NOTA: Todos os procedimentos foram aprovados pelo Cuidado e Uso de Animais Comitê Institucional da expectativa de vida e todos os animais e os procedimentos de acordo com o Guia de Conselho de Pesquisa Nacional para Cuidados e Uso de Animais de Laboratório 10. 1. Fabricação Balão e Pressão Ventricular Esquerda monitoramento do circuito <ol><li> Construir balões LV de acordo com Miller et al. 11, numa proveta com uma barra de agitação, misturar 9,5 ml de água destilada, 14,2 ml de xarope de milho leve e 33,8 g de sacarose, e de calor sobre uma placa quente, misturar até o açúcar se dissolver . Continuar solução de aquecimento até atingir cerca de 150 ºC. NOTA: Vários métodos existem para a construção de balões LV incluindo modificação de dicas de preservativos e agarram filme construção 9,12. Nós encontramos o método acima para ser relativamente fácil de construir balões de vazamentos gratuitos, no entanto uma vantagem de balões película aderente inclui caracterização anterior para frequen apropriadocy relações resposta-9. </li><li> Quebre fios de espaguete seco em pedaços de cerca de 5 cm de comprimento e mergulhar um lado de cada peça de cerca de 1 cm de profundidade na solução de açúcar e lentamente remover. </li><li> Coloque a extremidade seca da tira de massa em um bloco de espuma de poliestireno e suspender para que o mix de açúcar escorre e forma um molde forma de lágrima. Deixar O / N em um exsicador de modo que o molde endurece. </li><li> No dia seguinte, mergulhe os moldes em gel de dispersão de silicone. Coloque tiras de massa de volta no bloco de espuma de poliestireno e coloque em aa 37 ºC forno por 2 horas ou até secar. Repita este passo mais uma vez assim duas camadas de silicone são aplicadas. </li><li> Depois de seco, em lugar de água durante várias horas, para ajudar na remoção do balão do molde. Loja balões em solução de azida de sódio a 0,02%. </li><li> Use uma coleta de sangue 23 G ajustado para produzir uma cânula balão personalizado cortando uma agulha para criar uma ponta romba e colocando entalhes na agulha. </li><li> Conecte o tubo a uma pressão transprodutor e lave com água corrente, mantendo tubo e cânula completamente submerso para evitar a entrada de ar no sistema. Coloque um balão que foi preenchido com água sobre a cânula e usar fio de seda 2-0 para empatar em cânula. Teste de balão pela capacidade de manter a pressão (~ 100 mmHg para pelo menos 1 hora) </li></ol> 2. Preparação da perfusão isolada do Sistema Coração <ol><li> Inicialmente, lavar e aquecer o sistema. Ligue um circulador banho de 37 ºC água morna que tem sido ligado ao aparelho de Langendorff, e encher reservatório tampão com água destilada. Conecte um novo filtro de fibra de vidro para tubulação fluindo em aparelhos e ligar a bomba para expulsar o sistema. Durante o tempo de preparação, monitorizar a temperatura da água expelida a partir do bloco de Langendorff usando uma sonda de temperatura, para assegurar que o banho de água é definida com precisão. Além disso, ligar um circulador refrigerado e definido para 20 ºC que será usado durante a parada cardioplégica do coração. </li><li> EUn entretanto preparar as seguintes soluções. Prepare 1 litro de solução cardioplégica (NaCl 110 mM, KCl 16 mM, 16 mM de MgCl 2, 1,5 mM de CaCl2, 10 mM de NaHCO3) e filtra-se. Além disso, preparar 2 L de KHB (NaCl 118 mM, KCl 4,8 mM, 1,2 mM de KH 2 PO 4, 1,7 mM MgSO4, 2 mM de Na-piruvato, dextrose 6 mM, 24,9 mM de NaHCO 3 (pré-arejada com CO 2) , 1,4 mM de CaCl 2 (adicionado em último lugar). Uma vez dissolvido, remover os precipitados por filtração para um frasco de vidro usando um funil de frita de 5 um. Colocar um pouco para um pequeno prato em gelo para ser usado durante a cirurgia e isolamento. </li><li> Oxigenar o perfusato (KHB) com 95% de O2 / 5% de CO 2 durante pelo menos 30 min antes da utilização. Sistema de perfusão Langendorff com KHB para remover qualquer resto de água do sistema e tampão do reservatório. Para ratos, definir a velocidade inicial bomba para ~ 2,0 ml / min. Coloque 2-0 e 4-0 seda perto de perfusão cânula. Execute a bomba até que o tubo e aparelhos são preenchidas sagacidadeperfusato h e garantir a Strup bolha é preenchido com perfusado. NOTA: Para longos períodos de perfusão e função estável é altamente recomendável instalar um filtro de fibra de vidro em linha (~ 1 mm) no circuito de perfusão para recolher quaisquer precipitados que podem formar coágulos no coração </li></ol> 3. Rato Cirurgia 3.1) mouse Anestesia e Manuseio <ol><li> Preparar seringa com uma dose de anestésico de 80 mg / kg de cetamina e 5 mg / ml de mistura de xilazina, e adicionar 0,9% de solução salina estéril para levar o volume para 0,2 ml. Injectar Heparina IP (50 ul de solução de 1.000 U / ml). </li><li> Coloque o mouse de volta para contentor de transporte (~ 10-20 min) e esperar por ele para perder a consciência como heparina produz efeitos. Periodicamente fazer uma pitada dedo do pé para monitorar reflexo dor. </li></ol> 3.2) Remova o coração <ol><li> Uma vez que o mouse é totalmente inconsciente e não responde aos pés pitada, fixá-lo para uma mesa de operação apropriado utilizando pinos ou 25 g<html> pontas de seringa através das extremidades. Executar uma toracotomia para expor o coração. Corte um pequeno buraco logo abaixo do esterno e estender o corte para os lados do ratinho evitando o diafragma. </li><li> Rapidamente cortar o diafragma e depois cortar rapidamente acima dos lados da caixa torácica. Virar para trás a caixa torácica como uma concha de molusco para expor a cavidade torácica. Segure cuidadosamente o coração, coloque uma tesoura por baixo e remover o coração. NOTA: É essencial para remover rapidamente o coração uma vez que é exposta na cavidade torácica e os pulmões não são funcionais. </li></ol> 3.3) Limpe o coração <ol><li> Colocar o coração no prato contendo gelo KHB frio e retire todos os pedaços grandes de tecido pulmonar em anexo. Use uma pinça para pegar o coração e localize a aorta. Aperte delicadamente o coração e olhar para qualquer sangue que aparece, como esta deve ser a extremidade aberta da aorta. Use uma pinça de ponta fina para manter o coração aberto até o final da aorta. </li></ol>e &quot;&gt; 4. Montagem do coração, A partir de Perfusão, e colocando o balão 4.1) Montagem e canulação do coração <ol><li> Antes de transportar o coração para o aparelho de Langendorff, ligar a bomba de garantir que a pressão de perfusão é baixa (~ 20 mmHg). Segure o coração pela aorta logo abaixo da cânula. Usando um outro conjunto de pinças de ponta fina, abra cuidadosamente a aorta e coração deslize para cima da cânula. Segure-o no lugar com um conjunto de pinças e, em seguida, usar um clipe macio gumes para prendê-lo temporariamente para cânula. NOTA: montagem rapidamente o coração para a cânula de perfusão é fundamental para uma boa preparação. Com a experiência, os procedimentos de abertura da cavidade torácica de montagem até que o coração deve ter entre 1 e 2 minutos. </li><li> Amarre e iniciar a perfusão da seguinte maneira, usando sutura de seda 4-0 aorta segura para a cânula diretamente abaixo do clipe. Garantir o empate também é em torno da cânula metálica aórtica, de modo a aorta não fica amarrado ao apertaro nó. Uma vez que um laço é colocado firmemente, remover o clipe. </li><li> Use fio de seda adicionais para prender a aorta de forma segura para a cânula certificando-se de amarrar abaixo quaisquer ramos dos vasos que podem ser saindo da aorta. Estes muitas vezes pode ser manchado por vazamento perfusato ou atirando