JoVE Logo
Autores
Entre em contato

Entrar

É necessária uma assinatura da JoVE para visualizar este conteúdo. Faça login ou comece sua avaliação gratuita.

Neste Artigo

  • Resumo
  • Resumo
  • Introdução
  • Protocolo
  • Resultados
  • Discussão
  • Divulgações
  • Agradecimentos
  • Materiais
  • Referências
  • Reimpressões e Permissões

Resumo

O sistema de cocultivação hidropônico descrito suporta plantas intactas com telas de malha metálica e as coculata com bactérias. O tecido vegetal, as bactérias e as moléculas segregadas podem então ser colhidas separadamente para análises a jusante, permitindo simultaneamente que as respostas moleculares de ambos os hospedeiros de plantas e micróbios ou microbiomas interativos sejam investigadas.

Resumo

Um projeto experimental que imita as interações planta-microbio natural é muito importante para delinear os complexos processos de sinalização de plantas e micróbios. Arabidopsis thaliana - Agrobacterium tumefaciens Fornece um excelente sistema modelo para estudar a patogênese bacteriana e as interações das plantas. Estudos prévios das interações de plantas e antibacterianos dependeram em grande parte das culturas de suspensão de células vegetais, do ferimento artificial de plantas ou da indução artificial de fatores de virulência microbiana ou defesas de plantas por produtos químicos sintéticos. No entanto, esses métodos são distintos da sinalização natural in planta , onde plantas e micróbios reconhecem e respondem de maneiras espaciais e temporais. Este trabalho apresenta um sistema de cocultivação hidropônica onde as plantas intactas são suportadas por telas de malha metálica e coculadas com Agrobacterium . Neste sistema de cocultivação, nenhuma fitohormona sintética ou química que induz micr.A virulência obial ou a defesa da planta são complementadas. O sistema de cocultivação hidropônica parece muito parecido com as interações planta-micróbio natural e sinalização da homeostase na planta . As raízes das plantas podem ser separadas do meio contendo Agrobacterium , e a sinalização e as respostas dos hospedeiros da planta e dos micróbios que interagem podem ser investigadas simultaneamente e sistematicamente. Em qualquer ponto / intervalo de tempo dado, os tecidos ou bactérias da planta podem ser colhidos separadamente para várias análises "ôticas", demonstrando o poder e a eficácia deste sistema. O sistema de co-cultura hidropónica pode ser facilmente adaptado para estudar: 1) a sinalização recíproca dos diversos sistemas de planta e microorganismos, 2) a sinalização entre uma planta hospedeira e várias espécies microbianas (ou seja consórcio microbiano ou microbiomas), 3) como nutrientes e produtos químicos estão implicados Na sinalização de microbios vegetais e 4) como os micróbios interagem com os hospedeiros da planta e contribuem para a tolerância das plantas ao biotico oEstresses abióticos.

Introdução

Os micróbios associados à planta desempenham papéis importantes no ciclismo biogeoquimico, na biorremediação, na mitigação das alterações climáticas, no crescimento e na saúde das plantas e na tolerância das plantas aos estresses bióticos e abióticos. Os microorganismos interagem com as plantas diretamente através do contato da parede celular da planta e indiretamente através de secreção química e sinalização 1 , 2 , 3 . Como organismos sésseis, as plantas desenvolveram mecanismos diretos e indiretos para resistir à infecção por agentes patogênicos. As defesas diretas incluem defesas estruturais e a expressão de proteínas de defesa, enquanto que as defesas indiretas incluem a produção secundária de metabólitos das plantas e a atração de organismos antagônicos aos patógenos invasores 4 , 5 . Os exsudados de raiz derivados de plantas, secreções, mucilagens, mucigel e lisados ​​alteram as propriedades físico-químicas da rizosfera para atrair ou repelirMicróbios em relação aos seus anfitriões 6 . A composição química da secreção de raízes é específica da espécie, servindo assim como um filtro seletivo que permite que certos microrganismos capazes de reconhecer esses compostos florescerem na rizósfera 6 . Assim, espécies microbianas compatíveis podem ser estimuladas para ativar e melhorar suas associações, quer para benefício ou prejuízo do hospedeiro da planta 1 .

Compreender as interações planta-microbio na rizósfera é fundamental para melhorar a produtividade da planta e o funcionamento do ecossistema, uma vez que a maioria da exposição microbiana e química ocorre na estrutura radicular e na interface solo-ar 2 , 6 , 7 , 8 . No entanto, o exame das interações subterrâneas de plantas e micróbios e respostas recíprocas tem sido um desafio devido à sua intrigante Natureza complexa e dinâmica e falta de modelos experimentais adequados com estrutura radicular natural e morfologia da planta sob condições de crescimento bem controláveis. Como um dos agentes farmacêuticos mais bem estudados, Agrobacterium infecta uma grande variedade de plantas com importância agrícola e horticultural, incluindo cereja, maçã, pera, uva e rosa 9 . Agrobacterium é um organismo modelo importante para a compreensão das interações planta-patógeno e é uma ferramenta poderosa na transformação de plantas e engenharia de plantas 10 , 11 , 12 , 13 , 14 .

