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Resumo

Aqui, nós apresentamos diversos métodos simples para avaliar a viabilidade e a morte em spheroids da pilha de cancro 3D, que imitam os gradientes physico-químicos de tumores in vivo muito melhor do que a cultura 2D. O modelo esferóide, portanto, permite a avaliação da eficácia do câncer de drogas com melhor tradução para as condições in vivo.

Resumo

Os esferoides tridimensionais de pilhas de cancro são ferramentas importantes para telas da droga do cancro e para ganhar a introspecção mecanicista na biologia da pilha de cancro. O poder desta preparação encontra-se em sua habilidade de imitar muitos aspectos das condições in vivo dos tumores ao ser rápido, barato, e versátil bastante permitir a seleção relativamente high-throughput. As condições da cultura esferóide podem recapitular os gradientes físico-químicos em um tumor, incluindo a crescente acidez extracelular, o aumento do lactato e a diminuição da disponibilidade de glicose e oxigênio, da periferia esferóide ao seu núcleo. Também, as propriedades mecânicas e as interações Cell-Cell de tumores in vivo são em parte imitada por este modelo. As propriedades específicas e, consequentemente, as condições ideais de crescimento, de esferóides 3D, diferem amplamente entre diferentes tipos de células cancerosas. Além disso, a avaliação da viabilidade celular e morte em esferóides 3D requer métodos que diferem em parte daqueles empregados para culturas 2D. Aqui nós descrevemos diversos protocolos para preparar esferoides 3D de pilhas de cancro, e para usar tais culturas para avaliar a viabilidade e a morte da pilha no contexto de avaliar a eficácia de drogas anticâncer.

Introdução

O uso de modelos de esferóide multicelular na biologia do câncer é de várias décadas1,2, mas ganhou um impulso substancial nos últimos anos. Em grande parte, isso reflete o aumento da consciência de quão fortemente o fenótipo das células cancerosas é dependente do seu microambiente e condições de crescimento específicas. O microambiente em tumores sólidos é fundamentalmente diferente do que nos tecidos normais correspondentes. Isso inclui condições físico-químicas como pH, tensão de oxigênio, bem como pressão intersticial, gradientes de concentração de fatores solúveis, como nutrientes, resíduos e compostos de sinalização secretados (fatores de crescimento, citocinas). Além disso, inclui a organização da matriz extracelular (ECM), interações célula-célula e sinalização intercelular, e outros aspectos da arquitetura tridimensional (3D) particular do tumor3,4, 5,6. As condições microambientais específicas em que as células cancerosas existem, afetam profundamente seu perfil de expressão gênica e propriedades funcionais, e é claro que, em comparação com a das células cultivadas em 2D, o fenótipo de esferóides 3D muito mais estreitamente imita o dos tumores in vivo7,8,9,10,11. os modelos 2D, mesmo se empregam a hipóxia, o pH ácido, e as concentrações elevadas do lactato para imitar aspectos conhecidos do microambiente do tumor, ainda não conseguem capturar os gradientes de parâmetros physico-químicos que levantam-se dentro dos tumores, assim como seu tumor 3D Arquitetura. Por outro lado, os modelos animais são dispendiosos, lentos e eticamente problemáticos, e geralmente, também têm deficiências na sua capacidade de recapitular as condições do tumor humano. Consequentemente, os esferóides 3D têm sido aplicados como um modelo de complexidade intermediária em estudos de uma ampla gama de propriedades da maioria dos cânceres sólidos9,11,12,13, 14,15,16,17.

Um uso amplamente empregado de esferóides 3D está em ensaios de triagem da eficácia da terapia anticâncer9,18,19,20. As respostas ao tratamento são particularmente sensíveis ao microambiente tumoral, refletindo tanto o impacto da tortuosidade, a difusão restrita, a alta pressão intersticial, quanto o pH ambiental ácido na entrega de fármacos, e o impacto da hipóxia e outros aspectos do microambiente na resposta de morte celular9,17. Porque o ambiente dentro de esferoides 3D inerentemente desenvolve todas essas propriedades7,8,9,10,11, empregando culturas de células 3D pode melhorar substancialmente a tradução dos resultados para as condições in vivo, mas permitir uma triagem eficiente e acessível de alta taxa de transferência do crescimento líquido. No entanto, a grande maioria dos estudos sobre a resposta medicamentosa das células cancerosas ainda são realizadas em condições 2D. Isso provavelmente reflete que, enquanto alguns ensaios podem ser relativamente facilmente implementados para culturas de células 3D, muitos, como ensaios de viabilidade, western blotting, e análise de imunofluorescência, são muito mais convenientemente feito em 2D do que em 3D.

