이 작품은 생물 의학 공학 및 기술 센터 (BioMET)에 의해 부분적으로 지원되었다; NIH (1U01HL116321) 및 (1R01HL142290) 및 미국 심장 협회 10SDG4030042 (GZ), 19POST3450156 (HCJ).

모든 동물 관리는 메릴랜드 볼티모어 대학과 기관 동물 관리 및 사용위원회의 승인 프로토콜의 지침에 따라했다.
1. 솔루션 준비
참고: 솔루션을 미리 준비합니다. 두 가지 유형의 기본 솔루션이 실험에 사용됩니다: (1) 목욕 상복부에 대한 생리식염수 용액(PSS)과 (2) 루멘 난투에 대한 타이로드의 솔루션. PSS의 pH를 유지하기 위해서는 CO2를 사용하여 연속 버블링이 필요합니다. HEPES 버퍼티로드의 용액은 기포가 내피 세포7을 손상시키고 흐름을 폐색하기 때문에 PSS 대신 루멘에서 사용됩니다.
<ol><li>PSS 솔루션: 표 1에서PSS 솔루션의 수식 및 구성을 참조하십시오. Ca2+-무료 및 포도당 없는 PSS 재고 솔루션의 10 L을 만들고 실온에서 보관하십시오. 1h 는 어떤 절차 전에, 5% CO2 (74% N 2 및 21% O2)로 스톡 용액의 1 L을 꺼내용 용액의 pH를 ~7.4로 유지한다. 포도당 1.8g과 1.8mL CaCl2 (1M 스톡)8을추가하십시오. 참고: pH가 ~7.4일 때만 부글부글 질한 후에만 Ca2+를 추가하면 Ca2+가 침전됩니다.</li>
	<li>Tyrode의 솔루션: 표 1에서Tyrode 솔루션의 수식 및 구성을 참조하십시오. 용액(0.22 μm)을 걸이면 향후 사용9를위해 4°C에 저장된다.</li>
	<li>BDM (2,3-부탄네디온 단음법)을 가진 Tyrode의 용액: 근구 세포의 수축을 방지하기 위해 가역적 인 myofilament 억제제로 BDM을추가합니다(10) 무게 600 mg BDM 과 에 추가 200 Tyrode의 솔루션의 mL. 완전히 용해될 때까지 BDM으로 솔루션을 저어줍니다. 더 이상 여과가 필요하지 않습니다.</li>
	<li>BDM을 포함하는 Tyrode의 용액을 4°C에 저장하여 향후 사용을 위해 사용합니다.</li>
</ol>2. 챔버 준비
<ol><li>제조업체가 제공한 지침에 따라 폴리디메틸실록산(PDMS)으로 해부 챔버와 실험 챔버를 미리 코팅합니다.</li>
	<li>BDM이 포함된 Tyrode의 용액으로 해부 챔버를 채웁니다.</li>
	<li>시술 전에 냉각기 1h를 켭니다. 온도를 4°C로 설정합니다.</li>
</ol>3. 캐뉼라 준비
<ol><li>마이크로파이펫 풀러를 켭니다. 제조업체의 지침에 따라 설정을 선택합니다.</li>
	<li>깨끗한 borosilicate 유리 튜브를 가져 가라 (사용되는 유리 튜브의 외부 및 내경은 각각 1.2mm와 0.69 mm이었다).</li>
	<li>U자형 플래티넘 가열 필라멘트가 있는 Sutter 파이펫 풀러의 홈 클램프에 유리 튜브를 삽입합니다.</li>
	<li>풀러를 활성화하여 긴 얇은 팁으로 각각 두 개의 캐뉼러를 생성합니다.</li>
	<li>각 캐뉼라의 끝을 해부 현미경으로 미세한 한 쌍의 가위를 사용하여 팁의 최종 직경을 100~ 150 μm 정도만 자른다.</li>
	<li>발사는 날카로운 가장자리를 약간 둥글게 절단 캐뉼라의 끝을 연마.</li>
	<li>끝에서 약 2mm 떨어진 샤프트 측면에 위치한 플래티넘 와이어(미세 제어로 가열)를 사용하여 샤프트를 따라 캐뉼라를 구부립니다. 캐뉼라의 굽힘의 각도는 약 45 °여야합니다.</li>
	<li>압력 근사 챔버의 홀더에 캐뉼라의 열린 끝을 삽입하고 피팅을 조입니다. 티로드의 솔루션으로 채워진 5mL 주사기를 피팅의 반대편에 연결합니다. 챔버에 장착된 미세 조작기에 캐뉼라를 연결합니다(그림 1 및 도 2참조).</li>
	<li>주사기(5mL)를 사용하여 티로드의 용액으로 캐뉼라를 채우고, 그것을 플러시하고, 기포의 튜브 와 커넥터를 세척합니다.</li>
	<li>캐뉼레이션 절차 전에, 주어진 흐름 범위(50 내지 300 μL/min, 그림 3)에걸쳐 캐뉼라 내부의 관류 압력을 측정합니다. 새 캐뉼라를 사용할 때만 그렇게 하십시오. 참고: 캐뉼라 내부의 관류 압력은 흐름에 비례하며 선형장착(도 3).</li>
</ol>4. 마우스 심장 추출
<ol><li>이소플루란과 산소의 탱크에 연결된 마취 상자에 C57BL/6 마우스(성관계, 8-16주 이전)를 넣습니다.</li>
	<li>산소 탱크를 켜고 이소플루란의 흐름을 시작합니다. 마우스가 완전히 마취 될 때까지 ~ 5 분 기다립니다.</li>
	<li>마취가 확립된 후, 마취 상자에서 마우스를 꺼내 헤파린 IP(복막 구멍, 360단위, 0.5mL/마우스)를 주입하여 혈관에서 혈전 형성을 피하십시오. 그런 다음 마우스를 마취 상자에 다시 넣습니다.</li>
	<li>헤파린을 주입한 후 10분 후, 마우스를 supine 자세로 가열된 침대로 옮기고 라벨링 테이프를 사용하여 발을 안정시합니다. 코 콘을 사용하여 이소플루란으로 마우스를 가득 차게 하십시오.</li>
	<li>마우스의 복부 피부를 집게로 다이어프램 위에 들어 올리고 수술 용 가위를 사용하여 다이어프램을 자르고 노출시합니다.</li>
	<li>다이어프램과 흉골을 잘라냅니다. 가슴을 엽니다.</li>
	<li>흉부 구멍에서 심장을 해부하고 등쪽 흉부 벽에 가능한 한 가깝게 절단합니다.</li>
	<li>30mM BDM이 들어 있는 얼음차가운 Tyrode의 용액에 하트를 넣습니다.</li>
	<li>폐와 같은 결합 조직을 제거하기 위해 심장을 청소하십시오.</li>
	<li>30mM BDM이 들어있는 Tyrode의 용액으로 채워진 미리 차가운 해부 챔버로 심장을 옮춥니다.</li>
</ol>5. 중격 동맥의 준비 및 캐누레이션
<ol><li>서보 펌프를 켭니다. 서보 펌프를 "흐름" 모드로 설정합니다. 튜브가 혈관 루멘을 견딜 수있는 Tyrode의 솔루션으로 채워질 때까지 고속으로 실행하십시오. 튜브에 거품이 없는지 확인하십시오. 그런 다음 속도를 낮춥춥습니다.</li>
	<li>심장을 PDMS에 고정하여 심장의 중간 부위에 손상을 피하십시오.</li>
	<li>오른쪽과 왼쪽 아리아를 모두 제거합니다. 오른쪽 심실을 열고 해부 현미경을 사용하여 오른쪽 심실 무료 벽을 제거합니다.</li>
	<li>중격 동맥을 노출하고 식별합니다. 격막 동맥 아래에 나일론 실(직경 30μm)을 놓고 향후 사용을 위해 느슨한 매듭을 묶습니다. 참고: 중격 동맥은 해부 현미경을 사용하여 쉽게 식별 할 수 있습니다. 중격 동맥은 대부분의 경우 오른쪽 관상 동맥에서 유래 중격에 주요 동맥입니다.</li>
	<li>미세 한 가위를 사용하여 왼쪽 심실 무료 벽을 제거합니다.</li>
	<li>캐뉼라가 배치된 실험 챔버로 유두 근육 제제를 옮김. 챔버는 BDM을 포함하는 Tyrode의 솔루션으로 채워져 있습니다. 이 챔버의 바닥은 PDMS의 얇은 (~2mm) 층으로 코팅됩니다.</li>
	<li>캐뉼라의 위치를 조정 (마이크로 조작기를 사용하여) 중격 동맥의 캐뉼레이션을 가능하게. 매듭을 조입니다.</li>
