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Resumo

Descrevemos os métodos para desenvolver um modelo experimental de síndrome metabólica induzida pela dieta (MetS) em coelhos, usando uma dieta hiperlipídica, alta-sacarose. Os animais desenvolveram obesidade central, hipertensão ligeira, pre-diabetes e dislipidemia, reproduzindo, assim, os principais componentes do MetS humanos. Este modelo de crônico permitirá a aquisição de mecanismos subjacentes do conhecimento da progressão da doença.

Resumo

Nos últimos anos, obesidade e síndrome metabólica (MetS) tornaram-se um problema crescente para a saúde pública e prática clínica, dada a sua prevalência aumentada devido ao aumento de estilos de vida sedentários e hábitos alimentares pouco saudáveis. Graças a modelos animais, a pesquisa básica pode investigar os mecanismos subjacentes a processos patológicos como MetS. Aqui, descrevemos os métodos utilizados para desenvolver um modelo experimental de coelho de MetS induzida por dieta e sua avaliação. Após um período de aclimatação, os animais são alimentados com um alto teor de gordura (10% hidrogenados óleo de coco e banha 5%), dieta de alta-sacarose (15% de sacarose dissolvida em água) para 28 semanas. Durante este período, vários procedimentos experimentais foram realizados para avaliar os diferentes componentes dos MetS: morfológicas e medições de pressão arterial, determinação de tolerância de glicose e a análise de vários marcadores de plasma. No final do período experimental, animais desenvolvidas obesidade central, hipertensão ligeira, pré-diabetes e dislipidemia com baixo HDL, LDL elevado e um aumento dos níveis de triglicérides (TG), reproduzindo, assim, os principais componentes do MetS humanos. Este modelo de crônico permite novas perspectivas para a compreensão dos mecanismos subjacentes na progressão da doença, a detecção de marcadores pré-clínicos e clínicos que permitem a identificação de pacientes de risco, ou mesmo o teste de novo terapêutico abordagens para o tratamento desta patologia complexa.

Introdução

Obesidade e síndrome metabólica (MetS) tornaram-se um problema crescente para a saúde pública e prática clínica, dada a sua prevalência aumentada devido ao aumento de estilos de vida sedentários e de hábitos alimentares pouco saudáveis1. Existem várias definições de MetS, mas a maioria descrevê-lo como um conjunto de alterações cardiovasculares e metabólicas como obesidade abdominal, redução de HDL e colesterol LDL elevado, triglicérides elevados, intolerância à glicose e hipertensão2 ,3,4. Diagnóstico requer que três dos cinco critérios estão presentes.

Devido a modelos animais, pesquisa básica tem sido capaz de investigar os mecanismos subjacentes a processos patológicos como MetS. Vários modelos animais têm sido utilizados, mas é de importância crucial que o modelo de escolha reproduz as principais manifestações clínicas da patologia humana (Figura 1). Com este objectivo, foram desenvolvidos modelos animais considerados semelhantes aos seres humanos, principalmente caninos e suína, (ver Verkest5 e Zhang & Lerman6 para revisão). No entanto, modelos caninos não mostra todos os componentes do MetS, dado que o desenvolvimento de aterosclerose ou hiperglicemia em cães por meio da dieta é questionável5. Suína modelos apresentam a similaridade mais anatômica e fisiológica com os humanos e assim oferecem poder preditivo significativo para elucidar os mecanismos subjacentes MetS, mas sua manutenção e a complexidade dos procedimentos experimentais fazem o uso Este modelo muito trabalho intensivo e caro6.

