이 작품은 CKB에 NIH (RO1 HL098228)에서 교부금에 의해 부분적으로 지원되었다.

참고 : 모든 동물의 절차는 전국 어린이 병원 기관 동물 관리 및 사용위원회에 의해 승인되었습니다. 1. 이식 제조 <ol><li> 흄 후드 아래에 2 ㎖ 디 옥산에 100 ㎎의 P (LA / CL)을 추가하여 ε-카프로 락톤 및 L-락 타이드 공중 합체 P (LA / CL) 솔루션을합니다. 소용돌이에 솔루션을 배치하고 완전히 용해 1.5 시간 동안 지속적으로 혼합한다. </li><li> 한편, (PGA)가 냉장고에서 느껴지는 폴리 글리콜 산의 시트를 제거하고 몇 가지 5 × 8mm 섹션을 잘라. 또한 단지 필터 위의 0.1 μL 피펫의 끝을 잘라. </li><li> 피펫 팁의 선단에 19 G 바늘 (1.5 길이)를 삽입하고 PGA 마이크로 집게를 사용하여 바늘 주위 느꼈다 포장. </li><li> 19 G 바늘이 그것으로 삽입하면서 조심스럽게, 루멘 무딘 18 G 바늘을 사용하여, 근위부보다는 똑바로입니다 피펫 팁의 선단에 펠트를 밀어 넣습니다. </li><li> 피펫40 μL의 P (CL / LA)의 상단에서 피펫 팁에 솔루션을 제공합니다. PGA 솔루션 펠트 포화. 그런 다음 피펫 분배기를 사용하여 공기 방울을 밀어. 필요한 경우이 과정을 반복합니다. </li><li> 장소 50 ML 튜브에 이식하고 20 분 동안 -80 ° C 냉동고에 넣습니다. 바늘의 머리가 아래로 얼굴을 확인합니다. </li><li> 동결 건조기에 튜브를 전송하고 24 시간 동안 진공 청소기로 청소. 공기 흐름을 가지고 튜브의 뚜껑을 열 수 있는지 확인합니다. </li><li> 이식을 가지고 바늘에서 제거합니다. ~ 5mm 섹션을 떠나는 이식의 양쪽 끝을 잘라 자신의 모양을 유지하기 위해 바늘에 다시 넣어. 데시 케이 터에 이식을 유지합니다. </li><li> 바이오 안전성 후드 O / N 전에 세포 파종에 UV 빛의 밑에 발판을 놓으십시오. </li></ol> 2. 골수 단핵 세포 수확 및 절연 <ol><li> 케타민 / 자일 라진 과다 복용 (케타민, 200 ㎎ / ㎏과 자일 라진, 20 ㎎ / ㎏)와 쥐를 안락사. </li><li> 제거 뼈 (대퇴골의10 CC의 RPMI와 페트리 접시에 10 이식 착상과 장소에 3 마우스의 개발 경골). 3 CC의 RPMI로 새로운 배양 접시에 25 G 바늘과 주사기를 사용하여 뼈와 플러시 골수의 양쪽 끝을 잘라. 15 CC 튜브에 골수 및 RPMI 솔루션을 수집하고 BM의 나머지를 수집하기 위해 추가로 2 CC의 RPMI와 페트리 접시를 씻으십시오. </li><li> 샘플 (5 ~ 10 μL)를 가지고 자동 셀 카운터 또는 혈구를 사용하여 셀을 계산합니다. 그 결과를 기록한다. </li><li> 15 CC 원심 분리기 튜브에 5 CC의 피콜을 넣고 골수 RPMI 솔루션을 추가합니다. 피콜 믹싱 않도록 매우 조심스럽게 용액을 추가. </li><li> 24 ° C에서 &quot;NO 브레이크&quot;30 분 동안 528 XG에 원심 분리기 </li><li> 상위 핑크 레이어를 제거합니다. MNC 층 인 중간 클리어 층의 그림 1, 수집하고, PBS 1:1와 희석. </li><li> 24 ℃에서 10 분 동안 528 XG에서 희석 MNC 솔루션을 원심 분리기 </li><li> 뜨는 디를 제거류트 5 ㎖의 PBS와 펠렛. </li><li> 24 ℃에서 10 분 동안 528 XG에서 펠렛 솔루션을 원심 분리기 </li><li> 뜨는을 제거합니다. RPMI (~ 200 μL)의 적절한 볼륨으로 펠렛을 희석. </li><li> 5 ~ 10 ㎕의 샘플을 가지고 자동 셀 카운터 또는 혈구를 사용하여 셀을 계산합니다. 그 결과를 기록한다. 