This work was funded by a National Health and Medical Research Council (NHMRC) Project Grant 568721 (SRT) and, in part, by a UNSW Faculty of Medicine Faculty Research Grant (MDR).

1. 일반 내피 세포 배양 <ol><li> 문화 소 대동맥 내피 세포 젤라틴 코팅 조직 배양 플라스크에 (통로 4-9) (코트 조직 문화 표면을 실온에서 15 분 동안 PBS에서 / V 젤라틴 w 0.1 %)와 EGM-2 총알 EGM-2 미디어 ( 5 % 소 태아 혈청, 성장 인자 및 하이드로 코르티손을 제외하고 제조업체에서 제공하는 모든 보조제)를 포함하는 키트. </li><li> / PBS에서 EDTA V 37 ° C에서 w 0.05 % w / v 인 트립신 / 0.02 %로 처리하여 수확 세포 : 세포가 거의 합류 아르 (4 분할 약 삼일 포스트 파종 한 후). 대부분의 세포가 분리 한 후, 트립신 다음 원심 분리기 (100 XG, 5 분)을 해소하기 위해 전체 EGM-2 미디어를 추가 할 수 있습니다. </li><li> 이 기판에 설립 부착 (실험 2 : 3 절)와 내피 세포의 후속 탈 부착 : 피브로넥틴에 내피 세포의 드 노보 부착에 관한 연구 (제 2 실험 1)에 대한 세포를 준비합니다. <ol><li> 세척 수확일단 무 혈청 배지 199 / V 소 혈청 알부민 (BSA)과 다시 원심 분리기 (100 XG, 5 분) 1 W %를 함유하는 세포와. </li><li> w 혈청 배지 (199) 함유 1 %에서 셀을 다시 중지 / BSA V에서 2.5 × 105 세포 / ㎖ (세포 기질 임피던스 측정) 또는 5 × 105 세포 / ㎖ (생균 영상 분석) 및 37 ℃에서 유지 사용하기 전에 ° C. 주 : 세포 부착 반응 그래서 다음 프로토콜 동안 세포를 처리하고 치료하는 데 사용되는 모든 장치 및 솔루션은 37 ° C의 일정 온도로 유지되어야한다 (의한 대류 효과, 예) 온도 차이에 매우 민감하다. </li></ol></li></ol> 2. 실험 1 : 기본 및 MPO 산화 피브로넥틴 (셀 기판 임피던스)에 정량화 드 노보 내피 세포 부착 참고 실험 1 정도를 검사하는 MPO 매개하는 피브로넥틴 산화 드 노보을 지원하는 능력을 손상 </em&gt; 정지 내피 세포의 부착. <ol><li> 96 웰 금 전지 기판 임피던스 미세 전극 어레이 상에 코트 피브로넥틴. PBS에 5 ㎍ / ㎖의 80 μL / 웰의 정제 소 피브로넥틴을 추가, 37 ℃에서 2 시간 동안 배양 및 솔루션을 제거합니다. </li><li> 표면 결합 피브로넥틴 MPO의 결합을 허용하는 MPO와 피브로넥틴 코팅 된 표면을 품어. 80 μL / 정제 된 인간 호중구 MPO의 행크의 균형 소금 용액 (HBSS)의 20 nm에서하고 37 ℃에서 0.5 시간 동안 품어 추가합니다. </li><li> 워시는 언 바운드 MPO를 제거하는 HBSS로 두 번 표면. </li><li> 개시하기 위해 80 μL / 웰의 HBSS를 함유하는 미세 전극 배열 판의 웰에 H 2 O 2 (0-10 μM 최종 농도)를 첨가의 HOCl 의존 피브로넥틴 산화, MPO를 촉매 작용하고, 37 ℃에서 또 다른 0.5 시간 동안 배양한다. </li><li> 관련 억제제 또는 MPO - 촉매 반응 조절제 (예를 들어, 대안 MPO 효소의 효과를 검토기질, 효소 저해제 또는 항산화 제; ) 자세한 내용은 9 참조, H 2 O 2 첨가하기 직전 HBSS에 추가 할. </li><li> 0.5 시간 후, 잔류 표면 결합 된 산화 종을 해소하기 위해 메티오닌과 표면 처리, 혼란 세포 활성을 발휘 할 수 있습니다 즉, 반응성 단백 결합 된 클로라민을. 물론 당 80 μl의 HBSS에 10 mM의 메티오닌을 추가하고 37 ° C에서 10 분 동안 품어. </li><li> 블록 BSA와 표면. 추가 80 μL / 잘 BSA의에서 PBS에서 V, 37 ℃에서 2 시간 동안 배양하고, 용액을 제거 / w 0.2 %. 주 : 잔존 코팅면 영역은 세포 접착을 지원하고 비 접착 단백질 (예, BSA) 이러한 차단한다 세포 부착 반응 엄격이 경우 피브로넥틴에 채용 정제 된 세포 - 부착 성 매트릭스에 의존하는 것을 보장한다. </li><li> 워시 HBSS로 두 번 표면. 참고 : 위의 표면 처리 중에 상당히 셀 기판 읽는데 영향을 미치지 않습니다GS. </li><li> 종자 현탁 내피 세포 (ADD 200 μL / 웰을 약 2.5 × 105 세포 / ml의 무 혈청 배지 (199) 함유 1 % BSA으로 제조 1.3 참조) 네이티브 또는 MPO 산화 피브로넥틴 코팅 표면 상. </li><li> 즉시 세포 (즉, 사전에 어떤 세포 부착 및 퍼짐) 시딩 한 후, (5 % CO 2 존재하에 37 ° C의 배양기에서 수납) 인큐베이터 포트 상에 미세 전극 배열 판을 탑재. <ol><li> 계기 소프트웨어를 사용하는 것은 바로 &#39;블랭크&#39;세포 유착의 부재하에 수득 된 배경에 초기 값 ( &#39;셀 인덱스&#39;) 값을 후속 셀 기판 임피던스 정상화를 가지고 읽기. </li><li> 연속 셀 인덱스 데이터 (하나의 셀 인덱스 읽기 / 분의 최소)의 인수를 시작합니다. </li></ol></li><li> 2 시간 동안의 시간 기간을 37 ° C, 5 % CO 2에서 인큐베이션 한 세포를 최대 세포 부착 및 퍼짐 동안 달성된다; 이 반사되고셀 인덱스 값 plateauing는 (도 3a 참조). 참고 : 위의 실험 (실험 1) 피브로넥틴 초기 MPO - 매개 산화가이 기판 상에 세포 접착을 설정하는 내피 세포의 기능을 제한하는 방법을 살펴 본다. 다음 실험 (실험 2) MPO 매개 피브로넥틴의 산화가이 기판에 설립 접착과 내피 세포에서 세포 - 매트릭스 접착 (즉, 탈 ​​부착)의 감소를 촉진하는 방법을 살펴 본다. 이들 두 실험의 처리는 MPO 매개 피브로넥틴 산화의 타이밍을 제외하고 본질적으로 동일하다 (세포 접착 전에 즉, - 실험 1] 세포 부착 후 - 실험 예 2). </li></ol> 3. 