이 작품은 취리히 대학, IEF 마리 퀴리 그랜트에 의해 지원 되었다 (no를 부여 합니다. 아에 TransEpigen-254797), 유럽 연구 위원회의 고급 부여 (부여 없음. U.G.를 MEDEA-250358), 그리고 SystemsX.ch, 시스템 생물학에서 스위스 이니셔티브에서에서 연구 및 기술 개발 프로젝트 (그랜트 U.G.에 MecanX).

1. 꽃과 Silique 고정
<ol><li>수확 꽃과 식물에서 siliques 첫 번째 꽃의 개통에 동기화. 참고: 여기에 사용 된 실험 조건에서 식물 시작 重와 Skoog (MS)에서 토양에 이식 후 약 21 일 꽃. 씨앗은 4 ° C에서 3-4 일에 대 한 층 화와 출 아 했다/성장 22 ° C/16 h 빛과 18 ° C/8 h에서 MS 접시에 어두운 (그림 1) 동일한 조건 하에서 보관 하는 냄비에 영양분이 풍부한 토양에 묘 종을 이식 하기 전에 8 ~ 10 일 동안. 복제의 수는 특정 연구 목적에 따라 달라 집니다 하지만 각 치료에 대 한 (5 개별 공장)에서 5 inflorescences의 최소 권장 합니다. 꽃은 실험 단위, 복제 당 10 꽃의 최소 권장 합니다.</li>
	<li>Inflorescences 또는 꽃 (그림 1E-H) 작은 위 (예를 들어, 손톱이 위)를 사용 하 여 자르고 (단일 화 서/꽃 고정)을 위한 microcentrifuge 튜브 또는 (대 한 집단 fixations) 원뿔 튜브에 즉시 배치 Carnoy의, 메탄올/아세트산, 또는 FPA50 fixatives 만든 갓 포함 하는 응용 프로그램에 따라 참조 아래 얼음에. 참고: 샘플 해야 합니다 수 완전히 침수는 정착 제에.</li>
	<li>4 ° c.에서 하룻밤에 4 h에 대 한 정착 액 내 조직을 두고합니다 참고: 진공 침투는 조직으로, 속도 정착 액의 침투를 위해 사용 될 수 있지만이 조직의 구조를 보존 될 수 있습니다. 저자는 진공 침투를 구현 하지 마십시오.</li>
	<li>정착 액 제거 샘플을 충당 하기 위해 충분 한 70% 에탄올을 추가 하 고 적어도 24 h; 4 ° C에 게 반환 샘플이이 솔루션에서 무기한으로 유지할 수 있습니다. 에탄올을 제거한 후 바로 다음 단계로 진행 합니다; 해 부, 또는 SDS 개간입니다.</li>
</ol>2입니다. 아래는 Stereomicroscope 해 부
<ol><li>넣어 갓 지원 위한 작은 페 트리 접시에 배치 하는 시계 메이커의 유리에 70% 에탄올을 했다.</li>
	<li>
장소는 화 서/꽃/silique이에 갓 정착 액 고 바늘으로 집게와 주사기를 사용 하 여 stereomicroscope에서 해 부.
	<ol>
<li>시계 메이커의 유리 또는 에탄올 (권장) inflorescences의 해 부 및 찢 어 떨어져 성숙한 꽃 (sepals, 꽃잎, 오시 수 있습니다가이 단계에서 해 부의 꽃 기관으로 완전히 덮여 수 샘플을 허용 하는 유사한 장치를 사용 하 여 )을 밖으로 건조 하는 샘플의 위험을 피하기 위해.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
아래 설명 된 대로 siliques 및 슬라이드에 작은 꽃 봉 오리를 해 부.
	<ol>
<li>사전 처리 샘플 시계 메이커의 유리를 치워 고 최종 해 부에 대 한 정상적인 슬라이드를 사용 합니다.</li>
		<li>슬라이드에 관심의 샘플을 이동 하 고 신선한 70% 에탄올의 10 µ L를 추가 합니다. 최종 해 부에 신속 하 게 작업 하 고 샘플 과도 한 액체 없이 촉촉한 유지에 필요한 경우 에탄올, 10 µ L를 추가 합니다.</li>
		<li>Stamens에서 꽃가루 곡물 방출 단계 5.1 참조. Carpels 및 ovules 해 부를 위해 그림 2에 설명 된 절차를 따릅니다. 이 절차는 심 피, 녹색 siliques의 발달의 단계 등의 개발의 모든 단계에 적용 됩니다. 참고: 샘플; 이동에서 충분 한 에탄올 이성 경우 에탄올을 추가 하지 마십시오 아주 작은 샘플을 해 부 하는 것은 액체의 최소한에 훨씬 쉽게입니다. 항상 슬라이드에만 관심 (sepals, 꽃잎, stamens, carpels, ovules, 씨앗, 또는 꽃가루 곡물)의 장기 유지. 이 이렇게는 슬라이드와 시험, 결과 높은 동질성, 그리고 따라서 현미경 검사 (높은 수 대상 표본에 대 한 효율에 따라 장기의 두께 해당 하는 coverslip 간의 균일 한 두께 보장 한다 에 동일한 초점 비행기).</li>
	</ol>
</li>
	<li>압 종이의 작은 조각을 사용 하 여 흡수 하 고 가능한 많은 에탄올을 제거. 신속 하 게 밖으로 샘플 건조 하기 전에 (섹션 3, 4, 또는 6) 다음 단계로 진행 합니다.</li>
</ol>3. Chloral 하이드 레이트-기반 개간 및 결합 된 개간 얼룩
참고: 개간 chloral 하이드 레이트-기반에 대 한 최상의 결과 얻으려면 FPA50 소재 고정으로 얻을 수 있습니다.
<ol><li>솔루션을 비운의 장소 20 µ L (chloral 하이드 레이트/글리세롤, 수정 Hoyer의 매체, 하느님의 4½, 또는 하느님의이 키 4½ 솔루션) 견본-베어링 슬라이드에. 그들 사이 공간을 줄이고 그 대칭 이동 하 여 필요한 경우는 표본 위치 hypodermal 바늘, 주사기의 쌍을 사용 하 여 관심의 기관 아래쪽으로 직면 하는 곳. 바늘을 사용 하 여 모든 나머지 공기 거품을 제거 합니다.</li>
	<li>옆으로 coverslip 낮은 고 부드럽게, 매우 부드럽게 눌러 놓고 개간 솔루션 사이는 공간을 채우는 때까지 기다립니다. 아래는 coverslip 전체 공간을 채우기 위해 필요한 경우 최소한의 개간 솔루션을 추가 합니다.</li>