Por outro lado, modelos de roedores (rato e rato), dieta induzida espontânea e transgênicos, têm sido extensivamente usados na literatura para o estudo da obesidade, hipertensão e MetS e suas consequências patológicas em diferentes órgãos e sistemas (veja Wong et al. 7 para revisão). Embora o uso desses modelos é mais acessível do que o canino ou suína,... eles têm desvantagens importantes. Com efeito, dependendo da pressão, animais desenvolvem alguns componentes do MetS, enquanto outros como hipertensão, hiperglicemia e hiperinsulinemia são ausentes7. Além disso, um dos principais componentes dos MetS, obesidade, em algumas variedades geneticamente modificadas, não só depende de fatores associados com a dieta, prefiro tem sido demonstrado que alguns animais se tornam obesas com comida normal ou mesmo reduzida ingestão8. Finalmente, camundongos e ratos mostram uma deficiência natural na proteína de transferência de éster de colesterol (CETP) e usam o HDL como os principais meios de transporte de colesterol, o que os torna relativamente resistentes ao desenvolvimento da aterosclerose. Esta é uma diferença importante no metabolismo de lipídios com seres humanos, que expressam CETP e transportar o colesterol principalmente em LDL9.

Por outro lado, o coelho do laboratório representa um estágio intermediário entre o animal maior e modelos experimentais de roedores. Assim, o coelho pode ser facilmente submetido a diferentes tipos de protocolos com requisitos mínimos de pessoal e manutenção, sendo mais facilmente manipulado em procedimentos experimentais do que modelos animais maiores. Além disso, foi relatado que coelhos alimentados com uma dieta high-fat tem alterações hemodinâmicas e neurohumoral semelhantes como seres humanos obesos8,10,11. De nota, sobre o metabolismo lipídico, o coelho tem CETP abundante no plasma e seu perfil de lipoproteína é rica em LDL12, que também é semelhante aos seres humanos. Além disso, coelhos desenvolvem hiperlipidemia rapidamente dado que, como herbívoros, eles são muito sensíveis a gordura dietética13.

figure-introduction-4276
Figura 1: comparação de modelos animais de MetS. Consulte Verkest5, Zhang e Lerman6e Wong et al . 7 para revisão. "figure-introduction-4573" indica uma vantagem e "figure-introduction-4663" indica uma desvantagem. *controverso, varia de acordo com o estudo, *como apontou fora por Carroll et al . 8, algumas linhagens geneticamente modificadas tornam-se obesas independentemente da ingestão de alimentos. CEPT: proteína de transferência de éster de colesterol. GTT: teste de tolerância à glicose. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

A fim de elucidar os mecanismos básicos subjacentes a remodelação patológico produzido por metástases nos diferentes órgãos e sistemas e para obter uma compreensão desta patologia complexa, a escolha de um modelo experimental que reproduz os principais componentes do MetS humano é essencial. O coelho pode fornecer muitas vantagens, dadas a sua semelhança com a fisiologia humana e a disponibilidade de uso em protocolos crônicos e medições. Nesta linha, alguns modelos de coelho induzida por dieta usando dieta hiperlipídica e alta-sacarose foram utilizados14,15,16,17,18,19 (tabela 1) e um caracterização dos diferentes componentes dos MetS é de grande importância quando relativas a um fenótipo com remodelação de órgão. Assim, o objetivo principal do presente artigo é para descrever os métodos para desenvolver um modelo de MetS induzida por dieta em coelhos que permite o estudo de sua fisiopatologia e impacto na remodelação do órgão.

EstudoDietaDuraçãoRaçaComponentes de MetS
OBHTHGDL
Yin et al. (2002)14·    10% de gordura24 semanas·      NZW masculinofigure-introduction-7119-figure-introduction-7252figure-introduction-7342
·    37% de sacarose·      2 kg
Zhao et al. (2007)15·    10% de gordura36 semanas·      JW masculinofigure-introduction-7681figure-introduction-7771figure-introduction-7861figure-introduction-7951
·    30% de sacarose·      16 semanas
Helfestein et al (2011)16·    10% de gordura24 semanas·      NZW masculinofigure-introduction-8302-figure-introduction-8435figure-introduction-8525
·    40% de sacarose·      12 semanas
·    0.1-0.5 colesterol
Ning et al (2015)17·    10% de gordura8-16 semanas·      WHHL masculinofigure-introduction-8932-figure-introduction-9065figure-introduction-9155
·    30% de frutose *·      12 semanas
Liu et al (2016)18·    10% de gordura48 semanas·      NZW masculinofigure-introduction-9500-figure-introduction-9633figure-introduction-9723
·    30% de sacarose·      12 semanas
Árias-Mutis et al (2017)19·    15% de gordura28 semanas·      NZW masculinofigure-introduction-10039figure-introduction-10117figure-introduction-10195figure-introduction-10273

