이 작품은 국립 자연 과학 재단의 중국 (보조금 번호 31400936, 31460260)에 의해 지원 되었다, 자연 과학 재단의 장시 성 중국 (20171BAB215020). 우리는 또한이 작업을 지원 하기 위한 난창 대학과 런던 퀸 메리 대학 간의 공동 프로그램을 감사 합니다.

여기에 설명 된 모든 방법은 동물 관리 및 사용 위원회의 남 창 대학에 의해 승인 되었습니다가지고.
1. 장비를 조립 하 고는 톰을 연결
<ol><li>디자인 요구 사항 (보충 그림 1) 당 매개 변수.</li>
	<li>아크릴 보드 제조에 현지 공장에 매개 변수를 제출 합니다.</li>
	<li>순서 대로 모든 부품을 조립: 클로 프롬을 사용 하 여 결합 7 상업 아크릴 보드 탱크로 섹션 채널 및 물 목욕 (그림 1). 주의: 클로 프롬 때 그것은 빛과 산소 독성 물질을 생성 합니다. 증기 두건에서 장치를 조립 한다.</li>
	<li>아크릴 보드 #1 (그림 2A, 화살촉)에 구멍을 통해 전기 요소를 설치 합니다.</li>
	<li>온도 컨트롤러를 설치 하는 전기 드릴을 사용 하 여 #2 아크릴 보드에 작은 구멍을 만들고 온도 검출기 (그림 2A, 화살표)를 설치 합니다. 탱크 (그림 2A)에 디지털 온도 조절기를 설치 합니다. 참고: 온도 검출기는 수 면 아래 1 cm 이내 이어야 한다.</li>
	<li>전원에 대 한 액세스를 제공 하려면 장비를 켜기 전에 24 V는 전압을 조정 합니다.</li>
	<li>톰에서 섹션 쓰레기 트레이 제거 합니다.</li>
	<li>중립 실리콘 실 란 트 (그림 2B)와 톰 블레이드 홀더를 가진 섹션 채널을 연결 합니다. 참고: 오래 된 잎은 쉽게 교체할 수 있도록 블레이드 상단 위에 중립 실리콘 실 란 트를 얼룩 하지 마십시오.</li>
	<li>클로 프롬 및 중립 실리콘 실 란 트 시간을 강화 하기 위해 하룻밤 건조.</li>
	<li>블레이드 블레이드 홀더를 설치 합니다. 물 목욕 (그림 2C)에 물을 붓으십시오. 수 면 그냥 블레이드 (그림 2D, 화살표 머리)의 상단을 터치 한다.</li>
</ol>2. 파라핀 단면
참고: 파편은 종종 왁 스 블록 및 수 면의 위쪽 또는 아래쪽 가장자리에 누적 될. 이 파편 정기적으로 삭제 해야 합니다.
<ol><li>
전통적인 파라핀10단면을 수행 합니다.
	<ol>
<li>로타리 톰에 파라핀 포함 견본을 클램프과 블레이드 홀더에 블레이드를 놓습니다.</li>
		<li>수동 핸들을 표본 섹션.</li>
		<li>38.5 ° C 따뜻한 물 목욕을 sectioned 파라핀 리본을 전송 합니다.</li>
		<li>현미경에 섹션 전개 후 물 표면에서 슬라이드를 선택 합니다.</li>
		<li>하룻밤 건조 오븐에서 42 ° C에 슬라이드.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
향상 된 파라핀 단면 (그림 3)
	<ol>
<li>장치를 켭니다.</li>
		<li>온도 감지 스위치 히터를 열고 40.0 ° C에 미리 따뜻한 물에 1 시간을 38.0 ° C 사이의 대상된 온도 설정 합니다.</li>
		<li>파라핀 포함; 인수 파라핀 블록 수정 그리고 톰의 카세트 클램프에는 파라핀 블록을 놓고 그것을 자물쇠. 참고: 파라핀 블록의 뛰어난 및 하 부 테두리 섹션 리본 호를 형성 하 고 좁은 섹션 채널을 통해 흐름 수 없습니다 되기에서 방지 하기 위해 가로 수정할 수 합니다.</li>
		<li>신속 하 게 절단 두꺼운 섹션으로 샘플을 접근 한다.</li>
		<li>적합 한 섹션 두께 (성인 쥐 두뇌, 성인 마우스 신장, 및 태아 마우스 두뇌 10 µ m, zebrafish 눈 4 µ m)를 조정 합니다. 수동 핸들으로 바뀌고 섹션 섹션 채널 및 목욕에 자동으로 입력 합니다.</li>
		<li>느리고 균일 한 절삭 스트로크 (그림 3A)에 견본 섹션. 참고: 첫 번째 섹션의 Thethickness는 몇 분 동안 중지 되는 수동 핸들 변경 될 것입니다. 일회용 블레이드 섹션 연속 긁힌 자국이 있을 때 대체 되어야 한다.</li>
		<li>(그림 3B, 3c) 라인에서 떠 목욕 실로 섹션 안내. 참고: 경우 head 섹션 챔버 벽에 고착, 부동을 브러시 가이드를 사용 합니다.</li>
		<li>현미경 슬라이드에 섹션을 준수 합니다. 섹션 후 완전히 물 목욕, 핀셋으로 별도 여러 섹션에에서 전개. 다음 그들에서 픽업 현미경 슬라이드 (그림 3D)에 물 목욕. 참고: 섹션 해야 선택 됩니다 물 목욕의 후부에서 섹션 채널 및 물 목욕의 앞쪽에 아직 되지 것입니다 완전히 펼친 대로.</li>
		<li>밤새 42 ° C 오븐에서 그들을 배치 하 여 슬라이드를 건조. 슬라이드 다음 저장할 수 있습니다 실 온에서 무기한.</li>
	</ol>
</li>
	<li>개선된 방법8의 평가 위해 얼룩이 지는 Hematoxylin 오신 (그)를 사용 합니다.</li>
</ol>