	<li>현미경 목표가 혈관의 명확한 보기를 가지고 있도록 챔버 바닥에 작은 핀을 사용하여 유두 근육을 확보. 캐뉼라의 각도와 위치에 주의를 기울이고 캐뉼라 끝이 동맥 벽에 평행하게 되어 있는지 확인하십시오.</li>
	<li>주사기에서 캐뉼라를 통해 용액을 점진적으로 추방하여 캐뉼레이션을 테스트합니다. 모든 요소가 제대로 작동하는 경우, 유두 근육의 잔류 혈액은이 과정의 시작 부분에 조직을 종료하고 티로드의 용액은 나중에 볼 수 있습니다.</li>
</ol>6. 준비의 안정화
<ol><li>슈퍼퓨전 용액을 제공하는 연동 펌프를 켭니다. 그런 다음 3-4 mL /분의 속도로 사전 가스 PSS로 목욕 준비를 지속적으로 압도합니다.</li>
	<li>슈퍼퓨전 용액의 온도 컨트롤러를 켭니다. 욕조의 온도를 ~35-37°C로 조정합니다.</li>
	<li>서보 펌프에 캐뉼라를 연결합니다. 압력 서보 컨트롤러에 표시되는 압력을 읽어보십시오.</li>
	<li>흐름과 압력을 모니터링합니다. 유동(μL/min) 및 동맥 관류 압력(mm Hg)은 디지털화되어 관련소프트웨어(그림 2)를사용하여 기록된다.</li>
	<li>흐름을 조정하여 압력을 ~10mmHg로 설정하고 ~10분 동안 실행합니다.</li>
	<li>동맥의 압력을 만들기 위해 발광 용액의 흐름을 증가 ~ 60 mmHg. 캐뉼라의 압력 강하를 빼서 동맥 자체의 최종 관류 압력을얻는다(도 3). 참고: 압력 서보 컨트롤러의 "압력" 모드를 선택하면 이러한 실험에 대해 발광 압력이 ~60mmHg로 설정됩니다. 그런 다음 흐름의 변화를 모니터링합니다.</li>
	<li>유량 및/또는 압력 수준을 모니터링하여 샘플이 ~30-60분 동안 안정화하도록 합니다. 동맥 압력의 점진적인 증가는 일반적으로 수분 후에 관류의 시작 부분에서 관찰됩니다. 새로운 정상 상태는 약 30 분(그림 4)에서자체적으로 확립됩니다.</li>
	<li>관류 압력이 안정화된 후(일정한 흐름에서) 실험을 시작합니다.</li>
</ol>7. 형광 태그밀-세균 아글루티닌 (WGA)으로 준비를 로드
<ol><li>100μg의 WGA를 티로드 솔루션 5mL에 추가하여 알렉사 플루오르-488을 포함하는 Tyrode의 솔루션을 준비하십시오.</li>
	<li>퍼퓨전을 일반 Tyrode의 용액에서 형광 태그WGA를 포함하는 것으로 조심스럽게 전환합니다. 거품이 도입되지 않도록 난파를 조심스럽게 전환하는 것이 중요합니다.</li>
	<li>WGA 관류의 ~30분 후 또는 WGA 용액이 다 소진되려고 할 때, 퍼서스래스를 다시 일반 티로드의 용액으로 변경합니다.</li>
</ol>8. 동맥과 모세 혈관의 공초점 이미징
<ol><li>Nipkow 디스크 공초점 현미경 시스템을 켭니다.</li>
	<li>현미경을 사용하여 송신광 모드에서 저전력 목표(4x)를 사용하여 중격 동맥을 찾습니다. 참고: 세막 동맥은 캐뉼라의 위치를 따라 위치할 수 있습니다.</li>
	<li>회전 디스크 공초점으로 공초점 이미징을 시작하고 488 nm 흥분 레이저, 40배 목표 배율 및 레이저 강도 및 샘플링 속도 조정(이미지 당 10 ~500ms)을 선택합니다.</li>
	<li>공초점 현미경에 대한 상부 및 하단 이미징 위치를 설정하여 이미징 범위를 정의하고 z 스택 이미징의 매개 변수를 입력합니다.</li>
	<li>사용 중인 시스템에 권장되는 단계 크기를 설정하거나 원하는 대로 단계 크기를 설정합니다.</li>
	<li>z 스택 설정 및/또는 타임시리즈 설정을 선택합니다.</li>
	<li>새 이미지를 저장하도록 새 폴더를 선택하거나 설정합니다.</li>
	<li>"실행"을클릭하여 향후 분석을 위한 이미징 녹화를 시작합니다(그림5).</li>
</ol>9. 예예 혈관 확장제 실험: 핀산틸리닐 유도 혈관 확장(비디오 1).
<ol><li>핀산산실 스톡 용액(DMSO 100mM)을 준비하고 4°C에 보관하십시오.</li>
	<li>티로드의 솔루션 10mL를 준비합니다. 핀산틸 스톡 용액 10μL을 추가하여 핀산틸100 μM의 최종 농도를 확인합니다.</li>
	<li>중격 동맥및 분기 동맥을 포함하는 낮은 배율 (4 배 목표)에서 유두 근육을 이미지.</li>
	<li>발광 용액을 핀산탈틸 함유 솔루션으로 전환합니다.</li>
</ol>10. 예용혈 조절 실험: 혈관 수축기 유도 동맥 관류 압력 증가 일정한 흐름(그림 6)
<ol><li>내피-1(ET-1) 스톡 용액(10 μM)을 준비하고 -20°C에 보관한다.</li>
	<li>티로드의 솔루션 10mL를 준비합니다. ET-1 스톡 용액(10μM)의 10μL을 추가하여 ET-1 10 nM의 최종 농도를 확인합니다.</li>
	<li>일정한 흐름으로 발광 압력을 기록하고 유두 근육을 이미지합니다.</li>
	<li>발광 솔루션을 ET-1 함유 솔루션으로 전환합니다.</li>
</ol>11. 회신구가 있는 모세관의 예 이미지(그림 7)
<ol><li>이 프로토콜의 섹션 4에 설명된 대로 NG2DredBAC 형질 전환 마우스를 희생한다.</li>
	<li>심장을 추출하고, 중격 동맥을 캐너리및 프로토콜 5-7 다음 의정서 5-7 다음 알렉사 플루오르-488 컨쥬게이드 WGA로 샘플을로드합니다.</li>
	<li>공초점을 사용하여 488 nm 및 560 nm 암과 510-525 nm, 575-625 nm 방출에서 유두 근육을 이미지합니다. 동맥 압력은 약 40 mmHg가 될 것입니다.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Zhao, G., Joca, H. C., Nelson, M. T., Lederer, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=ATP-+and+voltage-dependent+electro-metabolic+signaling+regulates+blood+flow+in+heart.">ATP- and voltage-dependent electro-metabolic signaling regulates blood flow in heart.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 117, 7461-7470 (2020).</li><li>Schouten, V. J., Allaart, C. P., Westerhof, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+perfusion+pressure+on+force+of+contraction+in+thin+papillary+muscles+and+trabeculae+from+rat+heart.">Effect of perfusion pressure on force of contraction in thin papillary muscles and trabeculae from rat heart.</a> Journal of Physiology. 451, 585-604 (1992).