Todos os protocolos foram aprovados pela institucional Cuidado Animal e Comissão de utilização (IACUC) pelo Búfalo State University of New York. Uma ilustração da metodologia retratando invasiva e não invasiva de monitorização é mostrada na Figura 1.
1. os animais
<ol><li>Uso de tempo-datado, febre Q soronegativa, grávidas as ovelhas (raça misturada-raça, Suffolk-Dorset-Katahdin) com cordeiros fetais em gestação 127-143 dias. Nota: A gestação de termo de ovelhas é 145 dias e 127 gestação cordeiros se comportam como prematuros extremos.</li>
</ol>2. pré-cirúrgica preparação
<ol><li>Reter comida o Ewe 12 h antes da cirurgia.</li>
	<li>Sedar a ovelha com diazepam de (IV) por via venosa (0,25-1,5 mg/kg) e cetamina (4 mg/kg).</li>
	<li>Guia da ovelha em prostração lateral para um carro de elevador.</li>
	<li>Mova a ovelha para prostração dorsal em uma mesa cirúrgica V-top.</li>
</ol>3. anestesia
Nota: Antes da cesariana, a ovelha é sedada com diazepam e cetamina e intubada seguido por inalação contínua de isoflurano (1 – 4%). Adequação da anestesia é monitorada pela avaliação dos reflexos de Tom e olho músculo juntamente com o monitoramento contínuo do nível de oxigênio do sangue com um oxímetro de pulso e o ritmo cardíaco. Durante a instrumentação, cordeiros estarão sob a influência da anestesia materna e também receberá anestesia local para sites de instrumentação.
<ol><li>
Entube a ovelha com um tubo endotraqueal de 10,0 mm algemado (ETT). Avance o ETT o vocal através de cabos de 1 a 2 cm além da braçadeira. Insuflar a braçadeira ETT e amarrar o ETT em torno da mandíbula a ovelha para fixá-lo no lugar.
	<ol>
<li>Quando a resposta palpebral está ausente, ajustar o isoflurano (2-3% é geralmente suficiente).</li>
		<li>Fornece respirações artificiais por ventilação mecânica convencional (CMV) com uma fração inspirada de oxigênio (FIO2) de 0,21. Conjunto do ventilador para fornecer o volume tidal de 10 a 15 mL/kg.</li>
		<li>Monitore a saturação da oxihemoglobina continuamente por um oxímetro colocado na língua de ovelha.</li>
		<li>Medir o end-tidal de dióxido de carbono (EtCO2) com um capnógrafo.</li>
		<li>Ajuste o FIO2 e CMV para manter a saturação da oxihemoglobina entre 90-97% e expirado CO2 entre 35-45 mm Hg, respectivamente.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Fixe os membros a ovelha para a mesa cirúrgica com cordas cirúrgicas.
	<ol>
<li>Ajuste a mesa de cirurgia para reverter a posição de Trendelenburg para aliviar a pressão sobre o feto.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Coloca um tubo orogástrico para descomprimir e esvazie o conteúdo gástrico.</li>
	<li>Suplemento de soro (solução salina normal ou solução de lactato de Ringers) 10 mL/kg/h.</li>
	<li>Coloca uma sonda de temperatura retal para obter a temperatura do núcleo contínuo.</li>
</ol>4. cirurgia
Nota: A cesariana e fetais procedimentos são considerados cirurgias agudas em que os animais são sacrificados através da administração de sódio pentobarbital 100 mg/kg IV. As ovelhas são sacrificadas após a entrega dos cordeiros e os cordeiros são sacrificados após a conclusão dos experimentos. Eutanásia é confirmada por assistolia. Um método secundário de toracotomia bilateral ou perda de sangue também é empregado. Neste caso, a técnica asséptica não é praticada durante a cirurgia. O pessoal ainda precisa usar vestuário de protecção durante contato animal.
<ol><li>Raspe a lã do abdômen ventral.</li>
	<li>
Usar o cautério tornar-se uma incisão superficial abdominal de 15 – 18 cm sobre o linea alba para expor a fáscia.
	<ol>
<li>Crie uma pequena abertura para o abdômen, usando a pressão com um hemostat com ponta rombudo.</li>
		<li>Manter esta abertura enquanto desliza uma tesoura de ponta romba na parede abdominal.</li>
		<li>Use a tesoura para completar a incisão do linea alba.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Localize e exteriorize a cabeça do feto dentro do útero no abdômen.
	<ol>
<li>Segure a cabeça do feto com uma mão e use o cautério tornar-se uma incisão de 10 cm da parede uterina (sobre a fronte do cordeiro). Certifique-se para evitar qualquer cotilédones.</li>
		<li>Use pinça Babcock para fixar as camadas do útero e da placenta juntos nos quatro cantos opostos.</li>
		<li>Expor a cabeça do cordeiro através do útero e fora do abdômen a ovelha.</li>
		<li>Deixe a pinça Babcock deitado fora do abdome durante a cirurgia fetal.</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. fetal das vias respiratórias
<ol><li>
Entubar o parcialmente exposto fetal cordeiro com um 3.5-4.5 mm algemado ETT. Avança o ETT através das cordas vocais 1cm além da braçadeira.
	<ol>
<li>Insuflar a braçadeira e fixe o ETT, amarrando uma fita umbilical em volta do tubo e, em seguida, em torno da cabeça.</li>
		<li>Deixe o óleo excesso pulmonar fetal no ETT para drenar passivamente inclinando a cabeça para o lado. Isso simula a saída de líquido do pulmão durante o parto.</li>
		<li>Ocluir o ETT para evitar a troca de gás durante ofegante no período.</li>
	</ol>
</li>
</ol>6. pescoço navio instrumentação
<ol><li>
Raspar a lã e infiltrar-se 1 a 2 mL de cloridrato de bupivacaína subcutânea (0,25%) em todos os locais de incisão.
