authors gratefully acknowledge funding support from the Molly Towell Perinatal Research Foundation, Canadian Institutes of Health Research (CIHR), and Fonds de Recherche du Qu&#233;bec &#8211; Sant&#233; (FRQS) (to MGF) and CIHR-Quebec Training Network in Perinatal Research (QTNPR) (to LDD).
The authors wish to thank Esther Simard, Marco Bosa, Carl Bernard and Carmen Movila for technical assistance.

Cuidados com os animais seguiu as diretrizes do Canadian Council on Animal Care e da aprovação pelo Conselho de Montréal Université on Animal Care (protocolo nº 10 Rech-1560). Informações pormenorizadas sobre materiais e os métodos utilizados são fornecidas na Tabela 1. 1. Anestesia <ol><li> Inserir um cateter de lúmen único numa veia jugular. </li><li> Sedar o ovelha utilizando acepromazina (Atravet 10 mg / mL) por via intravenosa de 2 mg cerca de 30 minutos antes da indução da anestesia, a fim de reduzir o stress associado com o procedimento que por sua vez reduz os níveis de cortisol. </li><li> Administrar o diazepam (diazepam 5 mg / mL) 20 mg, cetamina (Ketalar 100 mg / mL), 4-5 mg / kg e de propofol (10 mg de propofol / mL) 0,5 a 1 mg / kg por via intravenosa para induzir a anestesia geral. </li><li> Inserir um cateter para a permuta das vias aéreas na traqueia usando um laringoscópio com uma lâmina tipo de Wisconsin (extra-longa 350 mm canhoto Blade) para ajudar com a intubação. Deslize o tubo endotraqueal de silício (diâmetro de 9 a 12 milímetros Inner) fora do cateter de permuta das vias aéreas e na traquéia. Esta técnica facilita o processo de intubação. Inflar o manguito do tubo endotraqueal com cuidado para evitar a ulceração induzida pela pressão da traqueia e fixar o tubo na cabeça da ovelha. </li><li> Conecte o tubo endotraqueal para o circuito respiratório do aparelho de anestesia e começar a ventilação mecânica imediatamente. Ajuste as configurações do ventilador para manter um P a CO 2 dentro dos limites normais de 35 a 45 mmHg. </li><li> Inserir um cateter na artéria auricular (22 a 20 g; 1 em [0,9 x 25 mm] de 1,16 em [1,1 x 30 mm]) e ligar a tubagem não conforme a monitorar a pressão sanguínea arterial directa. </li><li> Use um monitor multi-parâmetro fisiológico para gravar o eletrocardiograma, pressão arterial direta sangue, saturação de oxigênio (SpO2), capnografia (P ET CO 2) e temperatura a cada 5 minutos. Transferir todos physiologic dados através de um cabo serial para um computador de coleta de dados fisiológicos central. Manter a temperatura corporal normal, usando um cobertor de água circulante. </li><li> Administrar uma solução de poli-iónico equilibrada em 10 mL / kg para a primeira hora de anestesia geral e, em seguida, reduzir até 5 ml / kg / h. </li><li> Administrar trimetoprim-sulfadoxina 5 mg / kg IV da ovelha imediatamente antes da incisão da pele como profilaxia antibiótica. </li><li> Use técnicas assépticas standard, com todas as manipulações cirúrgicas do ewe e do feto. </li><li> Barreira enfermeira das ovelhas em todos os momentos. Isso inclui também o pessoal não-cirúrgicos. Isso irá minimizar o potencial enzoótica para, por exemplo, Coxiella burnetii. Use luvas e máscaras N-95 (tipo) em todos os momentos. </li></ol> 2. Visão geral do procedimento cirúrgico <ol><li> Faça uma incisão na linha média 20 centímetros através da parede abdominal inferior imediatamente cranial ao úbere através da linha alba para minimizar o dano muscular abdominal. <ol><li> Retract omento maior cranial e os cornos uterinos são apalpadas manualmente. Palpe cada trompa do corpo do útero para a ponta do corno de notar o número de feto e a sua dimensão. Se houver mais do que um feto, escolher o feto maior avaliando manualmente o tamanho da cabeça e a largura entre as órbitas. </li><li> Segure a cabeça do feto escolhido firmemente através do útero parcialmente exteriorizado. Executar um 10 centímetros hysterotomy na grande curvatura com uma tesoura Metzenbaum. Colocar imediatamente sobre a cabeça uma luva cirúrgica de látex não-estéril cheio com uma solução salina esterilizada, como se fosse uma mão. Como alternativa, use 4x4 umedecido para manter a cabeça fetal úmido. Prenda o útero para a parede abdominal. <ol><li> Exteriorizar a direita e esquerda membros torácicos e puxe delicadamente o feto fora do útero até o processo xifóide. </li></ol></li><li> Insira cateteres de polivinilo na veia direita e braquial esquerda e artérias utilizando uma técnica de corte-down padrão. Insira another polivinil cateter na cavidade amniótica fixando sua extremidade para o esterno do feto. <ol><li> Utilize apenas cateteres estéreis. Recomendamos a esterilização de gás em sua instalação padrão. Prenda cada cateter para uma agulha e a agulha de uma torneira de passagem dupla para permitir a coleta de sangue mais tarde ou monitoramento de pressão. </li></ol></li><li> Suturar eletrodos de aço inoxidável para o manúbrio, apêndice xifóide e para cada ponto do ombro para monitorar o eletrocardiograma (ECG). </li><li> Retorne o feto no útero. Todos os cateteres e eletrodos de saída através de uma pequena incisão no flanco esquerdo. </li><li> Feche a incisão laparotomia usando um encerramento de três camadas. Sutura da parede abdominal com uma sutura absorvível monofilamentos sintéticos USP 2 de forma contínua simples. Feche o espaço subcutâneo com uma sintética trançada fio absorvível USP 0 de forma contínua simples. Use grampos aço inoxidável cirúrgico para fechar a incisão na pele. </li></ol></li><li&gt; Descrição detalhada do procedimento cirúrgico <ol><li> Remover lã raspando o processo xifóide até a glândula mamária e ao longo da dobra do flanco de cada lado com uma lâmina # 40. Limpe o abdômen ventral depois