The authors gratefully acknowledge Ms. Cynthia DeKay for the preparation of the figures.

모든 마우스 실험은 미국 동물 복지 법에 따라 수행하고 미네소타 대학에서 기관 동물 관리 및 사용위원회에 의해 승인되었습니다. 마우스 심장 격리 1. 방법 <ol><li> 단일 사용 블레이드 잘린에 의해 신생아 마우스를 안락사. </li><li> 70 % 에탄올로 흉부를 면봉. </li><li> # 5 포셉 한 쌍의 측 방향으로 피부를 당기면서 표준 가위로 가슴 벽에서 멀리 절단하여 가슴에서 피부를 해부하다. </li><li> 복벽을 통해 절단에 의해 가위로 흉골 단지 열등한 복부를 관통. 가위로 가슴의 양쪽에 리브 불구하고 절단하는 동안 # 5 집게와 칼 모양의 프로세스를 파악, 몸에서 rostrally 흉골을 철회. 흉곽은 심장을 표시 할 수있는 집게와 우량 반영됩니다. </li><li> 퉁명스럽게 노출, # 5 집게 측 방향으로 당겨 흉선의 두 가지 주요 로브를 해부대동맥 아치뿐만 아니라 대정맥과 폐정맥. </li><li> 10 센티미터 봄 가위로 대동맥 궁에서 주요 동맥 및 대동맥 자체를 가로로 쪼개다. 마음의베이스와 팔 머리 동맥과 대동맥을 유지합니다. 기도와 식도에서 분리, 앞으로 마음을 반영하기 위해 #와 함께 5 집게를 절단 혈관의 끝을 잡고. </li><li> 10 센티미터 봄 가위로 심장의 양쪽 폐와 심장 사이에서 절단하여, 폐 혈관 및 기타 주요 정맥을 가로로 쪼개다. 혈관은 배수를 제공 할 열려. </li><li> 주요 혈관의 잘린 끝을 잡고는 # 5 집게와 종격동에서 마음을 제거합니다. 카테터 멸균 인산 완충 식염수 (PBS)를 포함하는 60mm 배양 접시에 마음을 놓습니다. </li></ol> 랑겐 돌프 관류에 의해 탈세 포화 2. 방법 <ol><li> 사전에 카테터 어셈블리를 준비합니다. 4 센티미터 부분을 그립니다PE의 작은 알코올 불꽃 50 튜브는 작은, 얇은 카테터를 만들 수 있습니다. 측정 기준을 만족하는 날개 끝 손질 (약. 약. 500 μm의 지름의 플랜지 300 μm의 외경 OD)도 1에 도시 된이.이 손잡이의 각각의 측면에서 두 개의 대칭적인 카테터를 제공한다. </li><li> 얇은 끝 부분에있는 구멍에 플랜지를 용융, 간단히 불꽃에 튜브의 절단 끝을 가리 킵니다. </li><li> PBS로 12 mL를 주사기를 채우고 주사기에 3 방향 스톱 콕을 배치하여 카테터를 조립한다. 꼭지에 22 G × 1 바늘을 추가하고 격막을 통해 바늘을 구동한다. 바늘 (그림. 1)에 그려진 PE 튜브 카테터를 밀어 넣습니다. </li><li> 모든 기포가 제거 된 것을 보장 PBS로 조립 부품 관개. </li><li> 대동맥 밸브를지나 연장하지, 분리 된 심장의 대동맥으로, 위의 설명과 7-0 봉합사의 한 넥타이와 결찰로 제조 된 카테터를 삽입합니다. t의 플랜지를 휴식그는 꽉 밀봉을하고 카테터를 오는 마음을 방지 넥타이에 근위 카테터. </li><li> 부드럽게 PBS가 들어있는 주사기를 사용하여 마음을 관류하면서, 배율 아래 카테터를 관찰한다. 거기에 누수가 시스템에없고 잠재 혈액이 제거 될 때 조직이 균일 blanches 있는지 확인합니다. </li><li> 입구 어댑터의 목에 격벽을두고 유리 위에 측면 폴딩하여 밀봉. </li><li> 도 20에 나타낸 바와 같이 mmHg의 압력을 발생하는 열을 생성하기 위해 충분한 길이의 선을 통하여 증류수 1 % 소듐 도데 실 설페이트 (SDS) 60 ㎖ (DH 2 O)로 충전 된 저장조에 부착. 1. 1 mmHg에서의 관계에 기초하여 상기 액체 컬럼의 높이의 압력을 계산하면 1.3595 cm의 H 2 O. 같다 주의 : SDS는 자극 특성을 가진 고도의 응집 분말이다. 접촉은 피해야한다. 적절한 보호 복을 사용하여 분말을 처리합니다. </li><li> 14 시간 동안 1 % SDS와 마음을 관류. 마음은 전혀 관찰 나머지 조직과 외관 반투명됩니다. </li><li> 나머지 SDS 용액의 콕하도록 시스템을 씻어 내고 10 ㎖의 DH 2 O로 대체 1X 페니실린 스트렙토 마이신 (펜 연쇄상 구균)를 포함하는 60 ml의 PBS 다음 10 ml의 DH 2 O 다음 (증류수에 희석) 10 ml의 1 % 트리톤 X-100과 마음을, 관류. </li><li> 4 ° C에서 1 배 펜 연쇄상 구균와 PBS의 마음을 저장합니다. 의도 된 게시물 탈세 포화 응용 프로그램이 다음 대동맥의 카테터가 유지되어야한다 관류를 필요로하는 경우, 그렇지 않으면 봉합 넥타이를 잘라 카테터를 제거합니다. </li></ol> 3. DNA 결정 <ol><li> 50 mM의 KCl을 200 μg의 / ㎖ 프로 테 K를 사용하여 decellularized ECM 또는 제어 마음의 다이제스트를 준비, 2.5 밀리미터의 MgCl 10 mM 트리스 (산도 8.3) 2, 0.45 % 트윈 20. </li><li> 조직이 용해 될 때까지 교반하면서 55 ℃에서 조직을 부화일반적으로 4 ~ 5 시간. </li><li> 분석 4,11 바인딩 DNA와 균질의 DNA 함량을 정량. </li></ol> 4. 고정 및 조직의 단면 <ol><li> 실온에서 30 분 동안 PBS에서 4 % 파라 포름 알데히드에 decellularized, recellularized 또는 제어 P3의 마음을 수정합니다. </li><li> PBS 배에서 조직을 씻으십시오. </li><li> 이 싱크 될 때까지 4 ℃에서 0.1 M 인산 완충액 7.5 % 자당 용액의 조직을 놓는다. </li><li> 이 싱크 때까지, 다시 4 ° C에서 0.1 M 인산 버퍼에 15 % 자당의 해결책을 변경합니다. </li><li> 37 ° C로 가온 조직을 15 % 수 크로스 및 0.1 M 인산염 완충액 젤라틴 용액 부피의 절반을 교체하고 밤새 평형. 젤라틴의 농도는 1 %, 2.5 %, 5 %를 단계적으로 증가하고 마지막으로 7.5 %를 두 번 있습니다. </li><li> 신선한 7.5 % 젤라틴을 사용 cryomolds에서 샘플을 놓습니다. decellularized 샘플의 형상을 회복하기 위해 액체 젤라틴 t로서 챔버로 살포 될 수있다그는 마음이 성형. 액체 질소에 cryomolds 부동으로 고정. -80 ° C에서 보관하십시오. </li><li> 그라 이오 스탯으로 잘라 (10 μm의 두께) 섹션. 섹션면에 가까운 슬라이드를 가져오고 섹션 인해 정전 기적으로 처리 된 슬라이드의 전하로 표면에 칼으로부터 이동 관찰합니다. 밤새 슬라이드를 건조 및 향후 분석을 위해 -80 ° C에 저장합니다. </li><li> 냉장고에서 슬라이드를 제거, 실내 온도 평형 후 젤라틴을 용해 37 ° C에서 20 분 동안 PBS를 포함하는 코 플린 항아리에 넣습니다. </li><li> 헤 마톡 실린 및 에오신와 단계 4.7에서 절단 된 부분을 얼룩. 코 플린 항아리에 넣어 슬라이드. 1.5 분 동안 에이전트 블루 우잉, 1 분 동안 수돗물, 3 분 동안 버퍼, 1.5 분 동안 수돗물, 45 초 동안 헤 마톡 실린에 단계 4.8에서 수화 슬라이드를 노출, 80 % 에탄올 1 분, 알코올 에오신 Y 8 초, 1 분 배 1 분, 1 분 배 100 % 에탄올, 에이전트를 삭제 (크실렌 대체) 80 % 에탄올, 수지와 커버 슬립기반 장착 매체. 현미경 슬라이드를 검사합니다. </li><li> 가습 실에서 수화 슬라이드를 배치하여 이러한 콜라겐 IV와 같은 ECM 구조 단백질의 심장 ECM, 얼룩의 ECM 단백질의 반응성의 보존을 확인하고 0.1 % 트리톤과 인산염 완충 식염수에 10 % 정상 당나귀 혈청 (NDS)로 처리하려면 -X100 실온에서 1 시간 (RT)에 대한 (PBST). 