O objetivo do presente trabalho é fornecer ensaios facilmente amáveis e protocolos precisos para análises do efeito do tratamento com medicamentos anticancerígenos sobre a viabilidade de células cancerosas e sobrevivência em um tumor 3D que imita o ajuste. Especificamente, fornecemos e comparamos três métodos diferentes para a formação de esferóides, seguidos de métodos para análises qualitativas e quantitativas de crescimento, viabilidade e resposta a medicamentos.

Protocolo

1. geração de spheroids

  1. Preparando suspensões de células para formação de esferóides
    Nota:     as linhas celulares diferentes têm propriedades de adesão muito diferentes e o protocolo de formação de esferóide mais adequado deve ser estabelecido em cada caso. Nós encontramos que as pilhas de MCF-7 e de bxpc-3 são apropriadas para a formação esferóide espontânea, quando MDA-MB-231, skbr-3, Panc-1 e miapaca exigirem a adição de membrana reconstituída do porão para dar forma com sucesso a spheroids. Somente as pilhas de MDA-MB-231 e de BxPC-3 foram empregadas para o protocolo de gota de suspensão, porém outras linhas de pilha são certamente aplicáveis.
    1. Cresça as células como monocamada até 70-80% de confluência.
    2. As células de lavagem com tampão fosfato salina (1X PBS, 5 mL para um 25 cm2 ou 10 ml para um 75 cm2 balão), adicionar a célula dissociação enzimática (0,5 ml para um 25 cm2 ou 1 ml para um 75 cm2 balão) e incubar as células para 2-5 min a 37 ° c em 5% CO2 e 95% umidade.
    3. Verific o destacamento da pilha um microscópio e neutralizar a enzima da dissociação da pilha adicionando o meio de crescimento (soro de 6-10% dependendo da linha de pilha) a um volume total de 5 ml em uns 25 cm2 ou 10 ml para um balão de 75 cm2 .
    4. Use uma câmara de Bürker para contar pilhas e para contar 8 quadrados na câmara por a preparação da pilha para obter uma reprodutibilidade elevada do tamanho dos spheroids.
      Nota: Três protocolos cada um descrevendo um método diferente para a formação do esferóide são apresentados abaixo. O protocolo 1,2 e o 1,3 podem ser usados para todos os protocolos analíticos subseqüentes apresentados, visto que o protocolo 1,4 é serido melhor para preparações da incorporação e do lisado. Dependendo da linha celular, a formação de esferóides leva 2-4 dias, independentemente do método utilizado.
  2. Formação esferóide espontânea
    1. Execute etapas 1.1.1-1.1.4.
    2. Diluir a suspensão celular em um tubo de 15 mL para obter 0,5-2 x 104 células/ml (a densidade celular ideal precisa ser determinada para cada linha celular) (Figura 1a (II)).
    3. Encha o anel externo de poços com 1X PBS ou meio de crescimento para reduzir a evaporação dos poços restantes. Transfira a suspensão da célula para um reservatório estéril e, utilizando uma pipeta multicanal, dispense 200 μL/poço em placas de fundo redondo de encaixe Ultrabaixa 96-well (Figura 1a (III)).
    4. Incubar a placa em uma incubadora em 37 ° c com 5% CO2, 95% umidade.
    5. Cada 2-3 dias adquirem imagens microscópicas claras dos esferóides.
      Nota: As imagens neste papel são tomadas na ampliação 11.5 x, que é apropriada para a maioria de esferoides preparados usando estes protocolos.
    6. A cada 2-3 dias (após a aquisição de imagens) substitua 100 μL de meio (remova 100 μL do meio gasto e substitua por 100 μL de meio fresco.
      Nota: Para evitar a remoção de esferóides ao substituir o meio, é aconselhável inclinar a placa um pouco enquanto lentamente removendo o meio e inspecionar o meio aspirado nas pontas para esferóides visíveis antes de descartá-lo.
  3. Formação esferóide membrana-negociada reconstituída do porão.