실험 2 : MPO 매개 피브로넥틴 산화 (셀 기판 임피던스와 라이브 세포 이미징)에 대한 응답으로 피브로넥틴 내피 세포 드 접착을 정량화 <ol><li> 96 웰 골드 미세 전극 위에 코트 피브로넥틴라이브 세포 이미징 분석을위한 세포 기판 임피던스 측정을위한 rrays (C를 PBS에 5 ㎍ / ㎖의 80 μL / 잘 피브로넥틴의 추가, 37 ℃에서 2 시간 동안 품어) 또는 35mm 유리 바닥 세포 배양 접시 (2 ml에 추가 / PBS에 5 μg의 / ㎖에서 피브로넥틴의 요리와 37 ℃에서 2 시간 동안 품어). </li><li> 블록 BSA와 표면. 3.1에 ​​표시된 볼륨에서 PBS에서 V / w 0.2 %에서 BSA를 추가하고 37 ℃에서 2 시간 동안 배양한다. </li><li> 피브로넥틴 MPO의 결합을 허용하는 MPO와 표면을 품어. 3.1에 ​​표시된 볼륨에서 HBSS에 20 nM의 정제 인간 MPO를 추가하고 37 ℃에서 0.5 시간 동안 품어. </li><li> 워시는 언 바운드 MPO를 제거하는 HBSS로 두 번 표면. </li><li> 네이티브 또는 MPO는 베어링 피브로넥틴 코팅 된 표면에 (참조 1.3 혈청 / BSA 브이 승 1 %를 포함 199 중간에서 제조) 씨 중단 내피 세포. <ol><li> 추가 200 μL / 웰의 96 웰 세포 - 기질 임피던스 미세 전극 배열에 2.5 × 105 세포 / ml. </li> &lt;리&gt; 세포 배양 접시를 바닥 35mm 유리에 5 × 10 5 세포 / ml에서 2 ㎖ / 접시를 추가합니다. </li></ol></li><li> 즉시 (즉, 이전의 어떤 세포 부착 및 확산) 세포를 파종 한 후 : <ol><li> 마운트 96 웰 미세 전극 어레이 (5 % CO 2 존재하에 37 ° C의 배양기에서 수납) 셀 기판 임피던스 인큐베이터 포트 상 플레이트와 셀 인덱스 데이터를 연속 수집 (참조, 2.10을 개시 &#39;빈&#39;판독 걸릴 ). </li><li> 전송 35mm 유리 5 % CO 2 존재하에 37 ° C의 배양기에 세포를 배양 접시 바닥. </li></ol></li><li> 최대 세포 부착 및 확산 (참조 2.11) 할 수 있도록 2 시간 동안 37 ° C에서 세포를 품어. </li><li> 간단히 96 웰 미세 전극 배열 판 (이 시점에서 일시 정지 셀 인덱스 수치)를 제거 또는 35mm 유리는 37 ° C 배양기에서 세포 배양 접시 바닥, 세포 상층 액을 제거하고 페이지로 예열 (37 ° C) HBSS (볼륨을 추가어 3.1 단계). 주 : 후자는 산화 반응을 방해 산화 종을 포함하는 대신으로 완전한 배양 배지의 산화 반응을 촉매 작용 MPO 공부 때 HBSS가 이용된다. </li><li> 저해제의 효과를 검사 / MPO - 촉매 반응 (선택적인 효소 기질, 효소 억제제 또는 산화 방지제) 또는 세포 신호 전달 억제제의 조절제는 지금 추가 (예를 들면, 40 μM의 blebbistatin는 액토 마이 오신 수축력을 억제하기 위해). </li><li> 즉시 다시 37 ° C 배양기 포트 (이 시점에서 다시 개시된다 셀 인덱스 수치)에 미세 전극 배열 판을 올려 놓거나 35mm 유리는 다시 37 ° C 배양기에 세포 배양 접시 바닥, 그리고 세포에 평형 수 0.5 시간 동안 HBSS. 주 : HBSS에서 0.5 시간 평형화 후, 셀 인덱스 값이 약간 낮은 값으로 안정화; 효소 기질, 효소 및 세포 신호 전달 억제제 또는 항산화 세포를 미리 배양 할 때, 먼저 t을 보장HESE 크게 평형화 후에 얻어진 값에 영향을주지 않는다. </li><li> , MPO가 촉매의 HOCl 의존 피브로넥틴 산화와 탈 부착을 시작합니다. <ol><li> 96 웰 미세 전극 배열 판을 사용하여 셀 임피던스 연구의 경우 : <ol><li> 인큐베이터에서 미세 전극 배열 판을 제거하고 세포 지수 측정을 일시 중지합니다. </li><li> HBSS에 H 2 O 2 (0-10 μM의 최종 농도)를 첨가하고, 부드럽게 반복 피펫으로 혼합한다. </li><li> 즉시, 다시 37 ° C 배양기 포트 상에 미세 전극 배열을 다시 마운트하고 세포 지수 수치의 인수를 다시 시작. </li></ol></li><li> 35mm 유리 바닥 세포 배양 접시를 사용하여 살아있는 세포 이미징 스터디 : <ol><li> 인큐베이터에서 배양 접시를 제거하고 살아있는 세포 동영상을 녹화하기에 적합 DIC의 광학 63X 물 대물 렌즈가 장착 된 반전 공 초점 현미경의 37 ° C 가열 무대에 탑재합니다. </li><li> 세포에 초점DIC 광학 (; 자세한 내용은, 13 참조 쾰러 조명, 바이어스 지연 및 카메라 오프셋 / 게인)을 최적화 할 수 있습니다. </li><li> DIC 영화를 시작하고 1 분 동안 처리되지 않은 세포의 기준 수치를 기록한다. </li><li> H 2 O 2 (0-10 μM의 최종 농도)를 첨가하고, 부드럽게 반복 피펫으로 혼합한다. 다시 초점 현미경 (필요한 경우) 및 필요한 시간 동안 처리 된 세포의 기록 DIC 영화를 계속한다. </li></ol></li></ol></li></ol> 4. 데이터 분석 및 프리젠 테이션 <ol><li> 셀 기판 임피던스 데이터 <ol><li> 스프레드 시트로 내보내기 원시 데이터 (셀 인덱스 대 시간). </li><li> 셀 드 밀착성 시험 (실험 2 : 제 3)의 경우의 값 MPO 매개 피브로넥틴 산화의 개시 직전에 기록 된 값을 설정하여 데이터를 정규화 한 (즉, 즉시 3.11에서 H 2 O 2의 첨가 이전 .1.1). 참고 :이 상대적으로 보장MPO 매개 피브로넥틴 산화에 의해 유도 된 세포 인덱스 값의 변화는 우물 사이의 절대 셀 인덱스 값에 작은 초기 차이로 숨겨지지 않습니다. <ol><li> 시간에 대한 정규화 된 셀 인덱스 (y 축) (x 축)의 플롯으로서 존재 데이터. </li></ol></li></ol></li><li> (실험 2에서 셀 드 밀착성 시험 : 제 3) 생균 촬상 데이터 <ol><li> DIC 직전에와 표준 이미지 분석 프로그램 (예를 들면, ImageJ에 소프트웨어)에서 MPO 매개 피브로넥틴 산화 개시 후 기록 세포 이미징 영화를 살고 엽니 다. </li><li> 적어도 두 개의 개별 DIC 영화에서 여러 셀을 임의로 선택하여 수동으로 막 에지를 추적하고, 밀폐 된 화소 수를 정량함으로써 순차 프레임 (예를 들면, 1 분 간격)에서의 투영 면적을 측정한다. </li><li> 값을 설정하여 Excel 스프레드 시트로 내보내기 원시 데이터 (시간에 대한 예상 셀 영역) 및 정상화 셀 영역의 데이터는 직전 기록값 1에 MPO 매개 피브로넥틴 산화 개시 (즉, 즉시 3.11.2.3의 H 2 O 2를 첨가하기 이전). </li><li> 시간에 대한 정규화 된 셀 영역 (y 축) (x 축)의 플롯으로서 존재 데이터. </li></ol></li></ol>