completamente, com um gluconato de clorexidina 4% e uma escova macia para 3 min. <ol><li> Execute um matagal estéril padrão com gluconato de clorexidina 4% a partir do centro do abdômen e progredir de forma centrífuga para 3 min. Pour salina esterilizada sobre o abdómen para remover o sabão desinfectante. Para o passo final da preparação cirúrgica, executar três passagens alternadas de solução de gluconato de clorexidina a 2% e álcool isopropílico a 70%. </li></ol></li><li> Garantir a profundidade da anestesia é adequada antes da incisão. Faça uma incisão de laparotomia padrão a partir do umbigo para apenas craniano para o úbere através da linha alba para minimizar o dano muscular abdominal. </li><li> Insira uma longa pinça de esponja no abdome ao longo da parede esquerda para cima abdominalpara o local de saída prevista para cateteres na região paracostal. <ol><li> Empurre as pontas das pinças contra a parede até que um assistente pode localizá-lo e confirmar o local apropriado. Abra ligeiramente (1 cm) das garras da pinça e deixar o assistente de fazer um 2 cm incisão de espessura total. </li><li> Exteriorize as pontas das pinças através da incisão, abrir de novo, suavemente e agarrar os cateteres com os fórceps que finalmente é puxado para fora do abdómen através da incisão abdominal ventral. De nota, alguns grupos implantar os cateteres e, em seguida, exteriorizar-los. Isto tem a desvantagem de que a monitorização do ECG fetal intracirúrgico não é possível. </li></ol></li><li> Palpar o útero para determinar a posição fetal e números. Determine o maior feto usando a distância inter-aural. Inciso parede uterina na grande curvatura ao longo do dorso da cabeça, evitando-se os cotilédones. <ol><li> Inserir uma cânula de extremidades cegas através das membranas da placenta para obter um amamostra de fluido niotic livre de hemorragia. Inciso as membranas da placenta, utilizando uma tesoura. </li></ol></li><li> Exteriorizar a metade craniana do feto através dessa incisão. Coloque uma luva cirúrgica de látex não estéril cheio com solução salina estéril a 37 ° C ao longo da cabeça do feto para ajudar a manutenção da temperatura. <ol><li> Durante a remoção da parte superior do corpo do feto a partir do útero, têm o assistente realizar-se da Babcock para evitar a perda de líquido amniótico. Em seguida, novamente usando uma pinça Babcock, fixar as membranas fetais e a parede uterina para a pele para evitar a contaminação abdominal com líquido amniótico. </li><li> Expor apenas as partes do corpo fetal que precisam ser instrumentada e manter as partes restantes dentro do útero ou coberto por panos esterilizados húmidos e quentes (37 ° C), respectivamente. </li></ol></li><li> Abduzir ambos os membros torácicos para facilitar a exposição à artéria e veia braquial bilateralmente. Inciso ao longo do aspecto medial de ambos antebraço e cuidadosdissecar completamente em torno da artéria braquial e veia. </li><li> Insira cateteres de polivinilo na direita e artéria braquial esquerda ea veia braquial esquerda utilizando uma técnica de corte-down padrão. <ol><li> Livre o navio a ser cateterizada a partir de tecido adjacente mais de 1 cm. Ligadura da porção distal do vaso com uma sutura absorvível sintético trançado USP 2-0. Preplace uma ligadura no aspecto proximal da embarcação, mas mantê-lo desatado. <ol><li> Com uma tesoura de Castroviejo, cortar transversalmente o recipiente a aproximadamente 30% do seu diâmetro. Pare o fluxo sanguíneo parcialmente, puxando o fio de sutura proximal. Inserção do cateter numa direcção proximal. </li></ol></li><li> Insira o cateter de polivinil até 8 cm proximal ou até resistência é detectada e, em seguida, puxe ligeiramente para trás. Temporalmente fixar o aspecto proximal do cateter utilizando uma pinça vascular. Coloque um outro fio de sutura em torno de ambas as extremidades proximal e distal do cateter. Um assistente é continuamente aspirating e lavagem do cateter para assegurar a desobstrução do catéter. </li><li> Feche a pele fetal usando um USP 2-0 trançado fio absorvível sintético, com um padrão de sutura contínua. </li></ol></li><li> Para a direita e ombro esquerdo, manubrium e apêndice xifóide, fixar um eléctrodo de aço inoxidável isolado para facilitar o acompanhamento do ECG fetal. </li><li> Suturar a pressão amniótico e cateter de amostragem para o esterno. Este cateter é fenestrado na sua extremidade. </li><li> Proteger todos os cateteres no dorso do feto utilizando um material de sutura absorvível trançado sintético USP 2-0. </li><li> Antes da substituição do feto de volta para o útero, administrar clenbuterol 30 ug IV lentamente durante 15 minutos para evitar a hipotensão e para proporcionar relaxamento uterino. </li><li> Suturar as membranas fetais utilizando USP 4-0 material de sutura absorvível sintético trançado com um padrão contínuo. Incorpore apenas um cateter ou eletrodo de cada vez para os closure para garantir um fecho estanque. Use um padrão de camada dupla Cushing respeitando princípios Halsted para fechar a camada muscular do útero usando um USP 0 trançado material de sutura absorvível sintético. Enterrar os nós cirúrgicos cuidadosamente. </li><li> Usando um padrão de sutura em bolsa, proteger todos os cateteres e cabos de ECG como eles saem da incisão paracostal esquerda. </li><li> Usando um monofilamentos sintéticos materiais USP 2 sutura absorvível garantir a linha alba com um padrão contínuo. Feche os tecidos subcutâneos usando USP 2-0 trançado material de sutura absorvível sintético com um padrão contínuo. Fixe a camada de pele com grampos cirúrgicos. </li><li> Administrar 250 mg de ampicilina por via intravenosa, e mais uma vez através do cateter para dentro