한 번 더 세고 셀을 반복하고 평균 기포 수를 계산한다. </li><li> RPMI를 사용 μL 1,000,000 cells/10에 세포 농도를 희석. </li></ol> 3. 셀 시드 <ol><li> 5 분 luminally 5 μL RPMI를 추가하여 Prewet 발판은 다음 RPMI를 제거합니다. </li><li> 비계 루멘 단계 2.12에서 RPMI에 10 ㎕의 골수 유래 모노 핵 세포를 추가하고 10 분은 세포가 발판에 첨부 할 수 있도록 기다립니다. </li><li> 1cm 길이로 19 G 바늘을 잘라 발판의 모양을 유지하기 위해 발판의 루멘에 바늘을 넣어. 24 웰 플레이트에 샘플을 놓습니다. &lt;/ 리&gt; <li> 물론 각 1,000 μL RPMI를 추가하고 인큐베이터에서 O / N을 품어. </li></ol> 4. 이식 주입 <ol><li> 수술 전에 수술 도구를 압력솥 : 미세 가위, 배 마이크로 집게, 배 미세 혈관 클램프, 1X 클램프 적용 집게, 1X 마이크로 니들 홀더, 1X 봄 가위, 1X 트랙터를 1x는. </li><li> 여성 6~8주 된 C57BL / 6은 조직 공학 혈관 이식받는 사람으로 사용됩니다. 케이지에서 마우스를 제거하고 무게를 달고, 다음 케타민 / 자일 라진 칵테일 (케타민, 100 ㎎ / ㎏과 자일 라진, 10 ㎎ / ㎏)와 복부의 오른쪽 아래 사분면에 복강 내 주사를 통해 마취. 케토 프로 펜 (5 ㎎ / kg, IP)은 미리 마취 진통제로서 사용된다. </li><li> 이야기 핀치에 의해 진정 작용의 수준을 확인한 후 복부 머리를 클립. 멸균 안과 연고와 함께 눈에 기름칠을하고, 패드에 지느러미 드러 누움 위치에 마우스를 놓습니다. 베타 딘, 알코올 패드로 복부를 소독. 공동멸균 드레이프와 마우스를 버전 만 절개 영역을 노출합니다. </li><li> 치골 지역에 xyphoid 아래에서 중간 선 개복술의 절개를하고, 자체 유지 견인기를 삽입합니다. 식염수를 적신 거즈에 내장을 감싸십시오. 퉁명스럽게 신동맥 대동맥과 대정맥을 정의합니다. </li><li> 근위 및 대동맥과 대정맥의 말단 양쪽에 두 개의 미세 혈관 클램프를 놓고 다음 퉁명스럽게 대정맥 선조 사법 대정맥에서 대동맥을 구분합니다. 필요한 경우, 테이퍼 바늘에 10-0 모노 필라멘트 봉합사로 복부 대동맥 가지를 결찰. </li><li> 멸균 10-0 봉합사를 이용하여 문합을 종료하는 근위 및 원위 끝 하대 정맥 삽입술 이식을 이식. 마우스의 해부학에 따라 이식, 보통 1~2밀리미터을 낸다. 근위 및 원위 끝 모두에서 하나의 스티치 이식을 안전하고 이식의 다른 측면에서 4 ~ 5 stiches와 함께 지속적으로 봉합하기 시작합니다. 앞면을 마친 후, 클램프 및 이식을 플립다른 측면 및 그래프트의이면을 봉합. 주입하는 동안, 급성 혈전증을 방지 자주 헤파린 용액으로 그래프트 플러시. </li><li> 근위 클램프를 제거하고 국소 흡수 멸균 지혈 에이전트를 적용하여 출혈을 제어 할 수 있습니다. 출혈이 완전히 정지 할 때, 말초 클램프를 제거하고 출혈 같은 방법으로 제어 할 수 있습니다. 이식을 통해 확인 혈액 흐름을합니다. </li><li> 포함 된 스레드 바늘로 6-0 블랙 폴리 아미드 모노 필라멘트 봉합사를 사용하여 두 층으로 복부 근육과 피부를 닫습니다. </li><li> 0.5 ㎖의 생리 식염수를 피하 주사와 마우스가 완전히 이동할 때까지 온난화 패드 복구 새장에 마우스를 놓습니다. 복구시, 종이 침구 새 케이지에 마우스를 반환합니다. 48 시간 동안 진통제 (이부프로펜, 30 ㎎ / ㎏, 식수를) 제공합니다. </li></ol>

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</ol>

저자가 공개하는 게 없다.