조직 섹션을 충당하기에 충분한 볼륨을 사용합니다. </li><li> 5 % NDS / PBST에서 경험적으로 결정된 희석 선택의 차 항체와 솔루션을 교체합니다. 예를 들어, 콜라겐 IV 항체를 1로 희석 하였다 : 150. 4 ℃에서 밤새 품어. </li><li> PBST 배와 슬라이드를 세척하고 형광 염료와 결합 선택의 차 항체를 적용합니다. 실험적으로 결정된 양으로 항체를 희석. 실온에서 1 시간 동안 품어. PBS 3 배 씻으시오. </li><li> DAPI는 DAPI 함유 mounti를 사용하여 세포 핵의 유무를 확인하는 등의 DNA 결합 염료 슬라이드 얼룩커버 슬라이드를 미끄러 때 매체 ng를. </li><li> 400X 50에서 형광 현미경 슬라이드를 검사합니다. </li></ol> Recellularization 5. P1 신생아 쥐 심실 심근 <ol><li> 70 % 에탄올로 각각의 강아지 스프레이 단일 사용 블레이드 목을 베다. </li><li> 흉부가 흉강을 노출 작은 멸균 가위로 중간 선에서 분할되는 동안 엄지 손가락과 집게 손가락 사이에 각각의 강아지를 잡으십시오. 이 주요 혈관 만 심실 조직을 떠나는 심방의 무료 절단하는 동안 심장이 가슴에서 자유롭게 돌출 할 수 있도록 압력을 적용합니다. </li><li> 20 mL의 빙냉 칼슘 모든 하트가 수집 될 때까지 20 mM의 4- (2- 히드 록시 에틸) -1- 피페 라진 에탄 술폰산 (CBFHH)과 중탄산염 무료 행크 완충 식염수 용액을 함유하는 50 ㎖ 튜브에 직접 각각의 심장 놓는다. </li><li> CBFHH을 기음과 튜브에 신선한 CBFHH (얼음처럼 차가운)의 10 ~ 15 ml에 추가 할 수 있습니다. t의 조직을 소용돌이에 의해 조직을 씻으십시오그는 튜브를 여러 번. </li><li> 60 밀리미터 플라스틱 페트리 접시에 마음을 함유하는 용액을 가만히 따르다. </li><li> 멀리 봄 가위로 마음에서 그것을 트리밍에 의해 얼음에 확대에 따라 마음에서 어떤 잠재적 인 심방 조직을 해부하다. 균일 크기의 작은 조각으로 심실을 말하다. # 5 집게로 요리에서 어떤 구분이 아닌 심실 조직을 제거합니다. </li><li> 멸균 마이크로 교반 막대를 포함하는 작은 멸균 바이알에 조직 조각을 전송할 필요로 CBFHH 용액 많은 피펫. </li><li> 조직은 유리 병의 바닥에 침전하고 CBFHH 솔루션을 제거 할 수 있습니다. </li><li> CBFHH의 효소 용액 1.75 ㎎ / ㎖ 트립신, 20 μg의 / ㎖의 DNase II 50 ㎖를 확인합니다. 피펫 (5)이 효소 용액 mL 및 자기 교반기 다진 심실 조직과 장소를 함유하는 관에 추가. 8 분 동안 실온에서 일정한 속도 (340 RPM)에서 교반 하였다. 참고 : 교반 작용이 완만하고 아직 허용해야슬러리의 서스펜션. </li><li> 스터 판에서 병을 제거하고 슬러리를 3 분 동안 침전 할 수 있습니다. 그것은 주로 혈액 세포 및 조직 파편을 포함로 피펫은, 초기 소화 상층 액을 버리고. </li><li> 피펫 제 5 ㎖의 효소 용액의 분취 량과 소화 뇌실에 추가. 8 분 동안 교반하고 또 다른 3 분 동안 침전 할 수 있습니다. 이전 다이제스트를 시작으로, 두 개의 50 ㎖ 튜브 (1 표지 및 2) 각각의 제조 12 ml를 함유하는 빙냉 소 태아 혈청 (FBS). 각 튜브 꼭대기 40 μm의 셀 스트레이너를 놓습니다. 피펫 관 (1)의 필터를 통해이 뜨는. </li><li> FBS가 포함 된 두 개의 튜브의 다이제스트 상등액의 위치를 ​​교대로 소화 공정을 추가로 8 회 반복한다. 각각의 튜브에서 동일한 양을 보장하기 위해 관 (1)과 (2) 사이에 균등 최종 상등액을 분할. 참고 : 각 컬렉션 튜브는 현재 세포 현탁액의 32.5 ml의 총 부피를 포함합니다. </li><li> 튜브가 포함 된 원심 분리기4 ° C에서 6 분의 상층 액 150 XG를 보내고. </li><li> 소화 씩을 수집하는 동안, 접시 당 (10 % FBS, 1X 펜 연쇄상 구균, 1 배 L 글루타민과 둘 베코의 변형 이글의 미디어 (DMEM)) 미디어의 6 ㎖로 오 100mm의 조직 배양 플레이트를 준비합니다. 미디어를 평형 30 분 동안 37 ° C, 5 % CO 2에서 이러한 분취 량을 품어. </li><li> 모두 수집 튜브에서 세포 결합 된 CBFHH 효소 혼합물 대기음 상기 제조 배양 배지의 30 ㎖로 세포를 재현 탁. </li><li> 100 밀리 판의 각 세포 현탁액의 6 mL로 돌아가서 37 ° C에서 45 분 동안 품어. </li><li> (섬유 아세포 분획 접시에 접착하기 시작하고, 원하는 경우 별도로 성장 될 수있다) 인큐베이션의 끝에, 5 새로운 요리에 비 부착 세포를 전송하고 45 분 동안 다시 배양한다. </li><li> 프리 도금의 두 번째 라운드의 끝에서, 요리의 미디어 및 비 - 부착 세포를 수집하고 (150)에 미디어를 스핀6 분 XG. </li><li> (관류 액 100 ㎕의 구조 당 4.0 × 10 5 세포)를 대략 원하는 농도로 세포를 가지고 초과 용지를 그립니다. 계산 및 또는 생존 능력 테스트 (14)에 대한 나누어지는을 제거합니다. </li></ol> P3 심장 매트릭스 6. 생물 반응기 Recellularization <ol><li> 밤새 세포를 첨가하기 전에 배지 (단계 5.15 참조)와 격리 심장 매트릭스를 전처리. </li><li> 도에 나타내는 바와 같이 랑겐 돌프 시스템의 요소들을 조립한다. 이. 유리 부를 오토 클레이브 산화 에틸렌 멸균을 보증하기 위해 플라스틱 부품 살균. 시스템의 다양한 서브 유닛이 지지대 상에 장착되기 전에 층류 후드에서 조립 될 수있다. 순환 수조 가열 수류는 명확성을 위해 생략되었다. </li><li> 조직 배양 배지 120 ml에 함께 조립 된 시스템을 작성한다 (단계 5.15 참조). </li><li> 60 밀리미터 막 다른의 단계 2.14에서 카테터 심장 매트릭스를 배치배율 아래 진짜야 요리 카테터에 단계 5.20에서 세포 현탁액로드 × 1 바늘 22 G와 1 ML의 주사기를 연결합니다. 이 어셈블리는 마음을 embolizing 피하기 위해 기포가 없는지 확인합니다. </li><li> 부드럽게 통한 관상 동맥 심장 행렬에 세포 현탁액 100 μl를 관류. 완료되면, 주사기 / 바늘 조합을 분리합니다. 참고 : 약의 느린 관류. 분당 20 μL가 심장 천이, 정맥 유출 셀을 방지 할 필요가있다. </li><li> 생물 반응기 심장 병 뚜껑의 아래쪽에있는 루어 피팅에 고정 된 22g 무딘 스텁으로, 그루터기에 카테터를 밀어 넣습니다. </li><li> 연동 펌프를 시작하고 그림 2에 설명 된대로 진행하는 것이 관찰한다. 저수지에서 흐름의 진행 단계 2.5에서 대동맥에 배치 카테터 (그림. 2에서 빨간색 경로)에 버블 트랩을 통해 펌프를 통해. 정맥에서 심장 순환 흐름을 관찰미디어 저장소에 정점, 재순환에서 s와 똑. 주 : 관류 유량 같은 구조의 혈관 저항 및 심장의 크기이지만 100 μL 내지 50의 비율로 각각의 요인에 의존 / 분 좋은 출발점이다. 중간 시점에서, 관능 평가가 수행 될 수있다. 신생아 recellularized 심장의 크기 규모는 수행 할 수 있지만, 우리는 광학 기반 시스템 그들이 성인 쥐 마음에 사용 된 것처럼 동작을 치고 정량화하는 데 사용할 수있는 것으로 확인의 평가를 제한한다. 4 구조는 확장을 위해 관류 할 수 있습니다 (23 시간까지) 시간의 기간. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