	<li>슬라이드를 슬라이드 홀더에 놓고 증기 두건에서 그것을 두고. 적어도 4 h 후와 다음 4-5 일 동안 현미경 관찰으로 이동 합니다.</li>
</ol>4. 알렉산더 얼룩과 하느님의 4½ 개간 Anthers의 결합
참고: 원래 알렉산더 프로토콜 기반으로 얼룩이 지기 전에 슬라이드에 꽃가루 곡물을 공개 합니다. 효율적이 고 더 유익한 수정 알렉산더 얼룩 지우기 절차 이며 성숙 하지만 비 dehiscent anthers 내 성숙한 꽃가루 곡물의 얼룩.
<ol><li>Dehiscent 비 anthers 오픈 하려고 갓 수확된 꽃 봉 오리를 선택 합니다. 참고: 알렉산더 얼룩이 지는 성숙한 꽃가루 곡물을 위한 효율적으로 미숙한 꽃가루 곡물을 얼룩이 되지 않습니다 때문에 어린 꽃 봉 오리를 복용 하지 마십시오. 치료에서 다른 식물과 inflorescences 수확 당 5 꽃의 최소 것이 좋습니다.</li>
	<li>꽃 봉 오리를 잠수함 충분 한 알렉산더의 솔루션과 96 잘 접시를 준비 합니다. anthers sepals 및 꽃잎을 제거 하 여 노출 하 고 알렉산더의 솔루션에서 그들을 담가. 1-3 h 연기 후드 샘플을 유지.</li>
	<li>하느님의 4½ 솔루션으로 알렉산더의 솔루션을 대체 하 고 야간 보육에 대 한 증기 두건에서 다시 다 잘 접시를 놓습니다.</li>
	<li>집게를 사용 하 여 부드럽게 새 슬라이드에 지운된 꽃 봉 오리 이동 합니다. 알렉산더의 솔루션의 일부 월 발생할 수 있습니다 이후 압 지를 사용 하 여 가능한 많은 청소 솔루션을 제거.</li>
	<li>Stamens를 해 부하 고 다른 모든 조직을 제거 합니다. 절의 하느님의 4½ 솔루션을 사용 하 여 3 단계를 따릅니다.</li>
</ol>5. 꽃가루 곡물에서 제거 하는 Exine
참고: DAPI 얼룩에 대 한 Carnoy의 정착 제를 사용 하 여 것이 좋습니다.
<ol><li>섹션 1과 2에에서 설명 된 고정 및 해 부 절차를 따릅니다. 지금까지, 한 70% 에탄올의 최소 금액 내에서 슬라이드에 많은 예를 하나 있어야 한다.</li>
	<li>압 지를 사용 하 여 초과 에탄올을 제거 하 고 DAPI 솔루션의 5-10 µ L를 추가 합니다. 바늘과 주사기의 몇을 사용 하 여, 그 작은 솔루션 (예를 들어, stamen와 꽃가루 곡물을 해제 하는 다른 고정에 사용 한 주사기) 내 꽃가루 곡물 놓습니다. 경우에 솔루션을 밖으로 마르면 DAPI의 또 다른 5 µ L를 추가 합니다.</li>
	<li>Stamen 모든 파편을 제거는 중요 한 단계 같은 슬라이드와는 coverslip 사이 꽃가루 곡물만 남아 있습니다.</li>
	<li>coverslip 견본 베어링 슬라이드에 옆으로 낮추어 놓고 DAPI 솔루션 공간을 작성 하는 데 필요한 최소한의 금액을 추가 합니다. coverslip에 검지 손가락을 놓고 너무 부 수 없이 많은 게 빠르고, 회사, 그리고 짧은 운동 슬라이딩 합니다. 참고: 필요한 힘 및 슬라이딩 움직임의 진폭을 측정 하기 위해이 단계 한다 연습을 여러 번 검사 결과 현미경 때마다.</li>
	<li>필요한 경우 DAPI 솔루션을 추가 하 고 1 h. 넓은 필드 형광 또는 24 h. 이내 confocal 현미경 샘플을 관찰 하는 진행을 15 분 동안 4 ° C에서 어둠 속에서 습 한 상자에 슬라이드 SDS 여부 추가 확인을 지우고이 절차를 결합 하려고 하는 장소 개선 사항을 얻을 수 있습니다.</li>
</ol>6. 나트륨 라우릴 황산 염 (SDS) 지우기
참고: 분석, 꽃 기관 및 연구자의 기술을 해 부하는 아주 부드럽고 작은 표본에 SDS 처리 실행 될 수 있다 밖으로 하기 전에 (대 한 경험이 풍부한 연구자) 또는 해 부 단계 (덜 경험에 대 한 후 연구원) 메탄올-아세트산 소재 고정에.
<ol><li>시계 메이커의 유리, 오목 슬라이드 또는 microcentrifuge 튜브를 사용 하 여 1 %SDS 실 온에서 하룻밤 0.2 N NaOH 솔루션 또는 비 해 부 해 부 샘플을 품 어.</li>
	<li>샘플과 매우 부드럽고 투명 한 모양 때문에 관심을가지고 처리 합니다. 물으로 여러 번 씻어. 참고: SDS 솔루션의 나머지 발생할 수 있습니다 강 수는 얼룩 솔루션, 예를들면, 아닐린 블루 추가할 때.</li>
	<li>비 해 부 샘플에 대 한 2, 70% 에탄올 대신 물을 사용 하 여 절에서 설명한 해 부 절차를 따릅니다. 원하는 조직 해 부, 후 잔해와 파편, 및 압 지와 어떤 과잉의 물 제거 후 얼룩 솔루션의 20-40 µ L을 추가 하 고 6.5 단계로 진행.</li>
	<li>해 부 샘플에 대 한 신중 하 게 세척 솔루션에서 샘플을 이동 및 그것 깨끗 한 슬라이드에 놓고 얼룩 솔루션의 20-40 µ L를 추가 합니다.</li>
	<li>부드럽게 옆으로 그것을 낮추는 방법으로 슬라이드에는 coverslip 장소. 알아서 하지 준비 스쿼시. 조직 너무 연약한 경우에, 장소 어떤 얇은 슬라이드 (예를 들어, 테이프 또는 깨진된 coverslip)의 모서리에 coverslip 사이 구분 기호는 coverslip 표본 분쇄 하지 않습니다 되도록 슬라이드 사이의 coverslip, 챔버 같은 공간을 떠나.</li>
	<li>습 한 상자 내에서 모든 슬라이드를 배치, 알루미늄 호 일, 표지 및 적어도 1 h. widefield 형광 또는 24 시간 이내 confocal 현미경 검사 법을 사용 하 여 표본 관찰을 진행 4 ° C에서 그것을 배치.</li>
</ol>

