Pesquisa no laboratório CJN é apoiado por subsídios operacionais de NSERC, o Instituto Sociedade Canadense do Câncer Research (CCSRI), eo Canadian Breast Cancer Foundation (BC-Yukon Branch).

NOTA: O fluxo de trabalho geral deste procedimento é descrito na Figura 2. 1. Determinação da dose de inibição de crescimento <ol><li> Preparação da cultura de levedura durante a noite NOTA: Os meios de crescimento de levedura-extract-peptone dextrose (YEPD) utilizados neste protocolo é uma receita padrão 13. <ol><li> Expelido BY4741 (MATa his3 Δ1 leu2Δ0 met15Δ0 ura3Δ0) as células em uma placa de agar de YEPD e incubar durante 48 horas a 30 ° C ou até formar colónias visíveis. </li><li> Prepare a culturas de uma noite inoculando 5 ml de meio líquido YEPD num vaso de cultura estéril com uma única colónia. Incubar durante a noite a 30 ° C com rotação contínua ou agitação. A cultura será tipicamente atingir a saturação da manhã (2 x 10 ~ 8 células / ml). </li></ol></li><li> Preparação ágar sólido contendo doses químicas diferentes <ol><li> Prepare diversas unidades populacionais deo produto químico a ser testado em 100x a concentração final desejada em um solvente apropriado. NOTA: As concentrações eficazes irão depender da natureza da substância, e deve ser determinada empiricamente. Por isso, é aconselhável testar inicialmente uma ampla gama de concentração final, ou seja, a partir de baixo ï¿½ a alta mM. </li><li> Para cada concentração de produto químico a ser testado, alíquota de 3 ml de agar de YEPD fundido a um tubo de cultura em vários estéril. Lugar no 55 ° C banho de água para manter-se de solidificação. </li><li> Para cada concentração de produto químico a ser testado adicionar 30 ul do composto a 100x meios fundidos, vortex 2-3 segundos para misturar, e pipeta de 1 ml em cada par de cavidades em duplicado de uma placa de 12 poços. Certifique-se de incluir um veículo único controle. Permitir placas para definir durante a noite à temperatura ambiente. Descarte qualquer mídia extra. </li></ol></li><li> Células se espalham chapeamento <ol><li> Inocular 10 ml de meio líquido YEPD com 2 ul de uma cultura saturada de levedura, cultivada durante a noite, como no Passo 1.1.2. </li><li> Placa de 25 ul de cultura de levedura diluída por poço, espalhe uniformemente com esferas de vidro estéreis ou vara, e permitir que o prato para secar sob uma chama. Incubar a placa a 30 ° C durante 48 h. </li><li> Avaliar o crescimento de leveduras (tanto o número total e tamanho de colónias) nas placas. Escolher a uma concentração sub-letal de composto que não iniba o crescimento em mais de 10% -15% para realizar a tela. </li></ol></li></ol> 2. Systematic Tela Chemical Genetic <ol><li> Manutenção de supressão-mutante-array (DMA) e Preparação de Fonte Placa <ol><li> Para uma descrição detalhada sobre a construção de matrizes de mutantes de deleção de stocks de glicerol consulte Baryshnikova et al. 14. Uma vez que os mutantes de deleção foram dispostas a uma densidade de 384 colónias por placa, o DMA podem ser armazenados durante vários meses a 4 ° C. Replicar em agar de YEPD contendo 200 ug / ml de G418, como necessário para prevenir crescimento de colónias em cadaoutro. NOTA: múltipla repetições em série deve ser evitada para evitar a perda de estirpes de crescimento lento e minimizar o aparecimento de mutantes supressores. Isto é particularmente relevante se a manutenção das coleções como haplóides. </li><li> Execute todas as etapas replica-chapeamento usando um microbiana arraying sistema robótico. Alternativamente, manipular colônias utilizando ferramentas manuais vestiu de aprisionamento. NOTA: A coleção de levedura eliminação está disponível como haplóides e diplóides de várias fontes comerciais e geralmente é enviado como stocks de glicerol em placas de 96 poços. </li></ol></li><li> Condensação da matriz mutante de deleção <ol><li> Preparar 250 ml de caldo YEPD meios de agar contendo 200 ug / ml de G418. A concentração eficaz de G418 pode variar e cada lote deve ser testada empiricamente. </li><li> Preparar cinco placas de agar de YEPD vertendo 50 ml de agar de YEPD contendo 200 ug / ml de G418 por placa. Faça isso um dia antes da condensação da matriz e permitir que as placas para esfriar à temperatura ambienteratura durante a noite em uma superfície lisa. NOTA: Quatro placas serão necessários para a recolha de densidade 1536-deformação, o quinto placa é derramado como um extra. </li><li> Remover os pratos de Petri contendo 16 a recolha mutante de deleção, a uma densidade de 384 colónias por placa e deixar vir à temperatura ambiente (~ 1 hora). </li><li> Limpe qualquer condensação que se formou sobre a tampa de cada placa usando uma tarefa delicada wipe. Não fazer isso pode resultar em gotas de água que está sendo depositado sobre a matriz e contaminação cruzada de mutantes dispostas. </li><li> Usando uma matriz fixando robô microbiana, condensar o DMA de uma densidade de 384 colônias por placa (16 placas de Petri) a 1.536 colônias por placa (4 placas de Petri). Realizar isso para que a 1ª colônia de placa 1 pins para a linha 1 coluna 1 da matriz condensado, o 1º colônia de placa 2 para a linha 1 coluna 2, o 1º colônia de placa 3 a linha 2 e coluna 1, e a colônia 1º de placa 4 a linha 2coluna 2. </li><li> Incubar a matriz consolidada a 30 ° C durante a noite. </li><li> Examine a matriz para assegurar a transferência uniforme de colônias a partir de placas de origem. Haverá várias posições em branco, propositadamente incorporados na matriz, que servem como guia para assegurar o DMA foi condensada correctamente (Figura 4A). NOTA: Estas serão as placas de base para a réplica de placas em meios contendo o composto de teste. A chapa única fonte pode ser usado para várias pinnings. Além disso, muitos robôs terão um recurso de compensação, o que irá garantir um número semelhante de levedura estão sendo transferidos de cada vez. </li></ol></li><li> Placa Replica variedade mutante de deleção <ol><li> Prepare 700 ml de controle (veículo só) e 700 ml de mídia experimental (contendo química). Isto é suficiente para realizar o ensaio em triplicado (12 placas por condição, além de dois extras). </li><li> Despeje 50 ml de agar YEPD contendo substância química de ensaio ou de controlo por placa. Permitir que as placas to esfriar à temperatura ambiente durante a noite em uma superfície lisa. </li><li> Usando o robô para placa réplica, o DMA para inocular três conjuntos de placas que contêm produtos químicos com a concentração determinada experimentalmente, bem como três conjuntos de placas contendo o controlo do veículo. Incubar as placas à temperatura ambiente, durante 24-48 h. </li></ol></li></ol> 3. As placas de imagem e análise de dados <ol><li> Retirar as placas da incubadora e permitir-lhes atingir a temperatura ambiente (~ 1 hora) antes da imagem. Isso vai evitar a formação de condensação enquanto a imagem das placas. </li><li> Placas de imagem em 24 e 48 horas por remover a tampa e colocar o rosto para baixo em um scanner de mesa. Capturar imagens com uma resolução de pelo menos 300 dpi. Como alternativa, use uma câmera digital para capturar imagens. Se fazê-lo, placas lugar enfrentam-se em um fundo escuro e remover as tampas para a imagem. NOTA: O formato de arquivo e de posicionamento das placas dependerá do programa de quantificação utilizados. </li&gt; <li> Execute quantificação e comparação dos tamanhos colônia matriz usando um dos vários programas de código aberto, incluindo Balony 15, SGAtools 16, e ScreenMill 17. </li></ol> 4. Validação de Tela NOTA: Nesta fase, várias exclusões de leveduras mutantes vai marcar como hipersensibilidade à substância química de interesse. Essas interações químicas-genético deve ser validado junto de duas maneiras. Primeiro a identidade de cepas sensíveis devem ser confirmados por PCR. Em segundo lugar, a sensibilidade química deve ser marcado de forma independente. Descritos abaixo é um breve protocolo para realização de ensaios mancha para validar hipersensibilidade tensão, uma técnica comum em biologia levedura. <ol><li> Streak fora desejado (hipersensibilidade) mutantes da coleção eliminação fermento em agar YEPD contendo 200 ug / ml de G418. Incubar a 30 ° C até formar colónias. Verifique se o genótipo da estirpe por PCR com primers de diagnóstico de acordo com ao protocolo do fabricante. </li><li> Inocular 5 ml de líquido YEPD para cada estirpe e incubar durante a noite a 30 ° C com rotação ou agitação. </li><li> Meça OD 600 e diluir cada cepa de DO600 = 1 em dH estéril 2 O. Estes são agora as culturas de levedura normalizados. </li><li> Dispensar 100 ul de normalizada levedura do tipo selvagem (BY4741) a cultura bem A1 de uma placa de 96 poços. Dispensar 100 l de até sete estirpes adicionais para poços B1-H1. </li><li> Use uma pipeta multicanal para dispensar 90 ul de dH 2 O estéril para poços A2-H2 através A6-H6. Finalmente, preparar uma série de diluições 1:10 de culturas de levedura normalizados. Comece serialmente pipetando 10 ul de coluna 1 para a coluna 2 com um pipetador multicanal, e continuar ao longo da placa de 96 poços até seis diluições são feitas (isto é, 10 0 a 10 -5). </li><li> Transferir 2-5 ul de culturas de levedura diluídos em uma grade usando um multicanalpipettor em meios sólidos YEPD contendo controle químico e do veículo. Incubar as placas à temperatura apropriada, durante 24-48 h. </li><li> Inspeccionar placas e comparar a sensibilidade de escolha para mutantes química (em relação ao controle BY4741). Placas de imagem às 24 e 48 horas como no passo 3.2. NOTA: Embora a identificação de várias cepas de hipersensibilidade com ontologias ou funções de genes relacionados empresta confiança para a validade da tela, a transformação de uma estirpe eliminação hipersensibilidade com um plasmídeo contendo uma cópia do tipo selvagem do gene é necessário para estabelecer formalmente que um gene eliminação de interesse (e não escondidos segundo mutações no local) faz com que a sensibilidade de drogas. </li></ol>