마음의 반복 관류에이 기술의 의존도는 색전증을 피하기 성공적인 결과의 중요한 구성 요소를 만든다. 단계 2.8-2.14 사이의 솔루션의 변화 단계 2.2-2.6의 심장의 초기 카테터,에서, 어떤 타협 심근에 관류의 흐름을 기포의 도입을 허용 할 수 있습니다 조작이 있습니다. 때문에 신생아 심장의 소형 크기로, 혈관에 미세한 기포 따라서 불완전 탈세 포화 렌더링, 기술 경색의 원인이 될 수 있습니다. 또?...

심부전은 일반적이고 치명적입니다. 그것은 기관에의 혈류를 저해하고, 신체의 대사 충족 수요를 남긴다 심장의 수축력 저하를 초래 진행성 질환이다. 570 만 미국인들이 심장 마비를 가지고있는 것으로 추정하고 미국 9 입원의 주요 원인이다. 미국에서 심장 마비 환자를 치료 집단 비용은 연간 9-10 당 $ (300) 억 달러를 초과합니다. 말기 심부전 유일한 최종 치료 동소 심장 이식이다. 매년, 10 만 명 이상의 기증자 마음이 미국 1-2에서 심장 이식 절차에 필요한 것으로 추정된다. 때문에 기증자의 제한된 번호 만 약 2,400 이식은 미국이 매년 수행됩니다. 분명히, 이러한 장기 결품 다른 전략 transplanta 추가 기관을 생산하는 데 필요한으로 해결되어야거부 평생 면역 억제와 관련된 부작용을 회피하기 위하여 기 및 이상적으로 이러한 장기자가있을 것이다. 포유류 성인 심근 부상에 따라 제한된 재생 능력을 보여하지만 최근의 증거는 포유류의 신생아 마음이 상해 5-8 다음과 같은 놀라운 재생 능력을 유지하는 것이 좋습니다. 특히, 부분적인 수술 적 절제 다음, 회생 창이 출생과 출생 후의 일 사이에 발견되었다 (7)이 회생 기간은 섬유 성 흉터의 부족, 신생 혈관의 형성, 심장 외막에서 혈관 신생 인자의 방출 및 심근 확산 5-8 특징 11. 시간이 회생 창이 bioartificial 심장의 개발을위한 신규 물질의 공급원으로 신생아 심장을 사용하는 가능성을 제공한다. 세포 외 기질은 cardiomyocyt를 촉진하는 중요한 단서를 제공하는 것으로 알려져E 증식 및 성장. 신생아 및 성인 행렬 (12) 및 재생을 촉진 할 수있는 능력 분자의 가용성에 뚜렷한 차이가 13을 탐구하고있다. Decellularized 성인 매트릭스 셀룰러 다시 채우기위한 ECM 지지체 및 bioartificial 심장의 생성을 제공하는 여러 연구에 사용되었다. 줄기 세포 기술이 연구 및 새로운 발견이 빠르게 발전하고 있지만, 몇 가지 장애물이 충족되어야 아직. 예를 들어, 매트릭스 벽으로 행렬의 기본 구조 셀룰러 통합 보존 한계 및 능력이 접근법의 성공 증식 및 성장은 모든 제한을 지원한다. 회생 특성이 우수 신생아 심장 기인되었지만, 이러한 조직을 사용하는 실용적인 측면은 탐색을 제한하고있다. 신생아 심장의 증명 재생 능력을 바탕으로, 우리는 개발을 통해 새로운 매트릭스를 개발했다P3 마우스 심장 탈세 포화의 기술. 이전에 6 결정하지만 마음 수확, decellularize 및 recellularize에 충분한 크기로는 심장 재생의 창 내에서 그대로 P3의 마음은이 연구를 위해 선택되었다. 이 연구의 목적은 쥐 신생아 심장에서 매트릭스를 생성하는 가능성을 입증한다. 우리의 연구는 ECM의 단백질 구조적 무결성을 유지하면서 분 신생아 심장 decellularizing의 가능성에 대한 증거를 제공한다. 우리는 또한 mCherry 표현 심근이 심장 ECM을 recellularize 할 수있는 능력을 보여 우리는 recellularization 다음과 같은 다양한 심장 마커의 발현이 심근을 조사했다. 이 기술은 bioartificial 심장의 개발 신생아 행렬의 우월성 시험을 허용한다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1054">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:451px;">1. Materials For Mouse Heart Isolation</td>
			<td style="width:323px;"></td>
			<td style="width:123px;"></td>
			<td style="width:157px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">P1 mouse pups (as shown; B6;D2-Tg(Myh6*-mCherry)2Mik/J)</td>
			<td>Jackson Laboratories</td>
			<td>21577</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">60 mm Culture dish</td>
			<td>BD Falcon</td>
			<td>353004</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Phosphate buffered saline pH 7.4 (sterile)</td>
			<td>Hyclone</td>
			<td>SH30256.01</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Single Use Blade</td>
			<td>Stanley</td>
			<td>28-510</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Standard Scissors</td>
			<td>Moria Bonn (Fine Science Tools)</td>
			<td>14381-43</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Spring Scissors 10 cm</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15024-10</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Vannas Spring Scissors - 3mm Cutting Edge</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15000-00</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">#5 Forceps</td>
			<td>Dumnot (Fine Science Tools)</td>
			<td>11295-00</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">2. Materials For Decellularization</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Inlet adaptor</td>
			<td>Chemglass</td>
			<td>CG-1013</td>
			<td>autoclavable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Septum</td>
			<td>Chemglass</td>
			<td>CG-3022-99</td>
			<td>autoclavable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">1/8 in. ID x 3/8 OD C-Flex tubing</td>
			<td>Cole-Parmer&#160;</td>
			<td>EW-06422-10</td>
			<td>autoclavable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Male luer to 1/8&#34; hose barb adaptor</td>
			<td>McMaster-Carr</td>
			<td>51525K33</td>
			<td>autoclavable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Female luer to 1/8&#34; hose barb adaptor</td>
			<td>McMaster-Carr</td>
			<td>51525K26</td>
			<td>autoclavable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Prolene 7-0 surgical suture&#160;</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>8648G</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ring stand</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>S47807</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Clamp</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>05-769-6Q</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Clamp regular holder</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>05-754Q</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">60 cc syringe barrel&#160;</td>
			<td>Coviden</td>
			<td>1186000777T</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Beaker</td>
			<td>Kimble</td>
			<td>14000250</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">22g x 1 Syringe Needle&#160;</td>
			<td>BD</td>
			<td>305155</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">12 cc syringe&#160;</td>
			<td>Coviden</td>
			<td>8881512878</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">3-way stop cock&#160;&#160;</td>
			<td>Smith Medical&#160;</td>
			<td>MX5311L</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">22 x 1 g needle&#160;</td>
			<td>BD</td>
			<td>305155</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">PE50 tubing&#160;</td>
			<td>BD Clay Adams Intramedic</td>
			<td>427411</td>
			<td>Must be formable by heat. Polyethylene recommended</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">1% SDS&#160;</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>15525-017</td>
			<td>Ultrapure grade recommended. Make up fresh solution and filter sterilize before use.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">1% Triton X-100&#160;</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>T8787</td>
			<td>Make up fresh solution from a 10% stock and filter sterilize before use.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:26px;">Sterile dH2O</td>
			<td>Hyclone</td>
			<td>SH30538.02</td>
