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Somitogenesis é um processo de desenvolvimento rítmico que espacialmente padrões do eixo do corpo de embriões vertebrados. Anteriormente, desenvolvemos linhas de zebrafish transgênicos que usam repórteres fluorescentes para observar os genes cíclicos que impulsionam esse processo. Aqui, a cultura dispersas células destas linhas e imagem suas oscilações ao longo do tempo in vitro.
A segmentação é um processo morfogenético periódica e sequencial em vertebrados. Esta formação rítmica de blocos de tecido chamados somitos ao longo do eixo do corpo é a evidência de um oscilador genético padronização do embrião em desenvolvimento. No peixe-zebra, o relógio intracelular segmentação de condução é composta por membros da família de fator de transcrição Ela / Ele é organizado em ciclos de feedback negativo. Geramos linhas recentemente repórter fluorescentes transgénicos para o gene de HER1 cíclico que recapitular o padrão espacio-temporal de oscilações na mesoderme presomitic (PSM). Utilizando estas linhas, foi desenvolvido um sistema de cultura in vitro que permite a análise em tempo real do relógio oscilações de segmentação, dentro de células de PSM individuais isolados. Ao remover o tecido PSM de embriões transgênicos e dispersar as células de oscilação regiões em placas com fundo de vidro, geramos culturas apropriadas para lapso de tempo de imagem de sinal de fluorescência decélulas-relógio individual. Esta abordagem fornece uma estrutura experimental e conceitual para a manipulação direta do relógio da segmentação, com resolução de uma única célula sem precedentes, permitindo que suas propriedades de células-autônoma e em nível de tecido a ser distinguido e dissecados.
A formação contínua de segmentos ao longo do eixo do corpo de vertebrados, ou somitogénese, é uma evidência de um oscilador espacial e temporal no embrião em desenvolvimento. O mecanismo favorecido controlando somitogenesis é conceitualmente descrito por um "relógio e frente de onda" modelo 1, em que o "relógio", que consiste de osciladores celulares, agora pensado para ser intracelularmente impulsionada pela expressão rítmica de um conjunto de genes cíclicos 2, carrapatos fora da formação de somitos a partir da mesoderme presomitic (PSM). À medida que o embrião se desenvolve, um amadurecimento "de frente de onda" na PSM se move em conjunto com o tecido regredir para a parte posterior, retardando e prendendo osciladores celulares que passa 3. Em conjunto, este sistema espaçotemporalmente dinâmico é denominado o relógio da segmentação. As abordagens atuais para estudar o relógio período segmentação três níveis crescentes de organização do oscilador genético em células individuais a dia acoplamento locaisa ocorrer entre células e, finalmente, a regulação global da informação posicional no tecido PSM coletiva 4.
Estudos anteriores sugerem que a célula-autônoma segmentação oscilador no peixe-zebra é composto de genes e produtos de proteína do her / hes transcrição factorfamily, que são pensados para formar um loop de feedback negativo através da repressão transcricional 5-7. A via de sinalização Delta / Notch sincroniza oscilações entre células vizinhas e regula o período colectiva da população 8-10. Moléculas fgf sinalização produzidas na tailbud aparecem para construir um gradiente entre os PSM do peixe-zebra, e são, assim, a hipótese de contribuir para abrandar e prendendo as células que oscilam na face anterior 11. Até agora, os papéis funcionais de cada uma destas moléculas em somitogénese foram investigados por mutação genética, injecção morfolino, choque térmico sobre-expressão, e antagonista trea drogatamento de componentes de relógio e de sinalização entre as células 5,7,10,12. Usando estas perturbações, função relógio da segmentação foi inferida a partir de descrições de nível de tecido de defeitos somito ea perda de oscilações uniformes na expressão de genes cíclicos como HER1, her7 e delta C. No entanto, quase todos estes dados são a partir de embriões fixas e não conseguem captar com precisão as mudanças que são inerentes à função dinâmica do relógio da segmentação. Mais recentemente, de vários embriões de lapso de tempo de imagem revelou os primeiros mutantes com período oscilador alterada, mas essas observações também foram feitas no nível do tecido 7,13. Assim, não foi observado o comportamento do oscilador de células-autônoma hipótese durante somitogenesis.