da cavidade amniótica amniótico. Repor os líquidos perdidos com soro fisiológico amniótico quente. </li><li> Coloque todos os cateteres exteriorizados e eletrodos de ECG em um saco de lugar para manter a esterilidade. Coloque uma meia ao redor do tronco da ovelha para garantir toda a uma cateteresd eléctrodos ao corpo de ovelha. </li><li> Pare de anestesia geral, e extubação a ovelha uma vez reflexos de laringe ter retornado ao normal. </li><li> Retorne a ovelha para uma gaiola metabólica, uma vez que ela é estável após anestesia geral. A ovelha residirá na gaiola metabólica para a duração da experiência. A ovelha deve ser capaz de ficar de pé, deitar-se e comer ad libitum enquanto monitora o feto não-anestesiados sem sedativo a mãe. </li><li> Para os três dias seguintes, administrar antibióticos prof ilacticamente para a ovelha (Trimetoprim sulfadoxina 5 mg / kg) e o feto (250 mg de ampicilina por via intravenosa, e mais uma vez através do cateter amniótico). </li><li> Avaliar o estado metabólico de ambos ovelha e feto utilizando análises de sangue de gás. </li><li> Lave todos os cateteres com o volume mínimo de solução salina heparinizada possível. Cuidado - não exceder a dose diária de heparina e fluidos admissível para o feto. É possível ao fluido sobrecarregar o feto. Lave lentamente uma vezum dia ~ 5 mL de NaCl por linha após profilaxia antibiótica. </li></ol></li><li> Gravação e análise de dados <ol><li> Durante a cirurgia, opcionalmente, gravar os ECG e coração taxas maternas e fetais, assim como a pressão arterial materna e pressão nas vias aéreas (Paw) continuamente (Figura 1). Use a janela do monitor de vida para adquirir todos os dados maternos, exceto ECG. Alimentar estes dados em conversor analógico-digital, juntamente com sinais de ECG fetais e maternos; passar ECG materno e fetal pela primeira vez em 1901 pré-amplificador. Gravar e exibir todos os dados no software do fabricante. </li><li> Tome um mL da amostra arterial 1 simultaneamente a partir da ovelha e do feto para gasometria arterial, lactato, glicose e do excesso de bases determinação (no plasma) no início da cirurgia fetal (imediatamente após a inserção do primeiro cateter arterial), após o encerramento do útero . </li><li> Durante a recuperação pós-operatória, dê uma amostra de 3 ml de sangue fetal para medir a IL-6 e TNF-α inflammperfis Atory. Centrifugar o plasma a 4 ° C (4 min, 4000 xg), decanta-se o plasma e armazena-se a -80 ° C para subsequente ensaio ELISA. Nota: Para a finalidade de os resultados representativos relatados, seis dias após a cirurgia, os animais foram sacrificados com uma injecção intravenosa de pentobarbital de sódio a 20 mL. Crescimento fetal foi avaliada por corpo, do cérebro, fígado e pesos maternos. A duração do período experimental irá obviamente variar, dependendo do desenho escolhido para a questão de pesquisa particular e pode atingir ~ 6 semanas. </li></ol></li><li> Análises de citocinas (etapa opcional) <ol><li> Determinar as concentrações de citocinas (IL-6, TNF-a) no plasma utilizando um sanduíche específicas de ovinos ELISA. Anticorpos anti-ovelha monoclonais Pré-revestimento de ratinho (anticorpo de captura da IL-6) ou um rato anticorpo monoclonal anti-bovino (TNF-α) a uma concentração de 4 ug / ml em placas de ELISA a 4 ° C para S / N, depois 3 vezes lava-se com tampão de lavagem (0,05% de Tween 20 em PBS, PBST). </li><li>Bloquear as placas durante 1 h com 1% de BSA em PBST. Lavam-se as placas com tampão de lavagem 3 vezes. </li><li> Use proteínas recombinantes ovinos (IL-6, TNF-a) como padrão de ELISA, preparar uma série de diluições de padrão 1 variar de 2,000 ng / ml a 7 padrão de 31,25 pg / ml. </li><li> Carga de 50 ul de padrões de proteína diluídas em série e as amostras por poço e incubar durante 2 horas à temperatura ambiente, lavar as placas 3 vezes. Execute todos os padrões e amostras em duplicata. </li><li> Aplicar 50? L de anticorpos policlonais anti-ovelha de coelho (anticorpo de detecção de IL-6) ou anticorpo policlonal de coelho anti-bovino (TNF-a), a uma diluição de 1: 250 em poços e incubar durante 30 min à temperatura ambiente. Lavam-se as placas com tampão de lavagem 5 vezes. </li><li> Adicionar 50 ul de cabra anti-IgG de coelho-HRP conjugado (diluição 1: 5000) durante 30 min. </li><li> Incubar com 50 ul de solução de substrato TMB por poço. </li><li> Parar a reacção de desenvolvimento de cor no momento desejado, com 25 ul de ácido sulfúrico 2N. </li><li> Leia o plates de ELISA leitor de placas a 450 nm, com uma correção de comprimento de onda de 570 nm. Nota: Nos nossos ensaios, a sensibilidade de IL-6 ELISA foi de 16 pg / ml, a sensibilidade de ELISA foi de 13,9 pg / ml, respectivamente TNF-a. Para todos os ensaios, os intra-ensaio e inter-ensaio coeficientes de variância foi &lt;5% e &lt;10%, respectivamente. </li></ol></li><li> analises estatística Nota: Os métodos estatísticos exatos dependerá da questão de pesquisa. Aqui relatamos os métodos utilizados para testar quaisquer diferenças significativas nos gases sanguíneos relatados na Tabela 2. <ol><li> Teste distribuição normal dos dados através do teste de Kolmogorov-Smirnov seguido por testes paramétricos ou não paramétricos com ajuste para múltiplas comparações, conforme o caso. </li><li> Use K-significa análise de cluster para identificar os fetos na coorte que foram espontaneamente hipóxica e determinar as respectivas pO 2 e O 2 valores Sat (considere PO 2 &lt;20 mmHg ou O 2 Sat &lt;55% como fetal hipoxia). 44-48 </li><li> Use o software estatístico SPSS, como para as análises. </li><li> Apresentam dados como média ± SD com diferença estatística em p &lt;0,05 considerado significativo. </li></ol></li></ol>