</li><li>Tillmanns, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microcirculation+in+the+ventricle+of+the+dog+and+turtle.">Microcirculation in the ventricle of the dog and turtle.</a> Circulation Research. 34, 561-569 (1974).</li><li>Martini, J., Honig, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+measurement+of+intercapillary+distance+in+beating+rat+heart+in+situ+under+various+conditions+of+O2+supply.">Direct measurement of intercapillary distance in beating rat heart in situ under various conditions of O2 supply.</a> Microvascular Research. 1, 244-256 (1969).</li><li>Nellis, S. H., Liedtke, A. J., Whitesell, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Small+coronary+vessel+pressure+and+diameter+in+an+intact+beating+rabbit+heart+using+fixed-position+and+free-motion+techniques.">Small coronary vessel pressure and diameter in an intact beating rabbit heart using fixed-position and free-motion techniques.</a> Circulation Research. 49, 342-353 (1981).</li><li>Marcus, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Understanding+the+coronary+circulation+through+studies+at+the+microvascular+level.">Understanding the coronary circulation through studies at the microvascular level.</a> Circulation. 82, 1-7 (1990).</li><li>Ralevic, V., Kristek, F., Hudlicka, O., Burnstock, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+protocol+for+removal+of+the+endothelium+from+the+perfused+rat+hind-limb+preparation.">A new protocol for removal of the endothelium from the perfused rat hind-limb preparation.</a> Circulation Research. 64, 1190-1196 (1989).</li><li>Zhao, G., Adebiyi, A., Blaskova, E., Xi, Q., Jaggar, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Type+1+inositol+1,4,5-trisphosphate+receptors+mediate+UTP-induced+cation+currents,+Ca2++signals,+and+vasoconstriction+in+cerebral+arteries.">Type 1 inositol 1,4,5-trisphosphate receptors mediate UTP-induced cation currents, Ca2+ signals, and vasoconstriction in cerebral arteries.</a> Amercian Journal of Physiology-Cell Physiology. 295, 1376-1384 (2008).</li><li>Zhao, G., Li, T., Brochet, D. X., Rosenberg, P. B., Lederer, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=STIM1+enhances+SR+Ca2++content+through+binding+phospholamban+in+rat+ventricular+myocytes.">STIM1 enhances SR Ca2+ content through binding phospholamban in rat ventricular myocytes.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112, 4792-4801 (2015).</li><li>Stowe, D. F., Boban, M., Graf, B. M., Kampine, J. P., Bosnjak, Z. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contraction+uncoupling+with+butanedione+monoxime+versus+low+calcium+or+high+potassium+solutions+on+flow+and+contractile+function+of+isolated+hearts+after+prolonged+hypothermic+perfusion.">Contraction uncoupling with butanedione monoxime versus low calcium or high potassium solutions on flow and contractile function of isolated hearts after prolonged hypothermic perfusion.</a> Circulation. 89, 2412-2420 (1994).</li><li>Lawton, P. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=a+Low-Cost+and+Open+Source+Pressure+Myograph+System+for+Vascular+Physiology.">a Low-Cost and Open Source Pressure Myograph System for Vascular Physiology.</a> Frontiers in Physiology. 10, 99 (2019).</li><li>Kim, K. J., Filosa, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advanced+in+vitro+approach+to+study+neurovascular+coupling+mechanisms+in+the+brain+microcirculation.">Advanced in vitro approach to study neurovascular coupling mechanisms in the brain microcirculation.</a> Journal of Physiology. 590, 1757-1770 (2012).</li></ol>