Instantâneos estáticos de somitogenesis dar uma imagem incompleta, porque, por natureza, o processo é conduzido por um sistema oscilatório. Trabalhos anteriores em células de camundongo e de bico mostrou que os níveis de transcriçãoe aumento de proteína e cair, mas a amostragem uma oscilação de aproximadamente 2 horas a cada 30 ou 45 min necessariamente restringe os dados coletados e, portanto, as conclusões que podem ser extraídas 14,15. Estudo de outros osciladores biológicos, principalmente, relógios circadianos, afastou-se das medições encenadas de expressão gênica e protéica de monitoramento em tempo real usando fluorescente e repórteres bioluminescentes 16,17. Estas ferramentas são essenciais para demonstrar propriedades de clock de 18 células individuais. Um repórter bioluminescente do gene cíclico HES1 foi desenvolvido e brevemente caracterizado nas células do rato PSM individuais 19. O período médio e variação foram calculados para um pequeno número de células, que mostra que as oscilações persistir durante vários ciclos in vitro. No entanto, esses estudos não quantitativamente abordar a estabilidade e robustez da freqüência de oscilação e amplitude, se as células podem entrar espontaneamente ou oscilações de saída,e como as células mantêm as suas relações de fase. Além disso, os efeitos de moléculas de sinalização encontrados no embrião no relógio célula-autónoma não foram directamente testados. Por conseguinte, estas propriedades fundamentais do oscilador de célula única permanecem completamente desconhecido.
Recentemente, desenvolveu linhas de peixes transgênicos utilizando BAC recombineering 20 para dirigir Venus (YFP) repórteres de fluorescência de expressão HER1 30. Tais linhas explorar as pistas de regulação do locus cromossômico intacto em que estão inseridas e recapitular a dinâmica temporal e padrão espacial de HER1. Esta descoberta permite o monitoramento em tempo real da expressão do gene no embrião de peixe-zebra desenvolvimento in vivo. Para estudar as propriedades fundamentais das oscilações celulares-autônoma e como tal expressão é regulada ao longo do tempo, que recentemente desenvolveu um método confiável para isolar e gravar a partir de células PSM in vitro. Este protocol descreve como nós utilizamos nossas linhas repórter transgênicos para gerar culturas de células dispersas, a partir do qual podemos caracterizar as oscilações do relógio da segmentação zebrafish em células individuais. Podemos, assim, resolver questões pendentes no campo que não eram acessíveis com a análise de nível de tecido ou estática, bem como manipular diretamente o relógio da segmentação no nível de uma única célula com moléculas de sinalização e inibidores.
1. Antes Dissecção
2. PSM Dissecção e Dispersão
3. Imagem latente de células dispersas PSM
4. Processamento de Imagens de Adquiridas Time-lapse Filmes
Este protocolo produz culturas de células, dispersos, PSM únicos viáveis para lapso de tempo de imagem de sinal de fluorescência (Figura 2). Nossa transgene gera um repórter cujo ciclo de produção e degradação ocorre com dinâmica semelhante ao do gene endógeno de proteína e no embrião, no fim de meia hora. Devido ao seu volume de negócios rápido, o sinal YFP em células individuais devem ser detectados rapidamente para minimizar branqueamento e com uma resolução temporal alta para capturar as características de cada ciclo oscilatório. Além disso, dada a imprecisão relativa do sinal, as condições de cultura e de aquisição ter sido cuidadosamente ajustada para assegurar resultados sensíveis e robustos. Nós encontramos os seguintes fatores a ser importantes na geração de culturas de células ótimas PSM para a imagem: 1. Um substrato ECM usado para o revestimento das placas de cultura com fundo de vidro. 2. Adição de soro para a dissecção e meio de imagem. 3. Dissecção do PSM de embriões identificados tomadas após o acasalamento hetepares rozygous, cuja descendência potencialmente levar 2 cópias do transgene. 4. Aquisição de imagens dentro de uma gama de ampliação óptima, utilizando uma objectiva de maior NA para assegurar a captura eficiente do sinal de fluorescência. 5. Iluminação com uma fonte de luz de estado sólido para minimizar flutuações de intensidade que possam contribuir para o ruído de fundo. 6. Detecção de sinal com uma câmara de alta sensibilidade EM-CCD para maximizar o sinal de leitura.