Tabela 1: MetS induzida por dieta coelho modelos usando dieta hiperlipídica, alta-sacarose. O símbolo "figure-introduction-10545"indica ausência,"figure-introduction-10628" presença, e "-" não avaliada. * restrito. WHHL, Watanabe hiperlipidemic hereditários coelhos. JW, japonês coelhos brancos. OB, obesidade. HT, hipertensão. HG, hiperglicemia. DL, dislipidemia.

Protocolo

Cuidados com animais e os protocolos experimentais usados neste estudo cumpriu com UE Directiva 2010/63, sobre a protecção dos animais utilizados para fins científicos e foram aprovados pelo Comitê de uso (2015/VSC/ervilha/00049) e cuidados institucionais do Animal.

Nota: O protocolo consiste na administração crônica de uma dieta de alto teor de gordura, alta-sacarose por 28 semanas e a avaliação dos principais componentes dos MetS. Nós usamos 11 coelhos Nova Zelândia branco (NZW) masculino adulto pesando 4.39 ± 0,14 (s.d.) kg, que eram 20-22 semanas de idade no início do protocolo experimental. Eles estavam alojados em um quarto com uma humidade relativa (50 ± 5%) e ciclo de condições de controle de temperatura (20 ± 1,5 ° C) com uma luz de 12-h. As palavras "chow" e "diet" pode ser usados de forma intercambiável nas etapas do protocolo.

1. dieta administração

  1. Obter ou preparar dietas
    1. Obter um comercialmente disponível alta gordura dieta com óleo de coco hidrogenado adicionado (10%) e banha (5%)19. Esta dieta fornecerá 3.7 kcal·g-1.
    2. Prepare soluções de sacarose de 5 a 15%, dissolvendo as quantidades apropriadas de sacarose em água esterilizada (por exemplo, uso 300 g de sacarose em estoque de 2 L de uma solução de sacarose 15%). Uma solução de 15% fornecerá kcal·mL 0,6-1.
    3. Obter um disponível comercialmente dieta controle19, que fornece 2,7 kcal·g-1.
  2. Adaptar os animais por 4 semanas
    1. Alimente a cada animal no grupo controle 120g de dieta controle diariamente. Fornece água ad libitum.
    2. Alimente animais em MetS chow de 250g de grupo começando com um controle de 50% e 50% comida de alto teor de gordura, aumentando progressivamente a comida de alto teor de gordura de 100% até o final da semana 4.
      Nota: O objetivo seria atingir: (i) controle de 35% e chow de alto teor de gordura 65% até o final de semana 1; (ii) 25% controle e chow de alto teor de gordura de 75% no final de semana 2; (iii) 15% controle e 85% gordura comida no final de semana 3. (iv) comida de alto teor de gordura 100% até o final da semana 4.
    3. Dê animais em MetS grupo água com 5% de sacarose no início e aumentar a concentração de sacarose a 15% até o final da semana 4th .
    4. Registre a ingestão diária de chow e sacarose solução para calcular a ingestão calórica, conforme valores fornecidos em 1.1.1. e 1.1.2.
  3. Induzir o MetS (28 semanas)
    1. Cada animal no grupo controle 120g de controle de alimentação comida e água ad libitum diariamente.
    2. Alimente os animais no grupo de MetS 250 g de gordura chow e 15% de sacarose em água. Substitua o chow diariamente e a solução de sacarose a cada três dias.
    3. Pese o restante comida e água diariamente para estimar o consumo diário.