저자는 공개 없다.

애기, 모든 꽃 발달 단계에 걸친의 단일 화 서 내의 많은 꽃 봉 오리의 존재 연구 효과 치료의 발달 기능을 특성화 하기 위한 독특한 기회를 제공 꽃 발달의 다른 단계 걸쳐 동시에. 다른 개별 공장 사이 좋은 기준점은 주 화 서의 첫 번째 꽃의 개통. 식물 꽃 동기화 하는 방식으로 처리 됩니다 만큼 가능한 (예를 들어, 4 ° C에서 층 리 동기 씨 발 아 및 따라서 꽃도 더 극대화 하는 3-4 일)...

꽃은 가장 중요 한 중 장기 적의 정의. 꽃 식물 몇 백만 90-130 년 전에 나타나1, 너무 빨리 그들의 급속 한 외관 찰스 다윈2"지독한 미스터리"로 기술 되었다 다양 하 고. 꽃 개발에 대 한 식물 연구자의 관심사는 다양 하다. 일부 연구는 전체, 또는 꽃3,,45,6의 특정 해 부, 구조, 및 기능 속성의 진화로 이해 하는 꽃의 진화 근원에 집중 . 그들에 의존 하는 성적 및 성적 재생산의 모드 뿐만 아니라 꽃 형태와 구조, 높은 변형 꽃 매우 복잡 한 구조를 확인 합니다. 유전 및 분자 조사7과 결합 될 수 있는 빛과 전자 현미경 기술을 사용 하 여 꽃 기관의 해부학 및 구조적 기능을 특성화 하기 위해 다양 한 노력을 주도하 고 있다. 또한, 과일과 씨앗, 소스 꽃은 인간과 동물 영양에 대 한 파라마운트 중요성의 이다. 따라서, 꽃 및 과일 개발의 특성화는 늘어나는 인구와 생태 보존 전략 변화 환경8 아래에 대 한 식량 안보를 포함 하 여 응용된 연구에 대 한 많은 의미는 , 9 , 10.
애기 에 꽃 개발 꽃 유도 및 꽃이 핌 (꽃의 그룹) 분열 조직에 식물 분열 조직의 변환으로 시작합니다. 꽃 primordia 옆 화 서 분열 조직11의 측면에서 시작 됩니다. 꽃 기관 primordia는 꽃의 중심에는 외부에서 동심 whorls에 점차적으로 형성 하 고 결국 sepals, 꽃잎, stamens, 및 carpels7으로 개발. 이러한 꽃 기관의 행 독특한 영양, 보호, 및 기능 (예를 들어, pollinator 매력) 다양 한 식물 종, 남성과 여성의 gametophytes, 각각12 의 개발을 유지 하는 성적인 기관 역할 , 13. gametophytes, 차례 차례로, 각 남성 (정자)의 쌍 차별화와 결합 시 여성 gametes (계란과 중앙 셀), 더블를 다음 세대, zygote, 기본 endosperm 수정 터미널 조직 지원 합니다 배아14,15의 개발. 과일, 종자 개발 성장, 성숙, 그리고 태아와, 결국, 그것의 분산의 보존을 지원 합니다. 광범위 한 연구 모델 종 애기7,,1617에 (서) 특히 다양 한 식물 종, 꽃과 배아 개발 특성화를 수행 하고있다.
꽃 발달의 이른 현미경 분석 시간이 걸리는 샘플 처리 및 파라핀 또는 수 지를 포함, 단면, 등 기법, 결합 빛 또는 전자 현미경 관찰에 근거 했다. 이러한 전통적인 현미경 기술은 돌연변이, 제자리에서 교 잡에 의해 RNA의 지역화 또는 단백질의 면역 검출의 현미경 분석 등 분자 유전자 조사와 함께에서 자주 사용 했다. 넓은 필드와 공초점 형광 현미경 검사 법, 최신의 3 차원 전산 이미지 분석 및 최소 처리 전체 산 표본에 사용 될 수 있는 분자 방법의 지속적인 세련미에에서 최근 진행 상황에 대 한 필요를 주도하 고 있다 효율적이 고 최소 샘플 처리 기술 정량 분석을 우선적으로 받을. 최근 몇 년 동안, 상당한 진행이 했다 전체-산 동물 표본에 개간 기술 개발. 그들은 렌더링 샘플 투명 수성 우 레 아 또는 설탕 기반 약 (예를 들어, 규모, SeeDB, 큐빅)을 사용 하 여18,,1920, 또는 선택적으로 후 (SDS 세제를 사용 하 여) 하는 지질을 제거 하 여 안정적인 hydrogels;에 샘플 포함 지질 제거 될 수 있다 수동 확산에 의해 달성 (예를 들어, 선명도 프로토콜21, 협정-동위-바퀴22수정) 또는 전기 이동 법 (원래 선명도 프로토콜23 , 법-프레스 토24)으로 적극적으로. 이 빠른 진행에 의해 격려 해, 일부 파생된 기술도 등장 하고있다 식물에 사용 하기 위해.
애기모델에 초점을 맞춘이 방법 종이, 우리 꽃 봉 오리, 꽃, 그리고 젊은 siliques의 적절 한 해 부와 다양 한 얼룩에 대 한 전체-마운트 샘플의 비운에 대 한 절차 및 사용 하 여 관찰 절차 설명 클래식 또는 최근 SDS 기반 개간 방법. 전 분, callose, 및 chromatin는 얼룩이 지기에 대 한 예제는 주어진 다. 이러한 절차 개선 및 적응 다른 종이 함께 사용 될 때 추가 해야 할 수도 있습니다, 하지만 그들은 많은 연구 프로젝트의 출발점은이 간단 하지만 중요 한 방법에 추가 연구를 위한 무대를 설정 됩니다 바랍니다.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Reagents and Materials&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Scharlau</td><td>ET00102500</td><td></td></tr><tr><td>Acetic Acid</td><td>Applichem</td><td>A3686,2500</td><td>100% Molecular biology grade</td></tr><tr><td>Glacial Acetic Acid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>320099</td><td>Molecular Biology Grade</td></tr><tr><td>Methanol</td><td>Scharlau</td><td>ME03062500</td><td></td></tr><tr><td>Formaldehyde Solution</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F1635</td><td></td></tr><tr><td>Propionic acid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>81910-250 ml</td><td></td></tr><tr><td>Chloral hydrate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>15307</td><td></td></tr><tr><td>Glycerol</td><td>Roth</td><td>3783.1</td><td></td></tr><tr><td>Gum arabic</td><td>Fluka</td><td>51198</td><td></td></tr><tr><td>Lactic acid</td><td>Fluka</td><td>69773</td><td></td></tr><tr><td>Phenol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>77607-250ML</td><td>We used liquid phenol (use the density to find the required volume for your solution)</td></tr><tr><td>Clove oil</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C8392-100ML</td><td></td></tr><tr><td>Xylene</td><td>Roth</td><td>4436.1</td><td></td></tr><tr><td>Iodine</td><td>Fluka</td><td>57665</td><td></td></tr><tr><td>Potassium iodide</td><td>Merck</td><td>5043</td><td></td></tr><tr><td>Malachite Green</td><td>Fluka</td><td>63160</td><td></td></tr><tr><td>Fuchsin acid</td><td>Fluka</td><td>84600</td><td></td></tr><tr><td>Orange G</td><td>Sigma</td><td>7252</td><td></td></tr><tr><td>Sodium Dodecyl Sulfate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>L3771</td><td>Molecular Biology Grade</td></tr><tr><td>Sodium hydroxide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>71690</td><td></td></tr><tr><td>Sodium di-Hydrogen Phosphate</td><td>Applichem</td><td>A1047,1000</td><td></td></tr><tr><td>Sodium phosphate dibasic</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S9763-1KG</td><td></td></tr><tr><td>Potassium phosphate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>04347</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Applichem</td><td>A2937,1000</td><td></td></tr><tr><td>Calcofluor</td><td>Sigma</td><td>F6259</td><td>Fluorescent brightener 28</td></tr><tr><td>Auramine</td><td>Chroma</td><td>10120</td><td></td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Sigma</td><td>D9542</td><td>toxic</td></tr><tr><td>Triton-X-100</td><td>Sigma</td><td>T8787</td><td></td></tr><tr><td>Aniline blue</td><td>Merck</td><td>1275</td><td></td></tr><tr><td>MS medium</td><td>Carolina</td><td>19-57030</td><td></td></tr><tr><td>Nutrient-rich substrate</td><td>Einheitserde</td><td>ED73</td><td></td></tr><tr><td>Watch maker&#039;s glass</td><td></td><td></td><td>No specific brand</td></tr><tr><td>15 ml falcon centrifuge tubes</td><td>VWR</td><td>62406-200</td><td></td></tr><tr><td>Dumond Forceps</td><td>Actimed</td><td>0208-5SPSF-PS</td><td></td></tr><tr><td>Forceps</td><td>DUMONT BIOLOGY</td><td>0108-5</td><td></td></tr><tr><td>Syringe</td><td>BD</td><td>BD Plastipak 300013</td><td>1 ml</td></tr><tr><td>Preparation needle</td><td>BD</td><td>BD Microlance 304000</td><td></td></tr><tr><td>Microscope slides</td><td>Thermo Scientific</td><td>10143562CE</td><td>cut