As interacções Molecular Plant- Agrobacterium foram bem estudadas há várias décadas e a compreensão atual da patogenicidade de Agrobacterium é extensa 9 ,F. "> 11 , 15 , 16. A patogenicidade de Agrobacterium é em grande parte atribuída às suas capacidades evoluídas de percepção de sinais derivados de plantas, resultando na modulação fina de seu programa de virulência e comunicação célula a célula, o chamado sensor de quorum 17 . O programa Agrobacterium virulence é regulado por vários sinais disponíveis na rizosfera e envolve dois conjuntos de sistemas de 2 componentes, o sistema ChvG / I eo sistema VirA / G. As condições ácidas na rizósfera ativam a transcrição de chvG / I , virA / G , E vários outros genes envolvidos na patogenicidade de Agrobacterium , incluindo virE0 , virE1 , virH1 , virH2 e genes do sistema de secreção de tipo VI (T6SS) 18. Compostos fenólicos derivados de plantas, incluindo a aceossiringona (4'-hidroxi-3 ', 5 '-dimetoxiacetofenona), ative o VSistema IrA / G de 2 componentes através de mecanismos de sinalização de fosforilação 19 . VirA / G ativa então todo o regulador vir , resultando na transferência e integração de um fragmento de DNA bacteriano de ~ 20 kb chamado DNA de transferência (DNA-T) do plasmídeo indutor de tumor (Ti) para o núcleo da planta 16 . T-DNA carrega genes responsáveis ​​pela síntese dos hormônios vegetais ácido indol-3-acético (IAA) ( iaaM e iaaH ) e citoquinina ( ipt ), e uma vez expressa em células vegetais, produzem-se grandes quantidades dessas fitohormonas. Isso resulta em proliferação anormal de tecidos e desenvolvimento de tumores vegetais, conhecida como doença coronária, que é um problema crônico e ressurgente para as plantas 9 , 11 , 20 . IAA também atua coletivamente com ácido salicílico e ácido gamma-amino butírico para reprimir a virulência de Agrobacterium ou para reduzir Agrobacteriu M quorum sensing (QS) 17 , 21 , 22 . Para contrariar essa repressão, o T-DNA também contém genes para a biossíntese de opina, que ativa o Agrobacterium quorum detectando para promover a patogenicidade de Agrobacterium e também serve como fonte de nutrientes para o patógeno 22 , 23 .

Apesar de uma compreensão geral e profunda das interações de plantas de Agrobacterium e da transferência de T-DNA resultante para o hospedeiro da planta, os complexos eventos de sinalização na fase inicial de interação são menos bem compreendidos. Isto é parcialmente devido às limitações das abordagens convencionais para investigar a sinalização das plantas de Agrobacterium . As culturas em suspensão de células vegetais e os ferimentos artificiais específicos do local são comumente usados ​​para estudar interações moleculares de plantas e micróbios 24 ,. ef "> 26, 27 No entanto, as suspensões de células não possuem morfologia da planta normal, em particular, as células em suspensão planta não tem estruturas de raiz e exsudatos de raízes, que são muito importantes para a activação de quimiotaxia microbiana e virulência 28, 29 A manutenção da morfologia da planta. E a estrutura da raiz foi abordada por feridas artificiais, o que facilita a infecção específica do local, resultando na detecção de genes induzidos por defesa da planta em tecido de plantas infectadas diretamente 30 , 31. Contudo, o ferimento artificial é significativamente diferente da infecção por patógenos na natureza , Particularmente como ferimento leva ao acúmulo de ácido jasmônico (JA), que interfere sistematicamente com a sinalização e defesa de plantas naturais 26. Além disso, os produtos químicos sintéticos são tipicamente usados ​​para induzir artificialmente as respostas do hospedeiro da plantaOu virulência de patógenos. Embora seja possível a suplementação de compostos químicos que refletem as concentrações em planta , essa suplementação não explica gradualmente a difusão de exsudatos radiculares na rizósfera circundante, o que gera um gradiente quimiotático detectado pelos micróbios 28 , 32 . Dadas as limitações das abordagens convencionais para estudar as interações planta-microbio, a precisão e a profundidade dos dados obtidos podem ser impedidas e restritivas e o conhecimento gerado a partir das abordagens convencionais pode não se traduz diretamente na planta . Muitos aspectos da sinalização das plantas - Agrobacterium ainda não são totalmente compreendidos, particularmente no estágio inicial das interações, quando os sintomas da doença ainda não se desenvolveram.

Para alterar as limitações das abordagens convencionais, este trabalho apresenta um c hidroponico barato, bem controlável e flexívelSistema de ocultivação que permite aos pesquisadores obter informações mais aprofundadas sobre as vias complexas de sinalização e resposta no estágio inicial das interações de plantas-micróbios moleculares. O hidroponia tem sido amplamente utilizado para estudar nutrientes de plantas, exsudatos radiculares, condições de crescimento e os efeitos da toxicidade metálica nas plantas 33 , 34 . Existem várias vantagens dos modelos hidropônicos, incluindo os pequenos requisitos espaciais, a acessibilidade de vários tecidos vegetais, o controle rigoroso das condições nutrientes / ambientais e o controle de pragas / doenças. Os sistemas hidropônicos também são menos limitantes para o crescimento das plantas em comparação com as técnicas de revestimento em ágar / fitoagulação, que geralmente restringem o crescimento após 2-3 semanas. Importante, a manutenção de estruturas de plantas inteiras facilita a secreção de raízes naturais necessárias para a quimiotaxia microbiana e indução de virulência 8 , 29 . O sistema descriA cama aqui é mais simples e menos intensiva em mão-de-obra do que as alternativas 33 , 34 . Ele usa menos peças e não requer ferramentas além das tesouras padrão. Ele usa malha de metal (em oposição ao nylon 33 ) como um forte suporte para o crescimento da planta e um método simples de aeração sob condições estéreis através de agitação para suportar o crescimento microbiano. Além disso, o sistema pode usar malhas metálicas de vários tamanhos para suportar o crescimento da planta, que acomoda diversas espécies de plantas sem restringir a largura de suas raízes.