TEVG의 마우스 모델은 neotissue 형성 및 협착의 개발의 세포 및 분자 메커니즘을 연구 할 수있는 유용한 도구입니다. 시드 BM-MNC는 이식 11 씨앗을 품고 세포의 두 조직 학적 및 SEM 이미지에 나타내었다. 세포 파종 효율은 DNA 분석 7을 사용하여 표시 하였다. 이 모델 시스템을 사용하여, 우리는 세포 시딩은 우리의 인간 임상 시험 3에 고장 차 모드였다 TEVG 협착의 개발의 발생률?...

선천성 심장 결함이 미국에서 출산의 약 8 %에 영향을 미치는 심각한 상황이다. 선천성 심장 결함 또는 2.4 1,000 명당 출생과 그 유아의 약 25 %가 자신의 수명의 첫 해에 침략적인 치료를 필요로합니다. 선천성 심장 질환에 대한 가장 효과적인 치료법은 재건 수술이다. 불행하게도, 현재 혈관 도관의 사용에서 발생하는 합병증은 수술 후 사망률과 사망의 가장 중요한 원인입니다. 이 문제를 해결하기 위해, 우리는 임상 2에 대한 첫 번째 조직 공학 혈관 이식 (TEVGs)를 개발했다. TEVGs은자가 골수 파생 된 단핵 세포 (BM-다국적 기업)의 시드 및 선천성 심장 수술을위한 정맥 도관으로 이식 된 생분해 성 폴리 에스테르 튜브로 구성되었다. 결과는 후속 1-3 세에 우수한 개통 률을 보였으 나 협착의 중요한 발생률 <s&gt; 3,4입니다. 그것은 neotissue 혈관 형성 및 TEVG 협착의 개발을 기본 메커니즘을 더 잘 이해가 필요했던 것이 분명했다. 더 TEVGs의 개발 및 협착증 전개 메커니즘을 이해하기 위해, 양의 모델은 5,6를 생성 하였다. 이 모델에서, TEVGs 성공적으로 생활 용기로 변환 및 형태와 기본 정맥의 기능 모두에서 유사했다. 큰 동물 모델의 사용은 TEVGs의 임상 사용을 주었 중요한 사전 임상 정보를 제공하는 좋은 첫 번째 단계였다. 그러나, 대형 동물 모델을 사용하여 TEVGs 혈관 neotissue 형성의 세포 및 분자 메커니즘의 완전한 이해로 인해 종의 특정 분자 도구의 부족으로 인해 혈관 세포의 표현형의 분자 특성의 한계로 제한됩니다. 이러한 단점을 극복하기 위해, TEVGs의 쥐 모델은 마우스 유전학의 급속한 발전과 자신의 광범위한 molecula의 이유에 의해 개발되었다단축 시간 규모의 추가 장점과 연구의 특성화. 쥐 IVC의 개재 모델을 충실하게 큰 동물과 인간에서 발생 neovessel 형성 과정을 효과적으로 요약,하지만 훨씬 짧은 시간 코스 6-9 이상. 여기에, 생분해 성 지지체를 사용하여 작은 규모의 이식 제조를위한 상세한 프로토콜, BM-MNC 수확 및 격리, 발판에 BM-MNC 파종 및 쥐 모델 이식 주입을 설​​명했다.