<ol><li>Chung, K., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23722210">CLARITY for mapping the nervous system.</a> Nature Methods. 10 (6), 508-513 (2013).</li>
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<li>Venegas-Pino, D. E., Banko, N., Khan, M. I., Shi, Y., Werstuck, G. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+Analysis+and+Characterization+of+Atherosclerotic+Lesions+in+the+Murine+Aortic+Sinus%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Quantitative Analysis and Characterization of Atherosclerotic Lesions in the Murine Aortic Sinus.</a> Journal of Visualized Experiments. (82), e50933(2013).</li>
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</ol>

저자는이 장치에 대 한 특허를가지고 하 고 아무 경쟁 관심사를 선언 합니다.

파라핀 섹션 형태를 개선 하 고 기존의 파라핀 단면 동안 시간을 낭비의 문제를 해결, 우리는 향상 된 파라핀 단면 절단 및 전개 방법을 만들었습니다. 이 향상 된 방법은 간단한 장비 섹션 채널, 물 목욕, 온도 감지 스위치 히터에 의존 합니다. 섹션 리본 섹션 채널을 통해 물 목욕을 입력 하 고 자동으로 절단 하는 동안 펼쳐져. 따라서,이 방법은 파라핀 품질과 효율성, 파라핀 성인 마우스 해 마, ?...