    Nota:     foi utilizado o vírus da lactose desidrogenase elevante (LDEV)-livre redução do fator de crescimento reconstituído de membrana basal (rBM). rBM é temperatura-sensível e deve sempre ser mantido no gelo, porque coagirá se alcanga 15 ° c. Descongelar o rBM no gelo durante a noite a 4 ° c ou 2-4 h à temperatura ambiente (RT) antes do chapeamento.
    1. Thaw rBM no gelo (ver tabela de materiais).
    2. Mantenha as placas e reservatórios (se embalados individualmente) no gelo antes de usar.
    3. Execute etapas 1.1.1-1.1.4.
    4. Encha o anel externo de poços com 1X PBS ou meio de crescimento para reduzir a evaporação dos poços restantes. Diluir a suspensão celular em um tubo de 15 mL para obter 0,5-2 x 104 células/ml (a densidade celular ideal precisa ser determinada para cada linha celular) (Figura 1a (II)).
    5. Coloque o tubo de 15 mL contendo a suspensão celular diluída no gelo (por exemplo, na taça de vidro) (Figura 1a (IIA)).
    6. Transfira as placas refrigeradas e os reservatórios para o capô. Enxágüe recipientes plásticos, encha-os com o gelo e transfira-os na capa para permitir que as placas e os reservatórios sejam coloc no gelo durante o procedimento inteiro.
    7. Resuspend rBM suavemente para garantir um gel homogêneo.
    8. Adicionar 1-2% rBM (a concentração óptima precisa de ser determinada para cada linha celular) às suspensões refrigeradas da pilha (Figura 1a (IIB)).
    9. Inverta o tubo de 15 mL para assegurar a mistura adequada de rBM e suspensão celular antes de dispensar a suspensão na chapa.
    10. Transfira a suspensão de células contendo rBM para um reservatório estéril e dispense 200 μL/poço em placas refrigeradas de baixo valor 96-well com uma pipeta multicanal (Figura 1a (III)).
      Nota: Se trabalhar com várias suspensões celulares (por exemplo, mais de uma linha celular), é essencial dispensar cada suspensão celular imediatamente após a adição de rBM para evitar o gelamento prematuro.
    11. Centrifugue a placa por 15 min em 750 x g usando ' soft decente '/no travagem (se possível, centrifugar a 4 ° c para manter o fluido RBM mais longo, mas não um requisito para a formação de esferóide bem sucedido), para garantir que as células estão agrupadas quando o RBM endurece, facilitando a formação de um único esferóide.
    12. Incubar a placa em uma incubadora (37 ° c, 5% CO2, 95% umidade).
    13. Cada 2-3 dias adquirem imagens microscópicas claras para avaliação do crescimento esferóide.
    14. A cada 2-3 dias substitua 100 μL de meio (remova 100 μL e substitua por 100 μL de meio fresco).
  4. Spheroids pendurados da gota.
    1. Execute a etapa 1.1.1-1.1.4.
    2. Diluir as células para obter uma diluição adequada. Uma diluição prática é 50.000 células/mL.
    3. Retire a tampa de um prato de cultura de 10 cm2 células e colocá-lo para que ele enfrenta para cima. Adicionar 6 mL de 1X PBS ao prato (Figura 1B (i)).
    4. Despeje a suspensão celular em um reservatório estéril e coloque cuidadosamente até 30 gotas de 40 μL de suspensão celular na tampa do prato de cultura celular usando uma pipeta multicanal (Figura 1B (II)), resultando em uma concentração de 2.000 células/gota. Evite colocar as gotas muito perto da borda da tampa como estas gotas são mais propensos a perder a tensão superficial ao inverter a tampa na etapa seguinte.
    5. Inverta a tampa em um movimento rápido mas controlado e coloque-o em cima do prato de cultura celular contendo 1X PBS (Figura 1B (III)).
    6. Coloque o prato em uma incubadora a 37 ° c com 5% de CO2 e 95% de umidade sem perturbar as gotas e deixá-los crescer por 4-6 dias.
    7. Se a ser utilizado para a proteína lisados ou incorporação, esferoides piscina, removendo a tampa e incliná-lo, a fim de lavar as gotas com 1 ml de meio aquecido. Transfira o meio resultante contendo esferóides para um tubo de 1,5 mL e permita que eles se instalem na parte inferior do tubo. Proceder como descrito em 4,4 e 6.2.2 para proteínas lisados e incorporação, respectivamente.

