Este trabalho foi financiado pelo Conselho de Pesquisa Médica concessão G1000299. O autor correspondente gostaria de agradecer a Gary Borthwick, da Universidade de Edimburgo, para auxiliar durante a cirurgia. Os autores gostariam de agradecer o conselho de Helen Douglas e Iain Mackay e que nos permite observar a sua epigástrica inferior profunda (DIEP) procedimento aba (Canniesburn Unidade de Cirurgia Plástica, Glasgow Royal Infirmary, 84 Castle Street, Glasgow G4 0SF, UK). Os autores também gostariam de agradecer a Gary Blackie na Universidade de Edimburgo, por sua ajuda na produção do vídeo para este artigo.

Toda cirurgia é realizada de acordo com as diretrizes estabelecidas pelo Ministério do Interior do Reino Unido e da Universidade de Departamento de Serviços de Veterinária de Edimburgo. 1. Surgical set-up Procedimento Notas <ol><li> Mude para scrubs limpas cirúrgicas, avental, gorro e máscara esfoliante. Limpe todas as superfícies da sala de operações, incluindo equipamentos com clorexidina a 2% em 70% de álcool isopropílico. </li><li> Antes da cirurgia, todos os fornecimentos autoclave e instrumentos cirúrgicos que serão utilizados no processo. Embalagens esterilizadas por operação deve incluir: 3 cortinas, gaze, algodão aplicadores ponta, lençóis silicone e os instrumentos cirúrgicos, consulte a tabela de materiais cirúrgicos específicos e ferramentas e Figura 1. Pesa-se o rato e medir o volume apropriado de buprenorfina (0,04 mg / kg) a ser administrado por via subcutânea uma hora antes de completar o procedimento. Lay out, 3 x 1 ml seringas para administração de fluidos por via subcutânea durante surgery, 2 x 6-0 Vicryl, 1 x 5-0 suturas Ethilon, um marcador estéril com régua e um bisturi descartável 10 lâmina, 4-5 pares de luvas estéreis e uma unidade de cautério de mão. </li><li> Ponto 4 x 10 ml estéril, 0,9% de solução salina frascos num banho de água aquecido a 37 ° C. Isto irá ser utilizado para a substituição de fluidos por via subcutânea (1 ml / kg / h) e para lavar o local cirúrgico. Configure o cobertor homeotérmicos, sonda retal, lâmpada de calor, microscópio cirúrgico e anestésico rig. Ligue o laser e seu software, set-up um outro equipamento anestésico e coloque uma almofada de calor debaixo do tapete preto em que o animal irá lançar durante a varredura. </li><li> Use ratos machos Lewis, pesando 250-300 g. Ratos Casa para 7 dias, com comida e água ad libitum com 12 hr ciclos claro-escuro, antes de qualquer cirurgia é realizada. </li></ol> 2. Anestesia e preparação da pele <ol><li> Coloque o rato em câmara de indução do equipamento de anestesia e administrar 4% isoflurano com 1l/min O 2 para2-3 min para induzir a anestesia. Remover o rato anestesiado a partir da câmara, e colocá-lo na posição supina, esteira aquecida limpa. Manter isoflurano a 1,5%, utilizando um cone de nariz. Aplicar agente lacrilube ou semelhante para evitar a abrasão da córnea durante o procedimento. Realizar um teste pitada pé-pad para garantir que o animal está devidamente anestesiados antes de prosseguir. Repita esse último teste antes de cada grande passo no processo e ajustar a concentração de anestésico inalatório em conformidade. </li><li> Estreitamente raspar a abdominal anterior utilizando uma máquina de barbear de modo que toda a superfície abdominal é exposta. Aplicar depilar creme para a duração recomendado pelo fornecedor. Remover o creme e enxaguar a pele com solução salina estéril aquecido para remover todos os vestígios do creme. Aplicar clorexidina 2% em 70% de álcool isopropílico para a pele e deixe secar antes de prosseguir. Esta é a preparação da pele normal em nossa unidade com base na evidência atual para infecção de sítio cirúrgico. Favor 34 discuss com o seu Departamento de Veterinária que é um procedimento padrão em sua unidade antes de eleger um protocolo de preparação da pele. </li><li> Coloque duas cortinas de ambos os lados do rato e cuidar para mantê-los estéreis. Calçar luvas estéreis e com a ajuda de um assistente abrir as embalagens esterilizadas. Coloque todos os instrumentos em uma cortina e as suturas, gazes, aplicadores de algodão, folhas de silicone e caneta marcador estéril com régua na outra. </li><li> Identificar a linha média utilizando processo xifóide e a cauda como pontos de referência. Marcar a linha média. Meça 0,8 centímetros abaixo do processo xifóide e marcar