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세포 부착 및 매트릭스 탈 접착 공정은 셀 기판 임피던스와 생균 분석 이미징을 사용하여 높은 시간 해상도와 실시간으로 정확하게 정량 할 수있다. 종점이 불량 시간 해상도를 제공 세포 부착, 이러한 분석을 통해 실시간 방식은 중요한 이점을 제공한다. 정확하게 높은 시간 해상도와 빠른 탈 부착 반응을 정량화하여, 이러한 분석은에 중요한 통찰력을 제공 할 수있는 방법 형태 응답 행렬 수정?...

세포와 그 주변의 세포 외 기질 간의 안정적인 접착 접촉은 조직의 항상성의 유지 보수를 위해 필요합니다. 예를 들어, 혈관 내 피하 매트릭스 내피 세포 유착은 내피 층의 무결성 및 규제 반투과성 한 혈관 장벽으로서의 기능 항상성을 유지하는데 중요한 역할을한다. 액틴 세포 골격 기계적 중앙 관한 액토 마이 오신의 인장력에 저항하여 세포막의 위치를​​ 결정하는데 중요한 역할을하는 세포 - 매트릭스 계면에서 세포 - 매트릭스 부착 및 접착제 접점 부위에서 매트릭스 분자 접착에 결합된다. 반드시 세포 - 매트릭스 계면에서의 힘의 균형이 급속히 인 사건 변경 셀 매트릭스 밀착성을 변경 세포 외 자극은 &quot;외기 시그널링&quot;의 전달의 결과로, 메카 성 신호 전달 단백질에 의해 &quot;감지&quot;. 이 크로스 토크 내기싸우는 세포 및 주변 세포 외 기질은 세포의 모양, 운동성, 함수, 증식 및 생존을 조절이 중요한 역할을한다. 다양한 병태 생리적 과정 (배아 발달, 염증, 상처 복구 및 암전)은 매트릭스 - 산화제 분해 및 / 또는 효소에 의해 3,4- 접착제 매트릭스 기판의 동적 리모델링을 특징으로한다. 예를 들어, 혈관 내 피하 기질 단백질을 접착 (예를 들어, 피브로넥틴은) 때문에 반응 산화제의 국산화에 인간의 염증성 질환에서 수정 또는 변형 주요 대상으로 연루되어있다 (예를 들면, 차아 염소산,의 HOCl) 백혈구 유래 효소에 의해 염증성 혈관 질환 (그림 1) 5-9시 내피 밑층 내에 축적 폐장 내 myeloperoxidase (MPO). MPO 파생 산화제 및 기타 매트릭스 수정 자극에 의​​해 유도 된 세포 - 매트릭스 접착의 변화는 사장님이다다시 내피 기능과 장벽의 무결성을 교란 내피 세포 신호, 형태와 가능성을 변경하여, 예를 들어, 엘리는 병적 다양한 공정 중에 혈관 항상성 변화에 중요한 역할을합니다. 그러나, 세포 외 기질 수정에 부착 세포의 형태 학적 및 세포 신호 반응은 이해하기 시작했다. 매트릭스 수정 세포 접착 역학 및 접착 의존성 세포 신호 전달 경로의 변화를 운전하는 방법을 이해하기 위해, 기술은 정확하게 높은 시간 해상도로 실시간으로 세포 - 매트릭스 접착의 변화를 정량화하는 것이 필요합니다. 여기서는 상보 셀 기판 임피던스 이러한 기준을 충족하고, 비 침습적 방법으로 세포 부착 및 디 - 접착 공정을 정량화하는 플랫폼을 제공 생균 이미징 기술을 설명한다. 우리는 표시 방법이 셀 기판 임피던스와 라이브 세포 이미징 APPRO통증 용이 세포 부착의 역학을 모니터링하고 네이티브 및 변성 매트릭스 기판 상에 (즉, 새로이 세포 부착) 확산 및 (ii) (즉, 디 - 부착 세포 - 매트릭스 박리 동성을 측정하기 위해 (ⅰ)에 이용 될 수있다 ) 매트릭스 수정 자극에 노출 부착 세포에 의해. xCELLigence 셀 기판 임피던스 바이오 센서 시스템은 96 웰 금 미세 전극 어레이의 표면에 임피던스를 정량함으로써 셀 매트릭스의 접촉 면적의 연속 측정을 제공하고, &#39;셀 인덱스&#39;무 차원 값으로서 이러한 임피던스 측정을 나타낸다고 또한 (절연막) 세포막과 전극면 (11) 사이의 평균 거리의 변화에 민감한 반면, 셀 기판 컨택트 (10) (도 2)의 면적에 거의 비례한다. 셀 인덱스 값에서 추가의 증가는 세포 간 긴밀한 접점 그쪽 형성시 달성t는,이 연구에서 설명하는 실험 내에서 우선하지 않습니다 (11)의 조건을 세포층의 전류 흐름을 제한합니다. 경과 미분 간섭 콘트라스트의 이미지 분석에 의한 시간이 지남에 각 셀의 투영 면적의 측정은 (DIC) 영화 셀 기판의 접촉 면적의 변화의 상보 척도를 제공하고 사람의 정확한 성격과 역학에 관한 추가 정보를 제공한다 세포 기질 임피던스 방식에 의해 정량화 형태 학적 변화. 구체적으로, 우리는 (예를 들면, 피브로넥틴) (ⅰ) 접착 피하 기질 단백질의 산화를 MPO 매개 어떻게 모니터링 정제 피브로넥틴 및 (ⅱ) 트리거 셀 매트릭스 드에 현탁 내피 세포의 드 노보 밀착성을 감소하기 위해 이러한 접근법의 적용을 설명 피브로넥틴에 설립 접착 내피 세포에 -adhesion. 병렬 세포 신호를 수행하는 관련 BIOCHEM를 사용하여 시간이 지남에 따라 분석하여분석적인 (예를 들어, 웨스턴 블랏), 접착 의존성 세포 시그널링 이벤트에 접착 / 디 접착 공정과 관련된 변화와의 시간적 인과 관계가 결정될 수있다. 이러한 접근 방식은 최근의 MPO 피하 침착에 의해 촉매 산화 외 매트릭스는 기존 액토 마이 오신의 수축력 (9)에 의해 구동되는 내피 세포의 세포 - 매트릭스 밀착성 급속한 손실을 유발 함을 입증하기 위해 사용되었다. 중요한 것은, 두 세포 접착의 변화 및 ​​결정되는 신호 접착 의존성 세포 사이의 시간적 관계를 가능하게하여, 이러한 방법은 MPO에 의한 매트릭스 수정 및 휴대 탈 부착 값이 SRC 키나아제를 포함한 중요한 접착 의존성 세포 신호 전달 경로의 변화를 트리거 발견 의존성 paxillin 인산화 및 미오신 경쇄 II의 인산화 (그림 1) 9. 산화 환원에 의존 신호, INV의 모드세포 - 매트릭스 접착을 방해 외 산화 반응에 의해 세포 내 신호 이벤트의 활성화를 olving, 셀의 신규 모드 &quot;아웃 사이드 레 독스 신호&quot;(도 1)이라 나타낸다 시그널링 구. 일반적으로, 이러한 상보 셀 기판 임피던스 바이오 센서 및 생균 촬상 방식은 매트릭스 - 수정 자극 또는 대리인이 세포 접착 역학, 형태의 변화를 구동 방법 상이한 드러내는 다양한 적용 상이한 부착 세포 유형 내에서 시그널링 귀중한되어야 실험 설정. 다음 프로토콜은 드 노보 내피 세포 부착 (실험 1) 및 내피 세포의 탈 부착 (실험 2) 프로세스에 MPO 매개 매트릭스 산화의 영향을 정량화하는 방법을 설명합니다. MPO는 피브로넥틴 및 기타 접착제 피하 세포 외 기질 단백질과 우리에게 탐욕스럽게 결합ES (H 2 O 2) 염화물 이온 (CL을 -) 변환 과산화수소 이들 기질 단백질로 국소 반응 및 세포 접착 특성 (도 1) 8,9 방해 반응성 염소 산화제 차아 산 (의 HOCl)에, (12).

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1328">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:405px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:223px;">Company</td>
