Preparar dispositivos microfluídicos para Neuron Cultura de Células 1) Limpe Corning No.1 24 milímetros X 40 milímetros lâminas de vidro <ul><li> Sonicate as lâminas de vidro em uma sonicador banho-maria durante 30 minutos </li><li> Enxaguar as lâminas de vidro com EtOH 70% </li><li> Lavagem das lâminas três vezes com dH 2 O </li><li> Slides seco em uma capa de cultura de tecido por várias horas, preferencialmente durante a noite </li></ul> Nota: Temos bandejas de metal especial que nós carregamos com os slides. Os slides são separados individualmente e colocados em ranhuras neste rack de metal. Podemos, então, colocá-las nas bandejas de metal em um prato de vidro que se enchem de água local, no sonicador banho de água e sonicado por 30 minutos. Lavagens subseqüentes serão realizadas neste prato. 2) Preparar os dispositivos PDMS <ul><li> Recorte o molde PDMS do wafer de silício, furos no elenco PDSM e do bairro que </li><li> Limpe os dispositivos PDMS pelo primeiro sopro de gás inerte (argônio ou nitrogênio) através deles. Em seguida, use 3M Scotch 471 Marca fita para retirar todos os restos remanescentes </li></ul> Nota: É importante manter os dispositivos de face para cima. Inicialmente, quando cortamos o PDMS longe do wafer de silício, o lado em contato com o wafer é o lado limpo: contém os canais microfluídicos. Tentamos ser tão cuidadoso quanto podemos para não danificar o dispositivo e mantenha a face limpa até estamos prontos para colagem plasma. <ul><li> Dispositivos autoclave em recipientes de plástico </li><li> Após autoclavagem, limpa No. 1 lâminas de vidro Corning e plasma tratar de dispositivos usando um aspirador Harrick plasma da marca, <a href="http://www.harrickplasma.com/" target="_blank">www.harrickplasma.com</a> </li><li> Colocar os dispositivos limpa lado de baixo na lâmina de vidro. </li></ul> O dispositivo está ligado ao plasma lâmina de vidro. 3) Revestimento Dispositivos com Poly L-lisina (PLL) <ul><li> PLL é adicionado a um poço em cada lado do dispositivo e permitiu a fluir através de dentro do poço próximo </li></ul> =&gt; 150 mL de PLL para os poços grandes e 30 μ l PLL para os poços menores. Ele não tem que ser exato, desde que os poços estão cheios. Nota: Se você olhar para um dispositivo você verá 4 poços: a cada dois estão ligados. Você quer colocar o PLL em um bem de modo que ele irá fluir através do dispositivo no poço próximo. <ul><li> Permitir que o PLL a fluir através do dispositivo por cerca de 10 minutos e depois adicionar mais PLL aos poços para preenchê-los </li><li> Coloque dispositivos que contêm PLL em uma incubadora a 37 ° C por um mínimo de 4 horas (overnight é preferível) </li><li> Vácuo o PLL excesso após o tratamento, mas tome cuidado para não sugar todo o líquido para fora do dispositivo </li></ul> Nota: Você não quer introduzir bolhas de ar para os canais ou câmara. Apenas o vácuo PLL excesso nos poços. <ul><li> Adicionar autoclavado dH 2 O a cada poço de cada lado do dispositivo, e permitir a fluir para o bem outras por ação capilar </li></ul> A Figura 1 é um diagrama de um dispositivo micro. Observe como o Blue (Soma lado) está conectado ea Red (lado axonal) são ligados. Quando dizemos que colocar o PLL, água ou ou mídia, em um poço em cada lado do dispositivo, o que queremos dizer, por exemplo, é: Coloque 150 ul de autoclavado dH 2 O em um Poço Azul em seguida, coloque 150 mL de autoclavado dH 2 0 em um Red Well. A água (ou PLL, ou Media, ou células) irá fluir através do dispositivo para o bem outras correspondente. <img src="/files/ftp_upload/old/410_2008_8_27_3/410_Figure-01.png" alt="Figura 1" width="362" height="216" /> Figura 1 Nota: Por favor note que, de agora em diante, quando eu digo &quot;mídia local, as células, a água ou PLL nos poços TOP&quot;, refiro-me ao diagrama acima onde o Soma seria à esquerda e os axônios vai crescer para o direita. <ul><li> Aspirar a água (mais uma vez tomando cuidado para não remover completamente todo o líquido do dispositivo), em seguida, adicione outro mL 150 de autoclavado dH 2 O para uma de cada bem ligado e deixe-a fluir através de correspondentes bem. </li><li> Coloque o dispositivo contendo dH 2 O em uma incubadora a 37 ° C por 1 hora, em seguida, repita a etapa de lavagem de novo. Lavar os dispositivos três vezes com dH 2 O de uma hora cada, que é o total. </li></ul> Nota: Devido à possibilidade de que borato do PLL pode absorver no PDMS, alguns no laboratório de incubação Jeon recomendo os dispositivos durante a noite com autoclavado dH 2 O após um par de initial lavagens rápidas. Isso irá garantir que todas as borato livre arbítrio vaza das PDMS antes do carregamento