2. tratamento medicamentoso de spheroids

Nota: O tratamento a longo prazo da droga pode ser aplicado aos esferoides a fim telar para efeitos de uma droga do interesse. Antes de iniciar o tratamento medicamentoso, é aconselhável realizar um experimento de resposta da dose do (s) fármaco (es), a fim de encontrar uma dose adequada para o tratamento experimental. As doses devem basear-se na determinada IC50/ki da droga e variam de cerca de 0,2 x-10x deste valor.

  1. Configurar 6-12 esferoides por condição desejada conforme descrito em 1,2 ou 1,3 e colocar na incubadora (37 ° c, 5% CO2, 95% umidade) por 2 dias.
  2. No dia 2, leve imagens microscópicas claras dos esferóides.
  3. Prepare as primeiras doses de tratamento (depois de adquirir imagens).
    Nota: A primeira concentração de tratamento deve ser duas vezes a concentração final desejada, pois a solução será diluída 1:2 em adição ao poço contendo 100 μL de meio. Intervalos sugeridos de tratamento medicamentoso (dependerá da meia-vida da droga): dia 2, 4 e 7.
  4. Usando uma pipeta multicanal, remova suavemente 100 μL de meio e substitua-o por 100 μL de meio contendo medicamentos.
  5. Coloc a placa 96-well para trás na incubadora em 37 ° c com 5% CO2 e 95% umidade e repita 2,3 e 2,4 nos dias escolhidos do tratamento mas agora sem dobrar a dose para obter a dose final correta.
  6. No último dia da programação do protocolo/tratamento, pode-se realizar um ou vários dos seguintes ensaios.

3. ensaio de viabilidade celular para spheroids

  1. Configurar 4-6 esferoides por condição desejada conforme descrito em 1,2 ou 1,3 e colocar na incubadora a 37 ° c com 5% de CO2 e 95% de umidade.
    Nota: Neste caso, o ensaio de viabilidade celular foi realizado no dia 7 ou 9, após ter monitorado o crescimento esferóide a cada 2-3 dias por microscopia de luz, como descrito acima (ponto 1.2.5 e 1.3.13).
  2. Descongele o reagente do ensaio de viabilidade (ver tabela de materiais) e deixe-o equilibrar a RT antes da utilização.
  3. Misture suavemente invertendo para obter uma solução homogênea.
  4. Antes de realizar o ensaio, retire 50% do meio de cultura dos esferóides (100 μL).
  5. Adicionar reagente de viabilidade celular a cada poço em uma proporção de 1:3 para a quantidade de meio presente no poço (Figura 2a (i)) para uma placa de 96 poços, adicione 50 μl de reagente a 100 μl de meio.
  6. Misture o conteúdo vigorosamente durante 5 min para induzir a lise celular (Figura 2a (II)).
  7. Incubar durante 25 min na RT para estabilizar o sinal luminescente (Figura 2a (III)).
  8. Registe o sinal luminescente (Figura 2a (IV)).

4. preparando lysates da proteína para o western blotting das culturas do spheroid 3D

Nota: Ao coletar os esferoides, é aconselhável usar uma pipeta P200 e cortar a extremidade da ponta para permitir uma abertura mais grande e daqui uma captação mais fácil dos esferoides sem perturbar sua estrutura.