edges</td></tr><tr><td>Coverslips</td><td>Thermo Scientific</td><td>DV40008</td><td></td></tr><tr><td>Humid box</td><td></td><td></td><td>A plastic box with damp paper towel and slide supports inside</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Solutions&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Fixatives&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Carnoy&#039;s (Farmer&#039;s) fixative</td><td></td><td></td><td>Absolute ethanol : glacial acetic acid, 3:1 (ml:ml)</td></tr><tr><td>Methanol/acetic acid fixative</td><td></td><td></td><td>50 % (v/v) methanol, 10 % (v/v) glacial acetic acid in deionized water</td></tr><tr><td>FPA50 fixative</td><td></td><td></td><td>Formalin, propionic acid, 50% ethanol; 5:5:90 (ml:ml:ml)</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Clearing solutions&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chloral hydrate/glycerol</td><td></td><td></td><td>Chloral hydrate : glycerol : water, 8:1:2 (g:ml:ml). Can be used for all flower developmental stages and for silique development with DIC microscopy. The best fixative is the formaline based FPA50</td></tr><tr><td>Modified Hoyer</td><td></td><td></td><td>Gum arabic 7.5 g, chloral hydrate 100 g, glycerol 5 ml , water 30 ml. Can be used for all flower developmental stages and for silique development with DIC microscopy. The best fixative is the formaline based FPA50</td></tr><tr><td>Herr&#039;s 4&amp;frac12; clearing fluid</td><td></td><td></td><td>Lactic acid, chloral hydrate, phenol crystals, clove oil, xylene; 2:2:2:2:1, by weight. Can be used for all flower developmental stages (especially for stamen development) and for silique development with DIC microscopy. The best fixative is the formaline based FPA50</td></tr><tr><td>SDS/NaOH solution</td><td></td><td></td><td>Mix-dilute the the SDS and the NaOH stock solution to 1% SDS / 0.2 N NaOH (10x dilution). For all stages of flower and silique developmental stages. The best fixative is the methano/acetic acid fixative; the other two fixatives can also be used. Can be combined with calcofluor, auramine, DAPI, and aniline blue staining solution.</td></tr><tr><td>SDS stock solution</td><td></td><td></td><td>10 % (w/v) sodium dodecyl sulphate. Dissolve 10 g sodium dodecyl sulphate in 80 ml deionized water and make up to 100 ml with deionized water.</td></tr><tr><td>NaOH stock solution</td><td></td><td></td><td>2 N NaOH solution: dissolve 4 g of NaOH in 40 ml of deionized water and make up to 100 ml with deionized water</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Combined clearing and staining solutions&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Herr&#039;s IKI-4&amp;frac12;</td><td></td><td></td><td>To a standard 4&amp;frac12; (9 g in total) add: 100 mg iodine, 500 mg potassium iodide. This clearing solution can be used for all flower developmental stages and for silique development, either for increasing contrast or for characterizing starch dynamics. Use FPA50 for structural analysis and Carnoy&#039;s fixative for quantitative starch analysis.</td></tr><tr><td>Alexander staining</td><td></td><td></td><td>Ethanol 95% 10ml, malachite green (1% in 95% EtOH) 1 ml, fuchsin acid (1% in ddH2O) 5ml, orange G (1% in ddH2O) 0.5ml, phenol 5g, chloral hydrate 5g, glacial acetic acid 2ml, glycerol 25ml . This clearing/staining alone or in combination with Herr&#039;s 4&amp;frac12; solution can be used to evaluate pollen abortion in flowers with mature and tricellular pollen grains. It&#039;s used on freshly harved non-fixed material.</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Staining solutions&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Calcofluor solution</td><td></td><td></td><td>Calcofluor 0.007% in water (g:ml). Originally used as an optical brightner. Can be used for staining cellulose, carboxylated polysaccharides and callose in cell walls. Frequently used to stain the intine of the pollen grain. All three fixatives can be used with this solution.</td></tr><tr><td>Auramine solution</td><td></td><td></td><td>Auramine 0.01% in water (g:ml). This lipophilic fluorscent dye can be used for staining cuticles, cutin, and exine among others. All three fixatives can be used with this solution</td></tr><tr><td>Calcofluor-Auramine mixture</td><td></td><td></td><td>Auramine solution : Calcofluor solution, 3:1. Can be used for a combined staining by both solutions. Other proportions can be assayed maintaining a smaller proportion of calcofluor with respect to auramine.</td></tr><tr><td>DAPI solution</td><td></td><td></td><td>DAPI 0.4 ug/ml, 0.1 M sodium phosphate buffer (pH 7), 0.1% Triton-X-100, 1 mM EDTA. This solution can be used for staining chromosome spreads during male and female meiosis, and cell nuclei of any tissue. Frequently used for studying pollen grain development. Carnoy&#039;s and methanol/ acetic acid are the best fixatives for this solution. Formaldehyde-based fixatives such as FPA50 may interfere with the staining. Excitation in the UV and maximum emission around 461 nm.</td></tr><tr><td>Sodium phosphate buffer (0.1 M)</td><td></td><td></td><td>Proton receptor: 0.2 M Na2HPO4, proton donor: 0.2 M NaH2PO4, ratio proton donor / proton receptor: 1.364 ( for a pH 7)</td></tr><tr><td>Aniline blue solution</td><td></td><td></td><td>0.1% (w/v) aniline blue, 108 mM K3PO4 (pH 11), 2% glycerol. This solution can be used for staining callose and cellulose of many stages of development (e.g callose deposition in male and female terads, callose plugs in pollen tubes). Excitation in the UV and maximum emission around 455. It can also be excited at 514 nm with emission in the red for cell content staining.</td></tr></tbody></table>