de células. Se isso não for feito, pode haver uma liberação de borato na mídia ao longo do tempo, o que pode levar à toxicidade. <ul><li> Adicionar Neural Mídia Basal (NBM), com os fatores necessários (Glutamax, B27, PenStrep) para os poços topo </li></ul> Nota: Os dispositivos podem ser incubadas durante a noite e revestida com as células no dia seguinte, ou incubadas um mínimo de três horas com fatores NMB + antes do plaqueamento das células. Preparar os neurônios Para Carregando nos dispositivos Nós usamos 18 dias córtex de ratos velhos fetal que quer comprar de uma empresa chamada Bits cérebro ou que é preparado aqui no campus para nós. Nós preferimos pegar o tecido fresco. <ol><li> Obter uma fetal córtex cerebral (2 pedaços de tecido) armazenados em Hibernate E </li><li> Tome 3 pipetas de vidro de comprimento e demiti-los cada um em tamanhos sucessivamente menores usando uma lâmpada de álcool </li><li> remoção dos tecidos do Hibernate E com uma pipeta de vidro e coloque em 2 ml de Fatores NMB + em um tubo estéril ml 15. </li><li> Trituração: Com uma pipeta de vidro do bulbo e córtex é passado para cima e para baixo cerca de 5 a 10 vezes. Então, a pipeta próximo menor é usado para pipeta cima e para baixo do tecido. Finalmente, o menor pipeta é usado para pipeta cima e para baixo do tecido. Nós gostamos de ter certeza de que não há pedaços visíveis. Nota: Recentemente, o Laboratório de Jeon começaram a comparar as células do tecido armazenado em Hibernate E às células que foram preparadas a partir do tecido inicialmente tratados com tripsina a 0,125% em 50% Ca + + livre e Mg + + buffer de dissecção livre. O consenso é que o tecido preparado com tripsina produzir células mais viável do que o tecido colocado inicialmente em Hibernate E. Se você NÃO vai usar o tecido imediatamente, então você precisa para armazenar o tecido em Hibernate E. Se você estiver indo para usar o tecido imediatamente e gostaria viabilidade aumentada, depois de tratar o tecido com tripsina antes da trituração mecânica da seguinte forma: 1) diluir 1 ml de tripsina 0,25% (Gibco, Invitrogen) com 1 ml de Ca + + livre Mg + + livre buffer de dissecção (Tripsina final = 0,125%) em um tubo de 15 ml (manter o frio do gelo), 2) de tecido lugar no buffer e imediatamente incubar a 37 ° C por 8 minutos, 3) adicionar 10 ml DMEM/10% FBS para parar o tripsina reação e continuar protocolo abaixo. </li><li> Células Centrifugar a 1100 rpm por 1 minuto </li><li> Media aspirado cuidadosamente fora o pellet celular </li><li> Adicionar 1 ml de fatores NMB + ao sedimento e re-suspenso-lo por pipetagem cima e para baixo </li><li> Passe as células re-suspenso por fluxo de gravidade através de um filtro para remover quaisquer grumos (BD célula Falcon 40 coador de nylon um) </li><li> Contagem e células da placa: <ul><li> Em um tubo de microcentrífuga, adicionar 60 mL + NMB fatores, 20 l da suspensão celular, e 20 l de azul de tripano em seguida, misture </li><li> Adicionar cerca de 10 ml desta solução para um hemocitômetro e contar as células vivas (não azul) </li><li> Ajuste a concentração de 2,5-4,5 x10 6 células / ml Nota: Em geral, obtemos uma concentração de cerca de 2,5-4,5 x 106 células / ml. dependendo do volume das células são ressuspendidas em (normalmente 1 ml + NBM B27/Glutamax/PenStrep percortex). Se o tecido foi preparado com tripsina, o rendimento será provavelmente maior. </li></ul></li></ol> O revestimento de Dispositivos <ol><li> Carga células (neurônios primário) em um poço do dispositivo </li><li> ML placa 5 por dispositivo pequeno e 20 l por equipamento grande Nota: Você pode carregar 10 ml de células na parte superior do dispositivo e 10 ml na parte inferior do dispositivo (volume total de metade), ou diretamente todos os 20 mL de células no bem superior Somal (5 mL na Somal top bem para os dispositivos de pequeno porte). </li><li> Incubar por 10 minutos em uma incubadora de 37 ° C para as células pode começar a anexar </li><li> Adicionar mL aproximadamente 150/30 de fatores + NMB a cada poço, dependendo do tamanho do dispositivo Nota: Os volumes podem variar dependendo da espessura do PDMS. Tudo o que importa é que os poços estão cheios. </li></ol> Em suplementar usando os dispositivos Sem Plasma Bonding Sem tratamento de plasma, Christina Tu, um técnico, que faz sucesso a cada semana, sem plasma, diz apenas carregar as células imediatamente. Lembre-se de remover a mídia de ambos os poços no lado soma (lado axônio não importa se você deixar a mídia in). É o fluxo de fluido que permite que as células a entrar no canal principal. Se você tiver a mídia nos poços, você não vai ter fluxo de fluido.