			<td>Or MilliQ system purified water.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">1X Pen/Strep&#160;</td>
			<td>Corning CellGro</td>
			<td>30-001-Cl</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">3. Materials For DNA Quantitation</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Proteinase K&#160;</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP1700</td>
			<td>&#62;30U/mg activity</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">KCl</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P9333</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">MgCl*6H2O</td>
			<td>Mallinckrodt</td>
			<td>5958-04</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Tween 20&#160;</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P1379</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Tris base/hydrochloride</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>T1503/T5941</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Pico-Green dsDNA assay kit</td>
			<td>Life Technologies&#160;</td>
			<td>P7589</td>
			<td>requires fluorimeter to read</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">4. Method for fixation and sectioning of tissue.&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Paraformaldehyde</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P6148</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Gelatin Type A from porcine skin</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>G2500</td>
			<td>must be 300 bloom or greater</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">5. Method for tissue histology</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cryomolds 10 x 10 x 5mm</td>
			<td>Tissue-Tek</td>
			<td>4565</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cryostat</td>
			<td>Hacker/Bright</td>
			<td>Model OTF</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Microscope Slides&#160; 25 x 75 x 1 mm</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>12-550-19</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Hematoxylin 560&#160;</td>
			<td>Surgipath/Leica Selectech&#160;</td>
			<td>3801570</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ethanol</td>
			<td>Decon Laboratories</td>
			<td>2701</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Define</td>
			<td>Surgipath/Leica Selectech&#160;</td>
			<td>3803590</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Blue buffer&#160;</td>
			<td>Surgipath/Leica Selectech&#160;</td>
			<td>3802915</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Alcoholic Eosin Y 515&#160;</td>
			<td>Surgipath/Leica Selectech&#160;</td>
			<td>3801615</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Formula 83 Xylene substitute&#160;</td>
			<td>CBG Biotech&#160;</td>
			<td>CH0104B</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Permount Mounting Medium&#160;</td>
			<td>Fisher Chemical&#160;</td>
			<td>SP15-500</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Collagen IV Antibody</td>
			<td>Rockland</td>
			<td>600-401-106.1</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">&#945;-Actinin Antibody</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>AB9465</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">mCherry Antibody</td>
			<td>Abcam</td>
			<td>AB205402</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">NKX2.5 Antibody</td>
			<td>Santa Cruz Biotechnology</td>
			<td>SC-8697</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Donkey anti-mouse AF488 Antibody</td>
			<td>Life Technology</td>
			<td>&#160;A21202&#160;</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Donkey anti-chicken AF594 Antibody</td>
			<td>Jackson Immunoresearch&#160;</td>
			<td>703-585-155&#160;</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Donkey anti-goat CY5 Antibody</td>
			<td>Jackson Immunoresearch&#160;</td>
			<td>705-175-147</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Fab Fragment Goat Anti-Rabbit IgG (H+L) AF594</td>
			<td>Jackson Immunoresearch&#160;</td>
			<td>111-587-003&#160;</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Prolong Gold Antifade Mountant with DAPI</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>P36930</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td colspan="2" height="21" style="height:21px;">6. Isolation of neonatal ventricular cardiomyocytes using pre-plating.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">HBSS (Ca, Mg Free)</td>
			<td>Hyclone</td>
			<td>SH30031.02</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">HEPES (1M)</td>
			<td>Corning CellGro</td>
			<td>25-060-Cl</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cell Strainer</td>
			<td>BD Falcon</td>
			<td>352340</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">50 mL tube</td>
			<td>BD Falcon</td>
			<td>352070</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Primeria 100 mm plates</td>
			<td>Corning</td>
			<td>353803</td>
			<td>Primeria surface enhances fibroblast attachment promoting a higher myocyte purity</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Trypsin</td>
			<td>Difco</td>
			<td>215240</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">DNase II</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>D8764</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">DMEM (Delbecco&#39;s Minimal Essential Media)</td>
			<td>Hyclone</td>
			<td>SH30022.01</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Vitamin B12&#160;</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>V6629</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Fibronectin coated plates&#160;</td>
			<td>BD Bioscience</td>
			<td>354501</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Fetal bovine serum&#160;</td>
			<td>Hyclone</td>
			<td>SH30910.03</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Heart bioreactor glassware</td>
			<td>Radnoti Glass Technology</td>
			<td>120101BEZ</td>
			<td>Must be sterilizable by autoclaving or gas.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