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O anestésico e procedimentos cirúrgicos que são apresentados são necessários para o estabelecimento de um modelo animal para o estudo da fisiologia e patofisiologia fetal: as ovelhas não anestesiados fetal cronicamente instrumentadas. Quatro passos críticos no âmbito do protocolo deve ser enfatizada. Em primeiro lugar, passando os cateteres e eletrodos através do flanco materno: é importante que isso seja feito de uma só vez para evitar quaisquer lesões em órgãos internos. Em s...

Uma variedade de modelos animais existem para o estudo de ambas as gravidezes normais e comprometidos, incluindo roedores de laboratório, primatas não humanos e animais domésticos. 1,2,3,4,5 As ovelhas cronicamente instrumentadas grávida tem sido amplamente utilizado há 50 anos como um modelo de desenvolvimento fetal humano e respostas a estímulos fisiopatológicos como lipopolissacarídeo (LPS). 6-10 As lesões após exposição LPS imitar exatamente o que é visto em prematuros com leucomalácia periventricular, que é devido a um perfil de maturação similar de ambas as espécies. 11, 12 Outras complicações na gravidez também têm sido estudadas em grande detalhe, como a descoberta de que os glicocorticóides pré-natais promover o desenvolvimento pulmonar 13-15 e compreender o impacto da restrição de crescimento intra-uterino (CIUR) sobre o feto 16,17. O uso extensivo do modelo de ovelha fetal é devido ao unique receptividade da ovelha fetal não-anestesiado para a colocação cirúrgica e manutenção de cateteres e eletrodos, permitindo a amostragem de sangue repetitivo, registro da atividade bioelétrica, aplicação de estimulação elétrica e em imagens do cérebro vivo. 18 Telemetry também é possível, embora utilizado com menos freqüência Ainda, devido à maior sofisticação para configurar, bem como o custo inicial e de manutenção. 19 Além disso, o modelo de fetos de ovelhas é muito versátil como muitas variações de instrumentação são possíveis, dependendo das medidas de interesse. Por exemplo, é possível gravar mais de dias a semanas sinais multivariados em tempo real, tais como movimentos fetais de respiração, a atividade elétrica do cérebro, as respostas cardiovasculares, eletrocardiograma, o fluxo sanguíneo regional para uma gama de órgãos usando sondas de fluxo ou microesferas, etc. Graças a Esta versatilidade, uma ampla gama de estudos têm sido realizados, incluindo o desenvolvimento da cardisistema ovascular 20,21, hipotálamo-pituitária-adrenal (HPA) 22, o desenvolvimento do cérebro e desenvolvimento 23 estados do sono, em particular, 24, os efeitos da hipoxia / asfixia 25, a hipotermia terapêutica 26, inflamação 11/06, combinação de ambos, 27 de glicocorticóides 28,29, anti-depressivos 30, displasia bronco-pulmonar (BPD) 31,32, 33,34,35,36,37,38,39 programação fetal ou desenvolvimento de novas modalidades de monitorização fetal antes e durante o parto, para citar apenas algumas áreas de investigação 40,41,42,43. O objetivo geral do método apresentado é mostrar implementação básica deste modelo versátil. Ele permite estabelecer uma ampla variedade de protocolos experimentais agudas e crónicas estudo da fisiologia e patofisiologia fetal no integrativa, órgão, níveis celular e molecular.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>ACE Light source</td>
			<td>Schott-Fostec</td>
			<td>A20500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14060 - 11</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Angled dissecting scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15006 - 09</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel handle</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10003 - 12</td>
			<td>alternating dissecting tool</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved scalpel blades #12</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10012 - 00</td>
			<td>alternating dissecting tool</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bone scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>16044 - 10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>S &#38; T suture tying forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>00272 - 13</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont SS forceps - angled</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11203 - 25&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Braided silk suture size 6-0</td>
			<td>Teleflex Medical</td>
			<td>07 - 30&#160; - 10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medical Tape</td>
			<td>transpore</td>
			<td>3M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine hydrochloride 100 mg/ml</td>
			<td>Hospira</td>
			<td>NDC 0409 - 2051 - 05</td>
			<td>Final Does is 80 mg/kg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tranqui Ved Injection (xylazine 100 mg/ml)</td>
			<td>Vecdo</td>
			<td>NDC 50989 - 234 - 11</td>
			<td>Final Does is 10 mg/kg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reactive orange 14</td>
			<td>Sigma - Aldrich</td>
			<td>R - 8254</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ringers Solution Components</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Solution is gas equilibrated with 95% O2 and 5% Co2, final pH 7.4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium chloride</td>
			<td>Sigma - Aldrich</td>
			<td>S7653</td>
			<td>Final Concentration: 118 mM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium chloride</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>P217 - 3</td>
			<td>Final Concentration: 4.7 mM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calcium chloride dihydrate</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>C79 - 500</td>
			<td>Final Concentration: 2.5 mM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium phosphate monobasic</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>P -285</td>
			<td>Final Concentration: 1.2 mM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnesium sulfate</td>
			<td>J.T. Baker</td>
			<td>Jan-00</td>
			<td>Final Concentration: 0.57 mM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-(2-Hydroxyethyl)piperazine-1-ethanesulfonic acid (HEPES)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP 310 - 500</td>
			<td>Final Concentration: 5.95 g/L</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucose</td>
			<td>Sigma - Aldrich</td>
			<td>G8270</td>
			<td>Final Concentration: 5.5 mM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LifeWindow</td>
			<td>Digicare Biomedical Technology</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CED bioamplifier and ADC units</td>
			<td>Cambridge Electronic Design Limited, 
			Unit 4, Science Park, 
			Milton Road, 
			Cambridge CB4 0FE 
			ENGLAND.</td>
			<td>Bioamp: 1902; ADC: micro1401; Data acquisition software: Spike 2, V7.13</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Neurolog analog signal bioamplifier</td>
			<td>Digitimer Ltd 
			37 Hydeway 
			Welwyn Garden City 
			Hertfordshire, AL7 3BE, England</td>
			<td>NL108A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ABL800Flex</td>
			<td>Radiometer Canada; 200 Aberdeen Dr, London, ON N5V 4N2</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eppendorf 5804R</td>
			<td>Eppendorf Canada; 2810 Argentia Road, #2 
			Mississauga, Ontario, L5N 8L2</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Arrow Jugular Catheterization Set</td>
			<td>Arrow International, Inc., 2400 Bernville Road, Reading, PA 19605 USA</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Atravet</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>10 mg/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Diazepam</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>5mg/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine</td>
			<td>Ketalar</td>
			<td></td>
			<td>100 mg/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Propofol</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>10 mg/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SurgiVeT</td>
			<td>Endotracheal Tubes; Smiths Medical ASD, Inc. St. Paul, MN 55112, USA</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cook Airway Exchange Catheter with RAPI-FIT Adapters</td>
			<td>Cook Critical Care 750, Bloomington IN 47402-0489 USA</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dispomed Ventilator</td>
			<td>Dispomed Ltd., 745 Nazaire-Laurin, Joliette, Quebec J6E 0L6</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD Insyte-W</td>
			<td>Becton Dickinson, Infusion Therapy Systems Inc., 9450 S State St, Sandy Utah 84070 USA</td>
			<td></td>
			<td>22 to 20 G; 1 in [0.9 x 25 mm] to 1.16 in [1.1 x 30 mm]</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Edwards Lifesciences Ref: PX272 Pressure monitoring kit with TruWave Disposable Pressure</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LifeWindow LW6000</td>
			<td>Digicare Biomedical Technology 107 Commerce Road, Boynton Beach, FL 33426-9365 USA</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gaymar</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Babcock</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyvinyl catheters</td>
			<td>SCI (Scientific Commodities Inc.)</td>
			<td></td>
			<td>2 meters</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-0 Vicryl</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Castroviejo scissors</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>electrocardiogram (ECG)</td>
			<td>LIFYY, Metrofunk Kabel-Union, Berlin, Germany</td>
			<td></td>
			<td>four copper electrodes in single sheath, 2 meters</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-O Vicryl</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3-0 Vicryl</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PDS II USP</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trimethoprim sulfadoxine</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ampicillin</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stopcock</td>
			<td>Argon Medical, Cat&#160;041220001A</td>
			<td></td>
			<td>Double 4-way Stopcock with male luer lock</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needles</td>
			<td>Tyco Healthcare 8881202389</td>
			<td></td>
			<td>Monoject aluminum hub blunt needles, 22Gx, 0.7mmx 38.1mm: for fetal arterial and venous catheters</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needles</td>
			<td>Tyco Healthcare 8881202322</td>
			<td></td>
			<td>Monoject aluminum hub blunt needles, 16Gx, 1.6mmx38.1mm: for amniotic catheters</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