este ponto. Desenhar uma linha perpendicular à linha média a partir deste ponto. Tomando a linha média como o centro da marca aba out 1 e 2 cm à esquerda e à direita da linha média. Desenhar linhas verticais paralelas à linha média a partir dos pontos. Medida 4 cm abaixo da linha horizontal original e chamar uma outra paralela a ela. Seguindo estas instruções de 4 x 4 cm aba dividida em quatro tiras iguais é delineada(Ver Figura 2). </li></ol> 3. Laser Doppler <ol><li> Mova cuidadosamente o rato para o cone do nariz do segundo equipamento anestésico no scanner de LDI. Continuar a anestesia com 1,5% de isoflurano, 1l/min O 2. Ligue o laser e siga as instruções do fabricante para iniciar a digitalização. Depois de salvar o arquivo digitalizado devolver o rato de volta para a primeira plataforma e re-introduzir a sonda retal do cobertor homeotérmicos usando parafina branca e macia como um lubrificante. </li></ol> . 4 Em TRAM situ - Modelo miocutâneo do IRI <ol><li> Re-esfrega as mãos e colocar luvas estéreis frescos. Corte um círculo de 5 cm de diâmetro no centro do campo estéril restante e coloque este sobre o abdômen exposto para criar um campo estéril drapeado. </li><li> Realizar uma incisão ao longo do bordo lateral esquerdo, marcado (Figura 3A e B). Hemostasia. Fazer incisões semelhantes as linhas horizontaispara a esquerda da linha média. Hemostasia. </li><li> A sobrejacente gordura da bainha do músculo reto inferior esquerdo deve ser visível. Utilizando uma pinça e tesouras íris multa cuidadosamente começar por baixo dessa gordura. Tome cuidado para não danificar os perfuradores que vem através do, bainha do músculo reto anterior esquerda. O avião se abriu por essa dissecação é que, imediatamente acima da fáscia da parede abdominal anterior. Continuar dissecando neste plano ao redor das margens demarcadas. Na fossa ilíaca esquerda, encontra-se o grande, superficial ilíaca circunflexo navios de estes podem ser presos ou cauterizada. Em seguida, estender a dissecção medial com cautela e apenas na medida em que a margem lateral do músculo reto abdominal esquerdo. Há uma mudança de cor óbvio neste ponto do rosa ao quase branco (Figura 3C). Irrigar cuidadosamente a área com soro fisiológico estéril e verifique se a hemostasia foi alcançado antes de colocar uma gaze úmida sobre a área. </li><li> Repita o procedimento no lado contralateral, mas desta vez estender toa linha alba (linha média). Tome cuidado para identificar e cauterizar todos os perfuradores musculocutâneo que surgem no centro do músculo reto abdominal direito (Figura 3D). Se isso não for feito corretamente, pode resultar em um hematoma pós-operatório e os resultados espúrios. Da mesma forma hemostasia, irrigar e colocar uma gaze úmida sobre a aba levantada. </li><li> Voltar para a margem inferior do músculo reto anterior esquerda (Figura 3E e F). Cauterizar o perfurador mais inferior visto. Prossiga para cortar uma pequena janela (cerca de 0,6 centímetros x 0,6 cm) na bainha do músculo reto anterior usando microtesoura e apontou curvo fórceps Graeffe. Blunt dissecar lentamente pela margem lateral do músculo até que o músculo se afina, mas antes da bainha posterior é violada. Em seguida, gire a pinça e sem corte dissecar medial até o ventre do músculo está no topo da borda curvada do fórceps e as pontas são livres na margem medial. Alimente aproximadaly seis centímetros de 5-0 Ethilon nas mandíbulas dos fórceps e amarrar o músculo reto abdominal inferior. Após a conclusão desta etapa, o retalho miocutâneo é isolado em um navio-os dominante vasos epigástricos superiores profundas. Cubra com uma gaze úmida. </li><li> Corte a folhas de silicone em ovais com cantos suaves, (Figura 3G). Estes devem ser grande o suficiente para cobrir a maior parte da área exposta sob as porções fasciocutâneos do retalho. No entanto, deve ser tomado cuidado para assegurar que o bordo da pele pode ser fechado sem qualquer tensão e a curva medial da oval pode ter que ser emparelhado de volta para evitar que o fluxo através dos perfuradores prejudicando restantes. Estes são então suturado no lugar com 6-0 Vicryl (Figura 3H). Cubra com uma gaze úmida. </li><li> Usando simples interrompido &#39;peg out&#39; 5-0 Ethilon suturas a aba para reduzir o calor e perda de água (Figura 3I). Cubra com uma gaze úmida. </li><li> Estender a ferida superiormente à esquerda doprocesso