No sistema de cocultivação hidropônica apresentado aqui, as plantas são cultivadas em um sistema hidropônico estéril onde as raízes das plantas secretam compostos orgânicos que suportam o crescimento de bactérias inoculadas. Neste sistema de cocultivação, não são suplementados produtos químicos artificiais, como hormonas de plantas, elicitores de defesa ou produtos químicos indutores de virulência, que refletem a célula natural- assinalando a homeostase durante as interações planta-micróbio. Com este sistema de cocultivação hidropônica, foi possível determinar simultaneamente a expressão gênica no tecido da raiz de Col-0 de Arabidopsis thaliana após a infecção por Agrobacterium , bem como a ativação de genes de Agrobacterium após a cocultivação com Arabidopsis . Demonstrou-se ainda que este sistema é adequado para estudar a ligação de Agrobacterium às raízes das plantas, bem como o perfil secreto da raiz da planta, após a cocultivação (infecção) com Agrobacterium ( Figura 1 ).

figure-introduction-11568
Figura 1: Visão geral do sistema de cocultivação hidropônica, com análises de amostras. As plantas são cultivadas em cima da malha (brotos acima da malha), com as raízes imersas em meio hidropônico que é então inoculado com bactérias fOu coculture. Os tecidos vegetais e as bactérias são então separados para extrações e análises simultâneas. Esta figura foi modificada a partir da referência 35 .

Protocolo

1. Planejamento Experimental

  1. Determine os objetivos específicos da experiência.
  2. Leia todo o protocolo abaixo. Determine quais seções são relevantes para os objetivos específicos e se as modificações precisam ser feitas. Veja abaixo exemplos.
    1. Considere se as experiências usarão plantas de A. thaliana e bactéria de A. tumefaciens , como abaixo, ou outra combinação planta-micróbio.
      NOTA: Embora várias espécies de plantas possam ser utilizadas, a espessura das raízes da planta pode exigir uma malha de tamanho diferente (etapa 3.3) e os parâmetros de crescimento (etapas 3.10-3.11 e 4.4) e tamanho do tanque hidropônico e volume médio (passo 4.2) também pode exigir o ajuste ( Figura 2 ). Os micróbios podem ser facilmente inoculados como culturas puras, espécies misturadas (consórcios), ou de amostras ambientais (microbiomas), mas qualquer alteração pode afetar o protocolo, particularmente o passo 4.5.
    2. Considere aTipos de experimentos que serão usados ​​para analisar as amostras.
      NOTA: A microscopia de fluorescência (passo 5) requer organismos que são rotulados com uma construção repórter fluorescente.
  3. Designe controles apropriados. Inclua tanques hidropônicos sem mudas que são inoculados com bactérias de controle e tanques com mudas de controle que não são inoculadas com bactérias.
  4. Planeje experiências com o número apropriado de sementes e tanques hidropônicos. Considere controles, replicações biológicas (3 no mínimo) e quantidades de tecido necessárias para todas as análises.
  5. Determine o comprimento apropriado de cocultivação para os objetivos experimentais (passo 4.8).
  6. Revise as etapas abaixo, conforme necessário.

figure-protocol-1899
Figura 2. Exemplos de outras plantas que poderiam ser cultivadas no sistema hidropônico, suportadas por um P Latform of Metal Mesh. Compatibilidade de um conjunto de malhas metálicas para uma variedade de sementes e cultivo de plantas. ( A ) Aço inoxidável tipo 304 soldas 3x3 mesh x .047 "fio de diâmetro para Vicia faba . ( B ) aço inoxidável tipo 304 weldmesh 4 × 4 mesh x .035" fio de diâmetro para Zea mays . ( C ) Fibra de aço inoxidável tipo 304 4 × 4 mesh x .032 "fio de diâmetro para Glycine max (soja). ( D ) aço inoxidável tipo 304 solda 6x6 mesh x .047" fio de diâmetro para Raphanus sativus (inverno rabanete). ( E ) Fibra de aço inoxidável tipo 304 de aço inoxidável 6 × 6 mesh x .047 "fio de diâmetro para Triticum spp. ( F ) Fio de aço inoxidável tipo 304 soldado 6 × 6 mesh × .035" fio de diâmetro para Cucumis sativus . Esta figura foi modificada a partir da referência 35 .955fig2large.jpg "target =" _ blank "> Clique aqui para ver uma versão maior deste número.

2. Esterilização da superfície das sementes de plantas

  1. Vortex (a alta velocidade) aproximadamente 200 sementes de A. thaliana com 500 μL de água desionizada em um tubo de microcentrífuga. Para espécies de plantas com sementes maiores, use um tubo grande para facilitar a esterilização da superfície.
  2. Centrifugue isso em aproximadamente 9.000 xg por 30 s em uma microcentrífuga de mesa. Remova a água (sobrenadante) usando uma pipeta.
  3. Adicione 300 μL de hipoclorito de sódio a 2% às sementes e ao vórtice. Deixe à temperatura ambiente durante 1 min. Para espécies de plantas com sementes maiores, use volumes maiores para cobrir as sementes.
  4. Centrifugar aproximadamente 9,000 xg por 30 s em uma microcentrífuga de mesa. Remova a solução de hipoclorito de sódio usando uma pipeta.
  5. Adicione 500 μL de água esterilizada e desionizada às sementes e ao vórtice. Centrifugar aproximadamente 9.000 xg para30 s e remova a água usando uma pipeta estéril.
  6. Repita a etapa 2.5 mais 4 vezes.
  7. Adicione 500 μL de etanol a 70% às sementes e ao vórtice. Deixe à temperatura ambiente durante 1 min.
  8. Centrifugar aproximadamente 9,000 xg por 30 s em uma microcentrífuga de mesa. Remova o etanol a 70% com uma pipeta.
  9. Repita a etapa 2.5 mais 5 vezes.
  10. Ressuspender as sementes esterilizadas em 500 μL de água estéril e ultrapura.