para fora da aorta. NOTA: Durante as fases iniciais da perfusão do sangue deve ser lavar a partir do coração e de todo o coração deve aparecer uma cor rosa suave. Descolorações escuras que não lavam a indicar as áreas isquêmicas provavelmente devido a embolia de ar ou coágulos eo coração não deve ser utilizado. </li></ol> 4.2) O estabelecimento de Medição de Perfusão e LVP <ol><li> Lentamente, aumente a pressão de perfusão e aumentar a velocidade da bomba até que a pressão de perfusão atinge 70 mmHg. NOTA: as pressões de perfusão padrão para rato perfusão pode ser 70-90 mmHg, mas deve ser mantida constante de animal para animal dentro de um experimento. </li><li> Limpar o restante tecido (pulmão, tiróide, etc.) Que ainda podem estar ligados ao coração. Use a tesoura para cortar os átrios esquerdos, a fim de criar uma abertura para o ventrículo esquerdo. </li><li> Coloque o balão para o titular e desinflar. Posicionar a cânula balão perto da cânula aórtica, directamente sobre a abertura para o ventrículo esquerdo. Insira com cuidado o balão para baixo para o ventrículo esquerdo, mantendo o coração no lugar de modo a aorta não rasgue. </li><li> Uma vez que é no lugar, lentamente começar a inflar o balão até que o LVEDP atinge ~ 8 mmHg. Colocar a sonda de temperatura contra o fundo do coração, de modo que mede a temperatura do efluente. </li></ol> 4.3) Medição basal <ol><li> Selar o coração em uma câmara de perfusão com camisa de água. Durante este tempo perfundir continuamente o coração com KHB, e assegurar que a temperatura continua a subir. Monitorar a temperatura e ajustar a água do banho nesse sentido até atingir cerca de ~ 37 ºC. NOTA: Monitoramento temperature nas fases iniciais da perfusão é fundamental como fluxos coronarianos e, posteriormente, a temperatura pode variar de coração para coração. Temperatura do perfusato efluente é monitorizado para a temperatura desejada do miocárdio através de uma sonda de temperatura colocada no vértice do coração. Além disso, em comparação com outros protocolos de perfusão de Langendorff, o coração não está submersa em CP ou KHB durante a perfusão ou de captura, isto é feito principalmente para ajustar rapidamente a temperatura, bem como proporcionar a entrega eficiente CP sem difusão. </li><li> Comece a gravar continuamente medida funcional utilizando um sistema de aquisição de dados ligados aos sensores apropriados, incluindo a pressão de perfusão, a pressão ventricular esquerda (transdutor de pressão ligado ao balão de LVP), temperatura e parâmetros electrofisiológicos (ECG, MAPA se assim equipado) (anexo será de acordo com os fabricantes e específica para os sensores individuais e sistema de aquisição de dados). Uma vez que o KHB efluente atinge ~ 37 ºC durante, pelo menos 15<html> min e parâmetros funcionais cardíacas são estáveis, observe o tempo para as medições da linha de base. NOTA: Os critérios de inclusão / exclusão são aplicados a cada coração. Um LVDP de &lt;60 mm Hg na linha de base indica um coração que deve ser removido a partir da análise. Além disso, o fluxo coronariano&gt; 4,5 ml / min, ou incapacidade de manter a pressão de perfusão no início do estudo provavelmente indica um vazamento ou aorta rasgada. Além disso, quaisquer corações que têm áreas claras isquémicos os quais podem ser confirmadas visualmente (isto é, coágulos) ou exibem reduções associada a isquemia na função cardíaca (isto é, aumentar a PDFVE, extremamente arrítmico) são removidas a partir da análise. </li><li> Medir o fluxo coronário através de recolha do efluente coronário em um cilindro graduado de 1 min. Feche a câmara e permitir que a temperatura ea função para retornar aos valores basais. Alternativamente medir o fluxo coronário continuamente na linha de perfusão através de uma sonda de fluxo colocado depois do circuito de alívio de pressão. </li></ol>&quot;&gt; 5. Iniciando Cardioplégicas Arrest <ol><li> Coloque 100 ml de tampão de cardioplegia fria para outro reservatório e. transferir o reservatório cânula KHB para o reservatório de cardioplegia. </li><li> Retire a água com camisa de habitação e do circuito de aquecimento da perfusão do banho de água quente e conectar-se ao circulador refrigerado usando tubulação engates rápidos. Use circuladores de aquecimento e resfriamento separadas para permitir mudanças rápidas de temperatura do coração e perfusado. </li><li> Seguir a bolha de ar que se introduz na tubagem durante o interruptor, e uma vez que atinge perto do coração isolado iniciar a cronometragem de cardioplegia. Entregar cardioplegia por 2 min. Após a dose inicial parar a bomba. Certifique-se de parar o coração na diástole e estar perto da temperatura CP desejado. NOTA: Um borbulhador suficiente é necessária para evitar a embolia de ar no coração. Alternativamente, um sistema de libertação para ambos os reservatórios comutadas por uma torneira de passagem pode ser facilmente construído, no entanto, encontrar sigaing a pequena bolha de ar que é introduzido quando trocar a cânula entre os reservatórios, um método fácil de entrega CP tempo dado potencialmente diferentes velocidades de bomba entre experimentos (isto é, devido ao mouse / rato, pressão de perfusão, a resistência do filtro, etc.) </li><li> Manter o coração em cardioplegia durante 2 horas a ~ 20 ºC. A cada meia hora durante CP ligar a bomba de volta por 1 min para que outra dose é administrada. NOTA: doses intermitentes de CP a cada 30 minutos resulta em comprometimento funcional do coração sem necrose do tecido. Períodos mais longos entre as doses de CP (isto é,&gt; 45 min) pode resultar em necrose e contratura isquêmica e seria mais apropriado para um modelo de lesão necrótica associada com isquemia desprotegido. </li></ol> 6. A reperfusão <ol><li> No final da CP, transferir a cânula de volta para o reservatório KHB oxigenado. Ligue os circuitos de controle de temperatura para o circulador de aquecimento e ligar a bombapara iniciar a reperfusão. Neste ponto, a cardioplegia lava fora, observar o aumento de temperatura e o coração começa a bater de novo, após 2-4 minutos de reperfusão. Quando o coração começa a batida do coração é lento e muitas vezes arrítmico. NOTA: Não há geralmente não é um grande aumento na LVP diastólica (ou seja, aumento ≤10 mmHg), que é muitas vezes característica em modelos de isquemia puros. As arritmias podem persistir até a reperfusão e, ocasionalmente, o coração terão de ser desfibrilado. Isto pode ser conseguido com o uso de um conjunto estimulador para tensões mais elevadas (~ 10-50 V) e os eléctrodos colocados na base e do vértice do coração. </li><li> Permitir que o coração para reperfundir durante 30 minutos, e durante este período de tempo fazer medições do fluxo coronário, conforme necessário. Medir o fluxo coronário por recolher o efluente com um cilindro graduado para 30-60 seg. </li></ol> 7. Coleta de Tecidos <ol><li> Desinflar o balão e retire-o do ventrículo esquerdo. Leve o coração fora docânula e pesá-lo. Em experiências iniciais, pelo menos uma fatia transversal do coração devem ser tomados e TTC coradas para avaliar a necrose para assegurar que o coração está livre de qualquer lesão necrótica. </li><li> Coletar fatias coração para estudos de microscopia, pesos de wet / dry, etc. O restante, ou todo o coração deve ser rapidamente congelado, colocando em nitrogênio líquido. Loja corações congelados num congelador -80 ºC. NOTA: Para a medição dos compostos fosfatados de alta energia (ou seja, ATP, fosfato de creatina), os corações devem ser congelados imediatamente. </li></ol>