  1. Para cada condição, pool de um mínimo de 12, idealmente 18-24 esferoides (dependendo do tamanho esferóide) em um tubo de 1,5 ml (Evite 2 tubos de ml, como os próximos passos se tornará mais difícil devido à sua inferior pointy menor).
    Nota: Se a quantidade de meio exceder 1,5 mL antes de ter recolhido todos os esferóides, permita que os esferóides recolhidos se instalem na parte inferior (acontece muito rapidamente, centrifugação não é necessário) e descartar metade do volume do tubo antes de continuar a recolher o spheroids restantes.
  2. Coloque os tubos no gelo e deixe que os esferóides se instalem na parte inferior do tubo de 1,5 mL.
  3. Mova-se do laboratório de células estéreis para o laboratório regular.
  4. Lave esferoides duas vezes em 1 ml de gelo-frio 1X PBS. Deixe esferoides resolver antes de remover 1X PBS entre cada etapa de lavagem.
  5. Aspirar o máximo de 1X PBS possível sem perturbar ou remover os esferóides.
  6. Adicionar 5 μL de tampão de Lise aquecida (LB) com inibidores da fosfatase e protease, por esferóide (por exemplo, 10 esferoides = 50 μL LB).
  7. Repita os intervalos de vórtice seguidos de girar para baixo até que os esferóides sejam dissolvidos. Realize um ciclo de vortexing por 30 s seguido por centrifugação (uma rotação rápida usando uma centrífuga de mesa é suficiente) para 10 s por aproximadamente 5-10 min, dependendo do tamanho e da compacidade dos esferóides.
    Nota: O protocolo pode ser pausado aqui. Mantenha os lisados a-20 ° c até prosseguir com sonication, homogeneização e determinação da proteína como em um protocolo padrão do lisado da proteína 2D, seguido pelo western blotting usando protocolos padrão.

5. iodeto de propiídio (PI) coloração de esferóides

  1. Configurar 3-6 esferoides por condição desejada conforme descrito em 1,2 ou 1,3 e coloque na incubadora a 37 ° c com 5% de CO2 e 95% de umidade.
  2. Em um laboratório estéril da cultura da pilha, aqueça 1X PBS a 37 ° c.
  3. Faça uma solução de PI de 4 μM diluindo a solução de estoque em 1X PBS: dilua um estoque aquoso de 1 mg/mL de PI 1:350 em 1X PBS.
    Nota: Esta concentração será ainda mais reduzida após a adição da solução aos poços que dão uma concentração final de 2 μM. 100 μL desta solução é necessária para cada poço contendo um esferóide.
    Atenção: O iodeto do propidium (PI) deve ser segurado em uma capa das emanações e em luvas desgastando. PI é sensível à luz. Proteja da luz ao manusear.
  4. Remova 100 μL do meio de cada poço na placa 96-well sem remover os esferóides.
  5. Lave o meio restante adicionando 100 μL de 1X PBS aquecido a todos os poços seguidos removendo 100 μL do líquido nos poços. Repita este passo de lavagem 3 vezes.
  6. Adicione 100 μL da solução de PI a cada poço, cubra a placa na folha de alumínio e coloque-a em uma incubadora a 37 ° c com 5% de CO2 e 95% de umidade para 10-15 min.
  7. Repita as 3 etapas de lavagem descritas em 4,5 para lavar para fora a solução do PI, a fim diminuir o sinal do fundo quando imagem latente.
  8. Use um microscópio de epifluorescência para a imagem dos esferóides. Para avaliar a viabilidade das células no núcleo esferóide tomar z-Stacks para obter imagens com diferentes profundidades do esferóide.
    Nota: Um tamanho de passo em torno de 18-35 μm entre cada fatia dependendo do tamanho do esferóide é aconselhável, dando aproximadamente 11-18 pilhas por esferóide. Z-Stacks podem ser processados em ImageJ usando a função de projeção z, que pode combinar todas as pilhas z em uma imagem final, dando uma visão geral da coloração em todo o esferóide (para mais orientações sobre o uso de ImageJ para esta finalidade, ver (https://ImageJ.net/Z-Functions).