instrumentation of near-term fetal sheep for multivariate chronic non-anesthetized recordings

The chronically instrumented pregnant sheep has been used as a model of human fetal development and responses to pathophysiologic stimuli such as endotoxins, bacteria, umbilical cord occlusions, hypoxia and various pharmacological treatments. The life-saving clinical practices of glucocorticoid treatment in fetuses at risk of premature birth and the therapeutic hypothermia have been developed in this model. This is due to the unique amenability of the non-anesthetized fetal sheep to the surgical placement and maintenance of catheters and electrodes, allowing repetitive blood sampling, substance injection, recording of bioelectrical activity, application of electric stimulation and in vivo organ imaging. Here we describe the surgical instrumentation procedure required to achieve a stable chronically instrumented non-anesthetized fetal sheep model including characterization of the post-operative recovery from blood gas, metabolic and inflammation standpoints.

38 ovelhas datado de tempo grávidas foram instrumentados em 128 ± 2 dias de gestação (DGA, ~ 0,88 gestação, termo 145 DGA) com arterial, venosa e cateteres amniótico e eletrocardiograma (ECG) eletrodos com técnica estéril sob anestesia geral (tanto ovelha e feto ). Em caso de gravidez duplo o feto maior foi escolhido com base na palpação e estimar o diâmetro inter-temporal; alternativamente, o feto deve ser instrumentado podem ser selecionados aleatoriamente para evitar qualquer viés potencial ou ambos os f...

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Instrumentation of Near-term Fetal Sheep for Multivariate Chronic Non-anesthetized Recordings

O modelo de fetos de ovelhas não-anestesiado cronicamente instrumentados é usado para estudar o desenvolvimento fetal humano na saúde e na doença, pois permite a colocação cirúrgica e manutenção de cateteres e eletrodos, coleta de sangue repetitivo, injeção de substância, a gravação da atividade bioelétrica, e in vivo de imagens. Nós descrevemos os procedimentos necessários para estabelecer este modelo.

Instrumentação de Perto prazo Sheep Fetal para multivariadas crônicas não-anestesiados Recordings

The chronically instrumented pregnant sheep has been used as a model of human fetal development and responses to pathophysiologic stimuli such as ...