	<ol>
<li>Fazer duas incisões na pele de 3 cm em cada lado do pescoço (aproximadamente 6cm distal na cabeça) adjacente à traqueia. As incisões devem transversal do pescoço.</li>
		<li>Realize a incisão usando o cautério enquanto acampar a pele, para evitar lacerar o tecido profundo.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Separe a fáscia usando pinça Kelly ou mosquito curvada.</li>
	<li>
Isole a veia jugular interna direita e artéria carótida comum direita.
	<ol>
<li>Lugar duas de 20 cm, 0 suturas de seda sob ambas as naves.</li>
		<li>Permita um espaço (proximal para distal) de 1 cm entre as suturas de seda.</li>
		<li>Levante suavemente cada sutura que é em torno do navio, superficialmente, para restringir o fluxo de sangue e fazer um corte transversal de 1-2 mm para o recipiente com uma tesoura cirúrgica de Iris.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Para a artéria carótida, inserir um cateter previamente corada (15-17 G) na artéria carótida direita caudalmente para o arco aórtico para monitorização da pressão de sangue e de amostra de sangue.
	<ol>
<li>Use a gravata proximal para ligate a artéria completamente.</li>
		<li>Repita as etapas 6.3.2 - 6.3.3.</li>
		<li>Introduza o cateter arterial carótido previamente corado e usar a sutura de seda distal para amarrar ao redor da artéria e o cateter com 3 nodos.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Uso uma técnica semelhante, para inserir um cateter previamente corada (14 – 16 G) na veia jugular, repita os passos 6.3.2–6.3.3, avançar 7 – 10 cm caudalmente para descansar dentro da entrada torácica (no sentido do átrio direito). Isto é usado para administração de fluidos e medicamentos, bem como medições de pressão venosa.<ol>
<li>Verifique o cateter para desobstrução com soro fisiológico heparinizado e conclua o laço de sutura ao redor do navio e o cateter (com a sutura proximal só) usando 2 – 3 knots.</li>
		<li>Introduza o cateter segundo (14 – 16 G) aproximadamente 5 cm rostral para coletar sangue da circulação cerebral. Use o mesmo corte para a colocação de cateteres de ambos.</li>
		<li>Repita a etapa 6.5.1 no que tange à sutura distal e cateter e em seguida, amarre as suturas de seda em torno das linhas opostas do cateter para fixá-los no lugar para evitar a torção.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Estenda a incisão feita anteriormente em uma T-forma (1 a 2 cm) no lado esquerdo.
	<ol>
<li>Eleve a carótida esquerda usando hemostatos curvados abertos.</li>
		<li>Coloque uma 2mm perivascular fluxo-sonda ao redor do navio para medir o fluxo de sangue.</li>
		<li>Cobrir a fluxo-sonda com uma manga de polímero flexível de 1 cm para estabilizar a sonda em posição.</li>
		<li>Coloque a linha de cabo de fluxo-sonda para a incisão em forma de T, permitindo que o cabo executar em paralelo com o navio.</li>
		<li>Feche a incisão da pele. Amarre o cabo e em torno de um laço do cabo, para evitar restringir o fluxo se puxado.</li>
	</ol>
</li>
</ol>7. grande embarcação instrumentação
<ol><li>Extrair o feto cordeiro para expor o peito e cobrir a pele exposta com envoltório de polietileno para evitar a perda de calor.</li>
	<li>Coloque o cordeiro em prostração lateral direita.</li>
	<li>Posição do membro anterior esquerdo ao redor do pescoço para expor o local cirúrgico.</li>
	<li>
Infiltrar-se 3 mL de cloridrato de bupivacaína (0,25%) ao longo do espaço intercostal doth 4 e faça uma incisão de pele 6 cm usando o cautério.
	<ol>
<li>Cuidadosamente, perfuram o músculo intercostal com pinça curva romba, círculo sob a costela 3rd e sai entre o próximo espaço intercostal. Certifique-se para não machucar o pulmão ou coração.</li>
		<li>Abrir a pinça para um pre-pedaço de seda 0 e trazê-lo de cercar a costela.</li>
		<li>Repita os passos 7.4.1–7.4.2 para fixar a sutura sob 4th costela.</li>
		<li>Fixe os laços em torno de cada costela. Suavemente, puxe e inserir um cotonete no peito sob 4th espaço intercostal.</li>
		<li>Use o bastão aplicador para proteger o conteúdo do peito enquanto usar o cautério para abrir o espaço intercostal em 1 cm para uma abertura final de 6-8 cm. Certifique-se de que o pulmão não está preso os laços de costela.</li>
		<li>Coloque um propagador da costela no peito-abertura. Abrir o peito irá revelar os lóbulos superiores esquerdos do pulmão, a principal artéria pulmonar (PA) e a persistência do canal arterial.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Use 2 x 2 polegadas gazes para envolver o pulmão e empurre suavemente qualquer tecido exposto longe da área cirúrgica.
	<ol>
<li>Use um afastador pequeno manual para melhorar o campo de visão (se necessário).</li>
		<li>Lugar uma fita umbilical (1/4 de polegada de largura, 6 polegadas de comprimento) previamente embebido em âmnio ao redor dos grandes vasos. Imersão a fita umbilical diminui o atrito (e prejuízo) sobre as paredes dos vasos.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Usando fórceps, levantar o pericárdio e corte ao longo da artéria pulmonar principal, tomando cuidado para não cortar o nervo vagal. Use uma ansa para manter o átrio direito de interferir com um corte lateral do pericárdio ao longo do nervo vagal.</li>