<table><tbody><tr><td>Polyglycolic acid (PGA) felt</td><td>Biomedical Structures</td><td></td><td>Custome ordered</td></tr><tr><td>Pipet tip, 0.1-10 &amp;mu;l&amp;nbsp;</td><td>Fisher Sientific</td><td>02-707-456</td><td></td></tr><tr><td>Lyophilizer&amp;nbsp;</td><td>Labconco</td><td>7070020</td><td></td></tr><tr><td>RPMI medium 1604</td><td>Gibco</td><td>11875-093</td><td></td></tr><tr><td>Petri dish</td><td>BD</td><td>353003</td><td></td></tr><tr><td>24-well plate</td><td>Corning</td><td>3526</td><td></td></tr><tr><td>15 cc tube&amp;nbsp;</td><td>BD</td><td>352096</td><td></td></tr><tr><td>Ficoll</td><td>Sigma</td><td>10831-100ml</td><td>Also called &#039;Histopaque&#039;</td></tr><tr><td>DPBS</td><td>Gibco</td><td>14190-144</td><td></td></tr><tr><td>Littauer bone cutter 4.5&quot; Straight</td><td>Roboz</td><td>RS-8480</td><td>For BM harvesting</td></tr><tr><td>Forceps 4.5&quot;</td><td>Roboz</td><td>RS-8120</td><td>For BM harvesting</td></tr><tr><td>Scissors 4.5&quot;</td><td>Roboz</td><td>RS-5912</td><td>For BM harvesting</td></tr><tr><td>Microscope</td><td>Leica</td><td>M80</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6J (H-2b), Female</td><td>Jackson Laboratories</td><td>664</td><td>8-12 weeks</td></tr><tr><td>Ketamine hydrochloride injection</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-2053</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine sterile solution</td><td>Akorn Inc.</td><td>NADA# 139-236</td><td></td></tr><tr><td>Ketoprofen</td><td>Fort Dodge Animal Health</td><td>NDC 0856-4396-01</td><td></td></tr><tr><td>Ibuprofen</td><td>PrecisionDose</td><td>NDC 68094-494-59</td><td></td></tr><tr><td>Heparin sodium</td><td>Sagent Pharmaceticals</td><td>NDC 25021-400</td><td></td></tr><tr><td>Saline solution (sterile 0.9% sodium chloride)</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-0138-22</td><td></td></tr><tr><td>0.9% Sodium chloride injection</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-4888-10</td><td></td></tr><tr><td>Petrolatum ophthalmic ointment</td><td>Dechra Veterinary Products</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Iodine prep pads</td><td>Triad Disposables, Inc.</td><td>NDC 50730-3201-1</td><td></td></tr><tr><td>Alcohol prep pads</td><td>McKesson Corp.</td><td>NDC 68599-5805-1</td><td></td></tr><tr><td>Cotton tipped applicators</td><td>Fisher Scientific</td><td>23-400-118</td><td></td></tr><tr><td>Fine scissor</td><td>FST</td><td>14028-10</td><td></td></tr><tr><td>Micro-adson forcep</td><td>FST</td><td>11018-12</td><td></td></tr><tr><td>Clamp applying forcep</td><td>FST</td><td>00072-14</td><td></td></tr><tr><td>S&amp;amp;T Vascular clamp</td><td>FST</td><td>00396-01</td><td></td></tr><tr><td>Spring scissors</td><td>FST</td><td>15008-08</td><td></td></tr><tr><td>Colibri retractors</td><td>FST</td><td>17000-04</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 forcep</td><td>FST</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #7 - fine forceps</td><td>FST</td><td>11274-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5/45 forceps</td><td>FST</td><td>11251-35</td><td></td></tr><tr><td>Tish needle holder/forceps</td><td>Micrins</td><td>MI1540</td><td></td></tr><tr><td>Black polyamide monofilament suture, 10-0</td><td>AROSurgical Instruments Corporation</td><td>TI638402</td><td>For suturing the graft</td></tr><tr><td>Black polyamide monofilament suture, 6-0</td><td>AROSurgical Instruments</td><td>SN-1956</td><td>For musculature and skin closure</td></tr><tr><td>Non-woven sponges</td><td>McKesson Corp.</td><td>94442000</td><td></td></tr><tr><td>Absorbable hemostat</td><td>Ethicon</td><td>1961</td><td></td></tr><tr><td>1 ml Syringe</td><td>BD</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>3 ml Syringe</td><td>BD</td><td>309657</td><td></td></tr><tr><td>10 ml Syringe</td><td>BD</td><td>309604</td><td></td></tr><tr><td>18 G 1.5 in, Needle</td><td>BD</td><td>305190</td><td></td></tr><tr><td>25 G 1 in, Needle</td><td>BD</td><td>305125</td><td></td></tr><tr><td>30 G 1 in, Needle</td><td>BD</td><td>305106</td><td></td></tr><tr><td>Warm water recirculator</td><td>Gaymar</td><td>TP-700</td><td></td></tr><tr><td>Warming pad</td><td>Gaymar</td><td>TP-22G</td><td></td></tr><tr><td>Trimmer</td><td>Wahl</td><td>9854-500</td><td></td></tr></tbody></table>