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Research

JoVE Journal

Developmental Biology

9.3K visualizações.  CHUV, Université de Montréal, St-Hyacinthe, QC.  O modelo de fetos de ovelhas não-anestesiado cronicamente instrumentados é usado para estudar o desenvolvimento fetal humano na saúde e na doença, pois permite a colocação cirúrgica e manutenção de cateteres e eletrodos, coleta de sangue repetitivo, injeção de substância, a gravação da atividade bioelétrica, e in vivo de imagens. Nós descrevemos os procedimentos necessários para estabelecer este modelo. 

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Preparation and Culture of Myogenic Precursor Cells/Primary Myoblasts from Skeletal Muscle of Adult and Aged Humans

Skeletal muscle homeostasis depends on muscle growth (hypertrophy), atrophy and regeneration. During ageing and in several diseases, muscle wasting occurs. Loss of muscle mass and function is associated with muscle fiber type atrophy, fiber type switching, defective muscle regeneration associated with dysfunction of satellite cells, muscle stem cells, and other pathophysiological processes. These changes are associated with changes in intracellular as well as local and systemic niches. In addition to most commonly used rodent models of muscle ageing, there is a need to study muscle homeostasis and wasting using human models, which due to ethical implications, consist predominantly of in vitro cultures. Despite the wide use of human Myogenic Progenitor Cells (MPCs) and primary myoblasts in myogenesis, there is limited data on using human primary myoblast and myotube cultures to study molecular mechanisms regulating different aspects of age-associated muscle wasting, aiding in the validation of mechanisms of ageing proposed in rodent muscle. The use of human MPCs, primary myoblasts and myotubes isolated from adult and aged people, provides a physiologically relevant model of molecular mechanisms of processes associated with muscle growth, atrophy and regeneration. Here we describe in detail a robust, inexpensive, reproducible and efficient protocol for the isolation and maintenance of human MPCs&#160;and their progeny&#160;&#8212; myoblasts and myotubes from human muscle samples using enzymatic digestion. Furthermore, we have determined the passage number at which primary myoblasts from adult and aged people undergo senescence in an in vitro culture. Finally, we show the ability to transfect these myoblasts and the ability to characterize their proliferative and differentiation capacity and propose their suitability for performing functional studies of molecular mechanisms of myogenesis and muscle wasting in vitro.

This protocol describes a robust, reproducible and simple method of isolation and culture of myoblast progenitor cells from the skeletal muscle of adult and aged people. The muscles used here include foot and leg muscles. This approach enables the isolation of an enriched population of primary myoblasts for functional studies.

Preparação e cultivo de células precursoras Miogênica / mioblastos primárias de músculo esquelético de Adulto e Idoso Humanos

Skeletal muscle homeostasis depends on muscle growth (hypertrophy), atrophy and regeneration. During ageing and in several diseases, muscle wasting ...

Biologia do Desenvolvimento

Isolation and Characterization of Mesenchymal Stromal Cells from Human Umbilical Cord and Fetal Placenta

The human umbilical cord (UC) and placenta are non-invasive, primitive and abundant sources of mesenchymal stromal cells (MSCs) that have increasingly gained attention because they do not pose any ethical or moral concerns. Current methods to isolate MSCs from UC yield low amounts of cells with variable proliferation potentials. Since UC is an anatomically-complex organ, differences in MSC properties may be due to the differences in the anatomical regions of their isolation. In this study, we first dissected the cord/placenta samples into three discrete anatomical regions: UC, cord-placenta junction (CPJ), and fetal placenta (FP). Second, two distinct zones, cord lining (CL) and Wharton&#39;s jelly (WJ), were separated. The explant culture technique was then used to isolate cells from the four sources. The time required for the primary culture of cells from the explants varied depending on the source of the tissue. Outgrowth of the cells occurred within 3 - 4 days of the CPJ explants, whereas growth was observed after 7 - 10 days and 11 - 14 days from CL/WJ and FP explants, respectively. The isolated cells were adherent to plastic and displayed fibroblastoid morphology and surface markers, such as CD29, CD44, CD73, CD90, and CD105, similarly to bone marrow (BM)-derived MSCs. However, the colony-forming efficiency of the cells varied, with CPJ-MSCs and WJ-MSCs showing higher efficiency than BM-MSCs. MSCs from all four sources differentiated into adipogenic, chondrogenic, and osteogenic lineages, indicating that they were multipotent. CPJ-MSCs differentiated more efficiently in comparison to other MSC sources. These results suggest that the CPJ is the most potent anatomical region and yields a higher number of cells, with greater proliferation and self-renewal capacities in vitro. In conclusion, the comparative analysis of the MSCs from the four sources indicated that CPJ is a more promising source of MSCs for cell therapy, regenerative medicine, and tissue engineering.

Here, we present a protocol for the dissection of human umbilical cord (UC) and fetal placenta sample into cord lining (CL), Wharton&#39;s jelly (WJ), cord-placenta junction (CPJ), and fetal placenta (FP) for the isolation and characterization of mesenchymal stromal cells (MSCs) using the explant culture technique.

Isolamento e Caracterização de células mesenquimais do estroma a partir de cordão umbilical humano e Fetal Placenta

The human umbilical cord (UC) and placenta are non-invasive, primitive and abundant sources of mesenchymal stromal cells (MSCs) that have increasingly ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings of Isolated Primary Epithelial Cells from the Epididymis

The epididymis is an essential organ for sperm maturation and reproductive health. The epididymal epithelium consists of intricately connected cell types that are distinct not only in molecular and morphological features but also in physiological properties. These differences reflect their diverse functions, which together establish the necessary microenvironment for the post-testicular sperm development in the epididymal lumen. The understanding of the biophysical properties of the epididymal epithelial cells is critical for revealing their functions in sperm and reproductive health, under both physiological and pathophysiological conditions. While their functional properties have yet to be fully elucidated, the epididymal epithelial cells can be studied using the patch-clamp technique, a tool for measuring the cellular events and the membrane properties of single cells. Here, we describe the methods of cell isolation and whole-cell patch-clamp recording to measure the electrical properties of primary dissociated epithelial cells from the rat cauda epididymides.