neonatal cardiac scaffolds: novel matrices for regenerative studies

The only definitive therapy for end stage heart failure is orthotopic heart transplantation. Each year, it is estimated that more than 100,000 donor hearts are needed for cardiac transplantation procedures in the United States1-2. Due to the limited numbers of donors, only approximately 2,400 transplants are performed each year in the U.S.2. Numerous approaches, from cell therapy studies to implantation of mechanical assist devices, have been undertaken, either alone or in combination, in an attempt to coax the heart to repair itself or to rest the failing heart3. In spite of these efforts, ventricular assist devices are still largely used for the purpose of bridging to transplantation and the utility of cell therapies, while they hold some curative promise, is still limited to clinical trials. Additionally, direct xenotransplantation has been attempted but success has been limited due to immune rejection. Clearly, another strategy is required to produce additional organs for transplantation and, ideally, these organs would be autologous so as to avoid the complications associated with rejection and lifetime immunosuppression. Decellularization is a process of removing resident cells from tissues to expose the native extracellular matrix (ECM) or scaffold. Perfusion decellularization offers complete preservation of the three dimensional structure of the tissue, while leaving the bulk of the mechanical properties of the tissue intact4. These scaffolds can be utilized for repopulation with healthy cells to generate research models and, possibly, much needed organs for transplantation. We have exposed the scaffolds from neonatal mice (P3), known to retain remarkable cardiac regenerative capabilities,5-8 to detergent mediated decellularization and we repopulated these scaffolds with murine cardiac cells. These studies support the feasibility of engineering a neonatal heart construct. They further allow for the investigation as to whether the ECM of early postnatal hearts may harbor cues that will result in improved recellularization strategies.

탈세 포화 평균적으로, 이러한 프로토콜을 사용하여 P3 심장 탈세 포화까지의 시간은 약 14 시간이다. P3의 신생아 23 mg의 평균 심장 무게 주어진. Acellularity 도 3a는 완전히 그대로 P3 신생아 마음을 (전체 마운트). 그림 3b는. 탈세 포화 다음과 같은 마음을 보여줍니다도 4a 및...

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Neonatal Cardiac Scaffolds: Novel Matrices for Regenerative Studies

이 연구에서 우리는 재생 연구에 사용되는 소설, 신생아, 쥐의 심장 발판을위한 방법론을 제공합니다.