	<li>
Usando a pinça Gemini, devagar a pinça do notch ductal/PA ao redor e por trás o PA esquerdo para "cercar" e emergir do outro lado de PA esquerdo. Muitos tecidos delicados executar no âmbito deste sector e proceder somente se não houver nenhuma resistência.
	<ol>
<li>Quando a ponta da pinça é observada, abra apenas longe o suficiente para agarrar uma extremidade da fita umbilical pré-umedecidos. Prenda com apenas 1 posição clicada no lugar. É possível que tecido circundante pode ser pego na pinça também, e se firmemente fixada que o tecido pode ser pego com a fita umbilical resultando em lesões no vaso.</li>
		<li>Suavemente de volta a pinça para puxar a fita para a posição. Isto serve para abrir um espaço para a sonda de fluxo e ajuda a direcionar a inserção das sondas fluxo (Figura 2). O cuidado de proteger o entalhe parte de qualquer embarcação é imperativo, pois esta é a parte mais frágil do tecido.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Coloque uma 4-6 mm perivascular fluxo-sonda suavemente levantando a fita umbilical e orientando a parte de metal (suporte em L) da sonda ao redor do navio ao longo da abertura estabelecida.
	<ol>
<li>Direto a fita para trás da sonda para ajudar o recipiente no lugar do assento e visualizar o fim do L-suporte, permitindo o fechamento deslizante para ser protegido.</li>
		<li>Certifique-se que o navio é > 75% do tamanho da ponta de prova para garantir um fluxo firme ajuste e precisão de medições.</li>
		<li>Cuidadosamente, corte a extremidade da fita umbilical perto da sonda e puxe delicadamente a outra extremidade para remover a fita da nave. A fita vai interferir com as medições se não forem removidos.</li>
		<li>Aplicar o gel de ultra-som e ajuste a posição da sonda e o cabo para melhorar a qualidade e a intensidade do sinal.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Repita as etapas de 7,6 – 7.7.4 no que se refere à colocação de uma fluxo de perivascular-sonda ao redor do duto arterioso 6-8 mm.</li>
	<li>Remova qualquer gaze protetora de 2 x 2 no peito e permitir que o pulmão para re-posicionar.</li>
	<li>Coloque uma 2x2 Gaze nova ao redor de cada suporte de metal da sonda fluxo para proteger o pulmão.</li>
	<li>Feche o peito em camadas usando uma agulha cónica e sutura de monofilamento sintético 2.0. Prenda os cabos das sondas-fluxo para o exterior da pele com um loop usando uma agulha de corte e sutura seda 2.0.</li>
</ol>8. não-invasivo medição
<ol><li>Prenda de EKG na axila direita, axila esquerda e área inguinal direita (ECG de três). Saturação da oxihemoglobina arterial pré e pós ductal (SpO2) é monitorada com um oxímetro de pulso, colocado sobre o membro anterior direito e qualquer membro posterior, respectivamente. Fixe um monitor espectroscópio infravermelho próximo (NIR) sobre a testa com um molho opaco e suturas.</li>
</ol>9. coleta de dados
<ol><li>Coletar e registrar dados utilizando um software de aquisição de dados. A Figura 1 ilustra os parâmetros não-invasiva e invasivos, incluindo: pressão de sangue venoso central e arterial, fluxo de carótida, esquerdo sangue arterial pulmonar e ductal esquerdo comum, ECG, SpO2, NIRS, ETCO2. Nota: A configuração de software e equipamento para coleta de dados pode variar e está além do escopo deste artigo.</li>
</ol>10. protocolo experimental
<ol><li>Occlude e cortar o cordão umbilical e mover o cordeiro do abdome materno para um aquecedor radiante.</li>
	<li>Durante o período no, inserir um cateter umbilical venoso para administração de epinefrina (0,01-0,03 mg/kg IV, por recomendações de NRP).</li>
	<li>Inserir um cateter arterial umbilical para coletar pós ductal gasometria arterial.</li>
	<li>Monitore o cordeiro para assistolia iminente, que pode ser definida como a ausência de fluxo da carótida detectado e pressão.</li>
	<li>Certifique-se de que o pessoal adequado está disponível e escreve cada pessoa as seguintes tarefas: (1) gerenciar a ventilação e a via aérea (2) realizar compressões torácicas, (3) administrar a medicação, (4) tirar amostras de sangue, (5) o código sem chumbo.</li>
	<li>Começa ressuscitação, fornecendo a ventilação de pressão positiva (PPV) com uma peça em T resuscitator sob pressões de 35/5 cm H2o O. iniciar o temporizador de 20 min para protocolo de ressuscitação experimental.</li>
	<li>
Após 30 s de ventilação, iniciar as compressões torácicas, colocando o polegar e os dedos de uma mão em lados opostos do peito.
	<ol>
<li>Fornece as compressões torácicas apertando os dedos e o polegar juntos a uma profundidade de aproximadamente 1/3.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Administre epinefrina em intervalos de 3 min.</li>
	<li>Prosseguir os esforços de ressuscitação até o retorno da circulação espontânea ou até 20 min.</li>
	<li>No retorno de circulação espontânea, contínuos fluidos IV (5 cc/kg/hr) e fentanil (0,5-2,0 mcg/kg/hr; tituladas para o efeito), são dadas através do cateter venoso jugular estabelecido anteriormente. Após o período de reanimação de 20 min, o animal é sacrificado. Se os cordeiros não alcançar ROSC por 20 min, proceda com a eutanásia.</li>
</ol>