<ol>
	<li>Park, J. W., Vahidi, B., Taylor, A. M., Rhee, S. W., Jeon, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+culture+platform+for+neuroscience+research.">Microfluidic culture platform for neuroscience research.</a> Nat Protoc. 1 (4), 2128-2136 (2006).</li><li>Taylor, A. M., Blurton-Jones, M., Rhee, S. W., Cribbs, D. H., Cotman, C. W., Jeon, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+microfluidic+culture+platform+for+CNS+axonal+injury,+regeneration+and+transport.">A microfluidic culture platform for CNS axonal injury, regeneration and transport.</a> Nat Methods. 2 (8), 599-605 (2005).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Aqui demonstramos como usar o dispositivo neurônio microfluídicos sem a necessidade de um aspirador de plasma. Referimo-nos a essa ligação como não-plasma.

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<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>PDMS</td>
<td>Reagent</td>
<td>Dow Corning</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sylgard 184 with curing agent Please consult Dow Corning to find a vendor near you</td>
</tr>
<tr>
<td>Cornig No. 1 Cover Glass</td>
<td>Cover Glass</td>
<td>Corning</td>
<td>Corning No. X2935 244</td>
<td>Available through Fisher Scientific, Fish Catalog number 12-531D</td>
</tr>
<tr>
<td>B27</td>
<td>Reagent</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>17504-044</td>
<td>B27 is a proprietary supplement available through Invitrogen under their Gibco line of cell culture reagents.</td>
</tr>
<tr>
<td>Glutamax</td>
<td>Reagent</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>35050-061</td>
<td>Glutamax is available through Invitrogen under their Gibco line of celll culture reagents.</td>
</tr>
<tr>
<td>60 mm Petri Dish</td>
<td>Tool</td>
<td>Fisher Scientific</td>
<td>08-757-13A</td>
<td>60 mm polystyrene sterile petri dishes are used to house the device bound to glass.</td>
</tr>
<tr>
<td>Poly-L-Lysine</td>
<td>Reagent</td>
<td>Sigma</td>
<td>P-1274</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>BD Falcon 50 ml Tube</td>
<td>Tool</td>
<td>BD Falcon</td>
<td>Falcon No. 352098</td>
<td>Available through Fisher Scientific catalog number 14-959-49A</td>
</tr>
<tr>
<td>BD Falcon 15 ml tube</td>
<td>Tool</td>
<td>BD Falcon</td>
<td>Falcon No. 352097</td>
<td>Available through Fisher Scientific catalog number 14-959-70C</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>
			<div>
					</div>