Culturas sub-óptimas irão conter células que não permanecem arredondada e saudável durante a gravação. Colocámos a hipótese de que o substrato de ECM, um fragmento de fibronectin1 zebrafish mantém as células num estado indiferenciado PSM semelhante, em comparação com outros substratos normalmente utilizados como poli-lisina ou laminina. Outros substratos testadas causada células para achatar no vidro e a perda de sinal fluorescente oscilante ao longo da gravação. Nós também descobrimos que a adição de soro para o meio durante a dissecção, dispersãoea gravação foi importante não só para saciar a tripsina usada para dissociação, mas também aumentou a intensidade de fluorescência ao longo do fundo, provavelmente devido à melhoria da viabilidade celular. Para garantir a captação do sinal ideal de células individuais foi utilizada uma objetiva de 40x projetada especificamente para imagens de fluorescência (Zeiss Plano série NeoFluor) com uma NA alto. Descobrimos também que uma fonte de luz de estado sólido, desde a iluminação mais estável do que as lâmpadas de mercúrio tradicionais, o que é fundamental para minimizar as flutuações de fundo que contribuem para imagens ruidosas. Essas modificações são importantes para garantir resultados robustos.
Usando este protocolo, esperamos culturas em que a maioria das células de um determinado campo são fluorescentes, em algum momento durante a gravação. Descobrimos que as células fluorescentes normalmente permanecem arredondado e às vezes são bastante móveis durante as gravações. Algumas células, incluindo as células fluorescentes, podem tornar-se apoptótico durante a gravação. Estas células são excluídos de qualquer umnálise. Também excluir as células que entram em contato com outras células ou se mover para fora do campo de visão. Em média, vemos uma redução de 12% no número de células por campo pelo fim da gravação 10 horas tal como medido por contagem do número de células saudáveis no canal de luz transmitida. Esta perda inclui tanto a morte das células e células que foram movidos para fora do campo. Dadas essas ressalvas, podemos, em média, faixa 5 células fluorescentes por campo que permanecem viável e visível, e tipicamente gravar seis campos por condição. Por exemplo, um experimento com 4 condições terá 24 campos de total adquirido e, normalmente, cerca de 30 células rastreadas por condição. Sob condições normais de imagem com meio L15 contendo 10% de soro fetal bovino, descobrimos que as células PSM (n = 101 células de quatro experiências em replicado) pode produzir entre 2 e 7 picos, com a média e o desvio padrão de 3 ± 1 (2 picos ciclos -3). O número de pico média, bem como o percentil 25%, é de 2 picos e o percentil 75% de is três picos. Usando o nosso acompanhamento e análise semi-automatizada, podemos gerar rapidamente intensidade de fluorescência sobre traços de tempo para as células PSM individuais, com um traço representativo célula mostrada na Figura 2C. Estes vestígios matérias pode ser usado para fazer medições quantitativas de propriedades das células PSM oscilatórios, tais como a frequência, a amplitude, o número de ciclos e tempo de picos.