<ol>
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E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+pulmonary+vascular+response+to+oxygen.">Development of pulmonary vascular response to oxygen.</a> Am J Physiol. 254 (3 Pt 2), H542-H546 (1988).</li><li>Rawat, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neonatal+resuscitation+adhering+to+oxygen+saturation+guidelines+in+asphyxiated+lambs+with+meconium+aspiration.">Neonatal resuscitation adhering to oxygen saturation guidelines in asphyxiated lambs with meconium aspiration.</a> Pediatr Res. , (2015).</li><li>Chandrasekharan, P. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Continuous+End-Tidal+Carbon+Dioxide+Monitoring+during+Resuscitation+of+Asphyxiated+Term+Lambs.">Continuous End-Tidal Carbon Dioxide Monitoring during Resuscitation of Asphyxiated Term Lambs.</a> Neonatology. 109 (4), 265-273 (2016).</li><li>Lakshminrusimha, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tracheal+suctioning+improves+gas+exchange+but+not+hemodynamics+in+asphyxiated+lambs+with+meconium+aspiration.">Tracheal suctioning improves gas exchange but not hemodynamics in asphyxiated lambs with meconium aspiration.</a> Pediatr Res. 77 (2), 347-355 (2015).</li><li>Meuli, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+utero+surgery+rescues+neurological+function+at+birth+in+sheep+with+spina+bifida.">In utero surgery rescues neurological function at birth in sheep with spina bifida.</a> Nat Med. 1 (4), 342-347 (1995).</li><li>Meuli, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Creation+of+myelomeningocele+in+utero:+a+model+of+functional+damage+from+spinal+cord+exposure+in+fetal+sheep.">Creation of myelomeningocele in utero: a model of functional damage from spinal cord exposure in fetal sheep.</a> J Pediatr Surg. 30 (7), 1028-1032 (1995).</li><li>Adzick, N. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Correction+of+congenital+diaphragmatic+hernia+in+utero.+IV.+An+early+gestational+fetal+lamb+model+for+pulmonary+vascular+morphometric+analysis.">Correction of congenital diaphragmatic hernia in utero. IV. An early gestational fetal lamb model for pulmonary vascular morphometric analysis.</a> J Pediatr Surg. 20 (6), 673-680 (1985).</li><li>Harrison, M. R., Bressack, M. A., Churg, A. M., de Lorimier, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Correction+of+congenital+diaphragmatic+hernia+in+utero.+II.+Simulated+correction+permits+fetal+lung+growth+with+survival+at+birth.">Correction of congenital diaphragmatic hernia in utero. II. Simulated correction permits fetal lung growth with survival at birth.</a> Surgery. 88 (2), 260-268 (1980).</li><li>Turley, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intrauterine+cardiothoracic+surgery:+the+fetal+lamb+model.">Intrauterine cardiothoracic surgery: the fetal lamb model.</a> Ann Thorac Surg. 34 (4), 422-426 (1982).</li><li>Reddy, V. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+utero+placement+of+aortopulmonary+shunts.+A+model+of+postnatal+pulmonary+hypertension+with+increased+pulmonary+blood+flow+in+lambs.">In utero placement of aortopulmonary shunts. A model of postnatal pulmonary hypertension with increased pulmonary blood flow in lambs.</a> Circulation. 92 (3), 606-613 (1995).</li><li>Hemway, R. J., Christman, C., Perlman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+3:1+is+superior+to+a+15:2+ratio+in+a+newborn+manikin+model+in+terms+of+quality+of+chest+compressions+and+number+of+ventilations.">The 3:1 is superior to a 15:2 ratio in a newborn manikin model in terms of quality of chest compressions and number of ventilations.</a> Arch Dis Child Fetal Neonatal Ed. 98 (1), F42-F45 (2013).</li><li>Solev&#229;g, A. L., Schm&#246;lzer, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimal+Chest+Compression+Rate+and+Compression+to+Ventilation+Ratio+in+Delivery+Room+Resuscitation:+Evidence+from+Newborn+Piglets+and+Neonatal+Manikins.">Optimal Chest Compression Rate and Compression to Ventilation Ratio in Delivery Room Resuscitation: Evidence from Newborn Piglets and Neonatal Manikins.</a> Frontiers in Pediatrics. 5 (3), (2017).</li><li>Solev&#229;g, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chest+compressions+in+newborn+animal+models:+A+review.">Chest compressions in newborn animal models: A review.</a> Resuscitation. 96, 151-155 (2015).</li></ol>