2. avaliação morfológica

  1. Medida animal peso corporal em uma base semanal.
  2. Medir a altura, comprimento, contorno abdominale comprimento da tíbiae calcular o IMC antes da administração da dieta experimental e em semanas 14 e 28 em animais anestesiados.
    1. Canule veia marginal de orelha direita com um cateter descartável estéril (18-22 G) e injetar o propofol (8 mgkg-1), seguido por 1,5 mL de solução de NaCl 0,9%. No coelho anestesiado, execute as medidas listadas nas etapas subsequentes.
    2. Medida de altura e comprimento. Usando a fita métrica, medida e registro a distância entre o nariz para o calcanhar na posição de decúbito lateral (comprimento). Na mesma posição, leve a distância entre o acrômio no ombro à ponta da pata (altura).
    3. Calcular o índice de massa (IMC) de corpo20 como peso corporal (kg) · [corpo comprimento (m) x altura (m)] -1.
    4. Coloque a fita métrica suavemente ao redor do contorno abdominal e fazer uma medição com o animal em posição supina.
    5. Meça o comprimento da tíbia da parte inferior da articulação do joelho para a inserção do tendão de Aquiles.

3. jejum a glicemia e teste de tolerância à glicose intravenosa (IVGTT)

Nota: É aconselhável iniciar os procedimentos, a mesma hora do dia (ou seja, 2-15:00).

  1. Prepare uma solução de glicose (60%) com 60 g de glicose em 100 mL de solução de NaCl 0,9%.
  2. Rápido o animal para 7 h (retirar alimentos e manter a água), em seguida, coloque o coelho consciente em uma retenção de bruços. Preparar o medidor de glicose (inserir uma nova tira no monitor) e pegue a primeira amostra da veia marginal esquerda usando uma lanceta para obter uma gota de sangue. Em seguida, encoste a gota de sangue com o teste tira e medir glicemia usando o medidor de glicose para determinar a glicemia de jejum.
  3. Canule veia marginal de orelha direita com um cateter descartável (18-22 G) e injetar um bolus de uma solução de glicose de 60% (0,6 g·kg-1).
    Nota: Para preparar o bolo, adicione 1 mL/kg do estoque de glicose.
  4. Colher amostras de sangue usando o lancet (uma gota de sangue) em 15, 30, 60, 90, 120 e 180 min após a injeção de glicose e analisá-los com o medidor de glicose como em 3.2.
  5. Remover o cateter descartável e comprima o local de inserção do cateter com uma gaze. Uma vez que o sangue está coagulado, remova a gaze e verificar o status do animal.

4. pressão arterial

  1. Preparar o sistema de aquisição, incluindo um transdutor de pressão, uma seringa de 10 mL com 0,9% de NaCl, uma torneira de três vias, um amplificador e um PC/laptop com o software de aquisição (para gravação de pressão arterial).
  2. Configure o equipamento. Primeiro, coloque a torneira de três vias e a seringa no transdutor de pressão, entre o transdutor e o cateter e conectar o transdutor de pressão para o amplificador. Em seguida, conecte o amplificador para o PC/laptop.
  3. Execute a calibração de transdutores de pressão de acordo com as recomendações do fabricante.
  4. Coloque o animal consciente em uma retenção de coelho, de bruços. Aquecer a orelha antes de canulação e, em seguida, aplicar topicamente um anestésico local (lidocaína/prilocaína 2,5%) no ouvido ao redor do local de inserção. Bata levemente a área onde o pacote vascular é executado para identificar facilmente a artéria. Em seguida, insira um cateter estéril (18-22 G) na artéria central da orelha esquerda. Soltar as amarras e permitir que o animal ficar quietos por 30 min.
  5. Registrar a pressão arterial continuamente por 20 min diretamente do cateter arterial, colocando o transdutor de pressão posicionado ao lado do animal no nível do coração (frequência de amostragem: 1 KHz, ver Figura 5B).
    Nota: Para manter a pressão arterial (PA) gravação livre da interferência de coagulação de sangue (sinal de BP perde amplitude ou desaparece), deve ser feita uma injeção de NaCl (0,9%). Usando a torneira de três vias, fecha o circuito que vai partir do transdutor para o cateter, abrir o circuito que vai desde a seringa ao cateter e injetar 1-2 mL. Isto irá remover coágulos de sangue que podem formar-se o cateter. Em seguida, abra o circuito entre o transdutor e o cateter e continuar a gravação, uma vez que o sinal tenha sido recuperado.
  6. Quando a gravação estiver concluída, remova o cateter e aperte com uma gaze no sítio de inserção do cateter para parar a perda de sangue. Uma vez que o sangue está coagulado, remova a gaze e verificar o status do animal.