3. Germinação de sementes e cultivo semi-sólido de plantas

  1. Preparar meio semi-sólido Murashige e Skoog (MS): 2.165 g / L MS sais basais; 10 g / L de sacarose; 0,25 g / L MES; E 59 mL / L de mistura de vitamina B5, pH 5,75, com 4 g / L de fitofoma.
  2. Autoclave o meio MS. Despeje 25 mL em cada placa de Petri profunda estéril (100 x 25 mm 2 ).
  3. Para cada prato de Petri, corte um quadrado de 90 x 90 mm de malha de aço inoxidável.
    NOTA: A malha recomendada para A. thaliana < / Em> tem um grau de 304 (grau padrão), contagem de malha (número de furos por polegada linear) de 40 x 40 e um diâmetro de fio de 0,01 "(0,0254 cm). É necessário um quadrado de malha maior para tanques hidropínicos maiores Ou plataformas mais elevadas.
  4. Dobre os cantos de cada malha quadrada apenas o suficiente para que a malha se encaixe dentro da placa de Petri. Dobre os cantos em um ângulo de 90 ° para a maior parte da malha para permitir que a malha seja apoiada pelos cantos, deixando espaço suficiente para o desenvolvimento da raiz ( Figura 3a ).
  5. Coloque os quadrados de malha cortados em uma taça, cubra com papel alumínio e esterilize-se por autoclave usando um ciclo seco de 30 min.
  6. Uma vez que o meio se solidifique nas placas de Petri e a malha é estéril, coloque cada quadrado de malha esterilizada sobre o meio semi-sólido, com os cantos dobrados voltados para baixo.
  7. Empurre a malha para que os cantos penetrem no meio e a maior parte da malha toca a superfície superior do meio (> Figura 3b).
  8. Use uma pipeta de transferência de 200 μL para elaborar sementes individuais de esterilização de A. thaliana (as sementes permanecerão na ponta da pipeta devido à força do vácuo) e transferir cuidadosamente cada semente na parte superior da malha. Coloque as sementes para que elas estejam adequadamente apropriadas para necessidades experimentais ( por exemplo, 4 6 sementes / placa).
  9. Selar as placas de Petri com tampas, colocando fita cirúrgica porosa nas bordas.
  10. Estratificar as sementes colocando toda a placa de Petri a 4 ° C durante 2 dias no escuro ( por exemplo, envolva em papel alumínio para simular a escuridão).
  11. Cultive as sementes na placa de Petri a 22-24 ° C com um fotoperíodo de 16 h por 10-14 dias ( Figura 3c ).

figure-protocol-7170
Figura 3: Sistema de cocultivação com micróbios hidropônicos. O pa esquerdaNel representa um fluxograma que descreve as seis etapas principais na montagem e operação do sistema de co-cultivo hidropônico. O painel direito demonstra os materiais experimentais reais, equipamentos e procedimentos operacionais para o sistema de cocultivação hidropônica ao estudar as interações Arabidopsis-Agrobacterium . O passo de inoculação e o passo final para amostragem vegetal ou bacteriana são agora mostrados. Esta figura foi modificada a partir da referência 35 . Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

4. Sistema de cocultivação hidropônica

  1. Prepare meio líquido Murashige e Skoog (MS): 2.165 g / L de sais basais de MS, sacarose a 10 g / L, MES a 0,25 g / L e mistura vitamínica B5 de 59 mL / L, pH 5,75.
  2. Autoclave o meio. Despeje 18 ml de dentro de cada vidro cilíndrico estéril ou tanque de plástico transparente (pratos de cristalização, 100 x 80 mm2) com tampas estéreis.
    NOTA: Preserlicize os tanques e as tampas, envolvendo-as em papel alumínio e em autoclave.
  3. Em uma capa de fluxo esterilizada, use fórceps estéreis para transferir suavemente cada quadrado de malha com mudas de 10-14 dias do meio semi-sólido para um tanque cilíndrico hidropônico ( Figura 3d ). Selar as tampas nos tanques usando fita cirúrgica porosa.
  4. Cultive as mudas na malha no tanque por 72 h a 22-24 ° C, com um fotoperíodo de 16 h e agitando a 50 rpm para aeração ( Figura 3e ).
    NOTA: Isso permite que as plantas se adaptem ao ambiente hidropônico antes da inoculação (cocultivação) com microorganismos. Este período de espera também permitirá que a contaminação microbiana acidental seja aparente antes da inoculação.
    1. Comece o próximo passo no dia anterior ao final do período de incubação.
  5. Crescer A. tumefaciens em meio AB(0,5% w / extracto v de levedura, 0,5% w / v de triptona, 0,5% w / v de sucrose, MgSO4 50 mM, pH 7,0) a 28 ° C com agitação durante a noite, até a cultura atingir uma densidade óptica final de 1,0 a 600 Nm (OD 600 ), medido usando um espectrofotômetro, com meio AB não inoculado como um branco.
    NOTA: Uma OD 600 de 1.0 é equivalente a aproximadamente 10 9 células / mL.
  6. Lave o A. tumefaciens três vezes em um volume igual de 0,85% de NaCl. Ressuspender em um volume igual de água destilada estéril.
  7. Antes da inoculação, examine cuidadosamente o tanque com mudas para garantir que não haja contaminação; O meio nos tanques não contaminados deve ser claro e transparente.
    1. Descarte qualquer tanque com líquido nublado (contaminação) e conte o resto dos tanques. Mude uma pequena quantidade (20 μL) de meio hidropônico de cada tanque numerado e localmente em uma placa de Petri cheia com caldo de Luria (LB). IncubarO prato a 28 ° C.
  8. Imediatamente, adicione 50 μL da suspensão de A. tumefaciens (aproximadamente 5 x 10 7 células, estimadas a partir da OD 600 ) em cada tanque hidropônico numerado. Cocultivar as mudas de A. thaliana e A. tumefaciens a 22-24 ° C com fotoperíodo de 16 h e agitação a 50 rpm ( Figura 3f ).
    1. Examine a placa LB manchada a partir do passo 4.7.1. Após 12 e 28 h de incubação para verificar a esterilidade dos tanques. Se houver qualquer contaminação, não use o tanque numerado correspondente (inoculado com bactérias) para outros ensaios a jusante.
  9. Se desejado, monitore o crescimento de A. tumefaciens em intervalos regulares, removendo uma amostra de meio do tanque e medindo a OD 600 usando um espectrofotômetro com meio de um controle não inoculado como vazio ( Figura 4 ).
    NÃOTE: Os sintomas da doença da planta devem ser evidentes após 7 d ( Figura 5 ).
  10. Separar as raízes de A. thaliana da suspensão bacteriana levantando a placa de malha; O tempo deste passo depende dos processos a jusante. Veja os passos 5-8 para obter detalhes.
  11. Se estiver usando raízes para análises subsequentes, enxágue rapidamente as raízes em água de dupla destilação. Se estiver usando folha ou outro tecido, corte o tecido. Para análises de ARN, avance imediatamente para o passo 7.1.