본 연구에서는 생리적 조건 하에서 심장에서 관상 동맥 미세 순환을 연구하기 위해 매우 간단하면서도 매우 실용적인 전 생체 내 방법을 도입했습니다. 이 방법은 쥐2를사용하여 기계적 조사에서 수정되었다. 도전적인 추가는 고속 및 고광학 해상도를 가진 이미징 기술이었습니다. 따라서 우리는 현재 상용화된 고급 광학 이미징 시스템을 활용할 수 있었습니다. 유두 근육의 기?...

적절한 관상 동맥 압력 -유동 조절은 신진 대사 요구를 충족하기 위해 심장에 충분한 혈액 공급을 보장1. 그러나, 그것은 단지 최근에 관상 동맥 압력 흐름은 지난 수십 년 동안 생체 내 및 체외에서 수행 된 광범위한 연구에도 불구하고, 심장에서 동적으로 조절되는 방법을 분명하게되고있다. 그 이유 중 하나는 심장의 지속적인 박동으로 인해 이러한 연구를 위한 생리적 작업 모델을 확립하는 데 어려움이 있기 때문입니다. 에 관계없이, 살아있는 조직 또는 동물에서 관상 동맥 마이크로 선박의 관찰을 위해 다양한 방법이 확립되었지만, 이러한 방법 중 어느 것도 동시에 압력, 유량 및 미세 혈관 직경의 일정한 / 안정적인 초점 과 측정을 달성 할 수 없었다2,3. 박동 심혼에 관상 동맥 마이크로 혈관의 직접적인 시각화는 수십 년 전4,3,그러나 작은 선박의 직경 측정이 도전적이었고 마이크로 순환과 관련된 많은 특수 세포 유형의 특정 기능이 균등하게 골치 아픈 것이었습니다. 스트로보스코픽 방법과 부동 목표 시스템조차도 위의 정보를 동시에 제공할 수 없다5. 그럼에도 불구하고, 관상 동맥혈류6의 조절에 관하여 더 많은 것을 이해하는 것을 도운 전술한 기술을 사용하여 귀중한 정보의 상당량이 얻어졌습니다. 이 논문에서 설명하는 방법은 관상 동맥, 동맥 및 미세 혈관의 구성 요소가 자극 및 대사 요구에 다르게 반응하는 방법을 자세히 조사하고 이해하는 데 도움이 됩니다.
이러한 연구를 추진하기 위해 우리가 설립한 작업 모델은 Westerhof 외2의이전 작품에 내장되었습니다. 마우스 심장의 중격 동맥의 캐넌트에 이어, 생리식염수 용액은 심근세포와 심장 조직의 다른 성분을 영양화하기 위해 동맥을 인퓨전하는 데 사용되었습니다. 동맥 관류 압력, 유동 및 혈관 직경은 적절한 형광 지표를 사용하여 다른 생리적 기능 중에서 모니터링되었다. 이 방법을 사용하면 살아있는 조직에서 생리적 압력하에서 관상 동맥 미세 혈관 침대를 시각화하고 처음으로 미세 순환 조절의 기본 세포 메커니즘을 연구 할 수 있습니다.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>1 M CaCl2 solution</td>
			<td>MilliporeSigma, USA</td>
			<td>21115</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 M MgCl2 solution</td>
			<td>MilliporeSigma, USA</td>
			<td>M1028</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AxoScope software</td>
			<td>Molecular Devices, San Jose, CA, USA</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chiller/water incubator</td>
			<td>FisherScientific, USA</td>
			<td>Isotemp 3016S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Confocal</td>
			<td>Nikon Instruments, USA</td>
			<td>A1R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom glass tubing</td>
			<td>Drummond Scientific Company</td>
			<td>9-000-3301</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digidata 1322A</td>
			<td>Molecular Devices, San Jose, CA, USA</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting microscope</td>
			<td>Olympus, Japan</td>
			<td>SZX12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Endothelin-1</td>
			<td>MilliporeSigma, USA</td>
			<td>E7764</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td>Fine Scientific Tools</td>
			<td>11295-51</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin Sodium Salt</td>
			<td>Sigma-Aldrich, USA</td>
			<td>H3393</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inline solution Heater</td>
			<td>Warner Istruments, Hamden, CT, USA</td>
			<td>SH-27B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>VETone, Idaho, USA</td>
			<td>502017</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micropipette puller</td>
			<td>Sutter Instruments, Novato, CA, USA</td>
			<td>P-97</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micropipette/cannula holder</td>
			<td>Warner Istruments, Hamden, CT, USA</td>
			<td>64-0981</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NG2DsRedBAC transgenic mouse</td>
			<td>The Jackson Laboratory</td>
			<td>#008241</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nylon thread for tying blood vessels</td>
			<td>Living Systems Instrumentation, Burlington, Vt, USA</td>
			<td>THR-G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PDMS (polydimethylsiloxane)</td>
			<td>SYLGARD, Germantown, WI, USA</td>
			<td>184 SIL ELAST KIT</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peristaltic pump</td>
			<td>Gilson, Middleton, WI, USA</td>
			<td>minipuls 3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pressure Servo Controller</td>
			<td>Living Systems Instrumentation, Burlington, Vt, USA</td>
			<td>PS-200-S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scissors</td>
			<td>Fine Scientific Tools, Foster City, CA, USA</td>
			<td>15000-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Servo Pump</td>
			<td>Living Systems Instrumentation, Burlington, Vt, USA</td>
			<td>PS-200-P</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Temperature controller</td>
			<td>Warner Instruments, Hamden, CT, USA</td>
			<td>TC-324B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wheat Germ Agglutinin, Alexa Fluor 488 Conjugate</td>
			<td>ThermoFisher Scientific, Waltham, MA USA</td>
			<td>W11261</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