6. incorporação de spheroids 3D

  1. Prepare o gel do agarose em que os esferoides são incorporados (somente a primeira vez necessária que executa o protocolo).
    1. Misture 1 g de bactoagar em 50 mL de ddH2O.
    2. Aqueça lentamente no forno de microondas até que o bactoagar se dissolveu e um gel homogêneo se formou. Não deixe ferver o gel.
    3. Mantenha o bactoagar aquecido num banho de água a 60 ° c.
    4. Manter a 4 ° c entre experimentos.
  2. Incorporação de esferóides.
    1. No dia 1, para cada condição, pool de um mínimo de 12 esferóides em um tubo de 1,5 mL.
    2. Lave uma vez com 1 mL de gelo-frio 1X PBS.
    3. Para fixar os esferóides, adicione 1 mL de paraformaldeído a 4%.
      Nota: A manipulação do paraformaldeído deve ser executada em uma capa das emanações.
    4. Deixe-os incubar por 24 h em RT.
    5. No dia 2, aqueça o gel de agarose com cuidado, colocando-o em um copo cheio de água em um forno de microondas. Assegure-se de que o gel não ferva! Mantenha aquecido em uma placa de aquecimento de bancada, a 60 ° c até o uso.
    6. Lave esferoides duas vezes com 1 ml de gelo-frio 1X PBS.
    7. Aspirar a maior parte do 1X PBS (deixando aproximadamente 100 μL neste momento é prático para lidar com os esferóides).
    8. Prepare uma pipeta de 20 μL cortando a ponta da pipeta em uma inclinação para obter uma ponta mais pontuda com um furo maior (veja a ilustração).
      Nota: A parte seguinte tem que ser feito rapidamente para assegurar a transferência ideal do esferóide e para evitar a solidificação da gota do gel. Se nenhum bloco de aquecimento está disponível, recomenda-se primeiramente travar os esferoides e então fazer a gota do agarose (isto é, comutar a ordem dos pontos 6.2.9 e 6.2.10).
    9. Faça uma gota do gel do agarose em uma corrediça do microscópio. Coloc a corrediça em um bloco morno do aquecimento para impedir que o agarose solidificying.
    10. Usando a ponta modificada da pipeta (Veja 6.2.8), trave tantos como esferoides como possível em um volume de 15-20 μl.
    11. Injete com cuidado o 15-20 μL spheroid-contendo 1X PBS no centro da gota do gel do agarose sem tocar na corrediça do microscópio.
      Nota: Este é um ponto um pouco difícil. Os esferoides serão perdidos se a ponta da pipeta tocar na corrediça do microscópio ao injetar os esferoides na gota do gel. É aconselhável praticar todo o processo de fazer a gota do agarose e injetando os esferoides injetando um líquido colorido na gota. Isto permitirá a visualização de uma penetração potencial através da gota, porque o líquido colorido estará escapando para fora na corrediça.
    12. Deixe a gota do gel do agarose endurecer incubando por 5-10 minutos em RT ou em 4 ° c. Uma vez que a gota do gel solidificado um tanto (mas é ainda rather macia), empurre com cuidado a gota do gel da corrediça do microscópio em uma gaveta plástica do tecido com um bisturi.
    13. Cubra as fitas plásticas do tecido em 70% de etanol.
      Nota: Neste ponto os esferoides podem ser usados diretamente ou armazenados por meses.
    14. Incorpore o esferóide agarose-encaixado na parafina, seção em corrediças grossas da camada de 2-3 μm e mancha com hematoxilina e eosina ou sujeito à mancha immuno-histológica.

Resultados

Os ensaios de crescimento esferóide com base no protocolo de formação esferóide, ilustrados esquematicamente na Figura 1A e na Figura 1B, foram utilizados como ponto de partida para análise dos efeitos de tratamentos medicamentoso anticancerígenos em um tumor 3D imitando o ajuste. A facilidade com que os esferoides são formados é a linha celular específica, e algumas linhas celulares necessitam de suplementação com RB...

Discussão

O uso de esferoides da pilha do cancro 3D provou uma ferramenta valiosa e versátil não somente para a seleção anticâncer da droga, mas igualmente para ganhar a introspecção mecanicista na regulação da morte e da viabilidade da pilha de cancro as circunstâncias que imitam aquelas no tumor microambiente. Isto é particularmente crucial porque a acessibilidade, a captação celular, e os efeitos intracelular de drogas quimioterapêuticas são impactados profundamente pelas condições físico-químicas no tumor, i...