figure-protocol-12052
Figura 4: Crescimento de Agrobacterium no Sistema de Cocultivação Hidropônica. O crescimento de Agrobacterium na presença ou ausência de um hospedeiro vegetal ( Arabidopsis ) foi monitorado a cada 4 h. As células de Agrobacterium foram cultivadas em meio AB médio O / N, lavou-se 3x com NaCl a 0,85% e foi inoculado no sistema hidropônico, com ou wSem cultivo de Arabidopsis , a partir de uma OD 600 inicial de cerca de 0,1. Os valores de OD 600 são o meio de três repetições biológicas, com desvios padrão ( OD 600 de 1,0 = 1 x 10 9 células / mL).

figure-protocol-12884
Figura 5: Fenômenos de plantas representativos e sintomas de doenças observáveis ​​durante a cocultivação. Dentro de 4 d após a inoculação, nenhum sintoma de doença é visível ( A ) em comparação com plantas não inoculadas ( B ). Após 7 d de Cocultivação (infecção), os sintomas da doença são observados em plantas infectadas ( C ), enquanto as plantas não inoculadas permanecem saudáveis ​​( D ).

5. Microscopia de fluorescência

  1. Use A. tumefaciens que abriga uma construção repórter para uma proteína autofluorescente paraA configuração de cocultivação no passo 4.5 .
    NOTA: Um plasmídeo pJP2 modificado que expressa pCherry, um derivado de dsRed 36 , é usado aqui.
  2. Após um co-cultivo apropriado ( por exemplo, 48 h) no passo 4.8, separe as raízes secundárias individuais (ramos laterais da raiz principal) usando tesouras estéril.
  3. Enxaguar as raízes em água duplamente destilada para remover o material livremente encadernado. Submergir cada raiz em 30 μL de água em um slide de microscópio e cobrir com uma lamínula de vidro.
  4. Selar as bordas da lamínula com esmalte de unhas para evitar a desidratação das raízes.
  5. Visualize o anexo de A. tumefaciens às raízes de A. thaliana por microscopia de fluorescência.
    NOTA: Aqui, um microscópio confocal com excitação a partir de um laser de Helium-Neon (He-Ne) 543/594 nm é usado para visualizar a fluorescência vermelha em 590-630 nm sob um objetivo invertido de lente de água 63X com uma abertura numérica de 1,4 ( Figura 6).

figure-protocol-14791
Figura 6: Anexo de Raiz de Agrobacterium , Determinado por Microscopia Confocal. O Agrobacterium rotulado com fluorescência vermelha de pCherry foi visualizado a 590-630 nm, com excitação de um laser de Helium-Neon (He-Ne) 543/594 nm. A visualização foi realizada sob um objetivo invertido de lente de água 63X com uma abertura numérica de 1,4. Barras de escala = 11 μm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

6. Análises de Transcritas Bacterianas

  1. Após uma co-cultura adequada ( por exemplo, 8 h) no passo 4.8, separe as raízes do meio hidropónico como no passo 4.9. Transfira 1,5 mL do meio hidropônico para um microato de 1,5 mLTubo de centrífuga e centrifugação a 12 000 xg durante 2 minutos para sedimentar as células.
  2. Remova o sobrenadante. Transferir mais 1,5 mL do meio hidropónico para o mesmo tubo de microcentrífuga de 1,5 mL e centrifugar a 12 000 g durante 2 minutos para sedimentar as células.
  3. Remova o sobrenadante.
    NOTA: O protocolo pode ser pausado aqui congelando as amostras a -80 ° C até o uso.
  4. Extrair o ARN das células de A. tumefaciens utilizando métodos padrão 37 ou um kit de purificação e purificação de ARN comercial adequado com tratamento de DNase para evitar a contaminação por DNA.
    NOTA: O protocolo pode ser pausado aqui congelando alíquotas de ARN a -80 ° C até o uso.
  5. Use o RNA isolado para uma variedade de análises usando métodos padrão, incluindo o seguinte.
    1. Use um microarray comercial de acordo com o protocolo do fabricante para detectar conjuntos de genes que são diferencialmente expressos em cocultivados versus controlecultura.
    2. Use uma Reação em cadeia quantitativa em tempo real da polimerase (qRT-PCR) para detectar a expressão de genes específicos ou para validar dados de microarrays 38 .