<ol>
	<li>Kloner, R. a., Jennings, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Consequences+of+Brief+Ischemia:+Stunning,+Preconditioning,+and+Their+Clinical+Implications:+Part+1.">Consequences of Brief Ischemia: Stunning, Preconditioning, and Their Clinical Implications: Part 1.</a> Circulation. 104 (24), 2981-2989 (2001).</li><li>Mentzer, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Myocardial+protection+in+heart+surgery.">Myocardial protection in heart surgery.</a> J Cardiovasc Pharmacol Ther. 16 (3-4), 290-297 (2011).</li><li>Chambers, D. J., Fallouh, H. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardioplegia+and+cardiac+surgery:+pharmacological+arrest+and+cardioprotection+during+global+ischemia+and+reperfusion.">Cardioplegia and cardiac surgery: pharmacological arrest and cardioprotection during global ischemia and reperfusion.</a> Pharmacol Ther. 127 (1), 41-52 (2010).</li><li>Bolli, R., Marb&#225;n, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+and+cellular+mechanisms+of+myocardial+stunning.">Molecular and cellular mechanisms of myocardial stunning.</a> Physiol Rev. 79 (2), 609-634 (1999).</li><li>Kloner, R. a., Bolli, R., Marban, E., Reinlib, L., Braunwald, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Medical+and+Cellular+Implications+of+Stunning,+Hibernation,+and+Preconditioning+An+NHLBI+Workshop.">Medical and Cellular Implications of Stunning, Hibernation, and Preconditioning An NHLBI Workshop.</a> Circulation. 97 (18), 1848-1867 (1998).</li><li>Mersmann, J., Latsch, K., Habeck, K., Zacharowski, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measure+for+measure-determination+of+infarct+size+in+murine+models+of+myocardial+ischemia+and+reperfusion:+a+systematic+review.">Measure for measure-determination of infarct size in murine models of myocardial ischemia and reperfusion: a systematic review.</a> Shock (Augusta, Ga). 35 (5), 449-455 (2011).</li><li>Bell, R. M., Mocanu, M. M., Yellon, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Retrograde+heart+perfusion:+the+Langendorff+technique+of+isolated+heart+perfusion).">Retrograde heart perfusion: the Langendorff technique of isolated heart perfusion).</a> J Mol Cell Cardiol. 50 (6), 940-950 (2011).</li><li>Skrzypiec-Spring, M., Grotthus, B., Szelag, A., Schulz, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolated+heart+perfusion+according+to+Langendorff---still+viable+in+the+new+millennium.">Isolated heart perfusion according to Langendorff---still viable in the new millennium.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 55 (2), 113-126 (2007).</li><li>Sutherland, F. J., Shattock, M. J., Baker, K. E., Hearse, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+isolated+perfused+heart+characteristics+and+cautions.">Mouse isolated perfused heart characteristics and cautions.</a> Clin Exp Pharmacol Physiol. 30 (11), 867-878 (2003).</li><li>Miller, A., Wright, G. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fabrication+of+Murine+Ventricular+Balloons+for+the+Langendorff+Heart+Preparation.">Fabrication of Murine Ventricular Balloons for the Langendorff Heart Preparation.</a> J Biotecnol Biomater. 1 (101), 1-4 (2011).</li><li>Curtis, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterisation,+utilisation+and+clinical+relevance+of+isolated+perfused+heart+models+of+ischaemia-induced+ventricular+fibrillation.">Characterisation, utilisation and clinical relevance of isolated perfused heart models of ischaemia-induced ventricular fibrillation.</a> Cardiovasc Res. 39 (1), 194-215 (1998).</li><li>Clements, R. T., Feng, J., Cordeiro, B., Bianchi, C., Sellke, F. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=p38+MAPK-dependent+small+HSP27+and+&#945;B-crystallin+phosphorylation+in+regulation+of+myocardial+function+following+cardioplegic+arrest.">p38 MAPK-dependent small HSP27 and &#945;B-crystallin phosphorylation in regulation of myocardial function following cardioplegic arrest.</a> American journal of physiology. Heart and circulatory physiology. 300 (5), H1669-H1677 (2011).</li><li>Clements, R. T., Cordeiro, B., Feng, J., Bianchi, C., Sellke, F. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rottlerin+increases+cardiac+contractile+performance+and+coronary+perfusion+through+BKCa+++channel+activation+after+cold+cardioplegic+arrest+in+isolated+hearts.">Rottlerin increases cardiac contractile performance and coronary perfusion through BKCa++ channel activation after cold cardioplegic arrest in isolated hearts.</a> Circulation. 124 (11 Suppl), S55-S61 (2011).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Os detalhes do protocolo anteriores métodos para avaliar o atordoamento do miocárdio secundário a isquemia global associada à parada cardioplégica. Em nossas mãos este protocolo produz uma redução aproximada de ~ 40% na função cardíaca (LVDP, +/- dP / dt), com alterações mínimas na frequência cardíaca no 30 min pós-reperfusão ponto de tempo. À medida que o coração reperfundido é reaquecido e todos os parâmetros da função cardíaca são reduzidas em pontos de tempo iniciais com um ritmo cardíaco...