신생아 심장 공사장 공중 발판 : 회생 연구 소설 행렬

The only definitive therapy for end stage heart failure is orthotopic heart transplantation.  Each year, it is estimated that more than 100,000 donor ...

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

7.7K 조회수.  University of Minnesota.  이 연구에서 우리는 재생 연구에 사용되는 소설, 신생아, 쥐의 심장 발판을위한 방법론을 제공합니다. 

비디오: Neonatal Cardiac Scaffolds: Novel Matrices for Regenerative Studies

Preparation of Complaint Matrices for Quantifying Cellular Contraction

The regulation of cellular adhesion to the extracellular matrix (ECM) is essential for cell migration and ECM remodeling. Focal adhesions are macromolecular assemblies that couple the contractile F-actin cytoskeleton to the ECM. This connection allows for the transmission of intracellular mechanical forces across the cell membrane to the underlying substrate. Recent work has shown the mechanical properties of the ECM regulate focal adhesion and F-actin morphology as well as numerous physiological processes, including cell differentiation, division, proliferation and migration. Thus, the use of cell culture substrates has become an increasingly prevalent method to precisely control and modulate ECM mechanical properties.
To quantify traction forces at focal adhesions in an adherent cell, compliant substrates are used in conjunction with high-resolution imaging and computational techniques in a method termed traction force microscopy (TFM). This technique relies on measurements of the local magnitude and direction of substrate deformations induced by cellular contraction. In combination with high-resolution fluorescence microscopy of fluorescently tagged proteins, it is possible to correlate cytoskeletal organization and remodeling with traction forces.
Here we present a detailed experimental protocol for the preparation of two-dimensional, compliant matrices for the purpose of creating a cell culture substrate with a well-characterized, tunable mechanical stiffness, which is suitable for measuring cellular contraction. These protocols include the fabrication of polyacrylamide hydrogels, coating of ECM proteins on such gels, plating cells on gels, and high-resolution confocal microscopy using a perfusion chamber. Additionally, we provide a representative sample of data demonstrating location and magnitude of cellular forces using cited TFM protocols.

In this video, we demonstrate the experimental techniques used to fabricate compliant, extracellular matrix (ECM) coated substrates suitable for cell culture, and which are amenable to traction force microscopy and observing effects of ECM stiffness on cell behavior.

세포 수축을 Quantifying에 대한 불만 사항 매트릭스의 준비

The regulation of cellular adhesion to the extracellular matrix (ECM) is essential for cell migration and ECM remodeling.  Focal adhesions are ...

연구

생체공학

Elastomeric PGS Scaffolds in Arterial Tissue Engineering

Cardiovascular disease is one of the leading cause of mortality in the US and especially, coronary artery disease increases with an aging population and increasing obesity1. Currently, bypass surgery using autologous vessels, allografts, and synthetic grafts are known as a commonly used for arterial substitutes2. However, these grafts have limited applications when an inner diameter of arteries is less than 6 mm due to low availability, thrombotic complications, compliance mismatch, and late intimal hyperplasia3,4. To overcome these limitations, tissue engineering has been successfully applied as a promising alternative to develop small-diameter arterial constructs that are nonthrombogenic, robust, and compliant. Several previous studies have developed small-diameter arterial constructs with tri-lamellar structure, excellent mechanical properties and burst pressure comparable to native arteries5,6. While high tensile strength and burst pressure by increasing collagen production from a rigid material or cell sheet scaffold, these constructs still had low elastin production and compliance, which is a major problem to cause graft failure after implantation. Considering these issues, we hypothesized that an elastometric biomaterial combined with mechanical conditioning would provide elasticity and conduct mechanical signals more efficiently to vascular cells, which increase extracellular matrix production and support cellular orientation.
The objective of this report is to introduce a fabrication technique of porous tubular scaffolds and a dynamic mechanical conditioning for applying them to arterial tissue engineering. We used a biodegradable elastomer, poly (glycerol sebacate) (PGS)7 for fabricating porous tubular scaffolds from the salt fusion method. Adult primary baboon smooth muscle cells (SMCs) were seeded on the lumen of scaffolds, which cultured in our designed pulsatile flow bioreactor for 3 weeks. PGS scaffolds had consistent thickness and randomly distributed macro- and micro-pores. Mechanical conditioning from pulsatile flow bioreactor supported SMC orientation and enhanced ECM production in scaffolds. These results suggest that elastomeric scaffolds and mechanical conditioning of bioreactor culture may be a promising method for arterial tissue engineering.

Elastomeric PGS scaffolds with vascular smooth muscle cells cultured in a pulsatile flow bioreactor may lead to promising small-diameter arterial constructs with native ECM production in a relatively short culture period.

탄성 PGS는 아티 조직 공학 공사장 공중 발판

Cardiovascular disease is one of the leading cause of mortality in the US and especially, coronary artery disease increases with an aging population and ...

Density Gradient Multilayered Polymerization (DGMP): A Novel Technique for Creating Multi-compartment, Customizable Scaffolds for Tissue Engineering

Complex tissue culture matrices, in which types and concentrations of biological stimuli (e.g. growth factors, inhibitors, or small molecules) or matrix structure (e.g. composition, concentration, or stiffness of the matrix) vary over space, would enable a wide range of investigations concerning how these variables affect cell differentiation, migration, and other phenomena. The major challenge in creating layered matrices is maintaining the structural integrity of layer interfaces without diffusion of individual components from each layer1. Current methodologies to achieve this include photopatterning2-3, lithography4, sequential functionalization5, freeze drying6, microfluidics7, or centrifugation8, many of which require sophisticated instrumentation and technical skills. Others rely on sequential attachment of individual layers, which may lead to delamination of layers9. 
DGMP overcomes these issues by using an inert density modifier such as iodixanol to create layers of varying densities10. Since the density modifier can be mixed with any prepolymer or bioactive molecule, DGMP allows each scaffold layer to be customized. Simply varying the concentration of the density modifier prevents mixing of adjacent layers while they remain aqueous. Subsequent single step polymerization gives rise to a structurally continuous multilayered scaffold, in which each layer has distinct chemical and mechanical properties. The density modifier can be easily removed with sufficient rinsing without perturbation of the individual layers or their components. This technique is therefore well suited for creating hydrogels of various sizes, shapes, and materials.
A protocol for fabricating a 2D-polyethylene glycol (PEG) gel, in which alternating layers incorporate RGDS-350, is outlined below. We use PEG because it is biocompatible and inert. RGDS, a cell adhesion peptide11, is used to demonstrate spatial restriction of a biological cue, and the conjugation of a fluorophore (Alexa Fluor 350) enables us to visually distinguish various layers. This procedure can be adapted for other materials (e.g. collagen, hyaluronan, etc.) and can be extended to fabricate 3D gels with some modifications10.