			<td style="width:151px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:551px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:405px;">96 well gold cell-substrate impedance microelectrode array</td>
			<td style="width:223px;">ACEA Biosciences / Roche</td>
			<td style="width:151px;">E-Plate 96</td>
			<td>single-use plate used for performing cell-based assays on the xCELLigence system</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:405px;">blebbistatin</td>
			<td style="width:223px;">Sigma</td>
			<td style="width:151px;">B0560</td>
			<td>selective inhibitor of non-muscle myosin-II</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:405px;">Bovine Aortic Endothelial Cells, cryopreserved&#160;</td>
			<td style="width:223px;">Lonza</td>
			<td style="width:151px;">BW-6001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:405px;">Bovine serum albumin</td>
			<td style="width:223px;">Sigma</td>
			<td style="width:151px;">05470</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">EGM-2 BulletKit</td>
			<td style="width:223px;">Lonza</td>
			<td style="width:151px;">CC-3162</td>
			<td>endothelial cell growth media kit</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:405px;">Fibronectin, lyophilized powder</td>
			<td style="width:223px;">Sigma</td>
			<td style="width:151px;">F-4759</td>
			<td>from bovine plasma</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:405px;">Fluorodish 35 mm glass-bottomed cell culture dish</td>
			<td style="width:223px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:151px;">FD35-100</td>
			<td>Cell cuture dish with optical quality glass bottom for imaging</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:405px;">Gelatin from bovine skin</td>
			<td style="width:223px;">Sigma</td>
			<td style="width:151px;">G9391</td>
			<td>cell culture substratum</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:405px;">Hank&#39;s Balanced Salt Solution</td>
			<td style="width:223px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:151px;">14025076</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:405px;">Hydrogen peroxide</td>
			<td style="width:223px;">Merck</td>
			<td style="width:151px;">107298</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:405px;">Medium-199</td>
			<td style="width:223px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:151px;">11150-059</td>
			<td>serum-free cell media</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:405px;">Methionine</td>
			<td style="width:223px;">Sigma</td>
			<td style="width:151px;">M9500</td>
			<td>quenches chlorinating oxidants generated by myeloperoxidase</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:405px;">Myeloperoxidase, Human Polymorphonuclear Leukocytes</td>
			<td style="width:223px;">Millipore</td>
			<td style="width:151px;">475911</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:405px;">RTCA MP Instrument / xCELLigence cell substrate impedance system</td>
			<td style="width:223px;">ACEA Biosciences / Roche</td>
			<td style="width:151px;">-</td>
			<td>Consists of RTCA Analyzer, RTCA (Multiple Plate) MP Station and RTCA Control Unit</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:405px;">Trypsin-EDTA (0.5%)</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>15400-054&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