Atordoamento do miocárdio é definido como atividade contrátil reduzida reversíveis apesar da restauração do fluxo de sangue adequado após um breve período de isquemia ou períodos prolongados de insultos isquêmicos com cardioprotection 1,2,3,4,5. O método apresentado é especificamente usado para modelar insultos isquémicos clinicamente relevantes que pode resultar em deficiências na função contráctil reversíveis (ou seja, insultos isquémicos associados com a cirurgia cardíaca utilizando paragem cardioplégica, breves períodos de isquemia, angina, etc). Em contraste com estudos isquemia grave (enfarte do miocárdio, necrose) este protocolo foi desenvolvido para avaliar a recuperação funcional do miocárdio e cardioprotection sem lesão do tecido, remodelação, e morte celular. A maior parte do trabalho discute um protocolo de parada cardioplégica padrão com elementos semelhantes a uma cirurgia cardíaca com hipotermia e entrega cardioplegia intermitente. Prot miocárdioexão durante a maioria das cirurgias cardíacas depende de cardioplegia e circulação extracorpórea. Embora cardioplegia (CP) soluções e estratégias variam muito (sangue, cristalóide, frio, etc. quente) os elementos mais comuns são: 1) hipercalemia e / ou outras estratégias para prender o coração em diástole, limitando assim a utilização da energia resultante de contração do miocárdio, e 2) a hipotermia para desacelerar o metabolismo e ajudam a manter ATP e outras reservas de energia enquanto preso. Soluções de cardioplegia atuais fornecer proteção para o coração contra insultos isquêmicos que provariam de outra maneira fatal. No entanto, as estratégias de cardioprotetores durante insultos isquêmicos cirúrgicos não são perfeitos, e a lesão isquêmica leve resultante pode resultar em disfunção contrátil cardíaca reversível, apesar de o fluxo sanguíneo adequado (atordoamento do miocárdio), acidose, lesão dos cardiomiócitos, e efeitos vasculares, incluindo diminuição da perfusão coronariana e vasoespasmo. Este protocolo diferea partir de modelos de isquemia do coração isolado padrão avaliando infarto do miocárdio e isquemia grave na medida em que avalia insultos isquêmicos mais leves que pode resultar em função cardíaca prejudicada seguinte breve isquemia ou insultos isquêmicos associada à parada cardioplégica. (Para revisão sobre técnicas de perfusão de Langendorff e I / R ver estudos 6-8). Para orientações gerais e uma análise aprofundada dos parâmetros experimentais associados com rato corações perfundidos isolados ver Sutherland e t al., 2003 9 A técnica apresentada aqui detalha o equipamento necessário, reagentes, etapas, estratégias e dicas para induzir de forma confiável impressionante em corações do rato. Pequenas modificações são necessárias para aplicar a técnica de ratos. Resumidamente isolado do rato corações são de Langendorff perfundido durante aproximadamente 30 min, com tampão fisiológica de Krebs-Henseleit (KHB), seguido por paragem cardíaca protegido frio através da entrega de um hypotherm hipercalêmicosolução de cardioplegia ic. Após a detenção, a recuperação funcional cardíaca é monitorada durante o reaquecimento e reperfusão do coração com KHB. As alterações no grau de recuperação da função contráctil cardíaca pode ser avaliada para determinar agentes cardioprotectores e diferentes estratégias de cardioprotecção.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr >
			<td >Cardioplegia Solution (St Thomas II)</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td >Symbol / Concentrations (mM)</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Sodium Chloride</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>NaCl; 110</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Potassium chloride</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>KCl; 16</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Calcium Chloride</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>CaCL2; 1.5</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Magnesium Chloride</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>MgCL2; 16</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Sodium Bicarbonate</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>NaHCO3; 10</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Krebs-Heinslet Buffer</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Sodium Chloride</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>NaCl; 118</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Potassium Chloride</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>KCl; 4.8</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Magnesium Sulfate</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>MgSO4; 1.7</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Sodium Bicarbonate</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>NaHCO3; 24.9</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Potassium Phosphate (monobasic)</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>KH2PO4; 1.2</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Calcium Chloride</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>CaCL2; 1.4</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Sodium Pyruvate</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>Na pyruvate; 2</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Glucose</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td>C6H12O6; 6</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Balloon reagents</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Corn Syrup</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Spaghetti</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Silicon Dispersion Gel</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >styrofoam block</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >lab oven/incubator ( 50C)</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Langendorff Perfusion equipment</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Isolated perfused heart sytem (IH-SR (Hugo-Sachs) or equivalent)</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Data acquisition system (DSI, ADinstruments or equivalent)</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Heated water circulator</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Cooling water circulator</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Perfusion pump capable of 2-30 ml/min</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Inline perfusion filters - 1 um glass fiber</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Pressure sensors and amplifiers for LVP and perfusion pressure</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Small graduated cylinder (~10 mL)</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Small temperature probe and thermometer (Werner or equivalent)</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >perfusion resevoir (1L)</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >cardioplegia resevoir (~200 mL)</td>
			<td ></td>
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			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >gas bubbler</td>
			<td ></td>
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			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >95/5 O2/CO2 mix</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Surgical tools and reagents</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Metzenbaum and Potz surgical scissors</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
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		</tr>
		<tr >
			<td >two Dumont size 5 forceps</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >ketamine</td>
			<td ></td>
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		</tr>
		<tr >
			<td >xylazine</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >heparin</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >small clamp with soft sides to hold aorta (i.e. terminal clamp with taped ends)</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Silk 2-0 and 4-0 sutures</td>
			<td ></td>
			<td ></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