implantation of inferior vena cava interposition graft in mouse model

골수 단핵 세포 (골수 세포)의 시드 생분해 성 지지체는 종종 선천성 심장 기형을 치료하는 재건 수술에 사용됩니다. 장기 임상 결과는 협착의 중요한 발생으로, 그러나, 우수한 개통 률을 보였다. 혈관 neotissue 형성의 세포 및 분자 메커니즘을 조사하고 조직 공학 혈관 이식 (TEVGs)에 협착 개발을 방지하기 위해, 우리는 약 1mm 내경 이식 마우스 모델을 개발했다. 첫째, TEVGs는 폴리 글리콜 산 부직포로 제조 생분해 성 관 비계 조립 하였다는 ε-카프로 락톤 및 L-락 타이드 공중 합체로 코팅 된 메쉬 느꼈다. 지지체는 그 후, 동결 건조기에 넣고 24 시간 동안 진공, 세포 시딩까지 데시 케이 터에 보관 하였다. 둘째, 골수 공여 쥐로부터 수거하고 단핵 세포는 밀도 구배 원심 분리에 의해 분리 하였다. 셋째, 약 백만 세포되었습니다발판에 씨앗을 품고 및 O / N을 배양 마지막으로, 시드 발판은 다음 C57BL / 6 마​​우스의 신동맥 대정맥 개재 이식으로 이식되었다. 이식 이식은 혈전 색 전성 합병증 또는 동맥류 형성의 증거도없이 우수한 개통 (&gt; 90 %)을 보여 주었다. 이 쥐 모델은 이해에서 우리를 돕고 TEVG에 neotissue 형성의 세포 및 분자 메커니즘을 정량화합니다.

TEVG 주입의 개략도가도 1에 도시된다. 골수 공여 마우스로부터 수확하고, 모노 핵 세포 밀도 원심 분리를 이용하여 분리 한 후 생분해 성 지지체 상에 시드. 시드 발판은 O / N을 배양하고 하대 정맥 삽입술 이식으로받는 마우스에 이식했다. 도 2는 P-PGA (CL / LA) 지지체의 주사 전자 현미경을 도시한다. 내부 직경은 약 1mm이고 벽 두께는 약 0.17 mm이었다. ?...

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Implantation of Inferior Vena Cava Interposition Graft in Mouse Model

세포 및 분자 neotissue 형성에 대한 우리의 지식을 개선하기 위해, TEVG의 쥐 모델은 최근에 개발되었다. 이식은 C57BL / 6 마​​우스의 신동맥 대정맥 개재 이식으로 이식되었다. 이 모델은 우리의 임상 연구에서 달성 된 것과 유사한 결과를 얻을 수 있지만, 훨씬 단축 된 시간 과정을 통해.

마우스 모델에서 하대 정맥 끼어 이식의 주입

Biodegradable scaffolds seeded with bone marrow mononuclear cells (BMCs) are often used for reconstructive surgery to treat congenital cardiac anomalies. ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

11.9K 조회수.  Nationwide Children's Hospital.  세포 및 분자 neotissue 형성에 대한 우리의 지식을 개선하기 위해, TEVG의 쥐 모델은 최근에 개발되었다. 이식은 C57BL / 6 마​​우스의 신동맥 대정맥 개재 이식으로 이식되었다. 이 모델은 우리의 임상 연구에서 달성 된 것과 유사한 결과를 얻을 수 있지만, 훨씬 단축 된 시간 과정을 통해. 