non-plasma bonding of pdms for inexpensive fabrication of microfluidic devices

Neste vídeo, que demonstram como usar o dispositivo neurônio microfluídicos sem ligação plasma. Em alguns casos pode ser desejável para dispositivos reversivelmente vínculo com a tampa de vidro Corning No. 1. Isto pode ser devido, talvez, para um aspirador de plasma não estar disponível. Em outros casos, pode ser desejável para remover o dispositivo a partir do vidro após a cultura de neurônios para certos tipos de microscopia ou para imunomarcação, embora não seja necessário remover o dispositivo para a imunocoloração desde os neurônios podem ser marcadas no dispositivo. Alguns pesquisadores, no entanto, ainda preferem remover o dispositivo. Neste caso, a ligação reversível do dispositivo para a tampa de vidro torna isso possível. Existem algumas desvantagens para não-plasma de ligação dos dispositivos em que não tão apertado de um selo é formado. Em alguns casos, os axônios podem crescer sob os sulcos, em vez de através deles. Além disso, como o vidro e PDMS são hidrofóbicos, os líquidos não são facilmente entrar no dispositivo tornando-se necessário, por vezes, à força da mídia e outros reagentes para o dispositivo. Líquidos entrará no dispositivo através de ação capilar, mas leva muito mais tempo, em comparação com dispositivos que foram coladas plasma. O limpador de plasma cria taxas temporárias hidrofílica sobre o vidro e um dispositivo que facilitam o fluxo de líquidos através do dispositivo após a ligação dentro de segundos. Para não-dispositivos de plasma ligada, o fluxo de líquidos através dos dispositivos leva alguns minutos. Também é importante notar que os dispositivos a serem utilizados com os não-plasma de ligação precisam ser esterilizados em primeiro lugar, enquanto que os dispositivos de plasma tratados não precisam ser esterilizados antes de usar, pois o limpador de plasma vai esterilizá-los.

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Non-plasma Bonding of PDMS for Inexpensive Fabrication of Microfluidic Devices

Neste vídeo mostramos como usar o dispositivo neurônio microfluídicos sem ligação plasma.

Não-plasma Colagem de PDMS para Fabricação barato e de dispositivos microfluídicos

In this video, we demonstrate how to use the neuron microfluidic device without plasma bonding.  In some cases it may be desirable to reversibly bond ...

non-plasma-bonding-pdms-for-inexpensive-fabrication-microfluidic

Research

JoVE Journal

Biology

34.2K visualizações.  University of California, Irvine (UCI). Neste vídeo mostramos como usar o dispositivo neurônio microfluídicos sem ligação plasma.

Vídeo: Non-plasma Bonding of PDMS for Inexpensive Fabrication of Microfluidic Devices

Fabrication of a Microfluidic Device for the Compartmentalization of Neuron Soma and Axons

In this video, we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to fabricate a microfluidic device for culturing neurons. Previously, a silicon wafer was patterned with the design for the neuron microfluidic device using SU-8 and photolithography to create a master mold, or what we simply refer to as a "master". Next, we pour the silicon polymer PDMS on top of the master which is then cured by heating the PDMS to 80&deg;C for 1 hour. The PDMS forms a negative mold of the device. The PDMS is then carefully cut and lifted away from the master. Holes are punched where the reservoirs will be and the excess PDMS trimmed away from the device. Nitrogen is used to blow away any excess debris from the device. At this point the devices are now ready for use and can either bonded to corning No. 1 cover glass with a plasma sterilizer/cleaner or can be reversibly bound to the cover glass by simply placing the device on top of the cover glass. The reversible bonding of the device to glass is covered in a separate video and requires first that the device be sterilized either with 70% ethanol or by autoclaving. Plasma treating sterilizes the devices so no further treatment is necessary. It is, however, important, when plasma-treating the devices, to add liquid to the devices within 10 minutes of the plasma treatment while the surfaces are still hydrophilic. Waiting longer than 10 minutes to add liquid to the device makes it difficult for the liquid to enter the device. The neuron devices are typically plasma-bound to cover glass and 0.5 mg/ml poly-L-lysine (PLL) in pH 8.5 borate buffer is immediately added to the device. After a minimum of 3 hours incubating with PLL, the devices are washed with dH2O water a minimum of 3 times with at least 15 minutes between each wash. Next, the water is removed and fresh media is added to the device. At this point the device is ready for use. It is important to remember at this point to never remove all the media from the device. Always leave media in the main channel.