murine isolated heart model of myocardial stunning associated with cardioplegic arrest

O protocolo a seguir é útil para avaliar a função cardíaca comprometida ou deslumbrante seguintes insultos isquêmicos moderados do miocárdio. A técnica é útil para a modelagem de lesão isquêmica associada com numerosos fenômeno clinicamente relevantes, incluindo cirurgia cardíaca com parada cardioplégica e circulação extracorpórea, revascularização do miocárdio sem CEC, transplante, angina, isquemia breve, etc. O protocolo apresenta um método geral para modelar hipotérmica parada cardioplégica hipercalêmica e reperfusão em corações de roedores com foco na medição da função contrátil do miocárdio. Em resumo, um coração do rato é perfundido no modo de Langendorff, instrumentada com um balão intraventricular, e parâmetros cardíacos funcionais de linha de base são registados. Após a estabilização, o coração é então sujeito a infusão breve de uma solução de cardioplegia hipotérmica cardioprotetor para iniciar a parada diastólica. Cardioplegia é entregue de forma intermitente ao longo de 2 h. O coração é então reperfundidos e warmed para temperaturas e recuperação da função do miocárdio normotérmicas é monitorada. O uso deste protocolo resulta em função contrátil cardíaca deprimida confiável livre de danos no tecido do miocárdio bruta em roedores.