xifóide (Fig. 3I). Sutura isto para o quadrante superior esquerdo, para melhorar o campo de visão. </li><li> Cortar toda a gordura sobrejacente para revelar o, à esquerda, bainha do músculo reto anterior superior. Cortar um pequeno (0,6 cm x 0,6 centímetros) nesta janela bainha (Figura 3J). Estender a ferida medial até que uma alteração na trajectória da fibra muscular da vertical para a consistência e oblíquas a partir cuidadosamente embalados para fibrilas soltas é visto. </li><li> Insira as pinças curvas com cuidado entre esses dois músculos e abrir um avião por dissecção romba. Corte com cuidado para baixo apenas na medida em que a superfície superior de estas pinças curvas cortando o ventre do músculo reto abdominal esquerdo para revelar o, artéria subjacente profunda superiores e veia epigástrica (Figura 3K). </li><li> Usando micro-instrumentos e de alta potência no microscópio cirúrgico, separe cuidadosamente a artéria e veia e retirar toda a gordura ao redor. </li><li> Aplicar grampos Acland atraumáticas para a umartery e veia (B-1, tipo &quot;V&quot;) e iniciar o temporizador de contagem regressiva para o período de isquemia de 30 min. Irrigar o pedículo preso e cobrir com gaze. Não foram utilizados vasodilatadores, tais como verapamil ou pabavarine mas deve espasmos nos vasos seja um problema, estes fármacos devem ser considerados. </li><li> Administrar o buprenorfina (0,04 mg / kg) e aquecido, solução salina estéril (1 ml / kg / hr). </li><li> Começando no canto superior esquerdo, suturar o retalho no lugar com 6-0 subcuticulares Vicryl parar e amarrar no processo xifóide. </li><li> Quando o tempo de 30 min de isquemia é longo, remova cuidadosamente os grampos e irrigar o pedículo com soro fisiológico aquecido. Verifique se o fluxo foi restabelecido. Por favor, note que este tempo de isquemia foi estipulado pela autoridade UK Home Office. Os investigadores que trabalham em outras autoridades pode ser capaz de estender esse tempo. Estendendo o tempo de isquemia provavelmente vai levar a pior evolução clínica. </li><li> Suturar as bordas do corte do reto de volta no lugar com Vicryl 6-0.Tome cuidado para não aplicar muita tensão, pois isso pode levar a torção dos vasos. </li><li> Complete a sutura subcutânea tendo o cuidado de enterrar todos os nós abaixo da pele (Figura 3K). </li><li> Limpe a área da ferida e deixe-a secar. Redesenhar as zonas na aba. </li><li> Re-examinar o animal para obter uma imagem pós-operatório. </li><li> Voltar a aplicar lacrilube para os olhos do animal e colocar num incubador aquecido (37 ° C) durante 1 hora para se recuperar antes de retornar para a unidade de produção. </li></ol> Etapas críticas dentro do protocolo O cerne do processo está em identificar os vasos epigástricos profundos superiores. Isto é mostrado claramente no filme que a acompanha. Em breve, uma janela é cortada na aponeurose anterior para expor as fibras musculares subjacentes que será a todo o comprimento. Ao alargar a dissecção superficial da aponeurose anterior medial uma mudança na trajectória da fibra muscular é observada from longitudinal oblíqua. Inserir rombas, curvado, fórceps Graeffe (ou similar), na intersecção dos dois feixes de fibras musculares. Blunt dissecar lateralmente. Cortar, utilizando micro tesouras, sobre a superfície superior das pinças curvas realizadas neste plano entre os feixes de fibras musculares. Na remoção da pinça Graeffe a artéria epigástrica profunda, superior e veia será observada no ponto central do corpo do músculo rectus abdominis. Retirar a gordura recobre os navios que utilizam micro instrumentos e aplicar os grampos. As porções fasciocutâneos do retalho TRAM de ratos são finas o suficiente para permitir a aba para tomar como um enxerto de pele de espessura total. Para evitar isso e garantir que este é um verdadeiro modelo do IRI uma fina folha de silicone flexível é colocado debaixo das porções fasciocutâneos da aba 35. Esta etapa tem sido adotado por outros pesquisadores que realizam modelos TRAM de ratos. 17,21,25 Rats mastigar atranós gh para se certificar de todas as suturas são subcuticular e todos os nós estão enterrados. No cumprimento meticuloso autocannabilism sutura de retalhos como relatado por outros pesquisadores podem ser evitados. 24 Após a administração de buprenorfina reduzir a manutenção da anestesia com isoflurano a 1% (1l/min O 2).