whole-mount clearing and staining of arabidopsis flower organs and siliques

분자 유전자 연구에 대 한 강력한 도구, 인 애기 thaliana 식물 생물학으로 하 고, 특히, 식물 생식 생물학에서에서 가장 눈에 띄는 모델 종 중 하나입니다. 그러나, 식물 형태학, 해부학, 그리고 ultrastructural 분석 전통적으로 포함 포함 시간과 절차 밝은 필드, 스캐닝, 및 전자 현미경 단면. 공초점 형광 현미경 검사 법, 최신의 3 차원 전산 현미경 분석, 및 최소 처리 전체 산 표본에 사용 될 분자 기술의 지속적인 세련미에 최근 진행 상황에 대 한 수요 증가를 주도하 고 있다 효율적이 고 최소 샘플 처리 기술 개발. 이 프로토콜에서 우리 애기 꽃과 siliques, 기본 기술, 청소를 제대로 해 부에 대 한 기술 설명 그리고 일부 얼룩 절차 전체-마운트의 생식 구조 관찰.

애기 는 corymb (그림 1)에서 배열 하는 양성 꽃 inflorescences 베어링 Brassicacea 가족에 속한다. 각 꽃에는 4 개의 sepals, 4 개의 꽃잎, 6 예 (4 개의 길고 2 개의 짧은), 및 4 개의 동심 whorls25,26에 배열 두 선천적인 융합된 carpels (그림 1 층-H)로 구성 된 syncarpous gynoecium는 있다. <...

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Whole-mount Clearing and Staining of Arabidopsis Flower Organs and Siliques

전체-마운트 고 애기 꽃 기관 및 Siliques의 얼룩

이 프로토콜에서 우리 애기 꽃과 siliques, 몇 가지 기본적인 개간 기술의 적절 한 해 부에 대 한 기법을 설명 하 고 생식 구조의 전체 마운트 관측에 대 한 절차를 얼룩이 지기 선정.

Due to its formidable tools for molecular genetic studies, Arabidopsis thaliana is one of the most prominent model species in plant biology and, ...

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Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Whole-mount Clearing and Staining of Arabidopsis Flower Organs and Siliques

16.6K 조회수.  University of Zurich. 이 프로토콜에서 우리 애기 꽃과 siliques, 몇 가지 기본적인 개간 기술의 적절 한 해 부에 대 한 기법을 설명 하 고 생식 구조의 전체 마운트 관측에 대 한 절차를 얼룩이 지기 선정.