using cell-substrate impedance and live cell imaging to measure real-time changes in cellular adhesion and de-adhesion induced by matrix modification

셀 매트릭스 접착 세포 형태를 제어 및 시그널링에 중요한 역할을한다. 세포 접착 매트릭스 (예, 마이 엘 로퍼 옥시 다제 및 다른 매트릭스 - 수정 산화제 / 염증 동안 방출 효소)를 방해 자극 질환의 수가 세포 기능, 표현형과 생존의 병리학 적 변화를 유발에 관여된다. 여기서는 (병리 생리 매트릭스 수정 자극으로 내피 세포 및 마이 엘 로퍼 옥시 다제를 사용하여) 셀 기판 임피던스와 생균 촬상 접근 용이 정확하게 세포 부착 및 매트릭스 변형에 의해 유도 된 디 밀착성 실시간 변화를 정량화하기 위해 이용 될 수있는 방법을 설명하는 높은 시간 해상도와 비 침습적 방법. xCELLigence 셀 기판 임피던스 시스템은 연속적으로 금 미세 전극 배열상에서 성장한 세포에서 세포 - 기판 계면에서 임피던스를 측정함으로써 세포 매트릭스의 접착 면적을 정량화한다. 의 이미지 분석 시간 경과 differen간섭은 최초 콘트라스트 영화 셀 매트릭스의 접촉 면적의 변화를 나타내는, 시간이 지남에 따라 각 셀의 투영 면적의 변화를 정량화한다. 두 기술은 정확하게 세포 접착 및 탈 부착 프로세스에 급격한 변화를 정량화. 미세 바이오 센서 어레이에 관한 셀 기판 임피던스는 견고한 높은 처리량 측정 용 플랫폼을 제공한다. 라이브 세포 이미징은 세포 기질 임피던스 측정에 의해 정량 형태 학적 변화의 특성과 역학에 대한 추가 세부 사항을 제공 분석한다. 이러한 접근법은 상보 세포 내 세포 외 기질 성분의 myeloperoxidase가 촉매 작용 산화가 빠르게 변형 세포 부착, 형태 변화 및 ​​내피 세포에서 트리거 시그널링 방법에 유용한 새로운 통찰력을 제공한다. 이러한 접근은 다른 매트릭스 수정 자극 및 관련 자기편 세포 (예를 들면, 상피 세포)에 대한 응답으로 세포 접착 역학 연구를위한 적용 할 수 있습니다.

기본 상 MPO 매개 피브로넥틴 산화 (실험 2) 내피 세포 현탁액. 시딩에 대한 응답으로 최대한의 세포 부착 및 확산에 MPO (무료) 피브로넥틴 또는 MPO-베어링 피브로넥틴 결과에 피브로넥틴에서 내피 세포의 탈 부착의 실시간 정량 2 시간 내에, 세포 기질 임피던스 측정 (도 3a) 세포에서 지수 값 plateauing 것으로 판단. MPO 매개 피브로넥틴의 산화 실험 1?...

Watch this Scientific Journal Video about Using Cell-substrate Impedance and Live Cell Imaging to Measure Real-time Changes in Cellular Adhesion and De-adhesion Induced by Matrix Modification at JoVE.

Using Cell-substrate Impedance and Live Cell Imaging to Measure Real-time Changes in Cellular Adhesion and De-adhesion Induced by Matrix Modification

여기서, 우리는 지속적으로 셀 기판 임피던스와 생균 영상 분석에 의해 비 침습성 방식으로 높은 시간 해상도를 가진 세포 부착 및 디 - 접착 공정을 정량화하는 프로토콜을 제시한다. 이러한 접근은 매트릭스 수정 및 접착 의존성 시그널링 이벤트들이 시간적인 관계에 의해 트리거 세포 접착 / 디 접착 공정의 역학을 보여준다.

매트릭스 수정에 의해 유도 된 세포 접착 및 탈 부착의 실시간 변화를 측정 셀 기판 임피던스와 라이브 세포 이미징을 사용하여

Cell-matrix adhesion plays a key role in controlling cell morphology and signaling. Stimuli that disrupt cell-matrix adhesion (e.g., myeloperoxidase and ...

using-cell-substrate-impedance-live-cell-imaging-to-measure-real-time

Research

JoVE Journal

Bioengineering

10.8K 조회수.  University of New South Wales.  여기서, 우리는 지속적으로 셀 기판 임피던스와 생균 영상 분석에 의해 비 침습성 방식으로 높은 시간 해상도를 가진 세포 부착 및 디 - 접착 공정을 정량화하는 프로토콜을 제시한다. 이러한 접근은 매트릭스 수정 및 접착 의존성 시그널링 이벤트들이 시간적인 관계에 의해 트리거 세포 접착 / 디 접착 공정의 역학을 보여준다. 