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Heterotopic Heart Transplantation in Mice

The mouse heterotopic heart transplantation has been used widely since it was introduced by Drs. Corry and Russell in 1973. It is particularly valuable for studying rejection and immune response now that newer transgenic and gene knockout mice are available, and a large number of immunologic reagents have been developed. The heart transplant model is less stringent than the skin transplant models, although technically more challenging. We have developed a modified technique and have completed over 1000 successful cases of heterotopic heart transplantation in mice. When making anastomosis of the ascending aorta and abdominal aorta, two stay sutures are placed at the proximal and distal apexes of recipient abdominal aorta with the donor s ascending aorta, then using 11-0 suture for anastomosis on both side of aorta with continuing sutures. The stay sutures make the anastomosis easier and 11-0 is an ideal suture size to avoid bleeding and thrombosis.
When making anastomosis of pulmonary artery and inferior vena cava, two stay sutures are made at the proximal apex and distal apex of the recipient s inferior vena cava with the donor s pulmonary artery. The left wall of the inferior vena cava and donor s pulmonary artery is closed with continuing sutures in the inside of the inferior vena cava after, one knot with the proximal apex stay suture the right wall of the inferior vena cava and the donor s pulmonary artery are closed with continuing sutures outside the inferior vena cave with 10-0 sutures. This method is easier to perform because anastomosis is made just on the one side of the inferior vena cava and 10-0 sutures is the right size to avoid bleeding and thrombosis. In this article, we provide details of the technique to supplement the video.

The mouse heterotopic heart transplantation model has been proven by many investigators to be an important method for studying mechanisms of rejection and immune response. However, the techniques involved are still challenging. By modifying standard techniques we have had success with more than 1000 transplants.

마우스의 Heterotopic 심장 이식

The mouse heterotopic heart transplantation has been used widely since it was introduced by Drs. Corry and Russell in 1973. It is particularly valuable ...

연구

생물학

Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed results. However, the cellular and molecular mechanisms of the neotissue development, valve thickening, and stenosis development are not researched extensively. To answer the above questions, we developed a murine heterotopic heart valve transplantation model. A heart valve was harvested from a valve donor mouse and transplanted to a heart donor mouse. The heart with a new valve was transplanted heterotopically to a recipient mouse. The transplanted heart showed its own heartbeat, independent of the recipient&#8217;s heartbeat. The blood flow was quantified using a high frequency ultrasound system with a pulsed wave Doppler. The flow through the implanted pulmonary valve showed forward flow with minimal regurgitation and the peak flow was close to 100 mm/sec. This murine model of heart valve transplantation is highly versatile, so it can be modified and adapted to provide different hemodynamic environments and/or can be used with various transgenic mice to study neotissue development in a tissue engineered heart valve.

In order to understand the cellular and molecular mechanisms underlying neotissue formation and stenosis development in tissue engineered heart valves, a murine model of heterotopic heart valve transplantation was developed. A pulmonary heart valve was transplanted to recipient using the heterotopic heart transplantation technique.

이소성 심장 이식 마우스 모델을 사용하여 폐동맥 판막 이식

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed ...

의학

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies this model by avoiding challenging suture anastomoses of small vessels thereby reducing warm ischemia time. In comparison to abdominal graft implantation the cervical model is less invasive and the implanted graft is easily accessible for further follow-up examinations. Anastomoses are performed by pulling the ascending aorta of the graft over the cuff with the recipient&#8217;s common carotid artery and by pulling the main pulmonary artery over the cuff with the external jugular vein. Selection of appropriate cuff size and complete mobilization of the vessels are important for successful revascularization. Ischemia-reperfusion (I/R) injury can be minimized by perfusing the graft with a cardioplegic solution and by hypothermia. In this article, we provide technical details for a simplified and improved cuff technique, which should allow surgeons with basic microsurgical skills to perform the procedure with a high success rate.

The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

마우스의 이소성 자궁 심장 이식

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

Stenosis of the Inferior Vena Cava: A Murine Model of Deep Vein Thrombosis

Deep vein thrombosis (DVT) and its devastating complication, pulmonary embolism, are a severe health problem with high mortality. Mechanisms of thrombus formation in veins remain obscure. Lack of mobility (e.g., after surgery or long-haul flights) is one of the main factors leading to DVT. The pathophysiological consequence of the lack of mobility is blood flow stagnation in venous valves. Here, a model is described that mimics such flow disturbance as a thrombosis-driving factor. In this model, partial flow restriction (stenosis) in the inferior vena cava (IVC) is created. Closure of about 90% of the IVC lumen for 48 h results in development of thrombi structurally similar to those in humans. The similarities are: i) most of the thrombus volume is red, i.e., consists of red blood cells and fibrin, ii) presence of a white part (lines of Zahn), iii) non-denuded endothelial monolayer, iv) elevated plasma D-Dimer levels, and v) possibility to prevent thrombosis by low molecular weight heparin. Limitations include variable size of thrombi and the fact that a certain percentage of wild-type mice (0 - 35%) may not produce a thrombus. In addition to visual observation and measurement, thrombi may be visualized by non-invasive technologies, such as ultrasonography, which allows for monitoring the dynamics of thrombus development. At shorter time points (1 - 6 h), intravital microscopy may be applied to directly observe events (e.g., recruitment of cells to the vessel wall) preceding thrombus formation. Use of this method by several teams around the world has made it possible to uncover basic mechanisms of DVT initiation and identify potential targets that might be beneficial for its prevention.