In this video we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to farbricate a microfluidic device for culturing neurons.

Fabricação de um dispositivo micro para a compartimentação de Neuron Soma e axônios

In this video, we demonstrate the technique of soft lithography with polydimethyl siloxane (PDMS) which we use to fabricate a microfluidic device for ...

Biologia

A Gradient-generating Microfluidic Device for Cell Biology

 The fabrication and operation of a gradient-generating microfluidic device for studying cellular behavior is described.  A microfluidic platform is an enabling experimental tool, because it can precisely manipulate fluid flows, enable high-throughput experiments, and generate stable soluble concentration gradients.  Compared to conventional gradient generators, poly(dimethylsiloxane) (PDMS)-based  microfluidic devices can generate stable concentration gradients of growth factors with well-defined profiles.  Here, we developed simple gradient-generating microfluidic devices with three separate inlets.  Three microchannels combined into one microchannel to generate concentration gradients.  The stability and shape of growth factor gradients were confirmed by fluorescein isothyiocyanate (FITC)-dextran with a molecular weight similar to epidermal growth factor (EGF).  Using this microfluidic device, we demonstrated that fibroblasts exposed to concentration gradients of EGF migrated toward higher concentrations.  The directional orientation of cell migration and motility of migrating cells were quantitatively assessed by cell tracking analysis.  Thus, this gradient-generating microfluidic device might be useful for studying and analyzing the behavior of migrating cells.

We describe a protocol for the microfabrication of the gradient-generating microfluidic device that can generate spatial and temporal gradients in well-defined microenvironment. In this approach, the gradient-generating microfluidic device can be used to study directed cell migration, embryogenesis, wound healing, and cancer metastasis.

Um dispositivo de geração de Gradient microfluídicos de Biologia Celular

 The fabrication and operation of a gradient-generating microfluidic device for studying cellular behavior is described.  A microfluidic platform is an ...

PDMS Device Fabrication and Surface Modification

PDMS Fabricação de dispositivos e modificação da superfície

Fabrication of the Thermoplastic Microfluidic Channels

In our lab, we have successfully isolated nucleic acids directly from microliter and submicroliter volumes of human blood, urine and stool using polymer/nanoparticle composite microscale lysis and solid phase extraction columns. The recovered samples are concentrated, small volume samples that are PCRable, without any additional cleanup. Here, we demonstrate how to fabricate thermoplastic microfluidic chips using hot embossing and heat sealing. Then, we demonstrate how to use in situ light directed surface grafting and polymerization through the sealed chip to form the composite solid phase columns. We demonstrate grafting and polymerization of a carbon nanotube/polymer composite column for bacterial cell lysis. We then show the lysis process followed by solid phase extraction of nucleic acids from the sample on chip using a silica/polymer composite column. The attached protocols contain detailed instructions on how to make both lysis and solid phase extraction columns.

Here we demonstrate how to fabricate thermoplastic microfluidic chips using hot embossing and heat sealing. Then we demonstrate how to use in situ light directed surface grafting and polymerization through the sealed chip to form the composite solid phase columns.

Fabricação dos canais microfluídicos Termoplásticos

In our lab, we have successfully isolated nucleic acids directly from microliter and submicroliter volumes of human blood, urine and stool using ...

Microfluidic Applications for Disposable Diagnostics

In this interview, Dr. Klapperich discusses the fabrication of thermoplastic microfluidic devices and their application for development of new diagnostics.

In this interview, Dr. Klapperich discusses the fabrication of thermoplastic microfluidic devices and their application for development of new diagnostics.

Aplicações microfluídicos para diagnóstico descartáveis

In this interview, Dr. Klapperich discusses the fabrication of thermoplastic microfluidic devices and their application for development of new ...