Não temos divulgações.

Modificações e resolução de problemas O protocolo aqui apresentado reproduz o IRI visto na transferência de tecido livre em um sistema experimental que permite ainda mais a compreensão do processo e que proporciona um meio para investigar os meios de melhoramento IRI e melhorar o resultado. Isto pode ser facilmente modificado para produzir uma lesão mais severa, se baseado na não-dominante, profundamente, epigástrica inferior pedículo, ou se o tempo de isquemia foram aumentadas. <...

O objetivo deste protocolo é demonstrar um modelo confiável e reprodutível da lesão de isquemia-reperfusão observados na transferência de tecido livre para permitir estratégias de intervenção a ser investigado. Transferência de tecido livre é definido como o descolamento vascular de um bloco isolado de tecido seguido de transplante autólogo de tecido que com anastomose dos vasos seccionados da aba para vasos nativos no local do receptor. O procedimento é conhecido como ITF e do tecido a ser transferida denominada o retalho livre. Transferência de tecido livre é a abordagem padrão-ouro para a correção de defeitos complexos, compostos onde as opções locais são inadequados ou inexistentes. 1-4 Isquemia reperfusão (IRI) é inevitável em transferência livre de tecidos, contribui para bater falha 5,6 e não tem tratamento eficaz. A natureza eletiva de cirurgias retalho livre permite a administração de farmacologicamenteagentes CAL para precondição contra IRI. IRI resulta em alterações de fluxo através da microcirculação por activação e disfunção endotelial metabólica, 7 aumento da permeabilidade capilar e edema intersticial 7 subsequente, o influxo de células inflamatórias, 8 de libertação de mediadores inflamatórios, as espécies de oxigénio reactivas 9 e deposição de complemento 10 Este processo complexo de hipóxia. e subsequente reperfusão, finalmente, conduz à morte celular. Um modelo de miocutâneo IRI permite a eficácia do pré-condicionamento estratégias em resultados clínicos para ser avaliado. Trabalhos recentes validou o uso de modelos animais de estudos IRI como um substituto para o IRI humano comparando as alterações moleculares observados em seres humanos e animais de dados existentes 10,11. O rato miocutâneo transverso do músculo reto abdominal (TRAM) retalho foi descrita pela primeira vez em 1987, em alemão e 12 em 199313 em Inglês. Este modelo ganhou grande popularidade 13-25 como um modelo mais barato, robusto para investigar diferentes estratégias para reduzir IRI associada com a transferência de tecido livre. 14,17-22 A maioria destes estudos foram concebidos como retalhos TRAM unipedicled com base na profunda, inferior, . epigástrica pedículo vascular 15-18,20-22 comparação dos dados destes estudos é dificultada pelo uso de diferentes ilhas cutâneas porte (10,5-30 cm 2) e diferentes comprimentos de acompanhamento pós-operatório (2 - 10 dias). O percentual total área de necrose média aba no braço desses estudos de controle é de 69 ± 6,2% (média ± SEM). Deve notar-se que todos estes seis papéis empregar o músculo rectus abdominis como um portador para o pedículo vascular, mas não expõem, dividir e microanastomose ou prender os vasos. Zhang et al. 23 descreveram um verdadeiro, livre TRAM rato com base nos vasos epigástricos superiores em que o fvoltas foram levantadas, vasos dividido ea retalho miocutâneo transferidos e microanastomosed aos vasos virilha. Esta técnica difícil exigiu a microanastomoses de 0,45-0,5 vasos de calibre mm. Apenas quinze foram realizadas e destas, 67% sobreviveram. 23 O modelo descrito por Zhang et al. 23 é um excelente modelo para o retalho TRAM livre humano como ele realmente reflete a lesão sofrida durante a ITF. Os outros modelos publicados de um retalho TRAM rato refletir com mais precisão as lesões sofridas durante um TRAM pediculado humana, mas não refletem com precisão o IRI como estes aba em não submeter-se a um período de isquemia seguida de reperfusão como o pedículo vascular nunca é preso ou dividido e microanastomoses executadas. Este protocolo e vídeo descreve um novo modelo de transferência de tecido livre usando o TRAM rato em que o IRI é replicado usando microclamps. Este reproduz mais fielmente IRI do que os antecessores TRAM pedículo, mas é tecnicamente mais fácil do que performing a microanastomose. Microclamps têm sido largamente utilizados pelos investigadores transplantados para recriar IRI associada com o transplante de órgãos sólidos; 26-33 contudo, esta é a primeira vez que foi descrito no retalho TRAM rato.