A Figura 1 apresenta os resultados típicos de um experimento mouse. LVP (linha vermelha), dP / dt (linha verde) e temperatura (linha roxa) foram continusouly gravou mais de ~ 3 horas. Letras indicar uma - medida de referência, b, c, d, e - entrega de solução cardioplégica, f - início da reperfusão, g, h, i, j - medição do fluxo cornary durante a reperfusão. Note, LVDP deprimido e dP / dt sobre reperfusão em relação à linha de base. Figura 1B inclui os dados de um gravou ma...

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Murine Isolated Heart Model of Myocardial Stunning Associated with Cardioplegic Arrest

The goal of this protocol to assess myocardial stunning following ischemic cardioplegic arrest in rodents.

Murino modelo de coração isolado de atordoamento do miocárdio Associated com parada cardioplégica

The following protocol is of use to evaluate impaired cardiac function or myocardial stunning following moderate ischemic insults. The technique is useful ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

11.6K visualizações.  Brown University. The goal of this protocol to assess myocardial stunning following ischemic cardioplegic arrest in rodents.

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A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ischemia and reperfusion. Immune response includes cytokine expression and release or secretion of endogenous ligands of innate immune receptors. Activation of innate immunity can potentially modulate infarct size. We have modified an existing murine closed-chest model using hanging weights which could be useful for studying myocardial pre- and postconditioning and the role of innate immunity in myocardial ischemia and reperfusion. This model allows animals to recover from surgical trauma before onset of myocardial ischemia.
Volatile anesthetics have been intensely studied and their preconditioning effect for the ischemic heart is well known. However, this protective effect precludes its use in open chest models of coronary artery ligation. Thus, another advantage could be the use of the well controllable volatile anesthetics for instrumentation in a chronic closed-chest model, since their preconditioning effect lasts up to 72 hours. Chronic heart diseases with intermittent ischemia and multiple hit models are other possible applications of this model.
For the chronic closed-chest model, intubated and ventilated mice undergo a lateral blunt thoracotomy via the 4th intercostal space. Following identification of the left anterior descending a ligature is passed underneath the vessel and both suture ends are threaded through an occluder. Then, both suture ends are passed through the chest wall, knotted to form a loop and left in the subcutaneous tissue. After chest closure and recovery for 5 days, mice are anesthetized again, chest skin is reopened and hanging weights are hooked up to the loop under ECG control.
At the end of the ischemia/reperfusion protocol, hearts can be stained with TTC for infarct size assessment or undergo perfusion fixation to allow morphometric studies in addition to histology and immunohistochemistry.

Surgical trauma induces an inflammatory response. Cytokines and endogenous ligands are known to modulate myocardial infarct size following ischemia and reperfusion. We present a modified closed-chest model of murine ischemia and reperfusion using hanging weights to minimize effects of thoracotomy.

Um modelo fechado de tórax murino de isquemia do miocárdio e reperfusão

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ...

Medicina

Murine Model of Wound Healing

Wound healing and repair are the most complex biological processes that occur in human life. After injury, multiple biological pathways become activated. Impaired wound healing, which occurs in diabetic patients for example, can lead to severe unfavorable outcomes such as amputation. There is, therefore, an increasing impetus to develop novel agents that promote wound repair. The testing of these has been limited to large animal models such as swine, which are often impractical. Mice represent the ideal preclinical model, as they are economical and amenable to genetic manipulation, which allows for mechanistic investigation. However, wound healing in a mouse is fundamentally different to that of humans as it primarily occurs via contraction. Our murine model overcomes this by incorporating a splint around the wound. By splinting the wound, the repair process is then dependent on epithelialization, cellular proliferation and angiogenesis, which closely mirror the biological processes of human wound healing. Whilst requiring consistency and care, this murine model does not involve complicated surgical techniques and allows for the robust testing of promising agents that may, for example, promote angiogenesis or inhibit inflammation. Furthermore, each mouse acts as its own control as two wounds are prepared, enabling the application of both the test compound and the vehicle control on the same animal. In conclusion, we demonstrate a practical, easy-to-learn, and robust model of wound healing, which is comparable to that of humans.