Fabrication of Amperometric Electrodes

Carbon fiber electrodes are crucial for the detection of catecholamine release from vesicles in single cells for amperometry measurements.  Here, we describe the techniques needed to generate low noise (&lt;0.5 pA) electrodes.  The techniques have been modified from published descriptions by previous researchers (1,2).  Electrodes are made by preparing carbon fibers and threading them individually into each capillary tube by using a vacuum with a filter to aspirate the fiber.  Next, the capillary tube with fiber is pulled by an electrode puller, creating two halves, each with a fine-pointed tip.  The electrodes are dipped in hot, liquid epoxy mixed with hardener to create an epoxy-glass seal.  Lastly, the electrodes are placed in an oven to cure the epoxy.  Careful handling of the electrodes is critical to ensure that they are made consistently and without damage.  This protocol shows how to fabricate and cut amperometric electrodes for recording from single cells.

This protocol describes how to generate carbon fiber electrodes. The electrodes are subsequently used to detect catecholamine release from vesicles with carbon fiber amperometry.

Fabricação de eletrodos amperométrica

Carbon fiber electrodes are crucial for the detection of catecholamine release from vesicles in single cells for amperometry measurements.  Here, we ...

Fabrication of Myogenic Engineered Tissue Constructs

Despite the fact that electronic pacemakers are life-saving medical devices, their long-term performance in pediatric patients can be problematic owing to the restrictions imposed by a child's small size and their inevitable growth. Consequently, there is a genuine need for innovative therapies designed specifically for pediatric patients with cardiac rhythm disorders. We propose that a conductive biological alternative consisting of a collagen-based matrix containing autologously-derived cells could better adapt to growth, reduce the need for recurrent surgeries, and greatly improve the quality of life for these patients. In the present study, we describe a procedure for incorporating primary skeletal myoblast cell cultures within a hydrogel matrix to fashion a surgically-implantable tissue construct that will serve as an electrical conduit between the upper and lower chambers of the heart. Ultimately, we anticipate using this type of engineered tissue to restore atrioventricular electrical conduction in children with complete heart block. In view of that, we isolate myoblasts from the skeletal muscles of neonatal Lewis rats and plate them onto laminin-coated tissue culture dishes using a modified version of established protocols[2, 3]. After one to two days, cultured cells are collected and mixed with antibiotics, type 1 collagen, Matrigel&trade;, and NaHCO3. The result is a viscous, uniform solution that can be cast into a mold of nearly any shape and size[1, 4, 5]. For our tissue constructs, we employ type 1 collagen isolated from fetal lamb skin using standard procedures[6]. Once the tissue has solidified at 37&deg;C, culture media is carefully added to the plate until the construct is submerged. The engineered tissue is then allowed to further condense through dehydration for 2 more days, at which point it is ready for in vitro assessment or surgical-implantation.

Here, we demonstrate fabrication of collagen-based, tissue constructs containing skeletal myoblasts. These 3-D engineered constructs may be used to replace or repair tissues in vivo. For our purposes, we have designed these as an atrioventricular electrical conduit for the repair of complete heart block[1].

Fabricação de Miogênica Constrói engenharia de tecidos

Despite the fact that electronic pacemakers are life-saving medical devices, their long-term performance in pediatric patients can be problematic owing to ...

High Speed Droplet-based Delivery System for Passive Pumping in Microfluidic Devices

A novel microfluidic system has been developed that uses the phenomenon of passive pumping along with a user controlled droplet based fluid delivery system. Passive pumping is the phenomenon by which surface tension induced pressure differences drive fluid movement in closed channels. The automated fluid delivery system consists of a set of voltage controlled valves with micro-nozzles connected to a fluid reservoir and a control system. These voltage controlled valves offer a volumetrically precise way to deliver fluid droplets to the inlet of a microfluidic device in a high frequency manner. Based on the  dimensions demonstrated in the current study example, the system is capable of flowing 4 milliliters per minute (through a 2.2mm by 260um cross-sectional channel). Based on these same channel dimensions, fluid exchange of a point inside the channel can be achieved in as little as eight milliseconds. It is observed that there is interplay between momentum of the system (imparted by a combination of the droplets created by the valves and the fluid velocity in the channel), and the surface tension of the liquid. Where momentum provides velocity to the fluid flow (or vice-versa), equilibration of surface tension at the inlet provides a sudden stop to any flow. This sudden stop allows the user to control the flow characteristics of the channel and opens the door for a variety of biological applications, ranging anywhere from reagent delivery to drug-cell studies. It is also observed that when nozzles are aimed at the inlet at shallow angles, the droplet momentum can cause additional interesting fluid phenomena, such as mixing of multiple droplets in the inlet.