Os autores têm sem conflitos de interesse, para declarar

O modelo de cordeiro é comparável em tamanho ao recém-nascidos humanos e permite fácil instrumentação medir as variáveis hemodinâmicas invasivas. O modelo de cordeiro do feto/recém-nascido tem sido uma ferramenta de pesquisa inestimável que ricamente contribuiu para a compreensão da circulação de transição, bem como a fisiologia de cardiovascular e pulmonar do recém-nascido. Vários modelos experimentais de cordeiro se estabeleceram ao longo dos anos para estudar estratégias de ventilação ideal em prem...

Asfixia perinatal ocorre em aproximadamente 4 por 1.000 nascidos de termo nos Estados Unidos e é responsável por aproximadamente 25% dos 4 milhões de mortes neonatais no mundo1,2. Durante todo o desenvolvimento natural do feto, várias adaptações devem ocorrer durante o parto e no nascimento para permitir uma transição suave para o ambiente extra-uterina do intraquando os pulmões assumem o papel da placenta como órgão de trocas gasosas. Qualquer falha do recém-nascido a transição adequada ao nascimento mais compromete os esforços de ressuscitação. Instâncias quando afastamento pulmonar fetal é incompleto ou atrasado3,4e as circunstâncias que resultam em um impacto de5 persistente alta resistência vascular pulmonar (PVR) a eficácia da ventilação, que continua a ser o mais importante intervenção na reanimação do recém-nascido asfixiado6. Além disso, a imediata fixação do cordão umbilical e remoção da placenta baixa resistência pode levar a mudanças abruptas no débito cardíaco que podem causar disfunção miocárdica7,8.
Devido à necessidade frequente para ressuscitação agressiva (necessidade de compressões torácicas e/ou administração de epinefrina)1,9, há uma falta de evidência forte de grandes ensaios clínicos randomizados para suportar a corrente diretrizes do programa (NRP) de reanimação neonatal. Muitos estudos de pesquisa translacional em reanimação neonatal são realizados utilizando modelos animais pós-natal (particularmente leitões) que deixam de retratar adequadamente a transição circulação fetal e pulmões cheios de líquido inerentes ao recém-nascido na entrega quarto. Tendo em conta os desafios relacionados a transição da circulação fetal para a circulação neonatal, o modelo de cordeiro fetal perinatal asfixiado cardíaca é ideal para estudar a fisiologia de ressuscitação neonatal.
Os estudos por Joseph Barcroft sobre fetal cordeiros, já desde a década de 1930, lançou as bases para a fisiologia fetal e neonatal10. Na segunda metade doséculo 20 , modelos de cordeiro de experiências inovadoras e meticulosas de Geoffrey Dawes na fetal, e mais tarde aqueles por Abraham Rudolph tremendamente contribuíram para o conhecimento da fisiologia cardiovascular e pulmonar no feto 11 , 12. nos últimos anos, estudos sobre modelos de cordeiro fetal/neonatal proporcionaram uma melhor compreensão do impacto da ventilação na hemodinâmica13,14, os efeitos de oxigenação no PVR15,16, bem como as alterações circulatórias que ocorrem durante o cordão de aperto7,17. Finalmente, no ano passado, o cordeiro recém-nascido tem servido como um novo modelo para estudar os efeitos hemodinâmicos durante a reanimação18,19,20. Uma narrativa passo a passo do que está envolvida na condução de um experimento de cordeiro, bem como uma descrição detalhada da instrumentações cirúrgicas e será apresentada a metodologia experimental.

<table><tbody><tr><td>Babcock forceps</td><td>Miltex</td><td>16-44</td><td></td></tr><tr><td>Blood pressure transducer</td><td>Becton Dickinson</td><td>P23XL-1</td><td>Used with saline filled diaphragm domes</td></tr><tr><td>Blunt tipped scissors</td><td>Miltex</td><td>98SCS50-56</td><td></td></tr><tr><td>Capnograph</td><td>Philips</td><td>7900</td><td>Used with Neonatal Flow Sensors</td></tr><tr><td>Cautery pencil</td><td>Valley Lab</td><td>287879</td><td></td></tr><tr><td>Cautery unit</td><td>Valley Lab</td><td>SSE2K</td><td></td></tr><tr><td>Curved Forceps</td><td>Everost</td><td>711714</td><td></td></tr><tr><td>Data acquisition software</td><td>Biopac Systems Inc.</td><td>ACK100W</td><td></td></tr><tr><td>EKG</td><td>Biopac Systems Inc.</td><td>ECG100C</td><td></td></tr><tr><td>Endotracheal tube -cuffed</td><td>Rusch</td><td>111780035</td><td></td></tr><tr><td>Flow modulator</td><td>Transonic Systems Inc.&amp;nbsp;</td><td>T403</td><td></td></tr><tr><td>Flow-probe</td><td>Transonic Systems Inc.&amp;nbsp;</td><td>MC4PSS-LS-WC100-CM4B-GA</td><td></td></tr><tr><td>Gastric tube</td><td>Jorgensen Labs Inc.</td><td>J0106LE</td><td>To decompress and drain ewe stomach</td></tr><tr><td>Hair clipper</td><td>Andis Company</td><td>65340</td><td>&amp;nbsp;# 40 Clipper Blade</td></tr><tr><td>Infant radiant warmer</td><td>GE healthcare</td><td>7810</td><td></td></tr><tr><td>Intravenous catheters</td><td>Becton Dickinson</td><td>381234</td><td></td></tr><tr><td>Iris surgical scissors</td><td>Patterson</td><td>510585</td><td></td></tr><tr><td>Kelly Foreceps</td><td>Patterson</td><td>510535</td><td></td></tr><tr><td>Mosquito Forceps</td><td>RICA Surgical Products INC</td><td>1-74</td><td></td></tr><tr><td>Near-infrared spectroscopy</td><td>Nonin Medical Inc.&amp;nbsp;</td><td>X-100M</td><td>Sensmart Equanox &amp;amp; PureSAT</td></tr><tr><td>RSO2 Sensor</td><td>Nonin Medical Inc.&amp;nbsp;</td><td>8004CB-NA</td><td>Neonatal&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Scalpel handle and blade</td><td>Everost</td><td>707203</td><td></td></tr><tr><td>Sutures -silk 2-0</td><td>Covidien</td><td>SS-695</td><td>Used for tying catheters to vessels</td></tr><tr><td>Sutures -vicryl&amp;nbsp; 2-0</td><td>Ethicon</td><td>J269H</td><td>Used for closing thoracotomy&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>T-piece resuscitator</td><td>Neo-Tee</td><td>MCM1050812</td><td></td></tr><tr><td>Umbilical ties</td><td>Jorgensen Labs Inc.</td><td>J0025UA</td><td></td></tr><tr><td>Weitlander Retractor</td><td>Miltex</td><td>11-625</td><td></td></tr></tbody></table>