비디오: Using Cell-substrate Impedance and Live Cell Imaging to Measure Real-time Changes in Cellular Adhesion and De-adhesion Induced by Matrix Modification

Live-cell Imaging of Migrating Cells Expressing Fluorescently-tagged Proteins in a Three-dimensional Matrix

Traditionally, cell migration has been studied on two-dimensional, stiff plastic surfaces. However, during important biological processes such as wound healing, tissue regeneration, and cancer metastasis, cells must navigate through complex, three-dimensional extracellular tissue. To better understand the mechanisms behind these biological processes, it is important to examine the roles of the proteins responsible for driving cell migration. Here, we outline a protocol to study the mechanisms of cell migration using the epithelial cell line (MDCK), and a three-dimensional, fibrous, self-polymerizing matrix as a model system. This optically clear extracellular matrix is easily amenable to live-cell imaging studies and better mimics the physiological, soft tissue environment. This report demonstrates a technique for directly visualizing protein localization and dynamics, and deformation of the surrounding three-dimensional matrix. 
Examination of protein localization and dynamics during cellular processes provides key insight into protein functions. Genetically encoded fluorescent tags provide a unique method for observing protein localization and dynamics. Using this technique, we can analyze the subcellular accumulation of key, force-generating cytoskeletal components in real-time as the cell maneuvers through the matrix. In addition, using multiple fluorescent tags with different wavelengths, we can examine the localization of multiple proteins simultaneously, thus allowing us to test, for example, whether different proteins have similar or divergent roles. Furthermore, the dynamics of fluorescently tagged proteins can be quantified using Fluorescent Recovery After Photobleaching (FRAP) analysis. This measurement assays the protein mobility and how stably bound the proteins are to the cytoskeletal network.
By combining live-cell imaging with the treatment of protein function inhibitors, we can examine in real-time the changes in the distribution of proteins and morphology of migrating cells. Furthermore, we also combine live-cell imaging with the use of fluorescent tracer particles embedded within the matrix to visualize the matrix deformation during cell migration. Thus, we can visualize how a migrating cell distributes force-generating proteins, and where the traction forces are exerted to the surrounding matrix. Through these techniques, we can gain valuable insight into the roles of specific proteins and their contributions to the mechanisms of cell migration.

Cellular processes such as cell migration have traditionally been studied on two-dimensional, stiff plastic surfaces. This report describes a technique for directly visualizing protein localization and analyzing protein dynamics in cells migrating in a more physiologically relevant, three-dimensional matrix.

3 차원 매트릭스에서 찬란 태그가 추가된 단백질을 표현 마이 그 레이션 전지의 라이브 세포 이미징

Traditionally, cell migration has been studied on two-dimensional, stiff plastic surfaces. However, during important biological processes such as wound ...

연구

생체공학

Harvesting Murine Alveolar Macrophages and Evaluating Cellular Activation Induced by Polyanhydride Nanoparticles

Biodegradable nanoparticles have emerged as a versatile platform for the design and implementation of new intranasal vaccines against respiratory infectious diseases. Specifically, polyanhydride nanoparticles composed of the aliphatic sebacic acid (SA), the aromatic 1,6-bis(p-carboxyphenoxy)hexane (CPH), or the amphiphilic 1,8-bis(p-carboxyphenoxy)-3,6-dioxaoctane (CPTEG) display unique bulk and surface erosion kinetics1,2 and can be exploited to slowly release functional biomolecules (e.g., protein antigens, immunoglobulins, etc.) in vivo3,4,5. These nanoparticles also possess intrinsic adjuvant activity, making them an excellent choice for a vaccine delivery platform6,7,8.
	In order to elucidate the mechanisms governing the activation of innate immunity following intranasal mucosal vaccination, one must evaluate the molecular and cellular responses of the antigen presenting cells (APCs) responsible for initiating immune responses. Dendritic cells are the principal APCs found in conducting airways, while alveolar macrophages (AM&#632;) predominate in the lung parenchyma9,10,11. AM&#632; are highly efficient in clearing the lungs of microbial pathogens and cell debris12,13. In addition, this cell type plays a valuable role in the transport of microbial antigens to the draining lymph nodes, which is an important first step in the initiation of an adaptive immune response9. AM&#632; also express elevated levels of innate pattern recognition and scavenger receptors, secrete pro-inflammatory mediators, and prime na&iuml;ve T cells12,14. A relatively pure population of AM&#632; (e.g., greater than 80%) can easily be obtained via lung lavage for study in the laboratory. Resident AM&#632; harvested from immune competent animals provide a representative phenotype of the macrophages that will encounter the particle-based vaccine in vivo. Herein, we describe the protocols used to harvest and culture AM&#632; from mice and examine the activation phenotype of the macrophages following treatment with polyanhydride nanoparticles in vitro.

Herein, we describe protocols for harvesting murine alveolar macrophages, which are resident innate immune cells in the lung, and examining their activation in response to co-culture with polyanhydride nanoparticles.

Polyanhydride의 Nanoparticles에 의해 유도된 Murine Macrophages 폐포 수확 및 평가 세포 활성화

Biodegradable nanoparticles have emerged as a  versatile platform for the design and implementation of new intranasal vaccines  against respiratory ...

Simultaneously Capturing Real-time Images in Two Emission Channels Using a Dual Camera Emission Splitting System: Applications to Cell Adhesion

Multi-color immunofluorescence microscopy to detect specific molecules in the cell membrane can be coupled with parallel plate flow chamber assays to investigate mechanisms governing cell adhesion under dynamic flow conditions. For instance, cancer cells labeled with multiple fluorophores can be perfused over a potentially reactive substrate to model mechanisms of cancer metastasis. However, multi-channel single camera systems and color cameras exhibit shortcomings in image acquisition for real-time live cell analysis. To overcome these limitations, we used a dual camera emission splitting system to simultaneously capture real-time image sequences of fluorescently labeled cells in the flow chamber. Dual camera emission splitting systems filter defined wavelength ranges into two monochrome CCD cameras, thereby simultaneously capturing two spatially identical but fluorophore-specific images. Subsequently, psuedocolored one-channel images are combined into a single real-time merged sequence that can reveal multiple target molecules on cells moving rapidly across a region of interest.

Dual camera emission splitting systems for two-color fluorescence microscopy generate real-time image sequences with exceptional optical and temporal resolution, a requirement of certain live cell assays including parallel plate flow chamber adhesion assays. When software is employed to merge images from simultaneously acquired emission channels, pseudocolored image sequences are produced.