<ol>
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The authors declare they have no competing financial interests.

Esboçado aqui é uma abordagem para a geração de perfis de interação química-genética. O método é simples: comparando dimensões das colónias de cada estirpe em colecções de deleção de genes completos, na presença e ausência de uma substância química, todos os genes necessários para tolerar uma agressão química são identificados. Análise anotação enriquecimento da lista resultante de estirpes sensíveis pode então ser usada para fornecer uma visão sobre o modo de acção de produtos químicos....

As ferramentas e os recursos disponíveis no organismo modelo Saccharomyces cerevisiae genéticas permitiram grande escala genômica funcional estudos que fornecem coletivamente uma nova visão sobre como os genes funcionam como redes de cumprir os requisitos de sistemas biológicos. A pedra angular dessas ferramentas foi a criação colaborativa de um conjunto completo de deleções de genes não essenciais de todos os quadros de leitura aberta em levedura 1,2. Uma observação interessante foi que apenas ~ 20% dos genes de levedura são necessários para a viabilidade, quando cultivada como haplóides, sob condições laboratoriais padrão. Isto realça a capacidade de uma célula para o tampão contra perturbações genómicas, através da utilização de vias alternativas biológicas. Mutantes genéticos que sejam viáveis ​​individualmente, mas em combinação letal, sinalizar caminhos biológicos paralelas ligadas ou convergentes e formam redes de interação genéticas que descrevem a função biológica. Com o desenvolvimento do te condicionalalelos mperatura-sensíveis e hipomórfico de genes essenciais da tecnologia não tem sido limitada para o estudo dos genes não essenciais 3,4. Este conceito foi aplicado em escala genômica produzindo um mapa imparcial interação genética que ilustra como os genes envolvidos em processos celulares similares agrupam 5. Perturbações químicos de redes genéticas deleções de genes imitam (Figura 1) 6. Consultando os compostos inibidores do crescimento contra uma matriz de alta densidade de estirpes de deleção de hipersensibilidade identifica um perfil de interacção química-genético, isto é, uma lista de genes que são necessários para tolerar o stress químico. Como interacções genéticas, telas em larga escala de bibliotecas químicas têm mostrado que os compostos com um modo semelhante de acção de cluster em conjunto 7. Portanto, ao estabelecer o perfil de interação química, genética de um composto o modo de ação pode ser deduzida por comparação com larinteração genética genética e química sintética ge-escala conjuntos de dados de 8,9. Telas químico-genética em larga escala, onde dezenas de compostos são interrogados, foram realizados ensaios de competição por código de barras. Nesta abordagem, o conjunto reunido de estirpes de deleção é cultivado em massa por várias gerações em um pequeno volume de um meio contendo uma substância química. Uma vez que cada mutante de deleção abriga um código de barras genético único, a viabilidade / crescimento de mutantes individuais dentro da piscina de estirpes de deleção é rastreado por microarray ou de alto rendimento seqüenciamento 10. Deduzir aptidão monitorando tamanho da colônia de mutantes fisicamente vestiu cultivadas em agar sólido contendo um composto bioativo também é um método eficaz para identificar as interações químicas genético 11,12. Esta abordagem fornece uma alternativa de baixo custo para triagem baseado na competição e é bem adequado para ensaiar pequenas bibliotecas de produtos químicos.Esboçado aqui é uma metodologia simples para a produção de uma lista de interações químicas-genética em S. cerevisiae que não confia em molecular manipulações de biologia ou de infra-estrutura. Ela exige apenas uma coleção de levedura eliminação, um aparelho de pinagem robótico ou manual e software de análise de imagens disponíveis gratuitamente.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="987">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:213px;">Name of Material/ Equipment&#160;</td>
			<td style="width:161px;">Company&#160;</td>
			<td style="width:156px;">Catalog Number&#160;</td>
			<td style="width:457px;">Comments/Description&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:213px;">Yeast Extract</td>
			<td style="width:161px;">BioBasic</td>
			<td>G0961</td>
			<td style="width:457px;">For YEPD liquid/solid media add to 1% final concentration (w/v)</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:213px;">Tyrptone Powder</td>
			<td style="width:161px;">BD Biosciences</td>
			<td>211820</td>
			<td style="width:457px;">For YEPD liquid/solid media add to 2% final concentration (w/v)</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:213px;">Dextrose</td>
			<td style="width:161px;">Anachemia</td>
			<td style="width:156px;">31096-380</td>
			<td style="width:457px;">For YEPD liquid/solid media add to 2% final concentration (w/v) - Do not autoclave. Prepare 20% stock solution, filter sterilize, and add to media after autoclaving.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:213px;">Agar A</td>
			<td style="width:161px;">Bio Basic</td>
			<td>FB0010</td>
			<td style="width:457px;">For YEPD solid media add to 2% final concentration (w/v)</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:213px;">G418</td>
			<td style="width:161px;">A.G. Scientific Inc.</td>
			<td style="width:156px;">G-1033</td>
			<td style="width:457px;">Prepare 1000x stock at 200mg/ml in dH2O and filter sterilize.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:213px;">12 well plate</td>
			<td>Greiner Bio One</td>
			<td>655180</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:213px;">5ml culture tubes</td>
			<td>Evergreen Scientific</td>
			<td>222-2376-080</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:213px;">10cm Petri Dish</td>
			<td style="width:161px;">VWR</td>
			<td>25384-302</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">ROTOR HDA</td>
			<td>Singer Instruments&#160;</td>
			<td>ROT-001</td>
			<td>high-throughput microbial array pinning robot</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">PLUSPLATE&#169; Petri Dish</td>
			<td>Singer Instruments&#160;</td>
			<td>PLU-001</td>
			<td>Box of 200 dishes</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">384 Short-Pin RePad</td>
			<td>Singer Instruments&#160;</td>
			<td>RP-MP-384</td>
			<td>Box of 1000 pads</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">1536 Short-Pin RePad</td>
			<td>Singer Instruments&#160;</td>
			<td>RP-MP-1536</td>
			<td>Box of 1000 pads</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Alternative Pinning Tools:</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Fully Automated Robtic Systems</td>
			<td>S&#38;P robotics</td>
			<td>http://www.sprobotics.com</td>
			<td>Several automated colony handling robitic and imagining systems available.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Manual Pinning Tools</td>
			<td>V&#38;P Scientific</td>
			<td>http://www.vp-scientific.com</td>
			<td>Handheld replication tools and accessories.&#160;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