A novel microfluidic system has been developed using the phenomenon of passive pumping and a user controlled fluid delivery system. This microfluidic system has the potential to be used in a wide variety of biological applications given its low cost, ease of use, volumetric precision, high speed, repeatability and automation.

High Speed ​​Delivery System Droplet-based para Passive Bombeamento em dispositivos microfluídicos

A novel microfluidic system has been developed that uses the phenomenon of passive pumping along with a user controlled droplet based fluid delivery ...

Automated Microfluidic Blood Lysis Protocol for Enrichment of Circulating Nucleated Cells

In this report the protocol for an automated microfluidic blood lysis device is detailed. Circulating nucleated cells (CNCs), including leukocytes and endothelial cells, provide an ideal platform for an updated status on the immune condition of an individual. The microfluidic protocol allows for enrichment of CNCs without selective cell loss and sample preparation variability due to user-mediated steps. Briefly, the protocol includes device fabrication, sample collection, device setup, and running blood through the microfluidic chamber. Within the device whole blood is rapidly mixed with deionized water for approximately 10 seconds in a 50 micron x 150 micron microfluidic channel. In this time span erythrocytes are lysed due to hypotonic conditions. Herringbone structures on the bottom of the channel ensure thorough mixing and exposure of cells to a constant environment. Remaining cells are returned to isotonic conditions at the exit of the device, fixed using 2% paraformaldehyde, centrifuged to separate erythrocyte debris from CNCs, and suspended in flow buffer for staining and analysis by flow cytometry. Results show clean flow cytometry scatter plots with CNC populations saved. Significance of this device and protocol comes in the study and understanding of disease pathogenesis by analysis of CNC populations. Hence, automation, effectiveness, and simplicity of the microfluidic protocol are demonstrated.

An automated microfluidic device was developed for circulating nucleated cell enrichment from peripheral blood via erythrocyte lysis that ensures isolation of high quality sample without cell loss.

Protocolo de Lise automatizado microfluídicos de sangue para Enriquecimento de células nucleadas circulantes

In this report the protocol for an automated microfluidic blood lysis device is detailed. Circulating nucleated cells (CNCs), including leukocytes and ...

Fabrication and Operation of an Oxygen Insert for Adherent Cellular Cultures 

Oxygen is a key modulator of many cellular pathways, but current devices permitting in vitro oxygen modulation fail to meet the needs of biomedical research. The hypoxic chamber offers a simple system to control oxygenation in standard culture vessels, but lacks precise temporal and spatial control over the oxygen concentration at the cell surface, preventing its application in studying a variety of physiological phenomena. Other systems have improved upon the hypoxic chamber, but require specialized knowledge and equipment for their operation, making them intimidating for the average researcher. A microfabricated insert for multiwell plates has been developed to more effectively control the temporal and spatial oxygen concentration to better model physiological phenomena found in vivo. The platform consists of a polydimethylsiloxane insert that nests into a standard multiwell plate and serves as a passive microfluidic gas network with a gas-permeable membrane aimed to modulate oxygen delivery to adherent cells. The device is simple to use and is connected to gas cylinders that provide the pressure to introduce the desired oxygen concentration into the platform. Fabrication involves a combination of standard SU-8 photolithography, replica molding, and defined PDMS spinning on a silicon wafer. The components of the device are bonded after surface treatment using a hand-held plasma system. Validation is accomplished with a planar fluorescent oxygen sensor. Equilibration time is on the order of minutes and a wide variety of oxygen profiles can be attained based on the device design, such as the cyclic profile achieved in this study, and even oxygen gradients to mimic those found in vivo. The device can be sterilized for cell culture using common methods without loss of function. The device's applicability to studying the in vitro wound healing response will be demonstrated.

Fabrication and Operation of an Oxygen Insert for Adherent Cellular Cultures

Fabrication and validation of an add-on platform that offers enhanced control over the spatial and temporal oxygenation in a 6-well plate. The device is adaptable to a number of culture systems and can be used to investigate the effects of oxygen on wound healing.

Fabricação e operação de uma inserção de oxigênio para culturas de células aderentes

Oxygen is a key modulator of many cellular pathways, but current devices permitting in vitro oxygen modulation fail to meet the needs of biomedical ...