형태학 연구 생물학 연구에서 중요 하다입니다. 새로운 기술 얼룩 뒤에 그들의 목표는 전체 조직 또는 생물1,2,3, 얇은 섹션으로는 시료를 절단에서 직접 관찰 하는 연구를 허용 했다, 남아 있다 기본 메서드 fornot 유일한 조직 형태 뿐만 아니라 조직에서 직접 대상으로 하는 단백질. 가벼운 현미경 검사 법 사용 하 여 세 가지 섹션 유형: 파라핀, 냉동, 그리고 semithin. 비록 cryosectioning 조직 antigenicity을 보호 하는 것이 일반적 이며 견본 준비는 간단 하다, 가난 하 고 얇은 단면4,5에 대 한 부적 절 한 유지 조직 형태가 이다. 파라핀 단면 전시 잘 보존 된 형태에 대 한 가장 자주 사용 되는 방법입니다. 표본은 완전히 탈수 하 고 왁 스에 포함 된, 파라핀 블록 무기한으로 저장할 수 있습니다. 또한, 파라핀 단면 얇은 섹션 추가 실험에서 생물학 프로브 액세스를 개선 하 고 셀 레이어 오버레이 Z 방향으로 감소 생산 합니다.
그러나, 전통적인 파라핀 단면 지루한 이며 연산자 기술 요구. 파라핀 섹션에는 고정, 탈수, 포함, 절단, 그리고 떠 받 다. 중요 한 것은, 물 목욕을 칼 홀더에서 섹션 리본 전송은 필요 하지만 어려운 주니어 연산자에 대 한입니다. 건조 한 공기에 (서) 특히 섹션 리본 정전기 때문 트위스트 것과 따뜻한 물 표면에 전개 하기 어렵습니다. 섹션을 개선 하기 위해 품질, 얼음 물에 immersing 또는 톰 근처 가습기로 습도 올리는 왁 스 블록을 냉각 톰 블레이드 가공 패스 사이의 노출 된 조직 표면에 보습6,7 권장 . 파라핀 단면을 개선 하기 위한 새로운 방법 등 하이브리드 파라핀 포함, cryosectioning8, 상업 섹션 전송 시스템 지원9. 비록 이러한 방법을 부분적으로 파라핀을 개선 속도 품질, 단면 그들은 단면 훨씬 더 복잡 하 고, 만들고 상업 섹션 전송 시스템은 비싼.
이 프로토콜을 로타리 톰의 블레이드 홀더에 연결 될 수 있는, 저렴 한 간단 하 고 유연한 장비 단계를 만드는 방법을 보여 줍니다. 이 장비는 구성 섹션 채널, 물 목욕, 온도 감지 스위치 히터. 절단 후, 섹션의 수십 섹션 채널을 흘러 하 고 따라서 자동으로 펼쳐지고 직접 물 목욕을 입력 합니다. 이 파라핀 단면 효율을 향상 하 고이 기술을 더 편리 하 게. 이 방법, 더 성인 마우스 hippocampal 섹션, 성인 마우스 신장 섹션, 배아 15.5 일 된 (E15.5) 마우스 뇌 섹션, 및 섹션 짧은 시간에 수확 하 고 형태학 상으로 더 온전 하 게 남아 있었다 성인 zebrafish 눈을 사용 하 여. 이 메서드는 또한 가속된 파라핀 섹션 구별의 손실을 피하 면 서 단면 필요로 하는 다른 조직 샘플에 대 한 사용할 수 있습니다.