5. plasma medições

Nota: É aconselhável iniciar os procedimentos, a mesma hora do dia (ou seja, 2-15:00).

  1. Rápido o animal para 7 h (retirar alimentos e manter a água), em seguida coloque o animal consciente em uma retenção de bruços e introduza uma agulha estéril de 21 G na veia marginal da orelha esquerda. Uma vez que o sangue começa a escorrer, descartar a primeira gota e coletar as amostras de sangue em tubos de EDTA até o nível indicado no tubo. Armazene as amostras no gelo.
  2. Centrifugar as amostras de sangue em 1.500 x g, 15 min, 4 ° C. Após a centrifugação, o plasma, utilizando uma pipeta de sucção e preparar alíquotas de 250 µ l.
  3. Analise as amostras frescas imediatamente. Parâmetros básicos de controle são as seguintes: triglicerídeos, colesterol total, HDL e LDL colesterol.
    Nota: As amostras analisadas não recém devem ser armazenadas imediatamente em um freezer-80 ° C. Se estiver interessado na análise de amostras de plasma de glicose no sangue, o teste de glicose do sangue deve usar tubos com fluoreto de oxalato em vez de EDTA.

Resultados

MetS representa um conjunto de anormalidades metabólicas e cardiovasculares, cujo estudo pode ser facilitado pela utilização de modelos experimentais. Com efeito, para elucidar os mecanismos subjacentes a remodelação patológico produzido por MetS, a escolha de um modelo experimental que apropriadamente se assemelha a condição humana e é adequado para a pesquisa é de importância crucial. Aqui, apresentamos os métodos para induzir MetS em coelho usando uma dieta rica em gordura ...

Discussão

O estabelecimento de um modelo experimental adequado pode fornecer um método mais consistente e confiável para estudar o desenvolvimento dos MetS, e também é necessário compreender os mecanismos básicos que sustentam os órgãos e sistemas de remodelação. Aqui, descrevemos os métodos utilizados para desenvolver um modelo experimental relevante de MetS induzida por dieta e como avaliar os principais componentes do aglomerado de anormalidades metabólicas e cardiovasculares que caracterizam este modelo: obesidade ...

Divulgações

Os autores declaram que eles têm não tem interesses financeiro concorrente.

Agradecimentos

Este trabalho foi apoiado pela Generalitat Valenciana (GV2015-062), Universitat de València (UV-INV-PRECOMP14-206372) para MZ, Generalitat Valenciana (PROMETEOII/2014/037) e Instituto de Salud Carlos III-FEDER fundos (CIBERCV CB16/11/0486) FCJ.