rapid identification of chemical genetic interactions in saccharomyces cerevisiae

Determinando o modo de acção de produtos químicos bioactivos é de interesse para uma larga gama de académico, farmacêuticos, industriais e cientistas. Saccharomyces cerevisiae, ou levedura de brotamento, é um modelo eucariota para que um conjunto completo de ~ 6000 mutantes de deleção do gene e gene essencial hipomórfico mutantes estão disponíveis comercialmente. Estas colecções de mutantes pode ser usado para detectar interacções químicas sistematicamente-gene, isto é, genes necessários para tolerar um produto químico. Esta informação, por sua vez, comunica com o modo provável de acção do composto. Aqui nós descrevemos um protocolo para a rápida identificação de interações químicas-genética em brotamento da levedura. Demonstramos o método usando o agente quimioterapêutico 5-fluorouracilo (5-FU), que tem um mecanismo bem definido de acção. Os nossos resultados mostram que o TRAMP nuclear RNA e de exossoma enzimas de reparação de ADN são necessários para a proliferação na presença de 5-FU, o que é consistente com m anterioricroarray abordagens genéticas baseadas em códigos de barras de produtos químicos e o conhecimento de que 5-FU afeta adversamente o metabolismo de RNA e DNA. Os protocolos de validação necessárias dessas telas de alto rendimento são também descritos.

Como uma validação desta abordagem foi realizado um rastreio genético química representativa interacção do agente quimioterapêutico 5-fluorouracilo (5-FU), seguindo o protocolo descrito acima. 5-FU é conhecido por perturbar a timidilato-sintase, assim como o metabolismo do ADN e ARN 18. As interações químicas genéticos de 5-FU são bem estudados e foram investigados por meio de técnicas de levedura de código de barras de microarranjos utilizando ambas as coleções de deleção heterozigotos e h...

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Rapid Identification of Chemical Genetic Interactions in Saccharomyces cerevisiae

Here we present a cost-effective method for defining chemical-genetic interactions in budding yeast. The approach is built on fundamental techniques in yeast molecular biology and is well suited for the mechanistic interrogation of small to medium collections of chemicals and other media environments.