<table><tbody><tr><td>Incubator</td><td>Boekel Scientific</td><td>133000-2</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol&amp;nbsp;</td><td>Sinopharm Chemical Reagent Co.,Lid</td><td>64-17-5</td><td></td></tr><tr><td>Xylene&amp;nbsp;</td><td>Sinopharm Chemical Reagent Co.,Lid</td><td>1330-20-7</td><td></td></tr><tr><td>Paraplast</td><td>Leica</td><td>39601006</td><td></td></tr><tr><td>Heated Paraffin Embedding Module</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Commercial acrylic board</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Trichloromethane</td><td>Sinopharm Chemical Reagent Co.,Lid</td><td>67-66-3</td><td></td></tr><tr><td>Tubular electric heating element(12 V 200 W)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Temperature controller(12 V 120 W)</td><td>Mingsuo</td><td>XH-W3002</td><td></td></tr><tr><td>Rotary microtome&amp;nbsp;</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Neutral silicone sealant</td><td></td><td></td><td>Link the water channel with the microtome knife holder</td></tr><tr><td>Voltage transformer</td><td>Dearll</td><td>S-250-12</td><td></td></tr><tr><td>Disposable blade</td><td>Accu-Edge</td><td>4689</td><td></td></tr><tr><td>Hematoxylin</td><td>Baso Diagnostics Inc.</td><td>BA-4025</td><td></td></tr><tr><td>Eosin&amp;nbsp;</td><td>Baso Diagnostics Inc.</td><td>BA-4025</td><td></td></tr><tr><td>Microslide</td><td>Sail Brand</td><td>7105</td><td></td></tr><tr><td>Neutral balsam</td><td>Sinopharm Chemical Reagent Co.,Lid</td><td>10004160</td><td></td></tr><tr><td>Coverslip&amp;nbsp;</td><td>Citoglas</td><td>10212424C</td><td></td></tr><tr><td>Microscope</td><td>Carl Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hydrochloric acid</td><td>Xilong Chemical</td><td>7647-01-0</td><td></td></tr><tr><td>Water bath for paraffin sections</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>HistoCore Arcadia C&amp;nbsp;- Cold Plate</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>paraffin repellent spray&amp;nbsp;</td><td>Thermo Scientific</td><td>9990420</td><td></td></tr></tbody></table>

the cutting and floating method for paraffin-embedded tissue for sectioning

파라핀 끼워 넣어진 조직의 단면 조직학 및 병 리에 널리 사용 됩니다. 그러나, 그것은 지루한입니다. 이 방법을 개선 하기 위해, 여러 상업 회사 유체 물을 사용 하 여 복잡 한 섹션 전송 시스템을 고안 했다. 단순화 하기 위해이 기술을, 우리가 만든 결합 절단 및 간단한 항 온 챔버; 내 부동 수 제 장비를 사용 하 여 간단한 방법 따라서, 섹션 자동으로 물 표면에 물 목욕을 입력합니다. 성인 쥐 두뇌, 성인 마우스 신장, 배아 마우스 두뇌, 및 성인 zebrafish 눈에서 해 마는 비교에 대 한 전통적인 파라핀 단면 및 제시 방법 모두를 사용 하 여 절단 했다. 통계 분석이 보여줍니다 우리의 개선된 방법 시간을 저장 하 고 높은 품질 섹션을 생산. 또한, 짧은 시간에 전체 견본의 파라핀 단면 주니어 연산자에 대 한 쉽습니다.

개선된 방법 그대로 파라핀 섹션의 수를 증가 했다. 성인 마우스 hippocampal 조직, 성인 마우스 신장, 배아 마우스 두뇌, 그리고 zebrafish 눈에이 새로운 방법을 테스트 했습니다. 물 탱크에 추가 되었다 그리고 40.0 ° c 38.0 ° C 사이 수 온 유지 되었다 순차적으로 준비 후 조직 샘플, 그들은 구분 하 고 기존의 단면에 비해 했다. 새로운 메서드는 섹션 손실을 피할 하 고 성인 마우...

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The Cutting and Floating Method for Paraffin-embedded Tissue for Sectioning

절단 및 파라핀 끼워 넣어진 조직 단면에 대 한 부동 방법

여기, 선물이 파라핀 단면 개선 하는 프로토콜. 이 메서드는 절단 하 고 종래의 방법에 필요한 전송 프로세스를 피하기 위해 간단한 온도 챔버를 사용 하 여 부동을 결합 합니다. 그 결과, 효율과 그대로 파라핀 섹션 수가 크게 개선 했다.