비디오: Whole-mount Clearing and Staining of Arabidopsis Flower Organs and Siliques

Live Confocal Imaging of Developing Arabidopsis Flowers

The study of plant growth and development has long relied on experimental techniques using dead, fixed tissues and lacking proper cellular resolution. Recent advances in confocal microscopy, combined with the development of numerous fluorophores, have overcome these issues and opened the possibility to study the expression of several genes simultaneously, with a good cellular resolution, in live samples. Live confocal imaging provides plant biologists with a powerful tool to study development, and has been extensively used to study root growth and the formation of lateral organs on the flanks of the shoot apical meristem. However, it has not been widely applied to the study of flower development, in part due to challenges that are specific to imaging flowers, such as the sepals that grow over the flower meristem, and filter out the fluorescence from underlying tissues. Here, we present a detailed protocol to perform live confocal imaging on live, developing Arabidopsis flower buds, using either an upright or an inverted microscope.

Live confocal imaging provides biologists with a powerful tool to study development. Here, we present a detailed protocol for the live confocal imaging of developing Arabidopsis flowers.

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The study of plant growth and development has long relied on experimental techniques using dead, fixed tissues and lacking proper cellular resolution. ...

연구

발생학

Inducible, Cell Type-Specific Expression in Arabidopsis thaliana Through LhGR-Mediated Trans-Activation

Inducible, tissue-specific expression is an important and powerful tool to study the spatio-temporal dynamics of genetic perturbation. Combining the flexible and efficient GreenGate cloning system with the proven and benchmarked LhGR system (here termed GR-LhG4) for the inducible expression, we have generated a set of transgenic Arabidopsis lines that can drive the expression of an effector cassette in a range of specific cell types in the three main plant meristems. To this end, we chose the previously developed GR-LhG4 system based on a chimeric transcription factor and a cognate pOp-type promoter ensuring tight control over a wide range of expression levels. In addition, to visualize the expression domain where the synthetic transcription factor is active, an ER-localized mTurquoise2 fluorescent reporter under control of the pOp4 or pOp6 promoter is encoded in driver lines. Here, we describe the steps necessary to generate a driver or effector line and demonstrate how cell type specific expression can be induced and followed in the shoot apical meristem, the root apical meristem and the cambium of Arabidopsis. By using several or all driver lines, the context specific effect of expressing one or multiple factors (effectors) under control of the synthetic pOp promoter can be assessed rapidly, for example in F1 plants of a cross between one effector and multiple driver lines. This approach is exemplified by the ectopic expression of VND7, a NAC transcription factor capable of inducing ectopic secondary cell wall deposition in a cell autonomous manner.

Inducible, Cell Type-Specific Expression in Arabidopsis thaliana Through LhGR-Mediated Trans-Activation

Here, we describe the generation and application of a set of transgenic Arabidopsis thaliana lines enabling inducible, tissue-specific expression in the three main meristems, the shoot apical meristem, the root apical meristem, and the cambium.

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Inducible, tissue-specific expression is an important and powerful tool to study the spatio-temporal dynamics of genetic perturbation. Combining the ...

유전학

Shootward Movement of CFDA Tracer Loaded in the Bottom Sink Tissues of Arabidopsis

The symplastic tracer 5(6)-carboxyfluorescein diacetate (CFDA) has been widely applied in living plants to demonstrate the intercellular connection, phloem transport and vascular patterning. This protocol shows bottom-to-top carboxyfluorescein (CF) movement in the Arabidopsis by using the root-cutting and the hypocotyl-pinching procedure respectively. These two different procedures result in different efficiencies of CF movement: about 91% appearance of CF in the shoots with the hypocotyl-pinching procedure, whereas only about 70% appearance of CF with the root-cutting procedure. The simple change of loading sites, resulting in significant changes in the mobile efficiency of this symplastic dye, suggests CF movement might be subject to the symplastic regulation, most probably by the root-hypocotyl junction.

Shootward Movement of CFDA Tracer Loaded in the Bottom Sink Tissues of Arabidopsis

The goal of this protocol is to show how to load the CFDA into different sites of the bottom parts of Arabidopsis. We then present the resulting distribution pattern of CF in the shoots.

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The symplastic tracer 5(6)-carboxyfluorescein diacetate (CFDA) has been widely applied in living plants to demonstrate the intercellular connection, ...

환경과학

Floral-dip Transformation of Arabidopsis thaliana to Examine pTSO2::&beta;-glucuronidase Reporter Gene Expression

The ability to introduce foreign genes into an organism is the foundation for modern biology and biotechnology. In the model flowering plant Arabidopsis thaliana, the floral-dip transformation method1-2 has replaced all previous methods because of its simplicity, efficiency, and low cost. Specifically, shoots of young flowering Arabidopsis plants are dipped in a solution of Agrobacterium tumefaciens carrying specific plasmid constructs. After dipping, the plants are returned to normal growth and yield seeds, a small percentage of which are transformed with the foreign gene and can be selected for on medium containing antibiotics. This floral-dip method significantly facilitated Arabidopsis research and contributed greatly to our understanding of plant gene function. In this study, we use the floral-dip method to transform a reporter gene, &beta;-glucuronidase (GUS), under the control of TSO2 promoter. TSO2, coding for the Ribonucleotide Reductase (RNR) small subunit3, is a cell cycle regulated gene essential for dNDP biosynthesis in the S-phase of the cell cycle. Examination of GUS expression in transgenic Arabidopsis seedlings shows that TSO2 is expressed in actively dividing tissues. The reported experimental method and materials can be easily adapted not only for research but also for education at high school and college levels.

Floral-dip Transformation of Arabidopsis thaliana to Examine pTSO2::&#946;-glucuronidase Reporter Gene Expression

This article illustrates the floral-dip method of Agrobacterium tumefaciens -mediated transformation of Arabidopsis thaliana. By introducing a cell-cycle regulated promoter-reporter, pTSO2::&beta;-glucuronidase (GUS), into Arabidopsis, we illustrates how one detects GUS reporter expression in transgenic seedlings.