Identificação rápida de químicos Genéticos Interações em<em&gt; Saccharomyces cerevisiae</em

Determining the mode of action of bioactive chemicals is of interest to a broad range of academic, pharmaceutical, and industrial scientists. ...

rapid-identification-chemical-genetic-interactions-saccharomyces

Research

JoVE Journal

Biology

Rapid Identification of Chemical Genetic Interactions in Saccharomyces cerevisiae

10.2K visualizações.  University of Victoria. Here we present a cost-effective method for defining chemical-genetic interactions in budding yeast. The approach is built on fundamental techniques in yeast molecular biology and is well suited for the mechanistic interrogation of small to medium collections of chemicals and other media environments.

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Dissection of Saccharomyces Cerevisiae Asci

Yeast is a highly tractable model system that is used to study many different cellular processes. The common laboratory strain Saccharomyces cerevisiae exists in either a haploid or diploid state. The ability to combine alleles from two haploids and the ability to introduce modifications to the genome requires the production and dissection of asci. Asci production from haploid cells begins with the mating of two yeast haploid strains with compatible mating types to produce a diploid strain. This can be accomplished in a number of ways either on solid medium or in liquid. It is advantageous to select for the diploids in medium that selectively promotes their growth compared to either of the haploid strains. The diploids are then allowed to sporulate on nutrient-poor medium to form asci, a bundle of four haploid daughter cells resulting from meiotic reproduction of the diploid. A mixture of vegetative cells and asci is then treated with the enzyme zymolyase to digest away the membrane sac surrounding the ascospores of the asci. Using micromanipulation with a microneedle under a dissection microscope one can pick up individual asci and separate and relocate the four ascopores. Dissected asci are grown for several days and tested for the markers or alleles of interest by replica plating onto appropriate selective media.

Dissection of Saccharomyces Cerevisiae Asci

Micromanipulation of yeast cells is needed for meiotic genetic analysis or to select diploid zygotes. These micromanipulations are carried out using the microneedle of a dissection microscope. The microneedle is used to relocate cells and is controlled by a micromanipulator which are available with various degrees of automation.

Dissecção da Saccharomyces cerevisiae Asci

Yeast is a highly tractable model system that is used to study many different cellular processes. The common laboratory strain Saccharomyces cerevisiae ...

Biologia

Identification of protein complexes with quantitative proteomics in S. cerevisiae

Lipids are the building blocks of cellular membranes that function as barriers and in compartmentalization of cellular processes, and recently, as important intracellular signalling molecules. However, unlike proteins, lipids are small hydrophobic molecules that traffic primarily by poorly described nonvesicular routes, which are hypothesized to occur at membrane contact sites (MCSs). MCSs are regions where the endoplasmic reticulum (ER) makes direct physical contact with a partnering organelle, e.g., plasma membrane (PM). The ER portion of ER-PM MCSs is enriched in lipid-synthesizing enzymes, suggesting that lipid synthesis is directed to these sites and implying that MCSs are important for lipid traffic. Yeast is an ideal model to study ER-PM MCSs because of their abundance, with over 1000 contacts per cell, and their conserved nature in all eukaryotes. Uncovering the proteins that constitute MCSs is critical to understanding how lipids traffic is accomplished in cells, and how they act as signaling molecules. We have found that an ER called Scs2p localize to ER-PM MCSs and is important for their formation. We are focused on uncovering the molecular partners of Scs2p. Identification of protein complexes traditionally relies on first resolving purified protein samples by gel electrophoresis, followed by in-gel digestion of protein bands and analysis of peptides by mass spectrometry. This often limits the study to a small subset of proteins. Also, protein complexes are exposed to denaturing or non-physiological conditions during the procedure. To circumvent these problems, we have implemented a large-scale quantitative proteomics technique to extract unbiased and quantified data. We use stable isotope labeling with amino acids in cell culture (SILAC) to incorporate staple isotope nuclei in proteins in an untagged control strain. Equal volumes of tagged culture and untagged, SILAC-labeled culture are mixed together and lysed by grinding in liquid nitrogen. We then carry out an affinity purification procedure to pull down protein complexes. Finally, we precipitate the protein sample, which is ready for analysis by high-performance liquid chromatography/ tandem mass spectrometry. Most importantly, proteins in the control strain are labeled by the heavy isotope and will produce a mass/ charge shift that can be quantified against the unlabeled proteins in the bait strain. Therefore, contaminants, or unspecific binding can be easily eliminated. By using this approach, we have identified several novel proteins that localize to ER-PM MCSs. Here we present a detailed description of our approach. 

Here we describe a new quantitative proteomics technique for identifying protein complexes in Saccharomyces cerevisiae. In this study, we have used the SILAC method together with affinity purification followed by tandem mass spectrometry to identify with high specificity the binding partners of an ER protein, Scs2p.