동시에 듀얼 카메라 방출 분할 시스템을 사용하여 두 개의 배출 채널의 실시간 이미지를 캡처 : 응용 프로그램은 접착 셀에

Multi-color immunofluorescence microscopy to detect specific molecules in the cell membrane can be coupled with parallel plate flow chamber assays to ...

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of the Drosophila larva makes it an attractive model organism for live imaging studies. However, an important challenge for live imaging techniques is to noninvasively immobilize and position an animal on the microscope. This protocol presents a simple and easy to use method for immobilizing and imaging Drosophila larvae on a polydimethylsiloxane (PDMS) microfluidic device, which we call the 'larva chip'. The larva chip is comprised of a snug-fitting PDMS microchamber that is attached to a thin glass coverslip, which, upon application of a vacuum via a syringe, immobilizes the animal and brings ventral structures such as the nerve cord, segmental nerves, and body wall muscles, within close proximity to the coverslip. This allows for high-resolution imaging, and importantly, avoids the use of anesthetics and chemicals, which facilitates the study of a broad range of physiological processes. Since larvae recover easily from the immobilization, they can be readily subjected to multiple imaging sessions. This allows for longitudinal studies over time courses ranging from hours to days. This protocol describes step-by-step how to prepare the chip and how to utilize the chip for live imaging of neuronal events in 3rd instar larvae. These events include the rapid transport of organelles in axons, calcium responses to injury, and time-lapse studies of the trafficking of photo-convertible proteins over long distances and time scales. Another application of the chip is to study regenerative and degenerative responses to axonal injury, so the second part of this protocol describes a new and simple procedure for injuring axons within peripheral nerves by a segmental nerve crush.

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are an attractive model system for live imaging due to their translucent cuticle and powerful genetics. This protocol describes how to utilize a single-layer PDMS device, called the &#39;larva chip&#39; for live imaging of cellular processes within neurons of 3rd instar Drosophila larvae.

라이브 이미징 및 상해 응답의 연구에 대한 마이크로 유체 칩을 사용<em&gt; 초파리</em&gt; 애벌레

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of ...

Electric Cell-substrate Impedance Sensing for the Quantification of Endothelial Proliferation, Barrier Function, and Motility

Electric Cell-substrate Impedance Sensing (ECIS) is an in vitro impedance measuring system to quantify the behavior of cells within adherent cell layers. To this end, cells are grown in special culture chambers on top of opposing, circular gold electrodes. A constant small alternating current is applied between the electrodes and the potential across is measured. The insulating properties of the cell membrane create a resistance towards the electrical current flow resulting in an increased electrical potential between the electrodes. Measuring cellular impedance in this manner allows the automated study of cell attachment, growth, morphology, function, and motility. Although the ECIS measurement itself is straightforward and easy to learn, the underlying theory is complex and selection of the right settings and correct analysis and interpretation of the data is not self-evident. Yet, a clear protocol describing the individual steps from the experimental design to preparation, realization, and analysis of the experiment is not available. In this article the basic measurement principle as well as possible applications, experimental considerations, advantages and limitations of the ECIS system are discussed. A guide is provided for the study of cell attachment, spreading and proliferation; quantification of cell behavior in a confluent layer, with regard to barrier function, cell motility, quality of cell-cell and cell-substrate adhesions; and quantification of wound healing and cellular responses to vasoactive stimuli. Representative results are discussed based on human microvascular (MVEC) and human umbilical vein endothelial cells (HUVEC), but are applicable to all adherent growing cells.

This protocol reviews Electric Cell-substrate Impedance Sensing, a method to record and analyze the impedance spectrum of adherent cells for the quantification of cell attachment, proliferation, motility, and cellular responses to pharmacological and toxic stimuli. Detection of endothelial permeability and assessment of cell-cell and cell-substrate contacts are emphasized.

전기 세포 기판 임피던스 내피 증식, 장벽 기능의 정량화에 대한 감지 및 운동성

Electric Cell-substrate Impedance Sensing (ECIS) is an in vitro impedance measuring system to quantify the behavior of cells within adherent cell layers. ...

Universal Hand-held Three-dimensional Optoacoustic Imaging Probe for Deep Tissue Human Angiography and Functional Preclinical Studies in Real Time

The exclusive combination of high optical contrast and excellent spatial resolution makes optoacoustics (photoacoustics) ideal for simultaneously attaining anatomical, functional and molecular contrast in deep optically opaque tissues. While enormous potential has been recently demonstrated in the application of optoacoustics for small animal research, vast efforts have also been undertaken in translating this imaging technology into clinical practice. We present here a newly developed optoacoustic tomography approach capable of delivering high resolution and spectrally enriched volumetric images of tissue morphology and function in real time. A detailed description of the experimental protocol for operating with the imaging system in both hand-held and stationary modes is provided and showcased for different potential scenarios involving functional and molecular studies in murine models and humans. The possibility for real time visualization in three dimensions along with the versatile handheld design of the imaging probe make the newly developed approach unique among the pantheon of imaging modalities used in today&#8217;s preclinical research and clinical practice.

We provide herein a detailed description of the experimental protocol for imaging with a newly developed hand-held optoacoustic (photoacoustic) system for three-dimensional functional and molecular imaging in real time. The demonstrated powerful performance and versatility may define new application areas of the optoacoustic technology in preclinical research and clinical practice.

범용 실시간으로 깊은 조직 인간의 혈관 조영술과 기능 전임상 연구를위한 3 차원 광 음향 이미징 프로브를 손 개최

The exclusive combination of high optical contrast and excellent spatial resolution makes optoacoustics (photoacoustics) ideal for simultaneously ...

Hand-held Clinical Photoacoustic Imaging System for Real-time Non-invasive Small Animal Imaging

Translation of photoacoustic imaging into the clinic is a major challenge. Handheld real-time clinical photoacoustic imaging systems are very rare. Here, we report a combined photoacoustic and clinical ultrasound imaging system by integrating an ultrasound probe with light delivery for small animal imaging. We demonstrate this by showing sentinel lymph node imaging in small animals along with minimally invasive real-time needle guidance. A clinical ultrasound platform with access to raw channel data allows the integration of photoacoustic imaging leading to a handheld real-time clinical photoacoustic imaging system. Methylene blue was used for sentinel lymph node imaging at 675 nm wavelength. Additionally, needle guidance with dual modal ultrasound and photoacoustic imaging was shown using the imaging system. Depth imaging of up to 1.5 cm was demonstrated with a 10 Hz laser at a photoacoustic imaging frame rate of 5 frames per second.