the perinatal asphyxiated lamb model: a model for newborn resuscitation

Asfixia do nascimento responde por quase 1 milhão de mortes no mundo anualmente e é uma das principais causas de mortalidade e morbidade neonatal precoce. Muitos aspectos das atuais orientações reanimação neonatal permanecem controversos, dadas as dificuldades na realização de ensaios clínicos randomizados devido a frequentes e muitas vezes imprevisível precisa de ressuscitação extensa. A maioria dos estudos sobre reanimação neonatal derivam de modelos de manequim que não reflectem verdadeiramente alterações fisiológicas ou modelos Leitão que tiver desmarcado seu fluido do pulmão e que tenham concluído a transição do feto para a circulação neonatal. O presente protocolo fornece uma descrição detalhada passo a passo sobre como criar um modelo de cordeiro fetal asfixiado perinatal. O modelo proposto tem uma circulação de transição e os pulmões cheios de líquido, que imita a recém-nascidos humanos após o parto e é, portanto, um excelente modelo animal para estudar a fisiologia do recém-nascido. Uma limitação importante para experimentos de cordeiro é o maior custo associado.

Após instrumentação dos cordeiros fetais, variáveis hemodinâmicas podem ser gravada (Figura 3 e Figura 4), em seguida, analisaram e interpretados (Figura 5). Podem ser colhidas amostras de sangue frequentes, e a Figura 6 mostra o pH e PaCO2 dados de um dos experimentos. Ocasionalmente, cateteres ou sondas de fluxo podem avariar ou ter desalojadas e dados,...

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The Perinatal Asphyxiated Lamb Model: A Model for Newborn Resuscitation

Instrumentação invasiva do cordeiro fetal fornece medições precisas de fisiológicas da circulação transição em um modelo que imita pròxima o bebê recém nascido.

A Perinatal asfixiado cordeiro modelo: Um modelo para a reanimação neonatal

Birth asphyxia accounts for nearly one million deaths worldwide each year, and is one of the primary causes of early neonatal morbidity and mortality. ...

the-perinatal-asphyxiated-lamb-model-a-model-for-newborn-resuscitation

Research

JoVE Journal

Medicine

10.7K visualizações.  University of California Davis. Instrumentação invasiva do cordeiro fetal fornece medições precisas de fisiológicas da circulação transição em um modelo que imita pròxima o bebê recém nascido.

Vídeo: The Perinatal Asphyxiated Lamb Model: A Model for Newborn Resuscitation

Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

Cardiac Arrest normotérmica e Ressuscitação Cardiopulmonar: um modelo do rato de isquemia-reperfusão

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

Medicina

A Swine Model of Neonatal Asphyxia

Annually more than 1 million neonates die worldwide as related to asphyxia. Asphyxiated neonates commonly have multi-organ failure including hypotension, perfusion deficit, hypoxic-ischemic encephalopathy, pulmonary hypertension, vasculopathic enterocolitis, renal failure and thrombo-embolic complications. Animal models are developed to help us understand the patho-physiology and pharmacology of neonatal asphyxia. In comparison to rodents and newborn lambs, the newborn piglet has been proven to be a valuable model. The newborn piglet has several advantages including similar development as that of 36-38 weeks human fetus with comparable body systems, large body size (&tilde;1.5-2 kg at birth) that allows the instrumentation and monitoring of the animal and controls the confounding variables of hypoxia and hemodynamic derangements.
We here describe an experimental protocol to simulate neonatal asphyxia and allow us to examine the systemic and regional hemodynamic changes during the asphyxiating and reoxygenation process as well as the respective effects of interventions. Further, the model has the advantage of studying multi-organ failure or dysfunction simultaneously and the interaction with various body systems. The experimental model is a non-survival procedure that involves the surgical instrumentation of newborn piglets (1-3 day-old and 1.5-2.5 kg weight, mixed breed) to allow the establishment of mechanical ventilation, vascular (arterial and central venous) access and the placement of catheters and flow probes (Transonic Inc.) for the continuously monitoring of intra-vascular pressure and blood flow across different arteries including main pulmonary, common carotid, superior mesenteric and left renal arteries. Using these surgically instrumented piglets, after stabilization for 30-60 minutes as defined by Z&lt;10% variation in hemodynamic parameters and normal blood gases, we commence an experimental protocol of severe hypoxemia which is induced via normocapnic alveolar hypoxia. The piglet is ventilated with 10-15% oxygen by increasing the inhaled concentration of nitrogen gas for 2h, aiming for arterial oxygen saturations of 30-40%. This degree of hypoxemia will produce clinical asphyxia with severe metabolic acidosis, systemic hypotension and cardiogenic shock with hypoperfusion to vital organs. The hypoxia is followed by reoxygenation with 100% oxygen for 0.5h and then 21% oxygen for 3.5h. Pharmacologic interventions can be introduced in due course and their effects investigated in a blinded, block-randomized fashion.