Sectioning of the paraffin-embedded tissue is widely used in histology and pathology. However, it is tedious. To improve this method, several commercial ...

the-cutting-floating-method-for-paraffin-embedded-tissue-for

Research

JoVE Journal

Neuroscience

18.3K 조회수.  Nanchang University. 여기, 선물이 파라핀 단면 개선 하는 프로토콜. 이 메서드는 절단 하 고 종래의 방법에 필요한 전송 프로세스를 피하기 위해 간단한 온도 챔버를 사용 하 여 부동을 결합 합니다. 그 결과, 효율과 그대로 파라핀 섹션 수가 크게 개선 했다.

비디오: The Cutting and Floating Method for Paraffin-embedded Tissue for Sectioning

Thin Sectioning of Slice Preparations for Immunohistochemistry

Many investigations in neuroscience, as well as other disciplines, involve studying small, yet macroscopic pieces or sections of tissue that have been preserved, freshly removed, or excised but kept viable, as in slice preparations of brain tissue.  Subsequent microscopic studies of this material can be challenging, as the tissue samples may be difficult to handle.  Demonstrated here is a method for obtaining thin cryostat sections of tissue with a thickness that may range from 0.2-5.0 mm.  We routinely cut 400 micron thick Vibratome brain slices serially into 5-10 micron coronal cryostat sections.  The slices are typically first used for electrophysiology experiments and then require microscopic analysis of the cytoarchitecture of the region from which the recordings were observed.  We have constructed a simple device that allows controlled and reproducible preparation and positioning of the tissue slice.  This device consists of a cylinder 5 cm in length with a diameter of 1.2 cm, which serves as a freezing stage for the slice.  A ring snugly slides over the cylinder providing walls around the slice allowing the tissue to be immersed in freezing compound (e.g., OCT).  This is then quickly frozen with crushed dry ice and the resulting  wafer  can be position easily for cryostat sectioning.  Thin sections can be thaw-mounted onto coated slides to allow further studies to be performed, such as various staining methods, in situ hybridization, or immunohistochemistry, as demonstrated here.

The present method allows reproducible cryostat sectioning of small, difficult-to-manage, tissue pieces, such as biopsies and brain slices. We utilize a simple aluminum freezing stage to facilitate handling of tissue and a standard cryostat to routinely produce 5-10 micron serial sections from 400 micron thick brain slices.

Immunohistochemistry에 대한 슬라이스 준비 씬 Sectioning

Many investigations in neuroscience, as well as other disciplines, involve studying small, yet macroscopic pieces or sections of tissue that have been ...

연구

생물학

Protocol for HER2 FISH Using a Non-cross-linking, Formalin-free Tissue Fixative to Combine Advantages of Cryo-preservation and Formalin Fixation

Morphologic assessment of formalin-fixed, paraffin-embedded (FFPE) tissue samples has been the gold standard for cancer diagnostics for decades due to its excellent preservation of morphology. Personalized medicine increasingly provides individually adapted and targeted therapies for characterized individual diseases enabled by combined morphological and molecular analytical technologies and diagnostics. Performance of morphologic and molecular assays from the same FFPE specimen is challenging because of the negative impact of formalin due to chemical modification and cross-linking of nucleic acids and proteins. A non-cross-linking, formalin-free tissue fixative has been recently developed to fulfil both requirements, i.e., to preserve morphology like FFPE and biomolecules like cryo-preservation. Since FISH is often required in combination with histopathology and molecular diagnostics, we tested the applicability of FISH protocols on tissues treated with this new fixative. We found that formalin post-fixation of histological sections of non-cross-linking, formalin-free and paraffin-embedded (NCFPE) breast cancer tissue generated equivalent results to those with FFPE tissue in human epidermal growth factor receptor 2 (HER2) FISH analysis. This protocol describes how a FISH assay originally developed and validated for FFPE tissue can be used for NCFPE tissues by a simple post-fixation step of histological sections.

Fluorescence in-situ hybridization (FISH) is often required in combination with histopathology and molecular diagnostics for selection of therapy in personalized medicine. A novel non-cross-linking, formalin-free tissue fixative that allows high quality morphologic, molecular and FISH analyses from the same specimen by addition of a post-fixation step before FISH is presented.