Materiais

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Introcan Certo 20GB Braun4251326Peripheral intravenous catheter
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PowerLab 2/26AD InstrumentsML826Amplifier
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LabChart ver. 6AD Instrumentsnot availableAcquisition software
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Animal Bio AmpAD InstrumentsFE136Amplifier
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Sucrose SigmaS0389-5KGSucrose for drinking solution
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Rabbit maintenance control dietSsniffV2333-000Control diet
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Rabbit high-fat dietSsniffS9052-E020High-fat diet
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Rabbit rack and drinkerSodispannot availableRack for rabbits
https://www.sodispan.com/jaulas-y-racks/racks-conejo-y-cobaya/
Rabbit restrainerZoonlab3045601http://www.zoonlab.de/en/index.html

Referências

  1. Cornier, M. A., Dabelea, D., Hernandez, T. L., Lindstrom, R. C., Steig, A. J., Stob, N. R., et al. The metabolic syndrome. Endocr rev. 29 (7), 777-822 (2008).
  2. . IDF Consensus Worldwide Definition of the Metabolic Syndrome Available from: https://www.idf.org/e-library/consensus-statements.html (2006)
  3. Alberti, K. G., Eckel, R. H., Grundy, S. M., Zimmet, P. Z., Cleeman, J. I., Donato, K. A., et al. Harmonizing the metabolic syndrome: a joint interim statement of the International Diabetes Federation Task Force on Epidemiology and Prevention; National Heart, Lung, and Blood Institute; American Heart Association; World Heart Federation; International Atherosclerosis Society; and International Association for the Study of Obesity. Circulation. 120 (16), 1640-1645 (2009).
  4. Grundy, S. M. Pre-diabetes, metabolic syndrome, and cardiovascular risk. JACC. 59 (7), 635-643 (2012).
  5. Verkest, K. R. Is the metabolic syndrome a useful clinical concept in dogs? A review of the evidence. Vet J. 199 (1), 24-30 (2014).
  6. Zhang, X., Lerman, L. O. Investigating the Metabolic Syndrome: Contributions of Swine Models. Toxicol Pathol. 44 (3), 358-366 (2016).
  7. Wong, S. K., Chin, K. Y., Suhaimi, F. H., Fairus, A., Ima-Nirwana, S. Animal models of metabolic syndrome: a review. Nutr Metab (Lond). 13, 65 (2016).
  8. Carroll, J. F., Dwyer, T. M., Grady, A. W., Reinhart, G. A., Montani, J. P., Cockrell, K., et al. Hypertension, cardiac hypertrophy, and neurohumoral activity in a new animal model of obesity. Am J Physiol. 271 (1 Pt 2), H373-H378 (1996).
  9. Grooth, G. J., Klerkx, A. H., Stroes, E. S., Stalenhoef, A. F., Kastelein, J. J., Kuivenhoven, J. A. A review of CETP and its relation to atherosclerosis. J Lipid Res. 45 (11), 1967-1974 (2004).
  10. Zarzoso, M., Mironov, S., Guerrero-Serna, G., Willis, B. C., Pandit, S. V. Ventricular remodelling in rabbits with sustained high-fat diet. Acta Physiol (Oxf). 211 (1), 36-47 (2014).
  11. Filippi, S., Vignozzi, L., Morelli, A., Chavalmane, A. K., Sarchielli, E., Fibbi, B., Saad, F., Sandner, P., Ruggiano, P., Vannelli, G. B., Mannucci, E., Maggi, M. Testosterone partially ameliorates metabolic profile and erectile responsiveness to PDE5 inhibitors in an animal model of male metabolic syndrome. J Sex Med. 6 (12), 3274-3288 (2009).
  12. Waqar, A. B., Koike, T., Yu, Y., Inoue, T., Aoki, T., Liu, E., et al. High-fat diet without excess calories induces metabolic disorders and enhances atherosclerosis in rabbits. Atherosclerosis. 213 (1), 148-155 (2010).