dynamic measurement and imaging of capillaries, arterioles, and pericytes in mouse heart

관상 동맥 톤은 모세 혈관의 개폐와 함께 주로 일정한 관류 압력에서 심근세포로의 혈류를 결정합니다. 그러나, 관상 동맥과 전체 심혼에 있는 모세 혈관의 동적 변경을 감시하기 어렵습니다, 주로 그것의 운동 및 논스톱 치기 때문에. 여기에서 우리는 마우스 오른쪽 심실 유두 근육에 동맥 관류 속도, 압력 및 모세 혈관의 직경 변화의 모니터링을 가능하게하는 방법을 설명합니다. 마우스 중격 동맥은 다른 동적으로 측정된 일정한 흐름 또는 압력에서 수중 및 퍼플레이션됩니다. 형광으로 표시된 렉틴(예: 알렉사 플루어-488 또는 -633개의 밀-세균 아글루티닌, WGA)을 배설한 후, 오른쪽 심실 포세혈관 근육과 중격의 동맥 및 모세혈관(및 기타 혈관)을 용이하게 이미지화할 수 있다. 혈관 직경 의 변화는 심장 수축의 존재 또는 부재에서 측정 될 수있다. 유전적으로 인코딩된 형광 단백질이 발현되었을 때, 특정 특징은 모니터링될 수 있었습니다. 예를 들어, pericytesNG2-DsRed를 표현 마우스 심혼에 시각화되었습니다. 이 방법은 심장에 있는 모세관 pericytes의 생리적 기능을 연구하는 유용한 플랫폼을 제공했습니다. 또한 혈관/모세관 직경과 동맥 발광 압력을 동시에 측정하여 심장의 혈류에 대한 시약의 효과를 연구하는 데 적합합니다. 이 준비는 최첨단 광학 이미징 시스템과 결합되어 거의 생리적 조건하에서 심장의 세포 및 분자 수준에서 혈류량과 제어를 연구할 수 있습니다.

형광 혈관 마커가 혈관 루멘(여기 WGA가 알렉사 플루오르-488과 결합됨)에 침투하면 고속 공초점 현미경을 사용하여 도 5(왼쪽 패널)에 도시된 바와 같이 전체 혈관 나무를 시각화할 수 있다. 추가 배율은 모세관의 이미징을 자세하게 가능하게한다(도 5,오른쪽 패널). 가압 시스템은 발광 압의 지속적인 모니터링을 지원하기 때문에,이 준비는 동맥 압력과 ...

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Dynamic Measurement and Imaging of Capillaries, Arterioles, and Pericytes in Mouse Heart

여기에 제시된 것은 혈관 동맥이 수납 및 가압되기 때문에, 모세관 침대 및 백혈구를 포함하는 혈관 나무 구성 요소뿐만 아니라 압력을 유지하는 동맥 관류 압력 및 흐름의 전 생체 모니터링에 의해 살아있는 뮤린 심장 조직에서 관상 동맥 미세 순환을 연구하는 프로토콜이다.

마우스 심장의 모세혈관, 동맥 및 페리사이클의 동적 측정 및 이미징

Coronary arterial tone along with the opening or closing of the capillaries largely determine the blood flow to cardiomyocytes at constant perfusion ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

5.2K 조회수.  University of Maryland School of Medicine. 여기에 제시된 것은 혈관 동맥이 수납 및 가압되기 때문에, 모세관 침대 및 백혈구를 포함하는 혈관 나무 구성 요소뿐만 아니라 압력을 유지하는 동맥 관류 압력 및 흐름의 전 생체 모니터링에 의해 살아있는 뮤린 심장 조직에서 관상 동맥 미세 순환을 연구하는 프로토콜이다.

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Segmentation and Measurement of Fat Volumes in Murine Obesity Models Using X-ray Computed Tomography

Obesity is associated with increased morbidity and mortality as well as reduced metrics in quality of life.1 Both environmental and genetic factors are associated with obesity, though the precise underlying mechanisms that contribute to the disease are currently being delineated.2,3 Several small animal models of obesity have been developed and are employed in a variety of studies.4 A critical component to these experiments involves the collection of regional and/or total animal fat content data under varied conditions.
Traditional experimental methods available for measuring fat content in small animal models of obesity include invasive (e.g. ex vivo measurement of fat deposits) and non-invasive (e.g. Dual Energy X-ray Absorptiometry (DEXA), or Magnetic Resonance (MR)) protocols, each of which presents relative trade-offs. Current invasive methods for measuring fat content may provide details for organ and region specific fat distribution, but sacrificing the subjects will preclude longitudinal assessments. Conversely, current non-invasive strategies provide limited details for organ and region specific fat distribution, but enable valuable longitudinal assessment. With the advent of dedicated small animal X-ray computed tomography (CT) systems and customized analytical procedures, both organ and region specific analysis of fat distribution and longitudinal profiling may be possible. Recent reports have validated the use of CT for in vivo longitudinal imaging of adiposity in living mice.5,6 Here we provide a modified method that allows for fat/total volume measurement, analysis and visualization utilizing the Carestream Molecular Imaging Albira CT system in conjunction with PMOD and Volview software packages.