We describe here stenosis in the inferior vena cava as a murine model of deep vein thrombosis. This model recapitulates blood flow restriction, one of the major triggers of venous thrombosis in humans.

열 등 한 베 나 정 맥의 협 착 증: 깊은 정 맥 혈전 증의 Murine 모델

Deep vein thrombosis (DVT) and its devastating complication, pulmonary embolism, are a severe health problem with high mortality. Mechanisms of thrombus ...

면역학 및 감염병학

Vein Interposition Model: A Suitable Model to Study Bypass Graft Patency

Bypass grafting is an established treatment method for coronary artery disease. Graft patency continues to be the Achilles heel of saphenous vein grafts. Research models for bypass graft failure are essential for a better understanding of pathobiological and pathophysiological processes during graft patency loss. Large animal models, such as pigs or sheep, resemble human anatomical structures but require special facilities and equipment. This video describes a rat vein interposition model to investigate vein graft patency loss. Rats are inexpensive and easy to handle. Compared to mouse models, the convenient size of rats permits better operability and enables a sufficient amount of material to be obtained for further diverse analysis. In brief, the inferior epigastric vein of a donor rat is harvested and used to replace a segment of the femoral artery. Anastomosis is conducted via single stitches and sealed with fibrin glue. Graft patency can be monitored non-invasively using duplex sonography. Myointimal hyperplasia, which is the main cause for graft patency loss, develops progressively over time and can be calculated from histological cross sections.

This video demonstrates a model to study the development of myointimal hyperplasia after venous interposition surgery in rats.

정맥 삽입 위치 모델 : 바이 패스 이식 개통을 연구하기위한 적절한 모델

Bypass grafting is an established treatment method for coronary artery disease. Graft patency continues to be the Achilles heel of saphenous vein grafts. ...

Mouse Heterotopic Cervical Cardiac Transplantation Utilizing Vascular Cuffs

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after transplantation, and the impact of immunomodulatory therapies on graft rejection. Heterotopic cervical heart transplantation in mice was first described in 1991 using sutured anastomoses and subsequently modified to include cuff techniques. This modification allowed for improved success rates, and since then, there have been multiple reports that have proposed further technical improvements. However, translation into more widespread utilization remains limited due to the technical difficulty associated with graft anastomoses, which requires precision to achieve adequate length and caliber of the cuffs to avoid vascular anastomotic twisting or excessive tension, which can result in damage to the graft. The present protocol describes a modified technique for performing heterotopic cervical cardiac transplantation in mice which involves cuff placement on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery in alignment with the direction of the blood flow.

Mouse cardiac transplantation models represent valuable research tools for studying transplantation immunology. The present protocol details mouse heterotopic cervical cardiac transplantation that involves the placement of cuffs on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery trunk to allow for laminar blood flow.

혈관 수갑을 이용한 마우스 이종 자궁 경부 심장 이식

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after ...

A Rabbit Venous Interposition Model Mimicking Revascularization Surgery using Vein Grafts to Assess Intimal Hyperplasia under Arterial Blood Pressure

Although vein grafts have been commonly used as autologous grafts in revascularization surgeries for ischemic diseases, the long-term patency remains poor because of the acceleration of intimal hyperplasia due to the exposure to arterial blood pressure. The present protocol is designed for the establishment of experimental venous intimal hyperplasia by interposing rabbit jugular veins to the ipsilateral carotid arteries. The protocol does not require surgical procedures deep in the body trunk and the extent of the incision is limited, which is less invasive for the animals, allowing long-term observation after implantation. This simple procedure enables researchers to investigate strategies to attenuate the progression of intimal hyperplasia of the implanted vein grafts. Using this protocol, we reported the effects transduction of microRNA-145 (miR-145), which is known to control the phenotype of vascular smooth muscle cells (VSMCs) from the proliferative to the contractile state, into harvested vein grafts. We confirmed the attenuation of intimal hyperplasia of vein grafts by transducing miR-145 before implantation surgery through the phenotype change of the VSMCs. Here we report a less invasive experimental platform to investigate the strategies that can be used to attenuate intimal hyperplasia of vein grafts in revascularization surgeries.