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Name of Reagent/Material</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalog Number</td>
 <td>Comments</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Moor LD12 laser doppler imaging scanner</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://gb.moor.co.uk/product/moorldi2-laser-doppler-imager/8" target="_blank">http://gb.moor.co.uk/product/moorldi2-laser-doppler-imager/8</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Complete homeothermic blanket system with flexible probe. Small. 230 VAC, 50 Hz</td>
 <td></td>
 <td>507221F</td>
 <td><a href="http://www.harvardapparatus.com" target="_blank">www.harvardapparatus.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Graeffe forceps 0.8 mm tips curved</td>
 <td></td>
 <td>11052-10</td>
 <td>2, <a href="http://www.finescience.de" target="_blank">http://www.finescience.de</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Acland clamps</td>
 <td></td>
 <td>00398 V</td>
 <td>B-1 'V' pattern clamps used on both artery and vein. <a href="http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf" target="_blank">http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Clamp applicator</td>
 <td></td>
 <td>CAF-4</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf" target="_blank">http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Gemini cautery unit</td>
 <td></td>
 <td>726067</td>
 <td><a href="www.harvardapparatus.com" target="_blank">www.harvardapparatus.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micro-vessel dilators 11 cm 0.3 mm tips 00124</td>
 <td></td>
 <td>D-5a.2</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micro Jewellers Forceps 11cm angulated 00109</td>
 <td></td>
 <td>JFA-5b</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micro Jewellers Forceps 11 cm straight 00108</td>
 <td></td>
 <td>JF-5</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Acland Single Clamps B-1V (Pair)</td>
 <td></td>
 <td>396</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micro Scissors Round Handles 15 cm Straight</td>
 <td></td>
 <td>67</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Iris Scissors 11.5 cm Curves EASY-CUT</td>
 <td></td>
 <td>EA7613-11</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Mayo Scissors 14 cm Straight Chamfered Blades EASY-CUT</td>
 <td></td>
 <td>EA7652-14</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Derf Needle Holders 12 cm TC</td>
 <td></td>
 <td>703DE12</td>
 <td><a href="http://www.merciansurgical.com" target="_blank">http://www.merciansurgical.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Ethilon 5-0</td>
 <td></td>
 <td>W1618</td>
 <td><a href="http://www.farlamedical.co.uk/" target="_blank">http://www.farlamedical.co.uk/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Vicryl rapide 6-0</td>
 <td></td>
 <td>W9913</td>
 <td><a href="http://www.millermedicalsupplies.com/" target="_blank">http://www.millermedicalsupplies.com/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Instrapac - Adson Toothed Forceps (Extra Fine)</td>
 <td></td>
 <td>7973</td>
 <td><a href="http://www.millermedicalsupplies.com/" target="_blank">http://www.millermedicalsupplies.com/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Castroviejo needle holders</td>
 <td></td>
 <td>12565-14</td>
 <td><a href="http://s-and-t.ne" target="_blank">http://s-and-t.ne</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Heat Lamp</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://www.chicken-house.co.uk" target="_blank">http://www.chicken-house.co.uk</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Silicone sheeting 0.3 mm translucent</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://www.silex.co.uk/" target="_blank">http://www.silex.co.uk/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Image J software</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://rsbweb.nih.gov/ij/" target="_blank">http://rsbweb.nih.gov/ij/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Zeiss OPMI pico</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://www.zeiss.co.uk/" target="_blank">http://www.zeiss.co.uk/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Operating microscope</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Vet tech solution isofluorane rig</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://www.vet-tech.co.uk/" target="_blank">http://www.vet-tech.co.uk/</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Vet tech solution isofluorane rig</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://www.vet-tech.co.uk/" target="_blank">http://www.vet-tech.co.uk/</a></td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

in situ transverse rectus abdominis myocutaneous flap: a rat model of myocutaneous ischemia reperfusion injury

Transferência de tecido livre é o padrão ouro da cirurgia reconstrutiva para reparar defeitos complexos não passíveis de opções de locais ou aqueles que necessitam de tecido composto. Lesão por isquemia-reperfusão (IRI) é uma causa conhecida de falha de retalho livre parcial e não tem nenhum tratamento eficaz. Estabelecer um modelo de laboratório esta lesão pode custar caro tanto financeiramente como mamíferos maiores são convencionalmente usados ​​e na especialização exigida pela dificuldade técnica desses procedimentos requer tipicamente empregando um microsurgeon experiente. Esta publicação e vídeo demonstram o uso eficaz de um modelo de IRI em ratos, que não requer perícia microcirurgia. Este procedimento é um modelo in situ de um miocutâneo transverso abdominal (TRAM) aba onde são utilizadas pinças atraumáticas para reproduzir a lesão de isquemia-reperfusão associados a esta cirurgia. Um scanner a laser Doppler (LDI) é empregada para avaliar a perfusão aba eo processamento de imagem software, Imagem J para avaliar a área percentual pele sobrevivência como desfecho primário de lesão.

Modelos de ratos são mais econômicos do que os modelos animais maiores, 36 são resistentes à doença na natureza e podem ser manipulados geneticamente. Animais de pele solta, como roedores, foram pensados ​​para ter um arranjo diferente de fornecimento de sangue cutâneo comparação com os animais esfolados fixos, como os seres humanos e porcos. Em animais de pele soltas, a pele é fornecida principalmente por vasos sanguíneos cutâneos directos que passam pela gordura subcutânea da pele que se sob...

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In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury

Transferência de tecido livre é amplamente utilizado em cirurgia reconstrutiva para restaurar a forma ea função após ressecção oncológica e trauma. Pré-Condicionamento este tecido antes da cirurgia pode melhorar o resultado. Este artigo descreve uma<em&gt; In situ</em&gt; Transversal miocutâneo do músculo reto abdominal (TRAM) em ratos, como um meio para testar estratégias de pré-condicionamento.