Large animal models have good translational values in the examination of physiology and pharmacology of neonatal asphyxia. Using newborn piglets, we develop an experimental protocol to simulate neonatal asphyxia which has advantages of studying the systemic and regional hemodynamics, oxygen transport with biochemical and pathologic pathways and correlations.

Um Modelo de Suínos de asfixia neonatal

Annually more than 1 million neonates die worldwide as related to asphyxia. Asphyxiated neonates commonly have multi-organ failure including hypotension, ...

The Hypoxic Ischemic Encephalopathy Model of Perinatal Ischemia

Hypoxic-Ischemic Encephalopathy (HIE) is the consequence of systemic asphyxia occurring at birth. Twenty five percent of neonates with HIE develop severe and permanent neuropsychological sequelae, including mental retardation, cerebral palsy, and epilepsy. The outcomes of HIE are devastating and permanent, making it critical to identify and develop therapeutic strategies to reduce brain injury in newborns with HIE. To that end, the neonatal rat model for hypoxic-ischemic brain injury has been developed to model this human condition. The HIE model was first validated by Vannucci et al 1 and has since been extensively used to identify mechanisms of brain injury resulting from perinatal hypoxia-ischemia 2 and to test potential therapeutic interventions 3,4. The HIE model is a two step process and involves the ligation of the left common carotid artery followed by exposure to a hypoxic environment. Cerebral blood flow (CBF) in the hemisphere ipsilateral to the ligated carotid artery does not decrease because of the collateral blood flow via the circle of Willis; however with lower oxygen tension, the CBF in the ipsilateral hemisphere decreases significantly and results in unilateral ischemic injury. The use of 2,3,5-triphenyltetrazolium chloride (TTC) to stain and identify ischemic brain tissue was originally developed for adult models of rodent cerebral ischemia 5, and is used to evaluate the extent of cerebral infarctin at early time points up to 72 hours after the ischemic event 6. In this video, we demonstrate the hypoxic-ischemic injury model in postnatal rat brain and the evaluation of the infarct size using TTC staining.

The postnatal rat model for hypoxic-ischemic brain injury is a well-established model of human neonatal hypoxic ischemic encephalopathy (HIE). In this article, we describe the model of HIE in post-natal rat pups.

O Modelo de encefalopatia hipóxico isquêmica Perinatal da Isquemia

Hypoxic-Ischemic Encephalopathy (HIE) is the consequence of systemic asphyxia occurring at birth. Twenty five percent of neonates with HIE develop severe ...

Biologia

A Rat Model of Ventricular Fibrillation and Resuscitation by Conventional Closed-chest Technique

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic components of cardiopulmonary resuscitation in humans is herein described. The model was developed in 1988 and has been used in approximately 70 peer-reviewed publications examining a myriad of resuscitation aspects including its physiology and pathophysiology, determinants of resuscitability, pharmacologic interventions, and even the effects of cell therapies. The model featured in this presentation includes: (1) vascular catheterization to measure aortic and right atrial pressures, to measure cardiac output by thermodilution, and to electrically induce ventricular fibrillation; and (2) tracheal intubation for positive pressure ventilation with oxygen enriched gas and assessment of the end-tidal CO2. A typical sequence of intervention entails: (1) electrical induction of ventricular fibrillation, (2) chest compression using a mechanical piston device concomitantly with positive pressure ventilation delivering oxygen-enriched gas, (3) electrical shocks to terminate ventricular fibrillation and reestablish cardiac activity, (4) assessment of post-resuscitation hemodynamic and metabolic function, and (5) assessment of survival and recovery of organ function. A robust inventory of measurements is available that includes &#8211; but is not limited to &#8211; hemodynamic, metabolic, and tissue measurements. The model has been highly effective in developing new resuscitation concepts and examining novel therapeutic interventions before their testing in larger and translationally more relevant animal models of cardiac arrest and resuscitation.

This article describes a rat model of electrically-induced ventricular fibrillation and resuscitation by chest compression, ventilation, and delivery of electrical shocks that simulates an episode of sudden cardiac arrest and conventional cardiopulmonary resuscitation. The model enables gathering insights on the pathophysiology of cardiac arrest and exploration of new resuscitation strategies.

Um modelo de rato de Fibrilação Ventricular e Reanimação por Técnica de tórax fechado convencional

A rat model of electrically-induced ventricular fibrillation followed by cardiac resuscitation using a closed chest technique that incorporates the basic ...

