nutrient supply and waste removal) to the constructs. During culture period, thickness measurements were performed to evaluate the cells-driven remodeling of the collagen matrix, and glucose consumption and lactate production rates were measured to monitor the cells metabolic activity. Finally, mechanical and viscoelastic properties were assessed for the resulting tubular constructs. To this end, specific protocols and a focused know-how (manipulation, gripping, working in hydrated environment, and so on) were developed to characterize the engineered tissues.

In this work, we present a technique for the rapid fabrication of living vascular tissues by direct culturing of collagen, smooth muscle cells and endothelial cells. In addition, a new protocol for the mechanical characterization of engineered vascular tissues is described.

혈관 조직 재생을위한 엔지니어링 3D Cellularized 콜라겐 젤

Synthetic materials are known to initiate clinical complications such as inflammation, stenosis, and infections when implanted as vascular substitutes. ...

Applications of In Vivo Functional Testing of the Rat Tibialis Anterior for Evaluating Tissue Engineered Skeletal Muscle Repair

Despite the regenerative capacity of skeletal muscle, permanent functional and/or cosmetic deficits (e.g., volumetric muscle loss (VML) resulting from traumatic injury, disease and various congenital, genetic and acquired conditions are quite common. Tissue engineering and regenerative medicine technologies have enormous potential to provide a therapeutic solution. However, utilization of biologically relevant animal models in combination with longitudinal assessments of pertinent functional measures are critical to the development of improved regenerative therapeutics for treatment of VML-like injuries. In that regard, a commercial muscle lever system can be used to measure length, tension, force and velocity parameters in skeletal muscle. We used this system, in conjunction with a high power, bi-phase stimulator, to measure in vivo force production in response to activation of the anterior crural compartment of the rat hindlimb. We have previously used this equipment to assess the functional impact of VML injury on the tibialis anterior (TA) muscle, as well as the extent of functional recovery following treatment of the injured TA muscle with our tissue engineered muscle repair (TEMR) technology. For such studies, the left foot of an anaesthetized rat is securely anchored to a footplate linked to a servomotor, and the common peroneal nerve is stimulated by two percutaneous needle electrodes to elicit muscle contraction and dorsiflexion of the foot. The peroneal nerve stimulation-induced muscle contraction is measured over a range of stimulation frequencies (1-200 Hz), to ensure an eventual plateau in force production that allows for an accurate determination of peak tetanic force. In addition to evaluation of the extent of VML injury as well as the degree of functional recovery following treatment, this methodology can be easily applied to study diverse aspects of muscle physiology and pathophysiology. Such an approach should assist with the more rational development of improved therapeutics for muscle repair and regeneration.

Applications of In Vivo Functional Testing of the Rat Tibialis Anterior for Evaluating Tissue Engineered Skeletal Muscle Repair

We describe an in vivo protocol to measure dorsiflexion of the foot following stimulation of the peroneal nerve and contraction of the anterior crural compartment of the rat hindlimb. Such measurements are an indispensable translational tool for evaluating skeletal muscle pathology and tissue engineering approaches to muscle repair and regeneration.

의 응용 프로그램<em&gt; 생체</em&gt; 조직 평가를위한 쥐 앞정 전방의 기능 테스트는 골격근 수리 엔지니어링

Despite the regenerative capacity of skeletal muscle, permanent functional and/or cosmetic deficits (e.g., volumetric muscle loss (VML) resulting from ...

Scaling of Engineered Vascular Grafts Using 3D Printed Guides and the Ring Stacking Method

Coronary artery disease remains a leading cause of death, affecting millions of Americans. With the lack of autologous vascular grafts available, engineered grafts offer great potential for patient treatment. However, engineered vascular grafts are generally not easily scalable, requiring manufacture of custom molds or polymer tubes in order to customize to different sizes, constituting a time-consuming and costly practice. Human arteries range in lumen diameter from about 2.0-38 mm and in wall thickness from about 0.5-2.5 mm. We have created a method, termed the "Ring Stacking Method," in which variable size rings of tissue of the desired cell type, demonstrated here with vascular smooth muscle cells (SMCs), can be created using guides of center posts to control lumen diameter and outer shells to dictate vessel wall thickness. These tissue rings are then stacked to create a tubular construct, mimicking the natural form of a blood vessel. The vessel length can be tailored by simply stacking the number of rings required to constitute the length needed. With our technique, tissues of tubular forms, similar to a blood vessel, can be readily manufactured in a variety of dimensions and lengths to meet the needs of the clinic and patient.