A murine model of cutaneous wound healing that can be used to assess therapeutic compounds in physiological and pathophysiological settings.

Modelo Murino de Cicatrização

Wound healing and repair are the most complex biological processes that occur in human life. After injury, multiple biological pathways become activated. ...

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

Um modelo murino de isquemia-reperfusão, através da ligadura da artéria Descendente Anterior Esquerda

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

3D Whole-heart Myocardial Tissue Analysis

Cardiac regenerative therapies aim to protect and repair the injured heart in patients with ischemic heart disease. By injecting stem cells or other biologicals that enhance angio- or vasculogenesis into the infarct border zone (IBZ), tissue perfusion is improved, and the myocardium can be protected from further damage. For maximum therapeutic effect, it is hypothesized that the regenerative substance is best delivered to the IBZ. This requires accurate injections and has led to the development of new injection techniques. To validate these new techniques, we have designed a validation protocol based on myocardial tissue analysis. This protocol includes whole-heart myocardial tissue processing that enables detailed two-dimensional (2D) and three-dimensional (3D) analysis of the cardiac anatomy and intramyocardial injections. In a pig, myocardial infarction was created by a 90-min occlusion of the left anterior descending coronary artery. Four weeks later, a mixture of a hydrogel with superparamagnetic iron oxide particles (SPIOs) and fluorescent beads was injected in the IBZ using a minimally-invasive endocardial approach. 1 h after the injection procedure, the pig was euthanized, and the heart was excised and embedded in agarose (agar). After the solidification of the agar, magnetic resonance imaging (MRI), slicing of the heart, and fluorescence imaging were performed. After image post-processing, 3D analysis was performed to assess the IBZ targeting accuracy. This protocol provides a structured and reproducible method for the assessment of the targeting accuracy of intramyocardial injections into the IBZ. The protocol can be easily used when the processing of scar tissue and/or validation of the injection accuracy of the whole heart is desired.

This protocol describes a novel method for the 3D comparison of whole-heart myocardial tissue with MRI. This is designed for the accurate assessment of intramyocardial injections in the infarct border zone of a chronic porcine model of myocardial infarction.

Análise Tecidos do Miocárdio Whole-coração 3D

Cardiac regenerative therapies aim to protect and repair the injured heart in patients with ischemic heart disease. By injecting stem cells or other ...

The Inverted Heart Model for Interstitial Transudate Collection from the Isolated Rat Heart

The present protocol describes a unique approach that enables the collection of cardiac transudate (CT) from the isolated, saline-perfused rat heart. After isolation and retrograde perfusion of the heart according to the Langendorff technique, the heart is inverted into an upside-down position and is mechanically stabilized by a balloon catheter inserted into the left ventricle. Then, a thin latex cap &#8211; previously cast to match the average size of the rat heart &#8211; is placed over the epicardial surface. The outlet of the latex cap is connected to silicon tubing, with the distal opening 10 cm below the base level of the heart, creating slight suction. CT continuously produced on the epicardial surface is collected in ice-cooled vials for further analysis. The rate of CT formation ranged from 17 to 147 &#181;L/min (n = 14) in control and infarcted hearts, which represents 0.1-1% of the coronary venous effluent perfusate. Proteomic analysis and high performance liquid chromatography (HPLC) revealed that the collected CT contains a wide spectrum of proteins and purinergic metabolites.

This protocol describes a method to collect cardiac interstitial fluid from the isolated, perfused rat heart. To physically separate interstitial transudate from coronary venous effluent perfusate, the Langendorff perfused heart is inverted, and the transudate (interstitial fluid) formed on the cardiac surface is collected using a soft latex cap.

O modelo do coração invertido para a coleta de transudados intersticiais do coração de rato isolado

The present protocol describes a unique approach that enables the collection of cardiac transudate (CT) from the isolated, saline-perfused rat heart. ...

Murine Myocardial Infarction Model using Permanent Ligation of Left Anterior Descending Coronary Artery

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine models of MI with permanent ligation of left-anterior descending (LAD) coronary artery closely mimics MI in humans. Murine models benefit from the extensive genetic engineering available nowadays. Here we propose a reproducible murine surgical model of myocardial infarction by permanent LAD coronary ligation. Our technique comprises anesthesia with ketamine/xylazine that can be rapidly reversed by administration of an antagonist, intubation without tracheotomy for mechanical-assisted ventilation, ventilation with application of extrinsic positive end-expiratory pressure (PEEP) to avoid alveolar collapse, a thoracotomy method limiting to the minimum surgical lesions made to skeletal muscles, and lung inflation without thoracentesis. This method is sparsely invasive, reproducible and reduces post-surgery mortality and complications.

Herein we describe a surgical procedure showing how to achieve permanent ligation of the left-anterior descending coronary artery in mice. This model is of high relevance to investigate the pathophysiology of myocardial infarction and the concomitant biological processes.

Modelo de infarto do miocárdio murino usando ligadura permanente da artéria coronária descendente anterior esquerda

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine ...