Figura 1. Identificação de embriões transgênicos e esquemas de sua dissecção. (A) Vista lateral de um embrião de peixe-zebra transgênico expressando YFP fluorescência em fase ~ 5 somite. Imagem é uma sobreposição de luz transmitida e canal de fluorescência. As setas indicam áreas de sinal a partir da ponta da tailbud, durante todo o PSM, em relação a l ast formado somite. Inset mostra um esquema do transgene repórter (para mais informações sobre o seu desenvolvimento e comportamento in vivo referem-se a 30 Soroldoni et al.. (B) Esquema de vista lateral do embrião antes do primeiro corte durante a dissecção. Pontilhada linha vermelha indica o primeiro corte feitos em toda a parte posterior do cérebro, embora a célula gema apenas atrás do tailbud. (C) Representação esquemática de achatada PSM após a remoção de grânulos de vitelo e camada epidérmica, orientada ao longo do eixo ântero-posterior. pontilhada linha vermelha indica o segundo corte para remover a ponta do tailbud para a dispersão e cultura. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Figura 2. Imagens representativas e os traços de uma única célula em uma cultura PSM dispersa. (A) Montagem de imagens de luz transmitida de uma única célula PSM em uma 6-h de gravação de lapso de tempo. Note-se que a célula permanece arredondada e saudáveis ao longo do curso do registo. (B) correspondente montagem de imagens de fluorescência a partir de uma única célula de PSM. Picos na intensidade da célula são numerados no decurso da gravação. (C) intensidade média ao longo do tempo medido a partir de um ROI colocado nesta célula. Os valores são retirados de cada quadro de um filme com uma taxa de quadros de um por 2 min usando o círculo interpolador plug-in personalizado e macro escrito em Fiji. Picos na intensidade são novamente contados em todo o traçado. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Para estudar um processo celular que ocorre ao longo do desenvolvimento embrionário, os biólogos normalmente utilizam uma abordagem no contexto de todo o embrião. No entanto, para entender completamente como uma única célula se comporta dentro de um período de desenvolvimento, um método para examinar e perturbar as células individuais em isolamento também é altamente benéfico. Ao gerar culturas de células dispersas PSM usando embriões de peixes-zebra transgénicos agora temos uma ferramenta para estudar diretamente a natureza autônoma da célula de oscilações genéticas no relógio da segmentação de uma forma quantitativa. É possível medir a dinâmica das oscilações no nosso repórter fluorescente em centenas de células sob uma variedade de condições.
O período observado de células isoladas em cultura é mais longo do que o período somitogenesis no embrião intacto. Observa-se que um explante PSM intactas em cultura também apresenta oscilações mais lentas do que o embrião intacta (dados não apresentados), sugerindo that o período de tempo observado em células isoladas não é simplesmente devido a danos causados por dispersão. Um período variável e amplitude é observado na maior parte de nossa série de tempo de uma única célula. A fonte dessa variabilidade é desconhecida, mas deve revelar detalhes importantes sobre circuitos de ritmo fazendo do relógio da segmentação.
Com esse método, podemos estudar os componentes genéticos de segmentação no nível celular e dirigir perguntas que são um desafio para examinar em todo o embrião. Por exemplo, por adição controlada de moléculas sinalizadoras conhecidas encontradas no embrião em desenvolvimento para as culturas, pode-se examinar os efeitos sobre o único oscilador celular PSM em um ensaio robusto e reprodutível. Nosso sistema de cultura PSM abre a porta a uma rigorosa avaliação de quais os fatores que, isoladamente ou em combinação promover oscilações nessas células, quais os fatores que inibem essas oscilações, e para testar a interação entre essas moléculas. Com essas ferramentas em mãos, pretendemosavaliar os modelos existentes das somitogénese que são baseadas em dados de nível de tecido publicados, assim como os resultados de utilização em células individuais para gerar previsões que podem ser testadas em todo o embrião.
Para o nosso conhecimento, este é o primeiro protocolo de cultura de células primárias de peixe-zebra para a gravação de lapso de tempo aguda de fluorescência em células individuais; maior desenvolvimento e refinamento deste protocolo é sem dúvida possível. Outros protocolos usam frequentemente embriões de peixes-zebra para gerar linhas celulares estáveis, que podem ser transfectadas com os repórteres e utilizados para imagiologia de longo prazo 27-29. Enquanto linhas estáveis são úteis para a imagem de um processo que não está vinculado ao tempo de desenvolvimento, como o relógio circadiano, a questão da segmentação embrionária requer imagiologia imediato, enquanto as células ainda estão em sua oscilatório, estado progenitor. Uma vez que as células param de oscilação, que assumem um destino celular diferenciada, e quando no tecido, poderá ser incorporado em um somito. É possible que com o fator ou fatores presentes in vitro direito poderíamos gerar PSM-como linhas de peixe-zebra de cultura de células que permanecem oscilatório, permitindo significativamente observações de longo prazo, vários perturbações seqüenciais, ou high-throughput screening.