We present a protocol that combines cell isolation and whole-cell patch-clamp recording to measure the electrical properties of the primary dissociated epithelial cells from the rat cauda epididymides. This protocol allows for investigation of the functional properties of primary epididymal epithelial cells to further elucidate the physiological role of the epididymis.

Gravação de grampos-grampo de células inteiras de células epiteliais primárias isoladas do epidídimo

The epididymis is an essential organ for sperm maturation and reproductive health. The epididymal epithelium consists of intricately connected cell types ...

Zika Virus Infection of Cultured Human Fetal Brain Neural Stem Cells for Immunocytochemical Analysis

Human fetal brain neural stem cells are a unique non-genetically modified model system to study the impact of various stimuli on human developmental neurobiology. Rather than use an animal model or genetically modified induced pluripotent cells, human neural stem cells provide an effective in vitro system to examine the effects of treatments, screen drugs, or examine individual differences. Here, we provide the detailed protocols for methods used to expand human fetal brain neural stem cells in culture with serum-free media, to differentiate them into various neuronal subtypes and astrocytes via different priming procedures, and to freeze and recover these cells. Furthermore, we describe a procedure of using human fetal brain neural stem cells to study Zika virus infection.

This article details the methods that are used to expand human fetal brain neural stem cells in culture, as well as how to differentiate them into various neuronal subtypes and astrocytes, with an emphasis on the use of neural stem cells to study Zika virus infection.

Infecção por vírus Zika do cérebro Fetal humano culta células-tronco neurais para análise de Immunocytochemical

Human fetal brain neural stem cells are a unique non-genetically modified model system to study the impact of various stimuli on human developmental ...

Fetal Mouse Cardiovascular Imaging Using a High-frequency Ultrasound (30/45MHZ) System

Congenital heart defects (CHDs) are the most common cause of childhood morbidity and early mortality. Prenatal detection&#160;of the underlying molecular mechanisms of CHDs is&#160;crucial for inventing new preventive and therapeutic strategies. Mutant mouse models are powerful tools to discover new&#160;mechanisms&#160;and environmental stress modifiers that drive cardiac development and their potential&#160;alteration in CHDs. However, efforts to establish the causality of these putative contributors have been limited to histological&#160;and molecular studies&#160;in non-survival animal experiments, in which&#160;monitoring the key physiological and hemodynamic parameters is&#160;often absent. Live imaging technology has become an essential tool to establish the&#160;etiology of CHDs. In particular,&#160;ultrasound imaging can be used prenatally without surgically exposing the fetuses,&#160;allowing maintaining&#160;their baseline physiology while monitoring the impact of environmental stress&#160;on the hemodynamic and structural aspects of cardiac chamber development. Herein, we use the High-Frequency Ultrasound (30/45)&#160;system to examine the cardiovascular system in fetal mice at E18.5 in utero at the baseline and in response to prenatal hypoxia exposure. We demonstrate the feasibility of the system to measure cardiac chamber size, morphology, ventricular function, fetal heart rate, and umbilical artery flow indices, and their alterations in fetal mice exposed to systemic chronic hypoxia in utero in real time.

Fetal Mouse Cardiovascular Imaging Using a High-frequency Ultrasound 30/45MHZ System

High-frequency ultrasound imaging of the fetal mouse has improved imaging resolution and can provide precise non-invasive characterization of cardiac development and structural defects. The protocol outlined herein is designed to perform real-time fetal mice echocardiography in vivo.

Imagem cardiovascular fetal de camundongo usando um sistema de ultrassom de alta frequência (30/45MHZ)

Congenital heart defects (CHDs) are the most common cause of childhood morbidity and early mortality. Prenatal detection&#160;of the underlying molecular ...

Intravenous and Intra-amniotic In Utero Transplantation in the Murine Model

In utero transplantation (IUT) is a unique and versatile mode of therapy that can be used to introduce stem cells, viral vectors, or any other substances early in the gestation. The rationale behind IUT for therapeutic purposes is based on the small size of the fetus, the fetal immunologic immaturity, the accessibility and proliferative nature of the fetal stem or progenitor cells, and the potential to treat a disease or the onset of symptoms prior to birth. Taking advantage of these normal developmental properties of the fetus, the delivery of hematopoietic stem cells (HSC) via an IUT has the potential to treat congenital hematologic disorders such as sickle cell disease, without the required myeloablative or immunosuppressive conditioning required for postnatal HSC transplants. Similarly, the accessibility of progenitor cells in multiple organs during development potentially allows for a more efficient targeting of stem/progenitor cells following an IUT of viral vectors for gene therapy or genome editing. Additionally, IUT can be used to study normal developmental processes including, but not limited to, the development of immunologic tolerance. The murine model provides a valuable and affordable means to understanding the potential and limitations of IUT prior to pre-clinical large animal studies and an eventual clinical application. Here, we describe a protocol for performing an IUT in the murine fetus through intravenous and intra-amniotic routes. This protocol has been used successfully to elucidate the necessary conditions and mechanisms behind in utero hematopoietic stem cell transplantation, tolerance induction, and in utero gene therapy.

Intravenous and Intra-amniotic In Utero Transplantation in the Murine Model

We describe a protocol for performing an in utero transplantation (IUT) through intravenous and intra-amniotic routes of injection in the murine model. This protocol can be used to introduce cells, viral vectors, and other substances into the unique immune-tolerant fetal environment.

Intravenosa e Intra-amniótica no Utero transplante no modelo murino

In utero transplantation (IUT) is a unique and versatile mode of therapy that can be used to introduce stem cells, viral vectors, or any other substances ...