Fat content analysis is routinely conducted in studies utilizing murine obesity models. Emerging methods in small animal CT imaging and analysis are providing for longitudinal detail rich fat content analysis. Here we detail step by step procedures for performing small animal CT imaging, analysis, and visualization.

세분화 및 Murine 비만 모델에서 지방 볼륨 측정 X 선 계산된 Tomography를 사용하여

Obesity is associated with increased morbidity and mortality as well as reduced metrics in quality of life.1 Both environmental and genetic factors are ...

연구

의학

Non-invasive Optical Measurement of Cerebral Metabolism and Hemodynamics in Infants

Perinatal brain injury remains a significant cause of infant mortality and morbidity, but there is not yet an effective bedside tool that can accurately screen for brain injury, monitor injury evolution, or assess response to therapy. The energy used by neurons is derived largely from tissue oxidative metabolism, and neural hyperactivity and cell death are reflected by corresponding changes in cerebral oxygen metabolism (CMRO2). Thus, measures of CMRO2 are reflective of neuronal viability and provide critical diagnostic information, making CMRO2 an ideal target for bedside measurement of brain health.
Brain-imaging techniques such as positron emission tomography (PET) and single-photon emission computed tomography (SPECT) yield measures of cerebral glucose and oxygen metabolism, but these techniques require the administration of radionucleotides, so they are used in only the most acute cases.
Continuous-wave near-infrared spectroscopy (CWNIRS) provides non-invasive and non-ionizing radiation measures of hemoglobin oxygen saturation (SO2) as a surrogate for cerebral oxygen consumption. However, SO2 is less than ideal as a surrogate for cerebral oxygen metabolism as it is influenced by both oxygen delivery and consumption. Furthermore, measurements of SO2 are not sensitive enough to detect brain injury hours after the insult 1,2, because oxygen consumption and delivery reach equilibrium after acute transients 3. We investigated the possibility of using more sophisticated NIRS optical methods to quantify cerebral oxygen metabolism at the bedside in healthy and brain-injured newborns. More specifically, we combined the frequency-domain NIRS (FDNIRS) measure of SO2 with the diffuse correlation spectroscopy (DCS) measure of blood flow index (CBFi) to yield an index of CMRO2 (CMRO2i) 4,5.
With the combined FDNIRS/DCS system we are able to quantify cerebral metabolism and hemodynamics. This represents an improvement over CWNIRS for detecting brain health, brain development, and response to therapy in neonates. Moreover, this method adheres to all neonatal intensive care unit (NICU) policies on infection control and institutional policies on laser safety. Future work will seek to integrate the two instruments to reduce acquisition time at the bedside and to implement real-time feedback on data quality to reduce the rate of data rejection.

We combined frequency-domain near-infrared spectroscopy measures of cerebral hemoglobin oxygenation with diffuse correlation spectroscopy measures of cerebral blood flow index to estimate an index of oxygen metabolism. We tested the utility of this measure as a bedside screening tool to evaluate the health and development of the newborn brain.

유아의 뇌 신진 대사와 혈류 역학의 비 침습적 광학 측정

Perinatal brain injury remains a significant cause of infant mortality  and morbidity, but there is not yet an effective bedside tool that can  accurately ...

MRI and PET in Mouse Models of Myocardial Infarction

Myocardial infarction is one of the leading causes of death in the Western world. The similarity of the mouse heart to the human heart has made it an ideal model for testing novel therapeutic strategies.
In vivo magnetic resonance imaging (MRI) gives excellent views of the heart noninvasively with clear anatomical detail, which can be used for accurate functional assessment. Contrast agents can provide basic measures of tissue viability but these are nonspecific. Positron emission tomography (PET) is a complementary technique that is highly specific for molecular imaging, but lacks the anatomical detail of MRI. Used together, these techniques offer a sensitive, specific and quantitative tool for the assessment of the heart in disease and recovery following treatment.
In this paper we explain how these methods are carried out in mouse models of acute myocardial infarction. The procedures described here were designed for the assessment of putative protective drug treatments. We used MRI to measure systolic function and infarct size with late gadolinium enhancement, and PET with fluorodeoxyglucose (FDG) to assess metabolic function in the infarcted region. The paper focuses on practical aspects such as slice planning, accurate gating, drug delivery, segmentation of images, and multimodal coregistration. The methods presented here achieve good repeatability and accuracy maintaining a high throughput.

We describe how to perform MRI and PET imaging of the mouse heart. The protocol is tailored to assess treatment efficacy in models of myocardial infarction and heart failure.

Myocardial infarction is one of the leading causes of death in the Western world. The similarity of the mouse heart to the human heart has made it an ...

In utero Measurement of Heart Rate in Mouse by Noninvasive M-mode Echocardiography

Congenital heart disease (CHD) is the most frequent noninfectious cause of death at birth. The incidence of CHD ranges from 4 to 50/1,000 births (Disease and injury regional estimates, World Health Organization, 2004). Surgeries that often compromise the quality of life are required to correct heart defects, reminding us of the importance of finding the causes of CHD. Mutant mouse models and live imaging technology have become essential tools to study the etiology of this disease. Although advanced methods allow live imaging of abnormal hearts in embryos, the physiological and hemodynamic states of the latter are often compromised due to surgical and/or lengthy procedures. Noninvasive ultrasound imaging, however, can be used without surgically exposing the embryos, thereby maintaining their physiology. Herein, we use simple M-mode ultrasound to assess heart rates of embryos at E18.5 in utero. The detection of abnormal heart rates is indeed a good indicator of dysfunction of the heart and thus constitutes a first step in the identification of developmental defects that may lead to heart failure.