In situ transversal reto abdominal miocutâneo: um modelo de rato de miocutâneo Isquemia Traumatismo por Reperfusão

Free tissue transfer is the gold standard of reconstructive surgery to repair complex defects not amenable to local options or those requiring composite ...

in-situ-transverse-rectus-abdominis-myocutaneous-flap-rat-model

Research

JoVE Journal

Medicine

In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury

13.6K visualizações.  Royal Infirmary of Edinburgh. Transferência de tecido livre é amplamente utilizado em cirurgia reconstrutiva para restaurar a forma ea função após ressecção oncológica e trauma. Pré-Condicionamento este tecido antes da cirurgia pode melhorar o resultado. Este artigo descreve uma In situ Transversal miocutâneo do músculo reto abdominal (TRAM) em ratos, como um meio para testar estratégias de pré-condicionamento.

Vídeo: In situ Transverse Rectus Abdominis Myocutaneous Flap: A Rat Model of Myocutaneous Ischemia Reperfusion Injury

Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

Cardiac Arrest normotérmica e Ressuscitação Cardiopulmonar: um modelo do rato de isquemia-reperfusão

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

Medicina

Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often unreported mortality rates that may confound analyses. Bilateral renal pedicle clamping is commonly used to induce IR-AKI, but differences between effective clamp pressures and/or renal responses to ischemia between kidneys often lead to more variable results. In addition, shorter clamp times are known to induce more variable tubular injury, and while mice undergoing bilateral injury with longer clamp times develop more consistent tubular injury, they often die within the first 3 days after injury due to severe renal insufficiency. To improve post-injury survival and obtain more consistent and predictable results, we have developed two models of unilateral ischemia-reperfusion injury followed by contralateral nephrectomy. Both surgeries are performed using a dorsal approach, reducing surgical stress resulting from ventral laparotomy, commonly used for mouse IR-AKI surgeries. For induction of moderate injury BALB/c mice undergo unilateral clamping of the renal pedicle for 26 min and also undergo simultaneous contralateral nephrectomy. Using this approach, 50-60% of mice develop moderate AKI 24 hr after injury but 90-100% of mice survive. To induce more severe AKI, BALB/c mice undergo renal pedicle clamping for 30 min followed by contralateral nephrectomy 8 days after injury. This allows functional assessment of renal recovery after injury with 90-100% survival. Early post-injury tubular damage as well as post injury fibrosis are highly consistent using this model.

We describe models of moderate and severe ischemia-reperfusion-induced kidney injury in which the mice undergo unilateral renal pedicle clamping followed by simultaneous or delayed contralateral nephrectomy, respectively. These models consistently give rise to renal dysfunction and post-injury fibrosis, but injury severity and survival are dependent on mouse background, age and surgical equipment.

Isquemia-reperfusão modelo de lesão renal aguda e Pós Lesão fibrose em camundongos

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often ...

Induction and Assessment of Ischemia-reperfusion Injury in Langendorff-perfused Rat Hearts

The biochemical events surrounding ischemia reperfusion injury in the acute setting are of great importance to furthering novel treatment options for myocardial infarction and cardiac complications of thoracic surgery. The ability of certain drugs to precondition the myocardium against ischemia reperfusion injury has led to multiple clinical trials, with little success. The isolated heart model allows acute observation of the functional effects of ischemia reperfusion injury in real time, including the effects of various pharmacological interventions administered at any time-point before or within the ischemia-reperfusion injury window. Since brief periods of ischemia can precondition the heart against ischemic injury, in situ aortic cannulation is performed to allow for functional assessment of non-preconditioned myocardium. A saline filled balloon is placed into the left ventricle to allow for real-time measurement of pressure generation. Ischemic injury is simulated by the cessation of perfusion buffer flow, followed by reperfusion. The duration of both ischemia and reperfusion can be modulated to examine biochemical events at any given time-point. Although the Langendorff isolated heart model does not allow for the consideration of systemic events affecting ischemia and reperfusion, it is an excellent model for the examination of acute functional and biochemical events within the window of ischemia reperfusion injury as well as the effect of pharmacological intervention on cardiac pre- and postconditioning. The goal of this protocol is to demonstrate how to perform in situ aortic cannulation and heart excision followed by ischemia/reperfusion injury in the Langendorff model.

The isolated rat heart is an enduring model for ischemia reperfusion injury. Here, we describe the process of harvesting the beating heart from a rat via in situ aortic cannulation, Langendorff perfusion of the heart, simulated ischemia-reperfusion injury, and infarct staining to confirm the extent of ischemic insult.

Indução e Avaliação de isquemia-reperfusão em Langendorff-perfundidos Rato Corações

The biochemical events surrounding ischemia reperfusion injury in the acute setting are of great importance to furthering novel treatment options for ...

Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, hypotension, necrotizing enterocolitis, bowel transplantation, trauma and chronic inflammation. Intestinal ischemia-reperfusion (IR) injury is a consequence of acute mesenteric ischemia, caused by inadequate blood flow through the mesenteric vessels, resulting in intestinal damage. Reperfusion following ischemia can further exacerbate damage of the intestine. The mechanisms of IR injury are complex and poorly understood. Therefore, experimental small animal models are critical for understanding the pathophysiology of IR injury and the development of novel therapies.
Here we describe a mouse model of acute intestinal IR injury that provides reproducible injury of the small intestine without mortality. This is achieved by inducing ischemia in the region of the distal ileum by temporally occluding the peripheral and terminal collateral branches of the superior mesenteric artery for 60 min using microvascular clips. Reperfusion for 1 hr, or 2 hr after injury results in reproducible injury of the intestine examined by histological analysis. Proper position of the microvascular clips is critical for the procedure. Therefore the video clip provides a detailed visual step-by-step description of this technique. This model of intestinal IR injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Here we describe the detailed procedure of intestinal ischemia-reperfusion in mice which results in reproducible injury without mortality to encourage the standardization of this technique across the field. This model of intestinal ischemia-reperfusion injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Modelo murino de isquemia-reperfusão

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

A Mouse Model of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury Through Elevation of Intraocular Pressure

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, diabetic retinopathy, and retinal vascular occlusions. Rodent models of I/R injury are providing significant insights into mechanisms and treatment strategies for human I/R injury, especially with regard to neurodegenerative damage in the retinal neurovascular unit. Presented here is a protocol for inducing retinal I/R injury in mice through elevation of intraocular pressure (IOP). In this protocol, the ocular anterior chamber is cannulated with a needle, through which flows the drip of an elevated saline reservoir. Using this drip to raise IOP above systolic arterial blood pressure, a practitioner temporarily halts inner retinal blood flow (ischemia). When circulation is reinstated (reperfusion) by removal of the cannula, severe cellular damage ensues, resulting ultimately in retinal neurodegeneration. Recent studies demonstrate inflammation, vascular permeability, and capillary degeneration as additional elements of this model. Compared to alternative retinal I/R methodologies, such as retinal arterial ligation, retinal I/R injury by elevated IOP offers advantages in its&#160;anatomical specificity, experimental tractability, and technical accessibility, presenting itself as a valuable tool for examining neuronal pathogenesis and therapy in the retinal neurovascular unit.

This article describes a procedure for inducing retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure in mice. Retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure serves to model human pathologies characterized by compromised oxygen and nutrient delivery in the retina, enabling researchers to examine potential cellular mechanisms and treatments for human diseases of the retinal neurovascular unit.

Um modelo de mouse Retinal isquemia-reperfusão Através elevação da pressão intra-ocular

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, ...

Evaluation of Coronary Flow Reserve After Myocardial Ischemia Reperfusion in Rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via recanalization of the coronary artery is the most effective strategy for reducing the size of ischemic myocardium. The coronary microvasculature cannot be visualized and imaged&#160;in vivo, but there are several invasive and noninvasive techniques that can be used to assess parameters which depend directly on coronary microvascular function. The endothelial function after ischemia reperfusion can be assessed also at the level of the coronary circulation via the coronary flow reserve (CFR).&#160;In this study, peak velocity of left anterior descending (LAD) coronary arteries was measured in rats in vivo via Transthoracic Doppler Echocardiography during resting and stress challenge (induced by Dobutamine). A normal heart can increase its coronary blood flow up to four times above the resting values during stress induction. Following ischemia reperfusion, we found a significantly diminished CFR, which can be used as a marker of coronary microvascular dysfunction. CFR has opened a window on the importance of microvascular dysfunction and has been shown to predict cardiovascular risk independent of whether the severe obstructive disease is present.

Coronary flow reserve (CFR), is defined as the ratio of maximal coronary blood flow to the resting coronary blood flow. We present a protocol for evaluating CFR in rats via ultrasound, which offers the opportunity to predict cardiovascular risk factors in the absence of obstructive coronary disease.

Avaliação da reserva de fluxo coronariano após reperfusão de isquemia miocárdica em ratos

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via ...

Modified Heterotopic Hindlimb Osteomyocutaneous Flap Model in the Rat for Translational Vascularized Composite Allotransplantation Research

Vascularized composite allotransplantation (VCA) is a relatively new field in the reconstructive surgery. Clinical achievements in human VCA include hand and face transplants and, more recently, abdominal wall, uterus, and urogenital transplants. Functional outcomes have exceeded initial expectations, and most recipients enjoy an improved quality of life. However, as clinical experience accumulates, chronic rejection and complications from the immunosuppression must be addressed. In many cases where grafts have failed, the causative pathology has been ischemic vasculopathy. <span style="font-size: 11pt; line-height: 115%; font-family: Arial, sans-serif; color: rgb(41, 43, 49); background-image: initial; background-position: initial; background-size: initial; background-repeat: initial; background-attachment: initial; background-origin: initial; background-clip: initial;">The biological mechanisms of the acute and chronic rejection associated with VCA, especially ischemic vasculopathy, are important areas of research. However, due to the very small number of VCA patients, the evaluation of proposed mechanisms is better addressed in an experimental model. Multiple groups have used animal models to address some of the relevant unsolved questions in VCA rejection and vasculopathy. Several model designs involving a variety of species are described in the literature. Here we present a reproducible model of VCA heterotopic hindlimb osteomyocutaneous flap in the rat that can be utilized for translational VCA research. This model allows for the serial evaluation of the graft, including biopsies and different imaging modalities, while maintaining a low level of morbidity.