Density Gradient Multilayered Polymerization DGMP: A Novel Technique for Creating Multi-compartment, Customizable Scaffolds for Tissue Engineering

Here we describe a unique strategy for creating biocompatible, layered matrices with continuous interfaces between distinct layers for tissue engineering. Such a scaffold could provide an ideal customizable environment to modulate cell behavior by various biological, chemical or mechanical cues

밀도 그라데이션 Multilayered 중합 (DGMP) : 멀티 칸 만들기위한 소설 기법, 조직 공학을위한 사용자 정의 공사장 공중 발판

Complex tissue culture matrices, in which types and concentrations of biological stimuli (e.g. growth factors, inhibitors, or small molecules) or matrix ...

A Novel Three-dimensional Flow Chamber Device to Study Chemokine-directed Extravasation of Cells Circulating under Physiological Flow Conditions

Extravasation of circulating cells from the bloodstream plays a central role in many physiological and pathophysiological processes, including stem cell homing and tumor metastasis. The three-dimensional flow chamber device (hereafter the 3D device) is a novel in vitro technology that recreates physiological shear stress and allows each step of the cell extravasation cascade to be quantified. The 3D device consists of an upper compartment in which the cells of interest circulate under shear stress, and a lower compartment of static wells that contain the chemoattractants of interest. The two compartments are separated by porous inserts coated with a monolayer of endothelial cells (EC). An optional second insert with microenvironmental cells of interest can be placed immediately beneath the EC layer. A gas exchange unit allows the optimal CO2 tension to be maintained and provides an access point to add or withdraw cells or compounds during the experiment. The test cells circulate in the upper compartment at the desired shear stress (flow rate) controlled by a peristaltic pump. At the end of the experiment, the circulating and migrated cells are collected for further analyses. The 3D device can be used to examine cell rolling on and adhesion to EC under shear stress, transmigration in response to chemokine gradients, resistance to shear stress, cluster formation, and cell survival. In addition, the optional second insert allows the effects of crosstalk between EC and microenvironmental cells to be examined. The translational applications of the 3D device include testing of drug candidates that target cell migration and predicting the in vivo behavior of cells after intravenous injection. Thus, the novel 3D device is a versatile and inexpensive tool to study the molecular mechanisms that mediate cellular extravasation.

The three-dimensional flow chamber device is a novel in vitro technology for the quantitative and step-wise evaluation of the extravasation cascade of cells circulating under conditions of physiological shear stress. The device therefore fills a critical need for basic, preclinical, and clinical studies of cell migration.

생리 흐름 조건에서 순환 세포의 케모카인 - 감독 넘쳐을 연구하는 소설 입체 흐름 챔버 장치

Extravasation of circulating cells from the bloodstream plays a central role in many physiological and pathophysiological processes, including stem cell ...

Harmonic Nanoparticles for Regenerative Research

In this visualized experiment, protocol details are provided for in vitro labeling of human embryonic stem cells (hESC) with second harmonic generation nanoparticles (HNPs). The latter are a new family of probes recently introduced for labeling biological samples for multi-photon imaging. HNPs are capable of doubling the frequency of excitation light by the nonlinear optical process of second harmonic generation with no restriction on the excitation wavelength.
Multi-photon based methodologies for hESC differentiation into cardiac clusters (maintained as long term air-liquid cultures) are presented in detail. In particular, evidence on how to maximize the intense second harmonic (SH) emission of isolated HNPs during 3D monitoring of beating cardiac tissue in 3D is shown. The analysis of the resulting images to retrieve 3D displacement patterns is also detailed.

Protocol details are provided for in vitro labeling human embryonic stem cells with second harmonic generating nanoparticles. Methodologies for hESC investigation by multi-photon microscopy and their differentiation into cardiac clusters are also presented.

재생 연구를위한 고조파 나노 입자

In this visualized experiment, protocol details are provided for in vitro labeling of human embryonic stem cells (hESC) with second harmonic generation ...

Electrospun Nanofiber Scaffolds with Gradations in Fiber Organization

The goal of this protocol is to report a simple method for generating nanofiber scaffolds with gradations in fiber organization and test their possible applications in controlling cell morphology/orientation. Nanofiber organization is controlled with a new fabrication apparatus that enables the gradual decrease of fiber organization in a scaffold. Changing the alignment of fibers is achieved through decreasing deposition time of random electrospun fibers on a uniaxially aligned fiber mat. By covering the collector with a moving barrier/mask, along the same axis as fiber deposition, the organizational structure is easily controlled. For tissue engineering purposes, adipose-derived stem cells can be seeded to these scaffolds. Stem cells undergo morphological changes as a result of their position on the varied organizational structure, and can potentially differentiate into different cell types depending on their locations. Additionally, the graded organization of fibers enhances the biomimicry of nanofiber scaffolds so they more closely resemble the natural orientations of collagen nanofibers at tendon-to-bone insertion site compared to traditional scaffolds. Through nanoencapsulation, the gradated fibers also afford the possibility to construct chemical gradients in fiber scaffolds, and thereby further strengthen their potential applications in fast screening of cell-materials interaction and interfacial tissue regeneration. This technique enables the production of continuous gradient scaffolds, but it also can potentially produce fibers in discrete steps by controlling the movement of the moving barrier/mask in a discrete fashion.

Here, we present a protocol to fabricate electrospun nanofiber scaffolds with gradated organization of fibers and explore their applications in regulating cell morphology/orientation. Gradients with regard to physical and chemical properties of the nanofiber scaffolds offer a wide variety of applications in the biomedical field.

섬유 조직의 그라데이션으로 전기 방사 나노 섬유 공사장 공중 발판

The goal of this protocol is to report a simple method for generating nanofiber scaffolds with gradations in fiber organization and test their possible ...