In utero Measurement of Heart Rate in Mouse by Noninvasive M-mode Echocardiography

Ultra-high frequency ultrasound is a powerful live imaging tool to examine cardiac abnormalities in small animals. Its noninvasiveness allows maintaining the physiologic state of embryos. Herein, we show the use of M-mode ultrasound to measure the heart rates of embryos at E18.5 in utero.

비 침습 M-모드 초음파 심장 검진 법에 의한 마우스의 심장 박동의 자궁 측정

Congenital heart disease (CHD) is the most frequent noninfectious cause of death at birth. The incidence of CHD ranges from 4 to 50/1,000 births (Disease ...

Diagnostic Ultrasound Imaging of Mouse Diaphragm Function

Function analysis of rodent respiratory skeletal muscles, particularly the diaphragm, is commonly performed by isolating muscle strips using invasive surgical procedures. Although this is an effective method of assessing in vitro diaphragm activity, it involves non-survival surgery. The application of non-invasive ultrasound imaging as an in vivo procedure is beneficial since it not only reduces the number of animals sacrificed, but is also suitable for monitoring disease progression in live mice. Thus, our ultrasound imaging method may likely assist in the development of novel therapies that alleviate muscle injury induced by various respiratory diseases. Particularly, in clinical diagnoses of obstructive lung diseases, ultrasound imaging has the potential to be used in conjunction with other standard tests to detect the early onset of diaphragm muscle fatigue. In the current protocol, we describe how to accurately evaluate diaphragm contractility in a mouse model using a diagnostic ultrasound imaging technique.

Diagnostic ultrasound imaging has proven to be effective in diagnosing various respiratory diseases in human and animal subjects. We demonstrate a comprehensive ultrasound protocol utilized by Dr. Zuo's lab to analyze diaphragm kinetics specifically in mouse models. This is also a non-invasive research technique which can provide quantitative information on mouse respiratory muscle function.

마우스 다이어프램 기능의 진단 초음파 이미징

Function analysis of rodent respiratory skeletal muscles, particularly the diaphragm, is commonly performed by isolating muscle strips using invasive ...

Dynamic Contrast Enhanced Magnetic Resonance Imaging of an Orthotopic Pancreatic Cancer Mouse Model

Dynamic contrast enhanced magnetic resonance imaging (DCE-MRI) has been limitedly used for orthotopic pancreatic tumor xenografts due to severe respiratory motion artifact in the abdominal area. Orthotopic tumor models offer advantages over subcutaneous ones, because those can reflect the primary tumor microenvironment affecting blood supply, neovascularization, and tumor cell invasion. We have recently established a protocol of DCE-MRI of orthotopic pancreatic tumor xenografts in mouse models by securing tumors with an orthogonally bent plastic board to prevent motion transfer from the chest region during imaging. The pressure by this board was localized on the abdominal area, and has not resulted in respiratory difficulty of the animals. This article demonstrates the detailed procedure of orthotopic pancreatic tumor modeling using small animals and DCE-MRI of the tumor xenografts. Quantification method of pharmacokinetic parameters in DCE-MRI is also introduced. The procedure described in this article will assist investigators to apply DCE-MRI for orthotopic gastrointestinal cancer mouse models.

The goal of this protocol is to apply dynamic contrast enhanced magnetic resonance imaging (DCE-MRI) for orthotopic pancreatic tumor xenografts in mice. DCE-MRI is a non-invasive method to analyze microvasculature in a target tissue, and useful to assess vascular response in a tumor following a novel therapy.

동소 이식 췌장 암 마우스 모델의 동적 대비 강화 된 자기 공명 영상

Dynamic contrast enhanced magnetic resonance imaging (DCE-MRI) has been limitedly used for orthotopic pancreatic tumor xenografts due to severe ...

Preparation Steps for Measurement of Reactivity in Mouse Retinal Arterioles Ex Vivo

Vascular insufficiency and alterations in normal retinal perfusion are among the major factors for the pathogenesis of various sight-threatening ocular diseases, such as diabetic retinopathy, hypertensive retinopathy, and possibly glaucoma. Therefore, retinal microvascular preparations are pivotal tools for physiological and pharmacological studies to delineate the underlying pathophysiological mechanisms and to design therapies for the diseases. Despite the wide use of mouse models in ophthalmic research, studies on retinal vascular reactivity are scarce in this species. A major reason for this discrepancy is the challenging isolation procedures owing to the small size of these retinal blood vessels, which is ~ &#8804; 30 &#181;m in luminal diameter. To circumvent the problem of direct isolation of these retinal microvessels for functional studies, we established an isolation and preparation technique that enables ex vivo studies of mouse retinal vasoactivity under near-physiological conditions. Although the present experimental preparations will specifically refer to the mouse retinal arterioles, this methodology can readily be employed to microvessels from rats.

Preparation Steps for Measurement of Reactivity in Mouse Retinal Arterioles Ex Vivo

Many vision-threatening ocular diseases are associated with dysfunctional retinal microvessels. Therefore, the measurement of retinal arteriole responses is important to investigate the underlying pathophysiological mechanisms. This article describes a detailed protocol for mouse retinal arteriole isolation and preparation to assess the effects of vasoactive substances on vascular diameter.

마우스 망막 Arterioles Ex Vivo 에서 반응의 측정을 위한 준비 단계

Vascular insufficiency and alterations in normal retinal perfusion are among the major factors for the pathogenesis of various sight-threatening ocular ...