Identificação de complexos de proteínas com proteômica quantitativa em S. cerevisiae

Lipids are the building blocks of cellular membranes that function as barriers and in compartmentalization of cellular processes, and recently, as ...

Quantitative Phosphoproteomics in Fatty Acid Stimulated Saccharomyces cerevisiae

This protocol describes the growth and stimulation, with the fatty acid oleate, of isotopically heavy and light S. cerevisiae cells. Cells are ground using a cryolysis procedure in a ball mill grinder and the resulting grindate brought into solution by urea solubilization. This procedure allows for the lysis of the cells in a metabolically inactive state, preserving phosphorylation and preventing reorientation of the phosphoproteome during cell lysis.  Following reduction, alkylation, trypsin digestion of the proteins, the samples are desalted on C18 columns and the sample complexity reduced by fractionation using hydrophilic interaction chromatography (HILIC). HILIC columns preferentially retain hydrophilic molecules which is well suited for phosphoproteomics.  Phosphorylated peptides tend to elute later in the chromatographic profile than the non phosphorylated counterparts. After fractionation, phosphopeptides are enriched using immobilized metal chromatography, which relies on charge-based affinities for phosphopeptide enrichment. At the end of this procedure the samples are ready to be quantitatively analyzed by mass spectrometry.

Quantitative Phosphoproteomics in Fatty Acid Stimulated Saccharomyces cerevisiae

Description of a quantitative phosphorylation procedure using cryolysis, urea solubilziation, HILIC fractionation and IMAC enrichment of phosphorylated peptides.

Phosphoproteomics quantitativa em ácidos graxos estimulada Saccharomyces cerevisiae</em

This protocol describes the growth and stimulation, with the fatty acid oleate, of isotopically heavy and light S. cerevisiae cells. Cells are ground ...

Microarray Analysis for Saccharomyces cerevisiae

In this protocol, gene expression in yeast (Saccharomyces cerevisiae) is changed after exposure to oxidative stress induced by the addition of hydrogen peroxide (H2O2), an oxidizing agent. In the experiment, yeast is grown for 48 hours in 1/2X YPD broth containing 3X glucose. The culture is split into a control and treated group. The experiment culture is treated with 0.5 mM H2O2 in Hanks Buffered Saline (HBSS) for 1 hour. The control culture is treated with HBSS only. Total RNA is extracted from both cultures and is converted to a biotin-labeled cRNA product through a multistep process. The final synthesis product is taken back to the UVM Microarray Core Facility and hybridized to the Affymetrix yeast GeneChips. The resulting gene expression data are uploaded into bioinformatics data analysis software.

Microarray Analysis for Saccharomyces cerevisiae

In this protocol, gene expression in yeast (Saccharomyces cerevisiae) is changed after exposure to oxidative stress induced by the addition of hydrogen peroxide (H2O2), an oxidizing agent.

Microarray Analysis for Saccharomyces cerevisiae</em

In this protocol, gene expression in yeast (Saccharomyces cerevisiae) is changed after exposure to oxidative stress induced by the addition of hydrogen ...

Rapid Genetic Analysis of Epithelial-Mesenchymal Signaling During Hair Regeneration

Hair follicle morphogenesis, a complex process requiring interaction between epithelia-derived keratinocytes and the underlying mesenchyme, is an attractive model system to study organ development and tissue-specific signaling. Although hair follicle development is genetically tractable, fast and reproducible analysis of factors essential for this process remains a challenge. Here we describe a procedure to generate targeted overexpression or shRNA-mediated knockdown of factors using lentivirus in a tissue-specific manner. Using a modified version of a hair regeneration model 5, 6, 11, we can achieve robust gain- or loss-of-function analysis in primary mouse keratinocytes or dermal cells to facilitate study of epithelial-mesenchymal signaling pathways that lead to hair follicle morphogenesis. We describe how to isolate fresh primary mouse keratinocytes and dermal cells, which contain dermal papilla cells and their precursors, deliver lentivirus containing either shRNA or cDNA to one of the cell populations, and combine the cells to generate fully formed hair follicles on the backs of nude mice. This approach allows analysis of tissue-specific factors required to generate hair follicles within three weeks and provides a fast and convenient companion to existing genetic models.

Tissue-specific analysis of a hair follicle regeneration model using lentivirus to mediate gain- or loss-of-function.

Análise Genética rápida de epitelial-mesenquimal sinalização durante a regeneração do cabelo

Hair follicle morphogenesis, a complex process requiring interaction between epithelia-derived keratinocytes and the underlying mesenchyme, is an ...