A Cryoinjury Model to Study Myocardial Infarction in the Mouse

The use of animal models is essential for developing new therapeutic strategies for acute coronary syndrome and its complications. In this article, we demonstrate a murine cryoinjury infarct model that generates precise infarct sizes with high reproducibility and replicability. In brief, after intubation and sternotomy of the animal, the heart is lifted from the thorax. The probe of a handheld liquid nitrogen delivery system is applied onto the myocardial wall to induce cryoinjury. Impaired ventricular function and electrical conduction can be monitored with echocardiography or optical mapping. Transmural myocardial remodeling of the infarcted area is characterized by collagen deposition and loss of cardiomyocytes. Compared to other models (e.g., LAD-ligation), this model utilizes a handheld liquid nitrogen delivery system to generate more uniform infarct sizes.

This article demonstrates a model to study cardiac remodeling after myocardial cryoinjury in mice.

Um modelo Crioferimento para estudar infarto do miocárdio no mouse

The use of animal models is essential for developing new therapeutic strategies for acute coronary syndrome and its complications. In this article, we ...

Establishing a Swine Model of Post-myocardial Infarction Heart Failure for Stem Cell Treatment

Although advances have been achieved in the treatment of heart failure (HF) following myocardial infarction (MI), HF following MI remains one of the major causes of mortality and morbidity around the world. Cell-based therapies for cardiac repair and improvement of left ventricular function after MI have attracted considerable attention. Accordingly, the safety and efficacy of these cell transplantations should be tested in a preclinical large animal model of HF prior to clinical use. Pigs are widely used for cardiovascular disease research due to their similarity to humans in terms of heart size and coronary anatomy. Therefore, we sought to present an effective protocol for the establishment of a porcine chronic HF model using closed-chest coronary balloon occlusion of the left circumflex artery (LCX), followed by rapid ventricular pacing induced with pacemaker implantation. Eight weeks later, the stem cells were administered by intramyocardial injection in the peri-infarct area. Then the infarct size, cell survival, and left ventricular function (including echocardiography, hemodynamic parameters, and electrophysiology) were evaluated. This study helps establish a stable preclinical large animal HF model for stem cell treatment.

We sought to establish a swine model of heart failure induced by left circumflex artery blockage and rapid pacing to test the effect and safety of intramyocardial administration of stem cells for cell-based therapies.

Estabelecendo um modelo suíno de insuficiência cardíaca pós-miocárdio para tratamento de células-tronco

Although advances have been achieved in the treatment of heart failure (HF) following myocardial infarction (MI), HF following MI remains one of the major ...

Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model

Myocardial infarction (MI) is the leading cause of mortality worldwide. Despite the use of evidence-based treatments, including coronary revascularization and cardiovascular drugs, a significant proportion of patients develop pathological left-ventricular remodeling and progressive heart failure following MI. Therefore, new therapeutic options, such as cellular and gene therapies, among others, have been developed to repair and regenerate injured myocardium. In this context, animal models of MI are crucial in exploring the safety and efficacy of these experimental therapies before clinical translation. Large animal models such as swine are preferred over smaller ones due to the high similarity of swine and human hearts in terms of coronary artery anatomy, cardiac kinetics, and the post-MI healing process. Here, we aimed to describe an MI model in pig by permanent coil deployment. Briefly, it comprises a percutaneous selective coronary artery cannulation through retrograde femoral access. Following coronary angiography, the coil is deployed at the target branch under fluoroscopic guidance. Finally, complete occlusion is confirmed by repeated coronary angiography. This approach is feasible, highly reproducible, and emulates the pathogenesis of human non-revascularized MI, avoiding the traditional open-chest surgery and the subsequent postoperative inflammation. Depending on the time of follow-up, the technique is suitable for acute, sub-acute, or chronic MI models.

Myocardial infarction (MI) animal models that emulate the natural process of the disease in humans are crucial to understanding pathophysiological mechanisms and testing the safety and efficacy of new emergent therapies. Here, we describe an MI swine model created by deploying a percutaneous embolization coil.

Infarto do Miocárdio por implantação de bobina de embolização percutânea em um modelo de suíno

Myocardial infarction (MI) is the leading cause of mortality worldwide. Despite the use of evidence-based treatments, including coronary revascularization ...

Left Coronary Artery Ligation: A Surgical Murine Model of Myocardial Infarction

Ischemic heart disease and subsequent myocardial infarction (MI) is one of the leading causes of mortality in the United States and around the world. In order to explore the pathophysiological changes after myocardial infarction and design future treatments, research models of MI are required. Permanent ligation of the left coronary artery (LCA) in mice is a popular model to investigate cardiac function and ventricular remodeling post MI. Here we describe a less invasive, reliable, and reproducible surgical murine MI model by permanent ligation of the LCA. Our surgical model comprises of an easily reversible general anesthesia, endotracheal intubation that does not require a tracheotomy, and a thoracotomy. Electrocardiography and troponin measurement should be performed to ensure MI. Echocardiography at day 28 after MI will discern heart function and heart failure parameters. The degree of cardiac fibrosis can be evaluated by Masson's trichrome staining and cardiac MRI. This MI model is useful for studying the pathophysiological and immunological alterations after MI.

Presented here is a surgical procedure for permanent ligation of the left coronary artery in mice. This model can be used to investigate the pathophysiology and associated inflammatory response after myocardial infarction.

Laqueadura da Artéria Coronária Esquerda: Um Modelo Murino Cirúrgico de Infarto do Miocárdio

Ischemic heart disease and subsequent myocardial infarction (MI) is one of the leading causes of mortality in the United States and around the world. In ...