A clinical handheld photoacoustic imaging system will be demonstrated for real-time non-invasive small animal imaging.

휴대용 임상 Photoacoustic 실시간 비-침략 적 작은 동물 이미징을 위한 이미징 시스템

Translation of photoacoustic imaging into the clinic is a major challenge. Handheld real-time clinical photoacoustic imaging systems are very rare. Here, ...

Visualizing Adhesion Formation in Cells by Means of Advanced Spinning Disk-Total Internal Reflection Fluorescence Microscopy

In living cells, processes such as adhesion formation involve extensive structural changes in the plasma membrane and the cell interior. In order to visualize these highly dynamic events, two complementary light microscopy techniques that allow fast imaging of live samples were combined: spinning disk microscopy (SD) for fast and high-resolution volume recording and total internal reflection fluorescence (TIRF) microscopy for precise localization and visualization of the plasma membrane. A comprehensive and complete imaging protocol will be shown for guiding through sample preparation, microscope calibration, image formation and acquisition, resulting in multi-color SD-TIRF live imaging series with high spatio-temporal resolution. All necessary image post-processing steps to generate multi-dimensional live imaging datasets, i.e. registration and combination of the individual channels, are provided in a self-written macro for the open source software ImageJ. The imaging of fluorescent proteins during initiation and maturation of adhesion complexes, as well as the formation of the actin cytoskeletal network, was used as a proof of principle for this novel approach. The combination of high resolution 3D microscopy and TIRF provided a detailed description of these complex processes within the cellular environment and, at the same time, precise localization of the membrane-associated molecules detected with a high signal-to-background ratio.

An advanced microscope that permit fast and high-resolution imaging of both, the isolated plasma membrane and the surrounding intracellular volume, will be presented. The integration of spinning disk and total internal reflection fluorescence microscopy in one setup allows live imaging experiments at high acquisition rates up to 3.5 s per image stack.

회전 디스크-총 내부 반사 형광 현미경 검사 법 고급 시각화에 의해 세포 접착 형성

In living cells, processes such as adhesion formation involve extensive structural changes in the plasma membrane and the cell interior. In order to ...

Measuring Global Cellular Matrix Metalloproteinase and Metabolic Activity in 3D Hydrogels

Three-dimensional (3D) cell culture systems often more closely recapitulate in vivo cellular responses and functions than traditional two-dimensional (2D) culture systems. However, measurement of cell function in 3D culture is often more challenging. Many biological assays require retrieval of cellular material which can be difficult in 3D cultures. One way to address this challenge is to develop new materials that enable measurement of cell function within the material. Here, a method is presented for measurement of cellular matrix metalloproteinase (MMP) activity in 3D hydrogels in a 96-well format. In this system, a poly(ethylene glycol) (PEG) hydrogel is functionalized with a fluorogenic MMP cleavable sensor. Cellular MMP activity is proportional to fluorescence intensity and can be measured with a standard microplate reader. Miniaturization of this assay to a 96-well format reduced the time required for experimental set up by 50% and reagent usage by 80% per condition as compared to the previous 24-well version of the assay. This assay is also compatible with other measurements of cellular function. For example, a metabolic activity assay is demonstrated here, which can be conducted simultaneously with MMP activity measurements within the same hydrogel. The assay is demonstrated with human melanoma cells encapsulated across a range of cell seeding densities to determine the appropriate encapsulation density for the working range of the assay. After 24 h of cell encapsulation, MMP and metabolic activity readouts were proportional to cell seeding density. While the assay is demonstrated here with one fluorogenic degradable substrate, the assay and methodology could be adapted for a wide variety of hydrogel systems and other fluorescent sensors. Such an assay provides a practical, efficient and easily accessible 3D culturing platform for a wide variety of applications.

Here, a protocol is presented for encapsulating and culturing cells in poly(ethylene glycol) (PEG) hydrogels functionalized with a fluorogenic matrix metalloproteinase (MMP)-degradable peptide. Cellular MMP and metabolic activity are measured directly from the hydrogel cultures using a standard microplate reader.

글로벌 세포 매트릭스 Metalloproteinase 및 3D Hydrogels 신진 대사 활동 측정

Three-dimensional (3D) cell culture systems often more closely recapitulate in vivo cellular responses and functions than traditional two-dimensional (2D) ...

A Human 3D Extracellular Matrix-Adipocyte Culture Model for Studying Matrix-Cell Metabolic Crosstalk

The extracellular matrix (ECM) plays a central role in regulating tissue homeostasis, engaging in crosstalk with cells and regulating multiple aspects of cellular function. The ECM plays a particularly important role in adipose tissue function in obesity, and alterations in adipose tissue ECM deposition and composition are associated with metabolic disease in mice and humans. Tractable in vitro models that permit dissection of the roles of the ECM and cells in contributing to global tissue phenotype are sparse. We describe a novel 3D in vitro model of human ECM-adipocyte culture that permits study of the specific roles of the ECM and adipocytes in regulating adipose tissue metabolic phenotype. Human adipose tissue is decellularized to isolate ECM, which is subsequently repopulated with preadipocytes that are then differentiated within the ECM into mature adipocytes. This method creates ECM-adipocyte constructs that are metabolically active and retain characteristics of the tissues and patients from which they are derived. We have used this system to demonstrate disease-specific ECM-adipocyte crosstalk in human adipose tissue. This culture model provides a tool for dissecting the roles of the ECM and adipocytes in contributing to global adipose tissue metabolic phenotype and permits study of the role of the ECM in regulating adipose tissue homeostasis.

We describe a 3D human extracellular matrix-adipocyte in vitro culture system that permits dissection of the roles of the matrix and adipocytes in contributing to adipose tissue metabolic phenotype.

매트릭스 세포 대사 크로스토크 연구를 위한 인간 3D 세포외 세포외 매트릭스-세포세포 배양 모델

The extracellular matrix (ECM) plays a central role in regulating tissue homeostasis, engaging in crosstalk with cells and regulating multiple aspects of ...