Divulgações

Os autores não declaram conflito de interesses.

Agradecimentos

Agradecemos a Katrine Franklin Mark e Annette Bartels pela excelente assistência técnica e pela Asbjørn Nøhr-Nielsen para realizar os experimentos na figura 1D. Este trabalho foi financiado pela Fundação Einar willumsen, pela Fundação Novo Nordisk e pela Fondation Juchum (tudo para SFP).

Materiais

NameCompanyCatalog NumberComments
2-(4-amidinophenyl)-1H-indole-6-carboxamidine (DAPI)Invitrogen# C10595 For staining nuclei
5-Fluorouracil (5-FU)Sigma-Aldrich#F6627Component in chemotherapeutic treatment
5-(N-ethyl-isopropyl) amiloride (EIPA)Life Technologies#E3111Inhibitor of NHE1
Antibody against PARP and cPARPCell signaling#9542Used in western blotting
Antibody against Ki-67Cell signaling#9449Used for IHC
Antibody against p53Cell Signaling #2524 Used for IHC
Antibody against β-actinSigma A5441Used in western blotting
BactoagarBD Bioscience#214010Used for agarose gel preparation
Benchmark protein ladderInvitrogen#10747-012Used for SDS-PAGE
Bio-Rad DC Protein Assay kitBio-Rad Laboratories#500-0113, #500-0114, #500-0115  Used for protein determination from lysates
Bürker chamberMarienfeld610311For cell counting 
BX63 epifluoresence microscopeOlympusUsed for fluorescent imaging
CellTiter-Glo 3D Cell Viability AssayPromega#G9681Used for the cell viability assay
CisplatinSigma-Aldrich#P4394 Component in chemotherapeutic treatment
Corning Spheroid Microplate, 96 well, Black with clear round bottom,  Ultra-low attachment, With lid, SterileCorning#4520Used for growing spheroids with luminescence measurements as end point
Corning 96 well, clear round bottom,  Ultra-low attachment microplate, With lid, SterileCorning#7007Sufficient for spheroid growth without luminescence measurements as end point
Criterion TGX Precast GelsBio-Rad5671025Used for SDS-PAGE
DoxorubicinAbcam#120629Component in chemotherapeutic treatment
FLUOStar Optima Microplate readerBMG LabtechUsed for recording luminescence 
Formaldehyde VWR Chemicals #9713.1000 Used for cell fixation
Geltrex LDEV-Free Reduced Growth Factor Basement Membrane MatrixGibco#A1413202Keep at 4 °C to prevent solidification. Referred to as rBM in the protocol.
Heat-inactivated FBSSigma#F9665Serum for growth media
ImageJNIHScientific Image analysis
Medim Uni-safe casetteMedim Histotechnologie10-0114Used for storage of embedded spheroids
Mini protease inhibitor cocktail tabletsRoche Diagnostics GmBH # 11836153001Used for lysis buffer preparation
MZ16 microscopeLeicaUsed for light microscopic images
NuPAGE LDS 4x Sample Buffer Invitrogen#NP0007Used for western blotting
Pierce ECL Western blotting substrateThermo scientific#32106Used for western blotting
Ponceau SSigma-Aldrich#P7170-1LUsed for protein band staining
Prism 6.0GraphpadScientific graphing and statistical software
Propidium iodide (1mg/ml solution in water)Invitrogen P3566Light sensitive 
Sterile reservoirs, multichannelSPL lifesciences21002Used for seeding cells for spheroid formation
Superfrost Ultra-Plus Adhesion slide Menzel-Gläser#J3800AMNZMicroscope glass slide used for embedding
TamoxifenSigma-Aldrich#T5648Used as chemotherapeutic treatment
Trans-blot Turbo 0.2 µm nitrocellulose membranesBio-Rad#170-4159Used for western blotting
Tris/Glycine/SDS running buffer Bio-Rad #161 0732Used for SDS-PAGE
Trypsin-EDTA solutionSigma#T4174 Cell dissociation enzyme

Referências

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