Quantitative [18F]-Naf-PET-MRI Analysis for the Evaluation of Dynamic Bone Turnover in a Patient with Facetogenic Low Back Pain

Imaging techniques that reflect dynamic bone turnover may aid in characterizing a wide range of bone pathologies. Bone is a dynamic tissue undergoing continuous remodeling with the competing activity of osteoblasts, which produce the new bone matrix, and osteoclasts, whose function is to eliminate mineralized bone. [18F]-NaF is a positron emission tomography (PET) radiotracer that enables visualization of bone metabolism. [18F]-NaF is chemically absorbed into hydroxyapatite in the bone matrix by osteoblasts and can thus noninvasively detect osteoblastic activity, which is occult to conventional imaging techniques. Kinetic modeling of dynamic [18F]-NaF-PET data provides detailed quantitative measures of bone metabolism. Conventional semi-quantitative PET data, which utilizes standardized uptake values (SUVs) as a measure of radiotracer activity, is referred to as a static technique due to its snapshot of tracer uptake in time.&#160; Kinetic modeling, however, utilizes dynamic image data where tracer levels are continuously acquired providing tracer uptake temporal resolution. From the kinetic modeling of dynamic data, quantitative values like blood flow and metabolic rate (i.e., potentially informative metrics of tracer dynamics) can be extracted, all with respect to the measured activity in the image data. When combined with dual modality PET-MRI, region-specific kinetic data can be correlated with anatomically registered high-resolution structural and pathologic information afforded by MRI. The goal of this methodological manuscript is to outline detailed techniques for performing and analyzing dynamic [18F]-NaF-PET-MRI data. The lumbar facet joint is a common site of degenerative arthritis disease and a common cause for axial low back pain.&#160; Recent studies suggest [18F]-NaF-PET may serve as a useful biomarker of painful facetogenic disease.&#160; The human lumbar facet joint will, therefore, be used as a prototypical region of interest for dynamic [18F]-NaF-PET-MRI analysis in this manuscript.

Quantitative [18F]-Naf-PET-MRI Analysis for the Evaluation of Dynamic Bone Turnover in a Patient with Facetogenic Low Back Pain

Imaging techniques that reflect dynamic bone turnover may aid in characterizing a wide range of bone pathologies. We present detailed methodologies for performing and analyzing dynamic [18F]-NaF-PET-MRI data in a patient with facetogenic low back pain using the lumbar facet joints as a prototypical region of interest.

정량 [18F]-Naf-PET-MRI 분석 은 얼굴 투박성 요통 환자에서 동적 뼈 회전율의 평가를 위한

Imaging techniques that reflect dynamic bone turnover may aid in characterizing a wide range of bone pathologies. Bone is a dynamic tissue undergoing ...

Isolation and Purification of Murine Cardiac Pericytes

Pericytes, perivascular cells of microvessels and capillaries, are known to play a part in angiogenesis, vessel stabilization, and endothelial barrier integrity. However, their tissue-specific functions in the heart are not well understood. Moreover, there is currently no protocol utilizing readily accessible materials to isolate and purify pericytes of cardiac origin. Our protocol focuses on using the widely used mammalian model, the mouse, as our source of cells. Using the enzymatic digestion and mechanical dissociation of heart tissue, we obtained a crude cell mixture that was further purified by fluorescence activating cell sorting (FACS) by a plethora of markers. Because there is no single unequivocal marker for pericytes, we gated for cells that were CD31-CD34-CD45-CD140b+NG2+CD146+. Following purification, these primary cells were cultured and passaged multiple times without any changes in morphology and marker expression. With the ability to regularly obtain primary murine cardiac pericytes using our protocol, we hope to further understand the role of pericytes in cardiovascular physiology and their therapeutic potential.

We have optimized a protocol to isolate and purify murine cardiac pericytes for basic research and investigation of their biology and therapeutic potential.

뮤린 심장 pericytes의 격리 및 정화

Pericytes, perivascular cells of microvessels and capillaries, are known to play a part in angiogenesis, vessel stabilization, and endothelial barrier ...

Whole-Mount Immunofluorescence Staining, Confocal Imaging and 3D Reconstruction of the Sinoatrial and Atrioventricular Node in the Mouse

The electrical signal physiologically generated by pacemaker cells in the sinoatrial node (SAN) is conducted through the conduction system, which includes the atrioventricular node (AVN), to allow excitation and contraction of the whole heart. Any dysfunction of either SAN or AVN results in arrhythmias, indicating their fundamental role in electrophysiology and arrhythmogenesis. Mouse models are widely used in arrhythmia research, but the specific investigation of SAN and AVN remains challenging.
The SAN is located at the junction of the crista terminalis with the superior vena cava and AVN is located at the apex of the triangle of Koch, formed by the orifice of the coronary sinus, the tricuspid annulus, and the tendon of Todaro. However, due to the small size, visualization by conventional histology remains challenging and it does not allow the study of SAN and AVN within their 3D environment.
Here we describe a whole-mount immunofluorescence approach that allows the local visualization of labelled mouse SAN and AVN. Whole-mount immunofluorescence staining is intended for smaller sections of tissue without the need for manual sectioning. To this purpose, the mouse heart is dissected, with unwanted tissue removed, followed by fixation, permeabilization and blocking. Cells of the conduction system within SAN and AVN are then stained with an anti-HCN4 antibody. Confocal laser scanning microscopy and image processing allow differentiation between nodal cells and working cardiomyocytes, and to clearly localize SAN and AVN. Furthermore, additional antibodies can be combined to label other cell types as well, such as nerve fibers.
Compared to conventional immunohistology, whole-mount immunofluorescence staining preserves the anatomical integrity of the cardiac conduction system, thus allowing the investigation of AVN; especially so into their anatomy and interactions with the surrounding working myocardium and non-myocyte cells.

We provide a step-by-step protocol for whole-mount immunofluorescence staining of the sinoatrial node (SAN) and atrioventricular node (AVN) in murine hearts.

전체 마운트 면역형광 염색, 컨포칼 이미징 및 마우스 내 동방방 및 방실 결절의 3D 재구성

The electrical signal physiologically generated by pacemaker cells in the sinoatrial node (SAN) is conducted through the conduction system, which includes ...