  13. Fan, J., Watanabe, T. Cholesterol-fed and transgenic rabbit models for the study of atherosclerosis. J Atheroscler Thromb. 7 (1), 26-32 (2000).
  14. Yin, W., Yuan, Z., Wang, Z., Yang, B., Yang, Y. A diet high in saturated fat and sucrose alters glucoregulation and induces aortic fatty streaks in New Zealand White rabbits. Int J Exp Diabetes Res. 3 (3), 179-184 (2002).
  15. Zhao, S., Chu, Y., Zhang, C., Lin, Y., Xu, K., Yang, P., et al. Diet-induced central obesity and insulin resistance in rabbits. J Anim Physiol Anim Nutr (Berl). 92 (1), 105-111 (2008).
  16. Helfenstein, T., Fonseca, F. A., Ihara, S. S., Bottos, J. M., Moreira, F. T., Pott, H., et al. Impaired glucose tolerance plus hyperlipidaemia induced by diet promotes retina microaneurysms in New Zealand rabbits. Int J Exp Pathol. 92 (1), 40-49 (2011).
  17. Ning, B., Wang, X., Yu, Y., Waqar, A. B., Yu, Q., Koike, T., et al. High-fructose and high-fat diet-induced insulin resistance enhances atherosclerosis in Watanabe heritable hyperlipidemic rabbits. Nutr Metab (Lond). 12, 30 (2015).
  18. Liu, Y., Li, B., Li, M., Yu, Y., Wang, Z., Chen, S. Improvement of cardiac dysfunction by bilateral surgical renal denervation in animals with diabetes induced by high fructose and high fat diet. Diabetes Res Clin Pract. 115, 140-149 (2016).
  19. Arias-Mutis, O. J., Marrachelli, V. G., Ruiz-Saurí, A., Alberola, A., Morales, J. M., Such-Miquel, L., Monleon, D., Chorro, F. J., Such, L., Zarzoso, M. Development and characterization of an experimental model of diet-induced metabolic syndrome in rabbit. PLoS One. 12 (5), e0178315 (2017).
  20. Nelson, R. W., Himsel, C. A., Feldman, E. C., Bottoms, G. D. Glucose tolerance and insulin response in normal-weight and obese cats. Am J Vet Res. 51 (9), 1357-1362 (1990).
  21. Staup, M., Aoyagi, G., Bayless, T., Wang, Y., Chng, K. Characterization of Metabolic Status in Nonhuman Primates with the Intravenous Glucose Tolerance Test. J Vis Exp. (117), e52895 (2016).
  22. Hall, J. E., do Carmo, J. M., da Silva, A. A., Wang, Z., Hall, M. E. Obesity-induced hypertension: interaction of neurohumoral and renal mechanisms. Circ Res. 116 (6), 991-1006 (2015).
  23. Linz, D., Hohl, M., Mahfoud, F., Reil, J. C., Linz, W., Hübschle, T., Juretschke, H. P., Neumann-Häflin, C., Rütten, H., Böhm, M. Cardiac remodeling and myocardial dysfunction in obese spontaneously hypertensive rats. J Transl Med. 10 (10), 187 (2012).
  24. Sasser, T. A., Chapman, S. E., Li, S., Hudson, C., Orton, S. P., Diener, J. M., Gammon, S. T., Correcher, C., Leevy, W. M. Segmentation and measurement of fat volumes in murine obesity models using X-ray computed tomography. J Vis Exp. (62), e3680 (2012).
  25. Kawai, T., Ito, T., Ohwada, K., Mera, Y., Matsushita, M., Tomoike, H. Hereditary postprandial hypertriglyceridemic rabbit exhibits insulin resistance and central obesity: a novel model of metabolic syndrome. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 26 (12), 2752-2757 (2006).
  26. Shiomi, M., Kobayashi, T., Kuniyoshi, N., Yamada, S., Ito, T. Myocardial infarction-prone Watanabe heritable hyperlipidemic rabbits with mesenteric fat accumulation are a novel animal model for metabolic syndrome. Pathobiology. 79 (6), 329-338 (2012).
  27. Hildrum, B., Mykletun, A., Hole, T., Midthjell, K., Dahl, A. A. Age-specific prevalence of the metabolic syndrome defined by the International Diabetes Federation and the National Cholesterol Education Program: The Norwegian HUNT 2 study. BMC Public Health. 7, 220 (2007).

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