7. Análises da Transcrição da Planta

  1. Após uma cocultivação adequada ( por exemplo, 8 h) no passo 4.8, separe as raízes do meio hidropônico, como no passo 4.9, ou separe outros tecidos conforme necessário. Imediatamente, coloque aproximadamente 150 mg de raízes ou outros tecidos vegetais em nitrogênio líquido.
    NOTA: O protocolo pode ser pausado aqui congelando as amostras a -80 ° C até o uso.
  2. Moer as amostras congeladas para um pó em nitrogênio líquido usando uma argamassa e pilão.
  3. Extrair o ARN do pó usando métodos padrão 39 ou um kit de purificação e purificação de ARN comercial adequado com tratamento de DNase para evitar a contaminação do DNA.
    NOTA: O protocolo pode ser pausado aqui congelando alíquotas de RNA no-80 ° C até o uso.
  4. Use o RNA isolado para uma variedade de análises usando métodos padrão, incluindo o seguinte.
    1. Use um microarray comercial de acordo com o protocolo do fabricante para detectar conjuntos de genes que são diferencialmente expressos nas plantas co-cultivadas versus controle.
    2. Use qRT-PCR para detectar a expressão diferencial de genes específicos ou para validar dados de microarrays 38 .

8. Perfil do Secretome

  1. Seguindo um co-cultivo apropriado ( por exemplo, 72 h) no passo 4.8, separe as raízes do meio hidropónico como no passo 4.9. Esterilize os 18 mL de meio hidropônico passando-o através de um filtro de poro de 0,2 μm para tubos cônicos de 50 mL.
  2. Congele as amostras a -80 ° CO / N.
  3. Solte as tampas nos tubos cônicos de 50 mL e coloque-os em uma máquina de liofilização por 36 h. Proceda para armazenar ou processar as amostras (como desCribado abaixo) para análise de HPLC e detecção de compostos.
    NOTA: O protocolo pode ser pausado aqui.
  4. Ressuspender cada amostra em 5 mL de água destilada no tubo de ensaio selável.
  5. Adicione 5 mL de acetato de etilo e misture invando o tubo várias vezes.
  6. Permitir que as fases se separem à temperatura ambiente durante 5 min.
  7. Transfira a parte superior (fase orgânica) para um novo recipiente por pipetagem. Se necessário, coloque múltiplas frações orgânicas.
  8. Secar sob um fluxo suave de gás nitrogênio (~ 45 min).
  9. Re-suspenda a amostra em uma solução apropriada para HPLC ( por exemplo, 100% de metanol).
  10. Execute HPLC de acordo com métodos padrão 40 .
  11. Detectar compostos por meios apropriados.
    NOTA: A Espectrometria de Massa de Tempo de Vôo de Ionização por Eletropray (ESI-TOF-MS) 40 é usada aqui.

Resultados

Crescimento no sistema de co-cultivo hidropônico

A curva de crescimento de A. tumefaciens C58 demonstrou uma fase de atraso significativo no inicial 16 h de co-cultura, seguido por um crescimento muito estável quando co-cultivadas com A. thaliana Col-0, até uma OD máxima de 600 de cerca de 0,9 a partir de 48 horas pós-inoculação. Em contraste, essencialmente nenhum crescimento bacteriano foi ob...

Discussão

Dada a natureza gradual da secreção de raízes, a concentração de produtos químicos indutores de virulência produzidos em planta e seus efeitos sobre interações dinâmicas de plantas e micróbios ocorrem em gradientes espaciais e temporais. Neste sistema de co-cultivo hidropônico, não é suplementada nenhuma fitohormona sintética ou química que induz virulência microbiana ou defesas de plantas. Em contraste, usando abordagens convencionais, a adição de produtos químicos sintéticos, como a aceto...

Divulgações

Os autores não têm nada a revelar.

Agradecimentos

Gostaríamos de agradecer Brian Weselowski e Alexander W. Eastman por sua ajuda e discussão útil. Também gostaríamos de agradecer aos Drs. Eugene W. Nester, Lingrui Zhang, Haitao Shen, Yuhai Cui e Greg Thorn por sua ajuda, discussões úteis e leitura crítica do manuscrito. Esta pesquisa foi financiada pela Agricultura e Agroalimentar Canadá, Growing Forward-AgriFlex (RBPI número 2555) e Growing Forward II projeto número 1670, conduzido pelos autores como parte de suas funções. Este estudo também foi parcialmente financiado pelo Conselho de Pesquisa em Ciências Naturais e Engenharia do Canadá (CRSNG) Discovery Grant RGPIN-2015-06052 concedido a ZC Yuan.

Materiais

NameCompanyCatalog NumberComments
plant seeds (Arabidopsis thaliana Col-0)Arabidopsis Biological Resource CentreCS7000https://abrc.osu.edu/order-stocks
bacteria (Agrobacterium tumefaciens C58)University of WashingtonN/A
labeled bacteriain-houseoptional, depends on downstream analyses
vortex(various)
microcentrifuge tubes(various)
microcentrifuge(various)
5% sodium hypochlorite(various)
double distilled water(various)
autoclave(various)
micropipette (various)
70% ethanol(various)
Murashige and Skoog (MS) basal saltsSigma-AldrichM5524
sucrose(various)
MES(various)
B5 vitamin mixSigma-AldrichG1019
phytoagar(various)
Deep Petri dishes(various)
stainless steel meshFerrier Wire Goods Company LtdN/Agrade: 304; mesh count: 40 × 40; wire DIA: 0.01
micropore tape, 1"3M1530-1
diurnal growth chamber(various)
cylindrical glass tanks, 100 × 80 mm Pyrex3250other sizes can be used, in which case liquid content may need adjustment
flow hood(various)
forcepts(various)
yeast extract(various)
tryptone(various)
MgSO4(various)
shaking incubator(various)
spectrophotometer(various)
NaCl(various)
shaker(various)
scissors(various)optional, depends on downstream analyses
fluorescence microscope(various)optional, depends on downstream analyses
microscope slides and cover slips(various)optional, depends on downstream analyses
nail polish(various)optional, depends on downstream analyses
Bacterial RNA extraction kit(various)optional, depends on downstream analyses
plant RNA extraction kit (RNeasy Plant Mini Kit)Qiagen74903 or 74904optional, depends on downstream analyses
material and equipment for qRT-PCR(various)optional, depends on downstream analyses
material and equipment for microarray analysis(various)optional, depends on downstream analyses
liquid nitrogen(various)optional, depends on downstream analyses
mortar and pestle(various)optional, depends on downstream analyses
0.2 µm pore filter(various)optional, depends on downstream analyses
50 mL conical tubes(various)optional, depends on downstream analyses
freeze dryer(various)optional, depends on downstream analyses
sealable test tubes(various)optional, depends on downstream analyses
ethyl acetate(various)optional, depends on downstream analyses
nitrogen gas(various)optional, depends on downstream analyses
material and equipment for HPLC(various)optional, depends on downstream analyses
material and equipment for ESI-TOF-MS(various)optional, depends on downstream analyses