Espera-se que este método de preparação de culturas primárias de células dispersas para imagiologia de lapso de tempo é bem apropriado para o estudo de qualquer processo celular que ocorre dentro de um período de desenvolvimento que não é acessível através de linhas celulares estáveis de peixe-zebra. O isolamento de células-tipos distintos em estágios de desenvolvimento diferentes das linhas repórter transgênicos apropriadas, quer através de dissecação ou através FACS após dissociação embrionário, poderiam fornecer as células iniciais. Alguns otimização das condições de cultivo, guiados pela origem embrionária das células, pode ser necessária. Ao combinar este protocolo flexível e sensível, com o rápido crescimento da coleção de peixes-zebra transgénicoslinhas, esperamos facilitar uma abordagem de desenvolvimento in vitro biologia que é complementar aos métodos genéticos e embriológicas clássicas.
Autor Contribuições:
ABW desenvolveu e refinou a dispersão, cultura, imagem e protocolos de rastreamento de celular. DS gerou as linhagens transgênicas e supervisionou o projeto do microscópio de fluorescência de lapso de tempo utilizado neste protocolo. AO pioneira iniciais experimentos de prova de princípio para dissociar e células imagem PSM em cultura. JS escreveu a ferramenta plugin do círculo interpolador em Fiji usado para medir a intensidade de fluorescência de filmes de lapso de tempo. ABW e ACO escreveu o manuscrito.
Este trabalho foi apoiado por uma EMBO companheirismo de longo prazo (ABW), a Science Foundation Internacional de Pós-Doutorado Bolsa de Investigação Nacional (ABW), a Max Planck Gesellschaft (ABW, DS, JS, ACO), uma bolsa CAVE-BB (AO), eo Conselho Europeu de Investigação de acordo com as Comunidades Europeias Sétimo Programa-Quadro STG-207634 (DS, ACO). Agradecemos Ravi Desai pelos comentários úteis sobre o manuscrito. Gostaríamos também de agradecer a facilidade de expressão de proteínas MPI-CBG para a produção do fragmento de peixe-zebra Fibronectin1, o MPI-CBG pessoal instalação de peixe para o cuidado e manutenção das nossas linhas de peixe e a facilidade de microscopia de luz MPI-CBG para suporte de imagem.
Name | Company | Catalog Number | Comments |
Name of Reagent/Material | Company | Catalog Number | Comments |
Epifluorescence microscope | Olympus | Model: SZX16 | |
Epifluorescence microscope | X-cite Illumination | Series: 120Q | |
Dissection microscope | Olympus | Model: SZX12 | |
Fine forceps no. 55 | Fine Science Tools | 11295-51 | |
Glass transfer pipettes | Assistent | 567/2 | |
35 mm plastic petri dishes | Greiner | 627102 | |
60 mm plastic petri dishes | Greiner | 628102 | |
Sylgard polymer | SASCO | 266727 | |
Manipulation tools | Made in-house | For description of manipulation tools Ref. 22 | |
Microsurgical knife | World Precision Instruments | 500249 | |
L15 medium | Invitrogen | 57322 | |
Penicillin/streptomyocin | PAA | P11-010 | |
Fetal bovine serum | Invitrogen | 257322 | |
0.05% trypsin / 0.02% EDTA | PAA | L11-004 | |
Gel loading tips | Fisher Scientific | 253188 | |
Sigmacote | Sigma Aldrich | 254589 | |
Micropipette set | Gilson International | F167300 | |
Zebrafish Fibronectin1 70 kD fragment | MPI-CBG protein facility | Generated in-house from construct based on previously published work Ref. 23-25 | |
Glass bottom imaging dishes | Mattek (single well) | P35G-1.5-14-C | |
Glass bottom imaging dishes | Greiner (CellView -multi-well) | 262502 | |
E3 medium without methylene blue | Made in-house | From The Zebrafish Book, 5th Ed. Ref. 26 | |
Plastic transfer pipettes | Ratiolab | 260011 | |
Warner heating/cooling chamber | Warner Instruments | TC-324B/344B | |
EM-CCD camera | Andor | Model: iXOn 888 | |
Wide-field fluorescence microscope with Venus filter set | Zeiss | Model: Axiovert 200M | |
Wide-field fluorescence microscope with Venus filter set | NeoFluor 40x, NA 0.75 | ||
Wide-field fluorescence microscope with Venus filter set | Lumencor Light Engine | Model: Spectra X | |
Wide-field fluorescence microscope with Venus filter set | |||
Wide-field fluorescence microscope with Venus filter set | BrightLine HC 575/15 | F39-575 |
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