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The ability to introduce foreign genes into an organism is the foundation for modern biology and biotechnology. In the model flowering plant Arabidopsis ...

생물학

An Efficient Clearing Protocol for the Study of Seed Development in Tomato (Solanum lycopersicum L.)

Tomato (Solanum lycopersicum L.) is one of the major cash crops worldwide. The tomato seed is an important model for studying genetics and developmental biology during plant reproduction. Visualization of finer embryonic structure within a tomato seed is often hampered by seed coat mucilage, multi-cell-layered integument, and a thick-walled endosperm, which needs to be resolved by laborious embedding-sectioning. A simpler alternative is to employ tissue clearing techniques that turn the seed almost transparent using chemical agents. Although conventional clearing procedures allow deep insight into smaller seeds with a thinner seed coat, clearing tomato seeds continues to be technically challenging, especially in the late developmental stages.
Presented here is a rapid and labor-saving clearing protocol to observe tomato seed development from 3 to 23 days after flowering when embryonic morphology is nearly complete. This method combines chloral hydrate-based clearing solution widely used in Arabidopsis with other modifications, including the omission of Formalin-Aceto-Alcohol (FAA) fixation, the addition of sodium hypochlorite treatment of seeds, removal of the softened seed coat mucilage, and washing and vacuum treatment. This method can be applied for efficient clearing of tomato seeds at different developmental stages and is useful in full monitoring of the developmental process of mutant seeds with good spatial resolution. This clearing protocol may also be applied to deep imaging of other commercially important species in the Solanaceae.

An Efficient Clearing Protocol for the Study of Seed Development in Tomato Solanum lycopersicum L.

The tomato seed is an important model for studying genetics and developmental biology during plant reproduction. This protocol is useful for clearing tomato seeds at different developmental stages to observe the finer embryonic structure.

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Tomato (Solanum lycopersicum L.) is one of the major cash crops worldwide. The tomato seed is an important model for studying genetics and developmental ...

Histochemical Staining of Arabidopsis thaliana Secondary Cell Wall Elements

Arabidopsis thaliana is a model organism commonly used to understand and manipulate various cellular processes in plants, and it has been used extensively in the study of secondary cell wall formation. Secondary cell wall deposition occurs after the primary cell wall is laid down, a process carried out exclusively by specialized cells such as those forming vessel and fiber tissues. Most secondary cell walls are composed of cellulose (40&#8211;50%), hemicellulose (25&#8211;30%), and lignin (20&#8211;30%). Several mutations affecting secondary cell wall biosynthesis have been isolated, and the corresponding mutants may or may not exhibit obvious biochemical composition changes or visual phenotypes since these mutations could be masked by compensatory responses. Staining procedures have historically been used to show differences on a cellular basis. These methods are exclusively visual means of analysis; nevertheless their role in rapid and critical analysis is of great importance. Congo red and calcofluor white are stains used to detect polysaccharides, whereas M&#228;ule and phloroglucinol are commonly used to determine differences in lignin, and toluidine blue O is used to differentially stain polysaccharides and lignin. The seemingly simple techniques of sectioning, staining, and imaging can be a challenge for beginners. Starting with sample preparation using the A. thaliana model, this study details the protocols of a variety of staining methodologies that can be easily implemented for observation of cell and tissue organization in secondary cell walls of plants.

Histochemical Staining of Arabidopsis thaliana Secondary Cell Wall Elements

Plant cell wall composition varies between tissue types and can include lignin, cellulose, hemicelluloses, and pectin. Various staining techniques have been developed to visualize differences at the cell-type level. This paper is a compilation of commonly used cell wall staining techniques.

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Arabidopsis thaliana is a model organism commonly used to understand and manipulate various cellular processes in plants, and it has been used extensively ...

An Efficient Method for Quantitative, Single-cell Analysis of Chromatin Modification and Nuclear Architecture in Whole-mount Ovules in Arabidopsis

In flowering plants, the somatic-to-reproductive cell fate transition is marked by the specification of spore mother cells (SMCs) in floral organs of the adult plant. The female SMC (megaspore mother cell, MMC) differentiates in the ovule primordium and undergoes meiosis. The selected haploid megaspore then undergoes mitosis to form the multicellular female gametophyte, which will give rise to the gametes, the egg cell and central cell, together with accessory cells. The limited accessibility of the MMC, meiocyte and female gametophyte inside the ovule is technically challenging for cytological and cytogenetic analyses at single cell level. Particularly, direct or indirect immunodetection of cellular or nuclear epitopes is impaired by poor penetration of the reagents inside the plant cell and single-cell imaging is demised by the lack of optical clarity in whole-mount tissues.
Thus, we developed an efficient method to analyze the nuclear organization and chromatin modification at high resolution of single cell in whole-mount embedded Arabidopsis ovules. It is based on dissection and embedding of fixed ovules in a thin layer of acrylamide gel on a microscopic slide. The embedded ovules are subjected to chemical and enzymatic treatments aiming at improving tissue clarity and permeability to the immunostaining reagents. Those treatments preserve cellular and chromatin organization, DNA and protein epitopes. The samples can be used for different downstream cytological analyses, including chromatin immunostaining, fluorescence in situ hybridization (FISH), and DNA staining for heterochromatin analysis. Confocal laser scanning microscopy (CLSM) imaging, with high resolution, followed by 3D reconstruction allows for quantitative measurements at single-cell resolution.

An Efficient Method for Quantitative, Single-cell Analysis of Chromatin Modification and Nuclear Architecture in Whole-mount Ovules in Arabidopsis

We provide here an efficient and reliable protocol for immunostaining, Fluorescence in&#160;situ Hybridization, DNA staining followed by quantitative, high-resolution imaging in whole-mount Arabidopsis thaliana ovules. This method was successfully used to analyze chromatin modifications and nuclear architecture.

전체 마운트 난자에있는 염색질 수정 및 핵 구조의 정량, 단일 세포 분석을위한 효율적인 방법<em&gt; 애기 장대</em

In flowering plants, the somatic-to-reproductive cell fate transition is marked by the specification of spore mother cells (SMCs) in floral organs of the ...