H e r 2에 대 한 프로토콜 Cryo 보전 및 포 르 말린 고정의 장점을 결합 하 여 크로스 연결 비, 포 르 말린-무료 조직 정착 액을 사용 하 여 물고기

Morphologic assessment of formalin-fixed, paraffin-embedded (FFPE) tissue samples has been the gold standard for cancer diagnostics for decades due to its ...

암 연구학

Paraffin Embedding and Thin Sectioning of Microbial Colony Biofilms for Microscopic Analysis

Sectioning via paraffin embedding is a broadly established technique in eukaryotic systems. Here we provide a method for the fixation, embedding, and sectioning of intact microbial colony biofilms using perfused paraffin wax. To adapt this method for use on colony biofilms, we developed techniques for maintaining each sample on its growth substrate and laminating it with an agar overlayer, and added lysine to the fixative solution. These optimizations improve sample retention and preservation of micromorphological features. Samples prepared in this manner are amenable to thin sectioning and imaging by light, fluorescence, and transmission electron microscopy. We have applied this technique to colony biofilms of Pseudomonas aeruginosa, Pseudomonas synxantha, Bacillus subtilis, and Vibrio cholerae. The high level of detail visible in samples generated by this method, combined with reporter strain engineering or the use of specific dyes, can provide exciting insights into the physiology and development of microbial communities.

We describe fixation, paraffin embedding, and thin sectioning techniques for microbial colony biofilms. In prepared samples, biofilm substructure and reporter expression patterns can be visualized by microscopy.

파라핀 포함 및 현미경 분석에 대 한 미생물 식민지 Biofilms의 얇은 단면

Sectioning via paraffin embedding is a broadly established technique in eukaryotic systems. Here we provide a method for the fixation, embedding, and ...

면역학 및 감염병학

Transplantation Into the Mouse Ovarian Fat Pad

Orthotopic transplantation assays in mice are invaluable for studies of cell regeneration and neoplastic transformation. Common approaches for orthotopic transplantation of ovarian surface and tubal epithelia include intraperitoneal and intrabursal administration of cells. The respective limitations of these methods include poorly defined location of injected cells and limited space volume. Furthermore, they are poorly suited for long-term structural preservation of transplanted organs. To address these challenges, we have developed an alternative approach, which is based on the introduction of cells and tissue fragments into the mouse fat pad. The mouse ovarian fat pad is located in the immediate vicinity of the ovary and uterine tube (aka oviduct, fallopian tube), and provides a familiar microenvironment for cells and tissues of these organs. In our approach fluorescence-labeled mouse and human cells, and fragments of the uterine tube are engrafted by using minimally traumatic dorsal incision surgery. Transplanted cells and their outgrowths are easily located in the ovarian fat pad for over 40 days. Long-term transplantation of the entire uterine tube allows correct preservation of all principle tissue components, and does not result in adverse side effects, such as fibrosis and inflammation. Our approach should be uniquely applicable for answering important biological questions such as differentiation, regenerative and neoplastic potential of specific cell populations. Furthermore, it should be suitable for studies of microenvironmental factors in normal development and cancer.

We describe an ovarian fad pad transplantation assay suitable for studies of normal and transformed epithelia of the female reproductive tract. The mouse fat pad allows transplantation of large tissue fragments, is easily accessible for surgery and imaging, and provides the most favorable native environment for tissues of M&#252;llerian origin.

마우스 난소 지방 패드 속으로 이식

Orthotopic transplantation assays in mice are invaluable for studies of cell regeneration and neoplastic transformation. Common approaches for orthotopic ...