Visualization and Analysis of mRNA Molecules Using Fluorescence In Situ Hybridization in Saccharomyces cerevisiae

The Fluorescence in situ Hybridization (FISH) method allows one to detect nucleic acids in the native cellular environment. Here we provide a protocol for using FISH to quantify the number of mRNAs in single yeast cells. Cells can be grown in any condition of interest and then fixed and made permeable. Subsequently, multiple single-stranded deoxyoligonucleotides conjugated to fluorescent dyes are used to label and visualize mRNAs. Diffraction-limited fluorescence from single mRNA molecules is quantified using a spot-detection algorithm to identify and count the number of mRNAs per cell. While the more standard quantification methods of northern blots, RT-PCR and gene expression microarrays provide information on average mRNAs in the bulk population, FISH facilitates both the counting and localization of these mRNAs in single cells at single-molecule resolution.

Visualization and Analysis of mRNA Molecules Using Fluorescence In Situ Hybridization in Saccharomyces cerevisiae

This protocol describes an experimental procedure for performing Fluorescence in situ Hybridization (FISH) for counting mRNAs in single cells at single-molecule resolution.

Visualização e análise de moléculas de mRNA Usando Fluorescência<em&gt; In Situ</em&gt; A hibridação em<em&gt; Saccharomyces cerevisiae</em

The Fluorescence in situ Hybridization (FISH) method allows one to detect nucleic acids in the native cellular environment. Here we provide a protocol for ...

Coupled Assays for Monitoring Protein Refolding in Saccharomyces cerevisiae

Proteostasis, defined as the combined processes of protein folding/biogenesis, refolding/repair, and degradation, is a delicate cellular balance that must be maintained to avoid deleterious consequences 1. External or internal factors that disrupt this balance can lead to protein aggregation, toxicity and cell death. In humans this is a major contributing factor to the symptoms associated with neurodegenerative disorders such as Huntington's, Parkinson's, and Alzheimer's diseases 10. It is therefore essential that the proteins involved in maintenance of proteostasis be identified in order to develop treatments for these debilitating diseases. This article describes techniques for monitoring in vivo protein folding at near-real time resolution using the model protein firefly luciferase fused to green fluorescent protein (FFL-GFP). FFL-GFP is a unique model chimeric protein as the FFL moiety is extremely sensitive to stress-induced misfolding and aggregation, which inactivates the enzyme 12. Luciferase activity is monitored using an enzymatic assay, and the GFP moiety provides a method of visualizing soluble or aggregated FFL using automated microscopy. These coupled methods incorporate two parallel and technically independent approaches to analyze both refolding and functional reactivation of an enzyme after stress. Activity recovery can be directly correlated with kinetics of disaggregation and re-solubilization to better understand how protein quality control factors such as protein chaperones collaborate to perform these functions. In addition, gene deletions or mutations can be used to test contributions of specific proteins or protein subunits to this process. In this article we examine the contributions of the protein disaggregase Hsp104 13, known to partner with the Hsp40/70/nucleotide exchange factor (NEF) refolding system 5, to protein refolding to validate this approach.

Coupled Assays for Monitoring Protein Refolding in Saccharomyces cerevisiae

This article describes the use of a firefly luciferase-GFP fusion protein to investigate in vivo protein folding in Saccharomyces cerevisiae. Using this reagent, refolding of a model heat-denatured protein can be monitored simultaneously by fluorescence microscopy and an enzymatic assay to probe the roles of proteostasis network components in protein quality control.

Ensaios para Monitoramento juntamente redobramento de proteínas em<em&gt; Saccharomyces cerevisiae</em

Proteostasis, defined as the combined processes of protein folding/biogenesis, refolding/repair, and degradation, is a delicate cellular balance that must ...

Purification of the Cystic Fibrosis Transmembrane Conductance Regulator Protein Expressed in Saccharomyces cerevisiae

Defects in the cystic fibrosis transmembrane conductance regulator (CFTR) protein cause cystic fibrosis (CF), an autosomal recessive disease that currently limits the average life expectancy of sufferers to &#60;40 years of age. The development of novel drug molecules to restore the activity of CFTR is an important goal in the treatment CF, and the isolation of functionally active CFTR is a useful step towards achieving this goal.
We describe two methods for the purification of CFTR from a eukaryotic heterologous expression system, S. cerevisiae. Like prokaryotic systems, S. cerevisiae can be rapidly grown in the lab at low cost, but can also traffic and posttranslationally modify large membrane proteins. The selection of detergents for solubilization and purification is a critical step in the purification of any membrane protein. Having screened for the solubility of CFTR in several detergents, we have chosen two contrasting detergents for use in the purification that allow the final CFTR preparation to be tailored to the subsequently planned experiments.
In this method, we provide comparison of the purification of CFTR in dodecyl-&#946;-D-maltoside (DDM) and 1-tetradecanoyl-sn-glycero-3-phospho-(1&#39;-rac-glycerol) (LPG-14). Protein purified in DDM by this method shows ATPase activity in functional assays. Protein purified in LPG-14 shows high purity and yield, can be employed to study post-translational modifications, and can be used for structural methods such as small-angle X-ray scattering and electron microscopy. However it displays significantly lower ATPase activity.