Referências

  1. Lambers, H., Mougel, C., Jaillard, B., Hinsinger, P. Plant-microbe-soil interactions in the rhizosphere: An evolutionary perspective. Plant Soil. 321 (1), 83-115 (2009).
  2. Philippot, L., Raaijmakers, J. M., Lemanceau, P., vander Putten, W. H. Going back to the roots: The microbial ecology of the rhizosphere. Nat. Rev. Microbiol. 11 (11), 789-799 (2013).
  3. Somers, E., Vanderleyden, J., Srinivasan, M. Rhizosphere bacterial signalling: A Love Parade beneath our feet. Crit. Rev. Microbiol. 30 (4), 205-240 (2004).
  4. Barah, P., Winge, P., Kusnierczyk, A., Tran, D. H., Bones, A. M. Molecular signatures in Arabidopsis thaliana in response to insect attack and bacterial infection. PLoS ONE. 8 (3), (2013).
  5. Zhang, J., Zhou, J. -. M. Plant immunity triggered by microbial molecular signatures. Mol. Plant. 3 (5), 783-793 (2010).
  6. Paterson, E., Gebbing, T., Abel, C., Sim, A., Telfer, G. Rhizodeposition shapes rhizosphere microbial community structure in organic soil. New Phytol. 173 (3), 600-610 (2006).
  7. Hartmann, A., Schmid, M., van Tuinen, D., Berg, G. Plant-driven selection of microbes. Plant Soil. 321 (1-2), 235-257 (2008).
  8. Micallef, S. A., Shiaris, M. P., Colon-Carmona, A. Influence of Arabidopsis thaliana accessions on rhizobacterial communities and natural variation in root exudates. J. Exp. Bot. 60 (6), 1729-1742 (2009).
  9. Burr, T., Otten, L. Crown gall of grape: Biology and disease management. Annu. Rev. Phytopathol. 37, 53-80 (2001).
  10. Clough, S. J., Bent, A. F. Floral dip: A simplified method for Agrobacterium-mediated transformation of Arabidopsis thaliana. Plant J. 16 (6), 735-743 (1998).
  11. Binns, A. N., Costantino, P., Spaink, H. P., Kondorosi, A., Hooykaas, P. J. J. The Agrobacterium oncogenes. The Rhizobiaceae. , (1998).
  12. Gheysen, G., Angenon, G., Van Montagu, M., Lindsey, K. Agrobacterium-mediated plant transformation: a scientifically intriguing story with significant applications. Transgenic Plant Research. , (1998).
  13. Valvekens, D., Von Montagu, M. V., Van Lijsebettens, M. Agrobacterium tumefaciens-mediated transformation of Arabidopsis thaliana root explants by using kanamycin selection. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 85 (15), 5536-5540 (1988).
  14. Krysan, P. J., Young, J. C., Sussman, M. R. T-DNA as an insertional mutagen in Arabidopsis. Plant Cell. 11 (12), 2283 (1999).
  15. Chilton, M. D., et al. Stable incorporation of plasmid DNA into higher plant cells: The molecular basis of crown gall tumorigenesis. Cell. 11 (2), 263-271 (1977).
  16. Gelvin, S. B. Agrobacterium in the genomics age. Plant Physiol. 150 (4), 1665-1676 (2009).
  17. Subramoni, S., Nathoo, N., Klimov, E., Yuan, Z. -. C. Agrobacterium tumefaciens responses to plant-derived signaling molecules. Front. Plant Sci. 5, 322 (2014).
  18. Yuan, Z., Liu, P., Saenkham, P., Kerr, K., Nester, E. W. Transcriptome profiling and functional analysis of Agrobacterium tumefaciens reveals a general conserved response to acidic conditions (pH 5.5) and a complex acid-mediated signaling involved in Agrobacterium-plant interactions. J. Bacteriol. 190 (2), 494-507 (2008).
  19. Stachel, S. E., Messens, E., Van Montagu, M., Zambryski, P. Identification of the signal molecules produced by wounded plant cells that activate T-DNA transfer in Agrobacterium tumefaciens. Nature. 318 (6047), 624-629 (1985).
  20. Memelink, J., de Pater, B. S., Hoge, J. H. C., Schilperoort, R. A. T-DNA hormone biosynthetic genes: Phytohormones and gene expression in plants. Dev. Genet. 8 (5-6), 321-337 (1987).
  21. Yuan, Z. -. C., et al. The plant signal salicylic acid shuts down expression of the vir regulon and activates quormone-quenching genes in Agrobacterium. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 104 (28), 11790-11795 (2007).
  22. Yuan, Z. -. C., Haudecoeur, E., Faure, D., Kerr, K. F., Nester, E. W. Comparative transcriptome analysis of Agrobacterium tumefaciens in response to plant signal salicylic acid, indole-3-acetic acid and γ-amino butyric acid reveals signalling cross-talk and Agrobacterium-plant co-evolution. Cell. Microbiol. 10 (11), 2339-2354 (2008).
  23. Li, P. L., Farrand, S. K. The replicator of the nopaline-type Ti plasmid pTiC58 is a member of the repABC family and is influenced by the TraR-dependent quorum-sensing regulatory system. J. Bacteriol. 182 (1), 179-188 (2000).