High Resolution Quantification of Crystalline Cellulose Accumulation in Arabidopsis Roots to Monitor Tissue-specific Cell Wall Modifications

Plant cells are surrounded by a cell wall, the composition of which determines their final size and shape. The cell wall is composed of a complex matrix containing polysaccharides that include cellulose microfibrils that form both crystalline structures and cellulose chains of amorphous organization. The orientation of the cellulose fibers and their concentrations dictate the mechanical properties of the cell. Several methods are used to determine the levels of crystalline cellulose, each bringing both advantages and limitations. Some can distinguish the proportion of crystalline regions within the total cellulose. However, they are limited to whole-organ analyses that are deficient in spatiotemporal information. Others relying on live imaging, are limited by the use of imprecise dyes. Here, we report a sensitive polarized light-based system for specific quantification of relative light retardance, representing crystalline cellulose accumulation in cross sections of Arabidopsis thaliana roots. In this method, the cellular resolution and anatomical data are maintained, enabling direct comparisons between the different tissues composing the growing root. This approach opens a new analytical dimension, shedding light on the link between cell wall composition, cellular behavior and whole-organ growth.

High Resolution Quantification of Crystalline Cellulose Accumulation in Arabidopsis Roots to Monitor Tissue-specific Cell Wall Modifications

Crystalline cellulose is an important constituent of the plant cell wall. However, its quantification at a cellular resolution is technically challenging. Here, we report the use of polarized light technology and root cross sections to obtain information of cell wall composition at a spatiotemporal resolution.

에서 결정 셀룰로오스 축적의 높은 해상도 정량<em&gt; 애기 장대</em&gt; 뿌리 조직 특이 세포 벽 수정을 모니터링하는

Plant cells are surrounded by a cell wall, the composition of which determines their final size and shape. The cell wall is composed of a complex matrix ...

Optical Clearing of Plant Tissues for Fluorescence Imaging

It is challenging to directly observe the internal structure of multi-layered and opaque plant specimens, without dissection, under a microscope. In addition, autofluorescence attributed to chlorophyll hampers the observation of fluorescent proteins in plants. For a long time, various clearing reagents have been used to make plants transparent. However, conventional clearing reagents diminish fluorescent signals; therefore, it has not been possible to observe the cellular and intracellular structures with fluorescent proteins. Reagents were developed that can clear plant tissues by removing chlorophyll while maintaining fluorescent protein stability. A detailed protocol is provided here for the optical clearing of plant tissues using clearing reagents, ClearSee (CS) or ClearSeeAlpha (CSA). The preparation of cleared plant tissues involves three steps: fixation, washing, and clearing. Fixation is a crucial step in maintaining the cellular structures and intracellular stability of fluorescent proteins. The incubation time for clearing depends on the tissue type and species. In Arabidopsis thaliana, the time required for clearing with CS was 4 days for leaves and roots, 7 days for seedlings, and 1 month for pistils. CS also required a relatively short time of 4 days to make the gametophytic leaves of Physcomitrium patens transparent. In contrast, pistils in tobacco and torenia produced brown pigment due to oxidation during CS treatment. CSA reduced the brown pigment by preventing oxidation and could make tobacco and torenia pistils transparent, although it took a relatively long time (1 or 2 months). CS and CSA were also compatible with staining using chemical dyes, such as DAPI (4',6-diamidino-2-phenylindole) and Hoechst 33342 for DNA and Calcofluor White, SR2200, and Direct Red 23 for the cell wall. This method can be useful for whole-plant imaging to reveal intact morphology, developmental processes, plant-microbe interactions, and nematode infections.

Here, a method is described for making plant tissues transparent while maintaining the stability of fluorescent proteins. This technique facilitates deep imaging of cleared plant tissues without physical sectioning.

형광 이미징을 위한 식물 조직의 광학 클리어링

It is challenging to directly observe the internal structure of multi-layered and opaque plant specimens, without dissection, under a microscope. In ...

Combining Clearing and Fluorescence Microscopy for Visualising Changes in Gene Expression and Physiological Responses to Plasmodiophora brassicae

Infection of Brassica crops by the soilborne protist Plasmodiophora brassicae leads to gall formation on the underground organs. The formation of galls requires cellular reprogramming and changes in the metabolism of the infected plant. This is necessary to establish a pathogen-oriented physiological sink toward which the host nutrients are redirected. For a complete understanding of this particular plant-pathogen interaction and the mechanisms by which host growth and development are subverted and repatterned, it is essential to track and observe the internal changes accompanying gall formation with cellular resolution. Methods combining fluorescent stains and fluorescent proteins are often employed to study anatomical and physiological responses in plants. Unfortunately, the large size of galls and their low transparency act as major hurdles in performing whole-mount observations under the microscope. Moreover, low transparency limits the employment of fluorescence microscopy to study clubroot disease progression and gall formation. This article presents an optimized method for fixing and clearing galls to facilitate epifluorescence and confocal microscopy for inspecting P. brassicae-infected galls. A tissue-clearing protocol for rapid optical clearing was used followed by vibratome sectioning to detect anatomical changes and localize gene expression with promoter fusions and reporter lines tagged with fluorescent proteins. This method will prove useful for studying cellular and physiological responses in other pathogen-triggered structures in plants, such as nematode-induced syncytia and root knots, as well as leaf galls and deformations caused by insects.

Combining Clearing and Fluorescence Microscopy for Visualising Changes in Gene Expression and Physiological Responses to Plasmodiophora brassicae

The present protocol describes an optimized method for the histological observation of galls induced by Plasmodiophora brassicae. Vibratome sections of hypocotyls are cleared before fluorescence imaging to study the involvement of transcription factors and phytohormones during disease progression. This protocol overcomes resin embedding limitations, enabling in planta visualization of fluorescent proteins.

Plasmodiophora brassicae에 대한 유전자 발현 및 생리적 반응의 변화를 시각화하기 위해 투명화와 형광 현미경을 결합

Infection of Brassica crops by the soilborne protist Plasmodiophora brassicae leads to gall formation on the underground organs. The formation of galls ...

전체-마운트 고 애기 꽃 기관 및 Siliques의 얼룩

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