Purification of the Cystic Fibrosis Transmembrane Conductance Regulator Protein Expressed in Saccharomyces cerevisiae

Heterologous expression and purification of the cystic fibrosis transmembrane conductance regulator (CFTR) are significant challenges and limiting factors in the development of drug therapies for cystic fibrosis. This protocol describes two methods for the isolation of milligram quantities of CFTR suitable for functional and structural studies.&#160;

Purificação da fibrose cística condutância transmembrana Regulador proteína expressa em<em&gt; Saccharomyces cerevisiae</em

Defects in the cystic fibrosis transmembrane conductance regulator (CFTR) protein cause cystic fibrosis (CF), an autosomal recessive disease that ...

EPR Monitored Redox Titration of the Cofactors of Saccharomyces cerevisiae Nar1

Electron Paramagnetic Resonance (EPR) monitored redox titrations are a powerful method to determine the midpoint potential of cofactors in proteins and to identify and quantify the cofactors in their detectable redox state.
The technique is complementary to direct electrochemistry (voltammetry) approaches, as it does not offer information on electron transfer rates, but does establish the identity and redox state of the cofactors in the protein under study. The technique is widely applicable to any protein containing an electron paramagnetic resonance (EPR) detectable cofactor.
A typical titration requires 2 ml protein with a cofactor concentration in the range of 1-100 &#181;M. The protein is titrated with a chemical reductant (sodium dithionite) or oxidant (potassium ferricyanide) in order to poise the sample at a certain potential. A platinum wire and a Ag/AgCl reference electrode are connected to a voltmeter to measure the potential of the protein solution. A set of 13 different redox mediators is used to equilibrate between the redox cofactors of the protein and the electrodes. Samples are drawn at different potentials and the Electron Paramagnetic Resonance spectra, characteristic for the different redox cofactors in the protein, are measured. The plot of the signal intensity versus the sample potential is analyzed using the Nernst equation in order to determine the midpoint potential of the cofactor.

EPR Monitored Redox Titration of the Cofactors of Saccharomyces cerevisiae Nar1

The goal of this protocol is to use electron paramagnetic resonance (EPR) monitored redox titrations to identify different cofactors of Saccharomyces cerevisiae Nar1. Redox titrations offer a very robust way to obtain midpoint potentials of different redox active cofactors in enzymes and proteins.

EPR Monitorado Redox Titulação de cofatores de<em&gt; Saccharomyces cerevisiae</em&gt; Nar1

Electron Paramagnetic Resonance (EPR) monitored redox titrations are a powerful method to determine the midpoint potential of cofactors in proteins and to ...

Measurement of mRNA Decay Rates in Saccharomyces cerevisiae Using rpb1-1 Strains

mRNA steady state levels vary depending on environmental conditions. Regulation of the steady state accumulation levels of an mRNA ensures that the correct amount of protein is synthesized for the cell&#8217;s specific growth conditions. One approach for measuring mRNA decay rates is inhibiting transcription and subsequently monitoring the disappearance of the already present mRNA. The rate of mRNA decay can then be quantified, and an accurate half-life can be determined utilizing several techniques. In S. cerevisiae, protocols that measure mRNA half-lives have been developed and include inhibiting transcription of mRNA using strains that harbor a temperature sensitive allele of RNA polymerase II, rpb1-1. Other techniques for measuring mRNA half-lives include inhibiting transcription with transcriptional inhibitors such as thiolutin or 1,10-phenanthroline, or alternatively, by utilizing mRNAs that are under the control of a regulatable promoter such as the galactose inducible promoter and the TET-off system. Here, we describe measurement of S. cerevisiae mRNA decay rates using the temperature sensitive allele of RNA polymerase II. This technique can be used to measure mRNA decay rates of individual mRNAs or genome-wide.

Measurement of mRNA Decay Rates in Saccharomyces cerevisiae Using rpb1-1 Strains

The steady state level of specific mRNAs is determined by the rate of synthesis and decay of the mRNA. Genome-wide mRNA degradation rates or the decay rates of specific mRNAs can be measured by determining mRNA half-lives. This protocol focuses on measurement of mRNA decay rates in Saccharomyces cerevisiae.

Medição do mRNA Decay Preços em<em&gt; Saccharomyces cerevisiae</em&gt; Usando<em&gt; Rpb1-1</em&gt; Cepas

mRNA steady state levels vary depending on environmental conditions. Regulation of the steady state accumulation levels of an mRNA ensures that the ...