Vascularized composite allograft offers life-altering benefits to transplant recipients, but the biological causes of graft rejection and vasculopathy remain poorly understood. The rodent surgical model presented here offers a reproducible, clinically relevant model of transplantation, allowing researchers to evaluate rejection events and potential therapeutic strategies to prevent their occurrence.

Modelo Osteomyocutaneous Heterotopic modificado da aleta do Hindmembro no rato para a pesquisa de Allotransplante composta Vascularized translacional

Vascularized composite allotransplantation (VCA) is a relatively new field in the reconstructive surgery. Clinical achievements in human VCA include hand ...

A Pre-clinical Rat Model for the Study of Ischemia-reperfusion Injury in Reconstructive Microsurgery

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many areas of biomedical research due to its cost-effectiveness and its translation to humans. This protocol describes a method to create a preclinical free skin flap model in rats with ischemia-reperfusion injury. The described 3 cm x 6 cm rat free skin flap model is easily obtained after the placement of several vascular ligatures and the section of the vascular pedicle. Then, 8 h after the ischemic insult and completion of the microsurgical anastomosis, the free skin flap develops the tissue damage. These ischemia-reperfusion injury-related damages can be studied in this model, making it a suitable model for evaluating therapeutic agents to address this pathophysiological process. Furthermore, two main monitoring techniques are described in the protocol for the assessment of this animal model: transit-time ultrasound technology and laser speckle contrast analysis.

Here, we describe a pre-clinical animal model for studying the pathophysiology of ischemia-reperfusion injury in reconstructive microsurgery. This free skin flap model based on the superficial caudal epigastric vessels in the rat may also allow for the evaluation of different therapies and compounds to counteract ischemia-reperfusion injury-related damage.

Um modelo pré-clínico do rato para o estudo da lesão da Isquemia-reperfusion na microcirurgia reconstrutiva

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many ...

Delayed Intramyocardial Delivery of Stem Cells after Ischemia Reperfusion Injury in a Murine Model

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, cardiac stem cell therapy is studied by delivering SCs concurrently with the induction of myocardial injury. However, this approach presents two significant limitations: the early hostile pro-inflammatory ischemic environment may affect the survival of transplanted SCs, and it does not represent the subacute infarction scenario where SCs will likely be used. Here we describe a two-part series of surgical procedures for the induction of ischemia-reperfusion injury and delivery of mesenchymal stem cells (MSCs). This method of stem cell administration may allow for the longer viability and retention around damaged tissue by circumventing the initial immune response. A model of ischemia reperfusion injury was induced in mice accompanied by the delivery of mesenchymal stem cells (3.0 x 105), stably expressing the reporter gene firefly luciferase under the constitutively expressed CMV promoter, intramyocardially 7 days later. The animals were imaged via ultrasound and bioluminescent imaging for confirmation of injury and injection of cells, respectively. Importantly, there was no added complication rate when performing this two-procedure approach for SC delivery. This method of stem cell administration, collectively with the utilization of state-of-the-art reporter genes, may allow for the in vivo study of viability and retention of transplanted SCs in a situation of chronic ischemia commonly seen clinically, while also circumventing the initial pro-inflammatory response. In summary, we established a protocol for the delayed delivery of stem cells into the myocardium, which can be used as a potential new approach in promoting regeneration of the damaged tissue.

Stems cells are continuously investigated as potential treatments for individuals with myocardial damage, however, their decreased viability and retention within injured tissue can impact their long-term efficacy. In this manuscript we describe an alternative method for stem cell delivery in a murine model of ischemia reperfusion injury.

Entrega intramiocárdica atrasada de células-tronco após lesão de reperfusão de Isquemia em um modelo murino

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, ...

Organ Ischemia-Reperfusion Injury by Simulating Hemodynamic Changes in Rat Liver Transplant Model

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, including ischemia-reperfusion injury (IRI) of extrahepatic organs. This model requires numerous experiments and devices. The duration of anhepatic phase is closely related to the time to develop IRI after transplantation. In this experiment, we used hemodynamic changes to induce extrahepatic organ damage in rats and determined the maximum tolerance time. The time until the most severe organ injury varied for different organs. This method can easily be replicated and can also be used to study IRI of the extrahepatic organs after liver transplantation.

This paper provides a detailed description of how to build an animal model of the anhepatic phase (liver ischemia) in rats to facilitate basic research into ischemia-reperfusion injury after liver transplantation.

Lesão por Isquemia-Reperfusão de Órgãos simulando alterações hemodinâmicas no modelo de transplante de fígado de rato

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, ...