의학

Establishment and Analysis of Tumor Slice Explants As a Prerequisite for Diagnostic Testing

Organotypic primary tissue explant cultures, which include precision-cut slices, represent the three-dimensional (3-D) tissue architecture as well as the multicellular interactions of native tissue. Tissue&#160;slices immediately cut from freshly resected tumors preserve spatial aspects of intratumor heterogeneity (ITH), thus making them useful surrogates of in vivo biology. Careful optimization of tissue slice preparation and cultivation conditions is fundamental for the predictive diagnostic potential of tumor slice explants. In this regard, murine models are valuable, as these provide a consistent flow of tumor material to perform replicate and reproducible experiments. This protocol describes the culturing of murine lung tumor-derived tissue slices using a rotating incubation unit, a system that enables intermittent exposure of tissues to oxygen and nutrients. Our previous work showed that the use of rotating incubation units improves the viability of tissue compared to other culture methods, particularly floating slices and stagnant filter supports. Here, we further show that slice thickness influences the viability of cultured slices, suggesting that optimization of slice thickness should be done for different tissue types. Pronounced ITH in relevant oncogenic functions, such as signaling activities, stromal cell infiltration or expression of differentiation markers, necessitates evaluation of adjacent tissue slices for the expression of markers altered by drug treatment or cultivation itself. In summary, this protocol describes the generation of murine lung tumor slices and their culture on a rotating incubation unit and demonstrates how slices should be systematically analyzed for the expression of heterogeneous tissue markers, as a prerequisite prior to drug response studies.

We provide a method for the generation, cultivation and systematic analysis of organotypic slices derived from murine lung tumors. We also describe how to optimize for slice thickness, and how to select drug concentrations to treat tumor slices.

설립 및 종양 조각의 분석 Explants 진단 테스트에 대 한 전제 조건으로

Organotypic primary tissue explant cultures, which include precision-cut slices, represent the three-dimensional (3-D) tissue architecture as well as the ...

Hybrid-Cut: An Improved Sectioning Method for Recalcitrant Plant Tissue Samples

Maintaining plant section integrity is essential for studying detailed anatomical structures at the cellular, tissue, or even organ level. However, some plant cells have rigid cell walls, tough fibers and crystals (calcium oxalate, silica, etc.), and high water content that often disrupt tissue integrity during plant tissue sectioning.
This study establishes a simple Hybrid-Cut tissue sectioning method. This protocol modifies a paraffin-based sectioning technique and improves the integrity of tissue sections from different plants. Plant tissues were embedded in paraffin before sectioning in a cryostat at -16 &#176;C. Sectioning under low temperature hardened the paraffin blocks, reduced tearing and scratching, and improved tissue integrity significantly. This protocol was successfully applied to calcium oxalate-rich Phalaenopsis orchid tissues as well as recalcitrant tissues such as reproductive organs and leaves of rice, maize, and wheat. In addition, the high quality of tissue sections from Hybrid-Cut could be used in combination with in situ hybridization (ISH) to provide spatial expression patterns of genes of interest. In conclusion, this protocol is particularly useful for recalcitrant plant tissue containing high crystal or silica content. Good quality tissue sections enable morphological and other biological studies.

This protocol describes a simple Hybrid-Cut tissue sectioning method that is useful for recalcitrant plant tissues. Good quality tissue sections enable anatomical studies and other biological studies including in situ hybridization (ISH).

하이브리드 컷 : 난 분해성 식물 조직 샘플에 대한 개선 단면 방법

Maintaining plant section integrity is essential for studying detailed anatomical structures at the cellular, tissue, or even organ level. However, some ...