High Frequency Ultrasound for the Analysis of Fetal and Placental Development In Vivo

Ultrasound imaging is a widespread method used to detect organ anomalies and tumors in human and animal tissues. The method is non-invasive, harmless, and painless, and the application is easy, fast, and can be done anywhere, even with mobile devices. During pregnancy, ultrasound imaging is standardly used to closely monitor fetal development. The technique is important to assess intrauterine growth restriction (IUGR), a pregnancy complication with short- and long-term health consequences for both the mother and fetus. Understanding the process of IUGR is indispensable for developing effective therapeutic strategies. 
The ultrasound system used in this manuscript is an ultrasound device produced for the analysis of small animals and can be used in various research fields, including pregnancy research. Here we describe the usage of the system for in vivo analysis of fetuses from natural killer (NK) cell/mast cell (MC)-deficient mothers that give birth to growth-restricted pups. The protocol includes preparation of the system, handling of the mice before and during measurements, and the usage of the B-mode, color doppler mode, and pulse-wave doppler mode. Fetal size, placental size, and blood supply to the fetus were analyzed. We found reduced implantation sizes and smaller placentas in NK/MC-deficient mice from mid-gestation onwards. In addition, MC/NK-deficiency was associated with absent and reversed end diastolic flow in the fetal Arteria umbilicalis(UmA) and an elevated resistance index. The methods described in the protocol can easily be used for related and non-related research topics.

High Frequency Ultrasound for the Analysis of Fetal and Placental Development In Vivo

Here we describe the technique of high frequency ultrasound for in vivo analysis of fetuses in mice. This method allows the follow-up of fetuses and the analysis of placental parameters as well as maternal and fetal blood flow throughout pregnancy.

Ultra-som de alta frequência para a análise do desenvolvimento Fetal e placentário na Vivo

Ultrasound imaging is a widespread method used to detect organ anomalies and tumors in human and animal tissues. The method is non-invasive, harmless, and ...

Culturing and Measuring Fetal and Newborn Murine Long Bones

Long bones are complex and dynamic structures, which arise from endochondral ossification via a cartilage intermediate. The limited access to healthy human bones makes particularly valuable the use of mammalian models, such as mouse and rat, to look into different aspects of bone growth and homeostasis. Additionally, the development of sophisticated genetic tools in mice allows more complex studies of long bone growth and asks for an expansion of techniques used to study bone growth. Here, we present a detailed protocol for ex vivo murine bone culture, which allows the study of bone and cartilage in a tightly controlled manner while recapitulating most of the in vivo process. The method described allows the culture of a range of bones, including tibia, femur, and metatarsal bones, but we have focused mainly on tibial culture here. Moreover, it can be used in combination with other techniques, such as time-lapse live imaging or drug treatment.

Here, we present a method for ex vivo culture of long murine bones at both fetal and newborn stages, suitable for analyzing bone and cartilage development and homeostasis in controlled conditions while recapitulating the in vivo process.

Cultivando e medindo ossos longos de murine fetal e recém-nascido

Long bones are complex and dynamic structures, which arise from endochondral ossification via a cartilage intermediate. The limited access to healthy ...

Recapitulating Suckling-to-Weaning Transition In Vitro using Fetal Intestinal Organoids

At the end of the suckling period, many mammalian species undergo major changes in the intestinal epithelium that are associated with the capability to digest solid food. This process is termed suckling-to-weaning transition and results in the replacement of neonatal epithelium with adult epithelium which goes hand in hand with metabolic and morphological adjustments. These complex developmental changes are the result of a genetic program that is intrinsic to the intestinal epithelial cells but can, to some extent, be modulated by extrinsic factors. Prolonged culture of mouse primary intestinal epithelial cells from late fetal period, recapitulates suckling-to-weaning transition in vitro. Here, we describe a detailed protocol for mouse fetal intestinal organoid culture best suited to model this process in vitro. We describe several useful assays designed to monitor the change of intestinal functions associated with suckling-to-weaning transition over time. Additionally, we include an example of an extrinsic factor that is capable to affect suckling-to-weaning transition in vivo, as a representation of modulating the timing of suckling-to-weaning transition in vitro. This in vitro approach can be used to study molecular mechanisms of the suckling-to-weaning transition as well as modulators of this process. Importantly, with respect to animal ethics in research, replacing in vivo models by this in vitro model contributes to refinement of animal experiments and possibly to a reduction in the use of animals to study gut maturation processes.

This protocol describes how to mimic suckling-to-weaning transition in vitro using mouse late fetal intestinal organoids cultured for 30 days.

Recapitulando a transição de amamentação in vitro usando organóides intestinais fetais

At the end of the suckling period, many mammalian species undergo major changes in the intestinal epithelium that are associated with the capability to ...

Transuterine Fetal Tracheal Occlusion Model in Mice

Fetal tracheal occlusion (TO), an established treatment modality, promotes fetal lung growth and survival in severe congenital diaphragmatic hernia (CDH). Following TO, retention of the secreted epithelial fluid increases luminal pressure and induces lung growth. Various animal models have been defined to understand the pathophysiology of CDH and TO. All have their own advantages and disadvantages such as the difficulty of the technique, the size of the animal, cost, high mortality rates, and the availability of genetic tools. Herein, a novel transuterine model of murine fetal TO is described. Pregnant mice were anesthetized, and the uterus exposed via a midline laparotomy. The trachea of selected fetuses were ligated with a single transuterine suture placed behind the trachea, one carotid artery, and one jugular vein. The dam was closed and allowed to recover. Fetuses were collected just before parturition. Lung to body weight ratio in TO fetuses was higher than that in control fetuses. This model provides researchers with a new tool to study the impact of both TO and increased luminal pressure on lung development.

Various animal models of congenital diaphragmatic hernia and fetal tracheal occlusion present advantages and disadvantages regarding ethical issues, cost, surgical difficulty, size, survival rates, and availability of genetic tools. This model provides a new tool to study the impact of both tracheal occlusion and increased luminal pressure on lung development.

Modelo de oclusão traqueal fetal transuterina em camundongos

Fetal tracheal occlusion (TO), an established treatment modality, promotes fetal lung growth and survival in severe congenital diaphragmatic hernia (CDH). ...