  24. Atkinson, M. M., Huang, J., Knopp, J. A. Hypersensitivity of suspension-cultured tobacco cells to pathogenic bacteria. Phytopathology. 75 (11), 1270-1274 (1985).
  25. Veena, ., Jiang, H., Doerge, R. W., Gelvin, S. B. Transfer of T-DNA and Vir proteins to plant cells by Agrobacterium tumefaciens induces expression of host genes involved in mediating transformation and suppresses host defense gene expression. Plant J. 35 (2), 219-236 (2003).
  26. León, J., Rojo, E., Sanchez-Serrano, J. J. Wound signalling in plants. J. Exp. Bot. 52 (354), 1-9 (2001).
  27. Ditt, R. F., Kerr, K. F., de Figueiredo, P., Delrow, J., Comai, L., Nester, E. W. The Arabidopsis thaliana transcriptome in response to Agrobacterium tumefaciens. Mol. Plant Microbe In. 19 (6), 665-681 (2006).
  28. Mandimba, G., Heulin, T., Bally, R., Guckert, A., Balandreau, J. Chemotaxis of free-living nitrogen-fixing bacteria towards maize mucilage. Plant Soil. 90 (1-3), 129-139 (1986).
  29. Rudrappa, T., Czymmek, K. J., Pare, P. W., Bais, H. P. Root-secreted malic acid recruits beneficial soil bacteria. Plant Physiol. 148 (3), 1547-1556 (2008).
  30. Lee, C. W., et al. Agrobacterium tumefaciens promotes tumor induction by modulating pathogen defense in Arabidopsis thaliana. Plant Cell. 21 (9), 2948-2962 (2009).
  31. Reymond, P., Weber, H., Damond, M., Farmer, E. E. Differential gene expression in response to mechanical wounding and insect feeding in Arabidopsis. Plant Cell. 12 (5), 707-720 (2000).
  32. Matthysse, A. G. Attachment of Agrobacterium to plant surfaces. Front. Plant Sci. 5, 252 (2014).
  33. Alatorre-Cobos, F., et al. An improved, low-cost, hydroponic system for growing Arabidopsis and other plant species under aseptic conditions. BMC Plant Biol. 14 (1), 69 (2014).
  34. Conn, S. J., et al. Protocol: Optimising hydroponic growth systems for nutritional and physiological analysis of Arabidopsis thaliana and other plants. Plant Methods. 9 (1), 4 (2013).
  35. Nathoo, N. . Identification of putative plant defense genes using a novel hydroponic co-cultivation technique for studying plant-pathogen interaction. , (2015).
  36. Shaner, N. C., Campbell, R. E., Steinbach, P. A., Giepmans, B. N., Palmer, A. E., Tsien, R. Y. Improved monomeric red, orange and yellow fluorescent proteins derived from Discosoma sp. red fluorescent protein. Nat. Biotechnol. 22 (12), 1567-1572 (2004).
  37. Wise, A. A., Liu, H., Binns, A. N. Nucleic acid extraction from Agrobacterium strains. Methods Mol. Bio. 343, 67-76 (2006).
  38. Nolan, T., Hands, R. E., Bustin, S. A. Quantification of mRNA using real-time RT-PCR. Nat. Protoc. 1 (3), 1559-1582 (2006).
  39. Salter, M. G., Conlon, H. E. Extraction of plant RNA. Methods Mol. Bio. 362, 309-314 (2007).
  40. Bao, Y., Wang, S., Yang, X., Li, T., Xia, Y., Meng, X. Metabolomic study of the intervention effects of Shuihonghuazi Formula, a Traditional Chinese Medicinal formulae, on hepatocellular carcinoma (HCC) rats using performance HPLC/ESI-TOF-MS. J. Ethnopharmacol. 198, 468-478 (2017).
  41. Korves, T. M., Bergelson, J. A developmental response to pathogen infection in Arabidopsis. Plant Physiol. 133 (1), 339-347 (2003).
  42. Lyons, R., Rusu, A., Stiller, J., Powell, J., Manners, J. M., Kazan, K. Investigating the association between flowering time and defense in the Arabidopsis thaliana-Fusarium oxysporum interaction. PLoS ONE. 10 (6), e0127699 (2015).
  43. Badri, D. V., Weir, T. L., vander Lelie, D., Vivanco, J. M. Rhizosphere chemical dialogues: Plant-microbe interactions. Curr. Opin. Biotechnol. 20 (6), 642-650 (2009).
  44. Baerson, S. R., et al. Detoxification and transcriptome response in Arabidopsis seedlings exposed to the allelochemical benzoxazolin-2(3H)-one. J. Biol. Chem. 280 (23), 21867-21881 (2005).

Reimpressões e Permissões

Solicitar permissão para reutilizar o texto ou figuras deste artigo JoVE

Solicitar Permissão

Explore Mais Artigos

Biologia MolecularEdi o 125intera o molecular de plantas e micr biosAgrobacterium tumefaciensArabidopsis thalianaHidroponiaco cultivoresposta ao estresse das plantaspatogenicidadebact riasmicrobioma

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacidade

Termos de uso

Políticas

Entre em contato

recomende à biblioteca

Newsletter

Pesquisa

Educação

Autores

Bibliotecários

SOBRE A JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Todos os direitos reservados