Pancreatic Islet Embedding for Paraffin Sections

Experiments using isolated pancreatic islets are important for diabetes research, but islets are expensive and of limited abundance. Islets contain a mixed cell population in a structured architecture that impacts function, and human islets are widely variable in cell type composition. Current frequently used methods to study cultured islets include molecular studies performed on whole islets, lumping disparate islet cell types together, or microscopy or molecular studies on dispersed islet cells, disrupting islet architecture. For in vivo islet studies, paraffin-embedded pancreas sectioning is a powerful technique to assess cell-specific outcomes in the native pancreatic environment. Studying post-culture islets by paraffin sectioning would offer several advantages: detection of multiple outcomes on the same islets (potentially even the exact-same islets, using serial sections), cell-type-specific measurements, and maintaining native islet cell-cell and cell-substratum interactions both during experimental exposure and for analysis. However, existing techniques for embedding isolated islets post-culture are inefficient, time consuming, prone to loss of material, and generally produce sections with inadequate islet numbers to be useful for quantifying outcomes. Clinical pathology laboratory cell block preparation facilities are inaccessible and impractical for basic research laboratories. We have developed an improved, simplified bench-top method that generates sections with robust yield and distribution of islets. Fixed islets are resuspended in warm histological agarose gel and pipetted into a flat disc on a standard glass slide, such that the islets are distributed in a plane. After standard dehydration and embedding, multiple (10+) 4 - 5 &#181;m sections can be cut from the same islet block. Using this method, histological&#160;and immunofluorescent analyses can be performed on mouse, rat, and human islets. This is an effective, inexpensive, time-saving approach to assess cell-type-specific, intact-architecture outcomes from cultured islets.

Ex vivo pancreatic islet studies are important for diabetes research. Existing techniques to study cultured islets in their native 3-dimensional architecture are time consuming, inefficient, and infrequently used. This work describes a new, simple, and efficient method for generating high-quality paraffin sections of whole cultured islets.

췌 장 섬 파라핀 섹션에 대 한 포함

Experiments using isolated pancreatic islets are important for diabetes research, but islets are expensive and of limited abundance. Islets contain a ...

<meta charset="utf8"></head><body>낮은 폐사율과 최소한의 접착력을 가진 최적화된 얇은 자궁내막 마우스 모델

Establishing a Mouse Model of Thin Endometrium

Thin endometrium (TE) has been widely recognized as a critical cause of infertility. However, the pathogenesis of TE remains unclear, and satisfactory treatment options are still urgently needed. Several animal models of TE have been developed, but the mouse model involving abdominal surgery and injection of 95% ethanol presents a formidable challenge due to the high mortality rate and risk of intrauterine adhesions if not performed correctly. Here, we describe a detailed protocol that produces reliable and reproducible TE with a very low mortality rate and minimal intrauterine adhesions by injecting 95% ethanol into the mouse uterus with varying infusion times. The results showed that all of the mice successfully developed TE with infusion times ranging from 1-3 min, characterized by a typical reduction in endometrial thickness and the number of glands, as well as excessive endometrial fibrosis. These findings suggest that this mouse model is suitable for studying thin endometrium and can serve as a platform for developing future TE treatments.

<meta charset="utf8"></head><body>얇은 자궁내막의 마우스 모델 구축

This article describes a detailed protocol for producing a reliable and reproducible thin endometrium with a very low mortality rate and minimal intrauterine adhesions by injecting 95% ethanol into the mouse uterus within 1-3 min.

얇은 자궁내막의 마우스 모델 구축

Thin endometrium (TE) has been widely recognized as a critical cause of infertility. However, the pathogenesis of TE remains unclear, and satisfactory ...

절단 및 파라핀 끼워 넣어진 조직 단면에 대 한 부동 방법

요약

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H e r 2에 대 한 프로토콜 Cryo 보전 및 포 르 말린 고정의 장점을 결합 하 여 크로스 연결 비, 포 르 말린-무료 조직 정착 액을 사용 하 여 물고기

파라핀 포함 및 현미경 분석에 대 한 미생물 식민지 Biofilms의 얇은 단면

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설립 및 종양 조각의 분석 Explants 진단 테스트에 대 한 전제 조건으로

하이브리드 컷 : 난 분해성 식물 조직 샘플에 대한 개선 단면 방법

췌 장 섬 파라핀 섹션에 대 한 포함

얇은 자궁내막의 마우스 모델 구축

얇은 자궁내막의 마우스 모델 구축

얇은 자궁내막의 마우스 모델 구축