Scalable engineered blood vessels would improve clinical applicability. Using easily sizable 3D-printed guides, rings of vascular smooth muscle were created and stacked into a tubular form, forming a vascular graft. Grafts can be sized to meet the range of human coronary artery dimensions by simply changing the 3D-printed guide size.

3D 인쇄 가이드 및 반지 스태킹 방법을 사용하여 엔지니어링 혈관 이식의 크기 조정

Coronary artery disease remains a leading cause of death, affecting millions of Americans. With the lack of autologous vascular grafts available, ...

A Novel Tenorrhaphy Suture Technique with Tissue Engineered Collagen Graft to Repair Large Tendon Defects

Surgical management of large tendon defects with tendon grafts is challenging, as there are a finite number of sites where donors can be readily identified and used. Currently, this gap is filled with tendon auto-, allo-, xeno-, or artificial grafts, but clinical methods to secure them are not necessarily translatable to animals because of the scale. In order to evaluate new biomaterials or study a tendon graft made up of collagen type 1, we have developed a modified suture technique to help maintain the engineered tendon in alignment with the tendon ends. Mechanical properties of these grafts are inferior to the native tendon. To incorporate engineered tendon into clinically relevant models of loaded repair, a strategy was adopted to offload the tissue engineered tendon graft and allow for the maturation and integration of the engineered tendon in vivo until a mechanically sound neo-tendon was formed. We describe this technique using incorporation of the collagen type 1 tissue engineered tendon construct.

In this paper, we present an in vitro and in situ protocol to repair a tendon gap of up to 1.5 cm by filling it with engineered collagen graft. This was performed by developing a modified suture technique to take the mechanical load until the graft matures into the host tissue.

큰 힘줄 결함을 복구하는 조직 엔지니어링 콜라겐 이식과 새로운 테노르래피 봉합사 기술

Surgical management of large tendon defects with tendon grafts is challenging, as there are a finite number of sites where donors can be readily ...

A Novel Surgical Technique As a Foundation for In Vivo Partial Liver Engineering in Rat

Organ engineering is a novel strategy to generate liver organ substitutes that can potentially be used in transplantation. Recently, in vivo liver engineering, including in vivo organ decellularization followed by repopulation, has emerged as a promising approach over ex vivo liver engineering. However, postoperative survival was not achieved. The aim of this study is to develop a novel surgical technique of in vivo selective liver lobe perfusion in rats as a prerequisite for in vivo liver engineering. We generate a circuit bypass only through the left lateral lobe. Then, the left lateral lobe is perfused with heparinized saline. The experiment is performed with 4 groups (n = 3 rats per group) based on different perfusion times of 20 min, 2 h, 3 h, and 4 h. Survival, as well as the macroscopically visible change of color and the histologically determined absence of blood cells in the portal triad and the sinusoids, is taken as an indicator for a successful model establishment. After selective perfusion of the left lateral lobe, we observe that the left lateral lobe, indeed, turned from red to faint yellow. In a histological assessment, no blood cells are visible in the branch of the portal vein, the central vein, and the sinusoids. The left lateral lobe turns red after reopening the blocked vessels. 12/12 rats survived the procedure for more than one week. We are the first to report a surgical model for in vivo single liver lobe perfusion with a long survival period of more than one week. In contrast to the previously published report, the most important advantage of the technique presented here is that perfusion of 70% of the liver is maintained throughout the whole procedure. The establishment of this technique provides a foundation for in vivo partial liver engineering in rats, including decellularization and recellularization.

A Novel Surgical Technique As a Foundation for In Vivo Partial Liver Engineering in Rat

We establish a novel surgical technique for an in vivo single liver lobe perfusion model in rat as a prerequisite for further studying in vivo partial liver engineering in the future.