Construction of Defined Human Engineered Cardiac Tissues to Study Mechanisms of Cardiac Cell Therapy

Human cardiac tissue engineering can fundamentally impact therapeutic discovery through the development of new species-specific screening systems that replicate the biofidelity of three-dimensional native human myocardium, while also enabling a controlled level of biological complexity, and allowing non-destructive longitudinal monitoring of tissue contractile function. Initially, human engineered cardiac tissues (hECT) were created using the entire cell population obtained from directed differentiation of human pluripotent stem cells, which typically yielded less than 50% cardiomyocytes. However, to create reliable predictive models of human myocardium, and to elucidate mechanisms of heterocellular interaction, it is essential to accurately control the biological composition in engineered tissues. 
To address this limitation, we utilize live cell sorting for the cardiac surface marker SIRP&#945; and the fibroblast marker CD90 to create tissues containing a 3:1 ratio of these cell types, respectively, that are then mixed together and added to a collagen-based matrix solution. Resulting hECTs are, thus, completely defined in both their cellular and extracellular matrix composition.
Here we describe the construction of defined hECTs as a model system to understand mechanisms of cell-cell interactions in cell therapies, using an example of human bone marrow-derived mesenchymal stem cells (hMSC) that are currently being used in human clinical trials. The defined tissue composition is imperative to understand how the hMSCs may be interacting with the endogenous cardiac cell types to enhance tissue function. A bioreactor system is also described that simultaneously cultures six hECTs in parallel, permitting more efficient use of the cells after sorting.

This manuscript describes the creation of defined engineered cardiac tissues using surface marker expression and cell sorting. The defined tissues can then be used in a multi-tissue bioreactor to investigate mechanisms of cardiac cell therapy in order to provide a functional, yet controlled, model system of the human heart.

정의 인간 공학 심장 조직의 건설 심장 세포 치료의 메커니즘을 연구하는

Human cardiac tissue engineering can fundamentally impact therapeutic discovery through the development of new species-specific screening systems that ...

Imaging Cell Viability on Non-transparent Scaffolds &#8212; Using the Example of a Novel Knitted Titanium Implant

Intervertebral disc degeneration and disc herniation is one of the major causes of lower back pain. Depletion of extracellular matrix, culminating in nucleus pulposus (NP) extrusion leads to intervertebral disc destruction. Currently available surgical treatments reduce the pain but do not restore the mechanical functionality of the spine. In order to preserve mechanical features of the spine, total disc or nucleus replacement thus became a wide interest. However, this arthroplasty era is still in an immature state, since none of the existing products have been clinically evaluated.
This study intends to test the biocompatibility of a novel nucleus implant made of knitted titanium wires. Despite all mechanical advantages, the material has its limits for conventional optical analysis as the resulting implant is non-transparent. Here we present a strategy that describes in vitro visualization, tracking and viability testing of osteochondro-progenitor cells on the scaffold. This protocol can be used to visualize the efficiency of the cleaning protocol as well as to investigate the biocompatibility of these and other non-transparent scaffolds. Furthermore, this protocol can be used to show adherence pattern of cells as well as cell viability and proliferation rates on/in the scaffold. This in vitro biocompatibility testing assay provides a propitious tool to analyze cell-material interaction in non-transparent and opaque scaffolds.

Here we present a fluorophore based imaging technique to detect cell viability on a non-transparent titanium scaffold as well as to detect glimpses of the scaffold impurities. This protocol troubleshoots the drawback of imaging cell-cell or cell-metal interactions on non-transparent scaffolds.

비 투명 공사장 공중 발판에 이미징 세포 생존 - 소설 니트 티타늄 임플란트의 예를 사용하여

Intervertebral disc degeneration and disc herniation is one of the major causes of lower back pain. Depletion of extracellular matrix, culminating in ...

Anatomically Realistic Neonatal Heart Model for Use in Neonatal Patient Simulators

Neonatal patient simulators (NPS) are artificial patient surrogates used in the context of medical simulation training. Neonatologists and nursing staff practice clinical interventions such as chest compressions to ensure patient survival in the case of bradycardia or cardiac arrest. The simulators used currently are of low physical fidelity and therefore cannot provide qualitative insight into the procedure of chest compressions. The embedding of an anatomically realistic heart model in future simulators enables the detection of cardiac output generated during chest compressions; this can provide clinicians with an output parameter, which can deepen the understanding of the effect of the compressions in relation to the amount of blood flow generated. Before this monitoring can be achieved, an anatomically realistic heart model must be created containing: two atria, two ventricles, four heart valves, pulmonary veins and arteries, and systemic veins and arteries. This protocol describes the procedure for creating such a functional artificial neonatal heart model by utilizing a combination of magnetic resonance imaging (MRI), 3D printing, and casting in the form of cold injection molding. Using this method with flexible 3D printed inner molds in the injection molding process, an anatomically realistic heart model can be obtained.

This protocol describes a procedure for creating functional artificial neonatal heart models by utilizing a combination of magnetic resonance imaging, 3D printing, and injection molding. The purpose of these models is for integration into the next generation of neonatal patient simulators and as a tool for physiological and anatomical studies.

신생아 환자 시뮬레이터에 사용 하기 위해 해부학 현실적인 신생아 심장 모델

Neonatal patient simulators (NPS) are artificial patient surrogates used in the context of medical simulation training. Neonatologists and nursing staff ...

Novel Process for 3D Printing Decellularized Matrices

3D bioprinting aims to create custom scaffolds that are biologically active and accommodate the desired size and geometry. A thermoplastic backbone can provide mechanical stability similar to native tissue while biologic agents offer compositional cues to progenitor cells, leading to their migration, proliferation, and differentiation to reconstitute the original tissues/organs1,2. Unfortunately, many 3D printing compatible, bioresorbable polymers (such as polylactic acid, PLA) are printed at temperatures of 210 &#176;C or higher - temperatures that are detrimental to biologics. On the other hand, polycaprolactone (PCL), a different type of polyester, is a bioresorbable, 3D printable material that has a gentler printing temperature of 65 &#176;C. Therefore, it was hypothesized that decellularized extracellular matrix (DM) contained within a thermally protective PLA barrier could be printed within PCL filament and remain in its functional conformation. In this work, osteochondral repair was the application for which the hypothesis was tested. As such, porcine cartilage was decellularized and encapsulated in polylactic acid (PLA) microspheres which were then extruded with polycaprolactone (PCL) into filament to produce 3D constructs via fused deposition modeling. The constructs with or without the microspheres (PLA-DM/PCL and PCL(-), respectively) were evaluated for differences in surface features.

This protocol describes the production of polycaprolactone (PCL) filament with embedded polylactic acid (PLA) microspheres which contain decellularized matrices (DM) for 3D printing of structural tissue engineering constructs.

3D 인쇄에 대 한 새로운 과정 Decellularized 행렬

3D bioprinting aims to create custom scaffolds that are biologically active and accommodate the desired size and geometry. A thermoplastic backbone can ...