The present protocol aims to experimentally create venous intimal hyperplasia by subjecting veins to arterial blood pressure for developing strategies to attenuate venous intimal hyperplasia following revascularization surgery using vein grafts.

정맥 이식편을 사용하여 동맥 혈압하에서 인티맥 증식을 평가하는 재혈관 외과를 모방한 토끼 정맥 중개 모델

Although vein grafts have been commonly used as autologous grafts in revascularization surgeries for ischemic diseases, the long-term patency remains poor ...

Implantation of Tissue-Engineered Vascular Graft in Mouse Carotid Artery via Cuff Technique

The development of small-diameter vascular grafts has been a global endeavor, with numerous research groups contributing to this field. Animal experimentation plays a pivotal role in assessing the efficacy and safety of vascular grafts, particularly in the absence of clinical applications. Compared to alternative animal models, the mouse implantation model offers several advantages, including a well-defined genetic background, a mature method for disease model construction, and a straightforward surgical procedure. Based on these advantages, the present study devised a simple cuff technique for the implantation of tissue-engineered vascular grafts in the mouse carotid artery. This technique began with the fabrication of polycaprolactone (PCL) small-diameter vascular grafts via electrostatic spinning, followed by the seeding of macrophages onto the grafts through perfusion adsorption. Subsequently,&#160;the cellularized tissue-engineered vascular grafts were transplanted into the mouse carotid artery using the cuff technique to evaluate patency and regenerative capability. After 30 days of in vivo implantation, vascular patency was found to be satisfactory, with evidence of neo-tissue regeneration and the formation of an endothelial layer within the lumen of the grafts. All data were analyzed using statistical and graphing software. This study successfully established a mouse carotid artery implantation model that can be used to explore the cellular sources of vascular regeneration and the mechanisms of action of active substances. Furthermore, it provides theoretical support for the development of novel small-diameter vascular grafts.

Here, a protocol is presented for the implantation of a tissue-engineered vascular graft into the mouse carotid artery using the cuff technique, providing a suitable animal model for investigating vascular tissue regeneration mechanisms.

커프 기법을 통한 마우스 경동맥에 조직 공학 혈관 이식편 이식

The development of small-diameter vascular grafts has been a global endeavor, with numerous research groups contributing to this field. Animal ...

생체공학

Blood Circuit Reconstruction in an Abdominal Mouse Heart Transplantation Model

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the established technique for a modified blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal heart transplantation model is presented. This method uses the intrathoracic inferior vena cava (IIVC) instead of the pulmonary artery of the donor heart for the anastomosis to the inferior vena cava of the recipient. It is facilitating and improving success rates for abdominal heart transplantation in mice.

A novel technique for blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal mouse heart transplantation model is demonstrated.

복부 마우스 심혼 이식 모형에 있는 혈액 회로 재건

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the ...

A Modified Cuff Technique for Mouse Cervical Heterotopic Heart Transplantation Model

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection in preclinical studies because of their high homology with human genes. This understanding would help develop unique approaches to improving patients&#39; long-term survival treated with cardiac allografts. In a mouse model, abdominal donor heart implantation is commonly performed with an end-to-end&#160;anastomosis to the recipient&#39;s aorta and inferior vena cava using stitches. In this model, the donor&#39;s heart is implanted by end-to-end anastomosis to the recipient&#39;s carotid artery and jugular vein by the modified-Cuff technique. The transplantation surgery is performed without stitching and thus may increase the survival of the recipient since there is no interference with the blood supply and venous reflux of the lower body. This mouse model would help investigate the mechanisms underlying the immunological and pathological (acute/chronic) rejection of cardiac allografts.

In the present protocol, a mouse heart transplantation model is used for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection. In this heterotopic heart transplantation model, operation efficiency is improved, and the survival of cardiac grafts is ensured by a cervical end-to-end anastomosis of heart implantation using a modified Cuff technique.

마우스 자궁경부 이종 심장 이식 모델을 위한 수정된 커프 기술

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for ...