A Piglet Model of Neonatal Hypoxic-Ischemic Encephalopathy

Birth asphyxia, which causes hypoxic-ischemic encephalopathy (HIE), accounts for 0.66 million deaths worldwide each year, about a quarter of the world&#8217;s 2.9 million neonatal deaths. Animal models of HIE have contributed to the understanding of the pathophysiology in HIE, and have highlighted the dynamic process that occur in brain injury due to perinatal asphyxia. Thus, animal studies have suggested a time-window for post-insult treatment strategies. Hypothermia has been tested as a treatment for HIE in pdiglet models and subsequently proven effective in clinical trials. Variations of the model have been applied in the study of adjunctive neuroprotective methods and piglet studies of xenon and melatonin have led to clinical phase I and II trials1,2. The piglet HIE model is further used for neonatal resuscitation- and hemodynamic studies as well as in investigations of cerebral hypoxia on a cellular level. However, it is a technically challenging model and variations in the protocol may result in either too mild or too severe brain injury. In this article, we demonstrate the technical procedures necessary for establishing a stable piglet model of neonatal HIE. First, the newborn piglet (&#60; 24 hr old, median weight 1500 g) is anesthetized, intubated, and monitored in a setup comparable to that found in a neonatal intensive care unit. Global hypoxia-ischemia is induced by lowering the inspiratory oxygen fraction to achieve global hypoxia, ischemia through hypotension and a flat trace amplitude integrated EEG (aEEG) indicative of cerebral hypoxia. Survival is promoted by adjusting oxygenation according to the aEEG response and blood pressure. Brain injury is quantified by histopathology and magnetic resonance imaging after 72 hr.

Hypoxic-ischemic encephalopathy following perinatal asphyxia can be studied using animal models. We demonstrate the procedures necessary for establishing a piglet model of neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy.

Um Modelo de Leitão Neonatal encefalopatia hipóxico-isquêmica

Birth asphyxia, which causes hypoxic-ischemic encephalopathy (HIE), accounts for 0.66 million deaths worldwide each year, about a quarter of the ...

Breast Milk Enhances Growth of Enteroids: An Ex Vivo Model of Cell Proliferation

Human small intestinal enteroids are derived from the crypts and when grown in a stem cell niche contain all of the epithelial cell types. The ability to establish human enteroid ex vivo culture systems are important to model intestinal pathophysiology and to study the particular cellular responses involved. In recent years, enteroids from mice and humans are being cultured, passaged, and banked away for future use in several laboratories across the world. This enteroid platform can be used to test the effects of various treatments and drugs and what effects are exerted on different cell types in the intestine. Here, a protocol for establishing primary stem cell-derived small intestinal enteroids derived from neonatal mice and premature human intestine is provided. Moreover, this enteroid culture system was utilized to test the effects of species-specific breast milk. Mouse breast milk can be obtained efficiently using a modified human breast pump and expressed mouse milk can then be used for further research experiments. We now demonstrate the effects of expressed mouse, human, and donor breast milk on the growth and proliferation of enteroids derived from neonatal mice or premature human small intestine.

Breast Milk Enhances Growth of Enteroids: An Ex Vivo Model of Cell Proliferation

This protocol describes how to establish an enteroid culture system from neonatal mouse or premature human intestine as well as an efficient method to collect milk from mice.

O leite materno aumenta o crescimento de Enteroids: um modelo Ex Vivo da proliferação celular

Human small intestinal enteroids are derived from the crypts and when grown in a stem cell niche contain all of the epithelial cell types. The ability to ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

Medição de contratilidade isométrica da artéria mesentérica Mouse usando fio miografia

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

A Piglet Perinatal Asphyxia Model to Study Cardiac Injury and Hemodynamics after Cardiac Arrest, Resuscitation, and the Return of Spontaneous Circulation

Neonatal piglets have been extensively used as translational models for perinatal asphyxia. In 2007, we adapted a well-established piglet asphyxia model by introducing cardiac arrest. This enabled us to study the impact of severe asphyxia on key outcomes, including the time taken for the return of spontaneous circulation (ROSC), as well as the effect of chest compressions according to alternative protocols for cardiopulmonary resuscitation. Due to the anatomical and physiological similarities between piglets and human neonates, piglets serve as good models in studies of cardiopulmonary resuscitation and hemodynamic monitoring. In fact, this cardiac arrest model has provided evidence for guideline development through research on resuscitation protocols, pathophysiology, biomarkers, and novel methods for hemodynamic monitoring. Notably, the incidental finding that a substantial fraction of piglets have pulseless electrical activity (PEA) during cardiac arrest may increase the applicability of the model (i.e., it may be used to study pathophysiology extending beyond the perinatal period). However, the model generation is technically challenging and requires various skill sets, dedicated personnel, and a fine balance of the measures, including the surgical protocols and the use of sedatives/analgesics, to ensure a reasonable rate of survival. In this paper, the protocol is described in detail, as well as experiences with adaptations to the protocol over the years.

This piglet model involves surgical instrumentation, asphyxiation until the cardiac arrest, resuscitation, and post-resuscitation observation. The model allows for multiple sampling per animal, and by using continuous invasive arterial blood pressure, ECG, and non-invasive cardiac output monitoring, it provides knowledge about hemodynamics and cardiac pathophysiology in perinatal asphyxia and neonatal cardiopulmonary resuscitation.

Modelo de Asfixia Perinatal de Leitões para Estudo da Lesão Cardíaca e Hemodinâmica após Parada Cardíaca, Ressuscitação e Retorno à Circulação Espontânea

Neonatal piglets have been extensively used as translational models for perinatal asphyxia. In 2007, we adapted a well-established piglet asphyxia model ...

Ressuscitação Cardiopulmonar Extracorpórea em Modelo Animal Após Parada Cardíaca

Pediatric Animal Model of Extracorporeal Cardiopulmonary Resuscitation After Prolonged Circulatory Arrest

Congenital heart disease (CHD) is the most prevalent congenital malformation, with about one million births impacted worldwide per year. Comprehensive investigation of this disease requires appropriate and validated animal models. Piglets are commonly used for translational research due to their analogous anatomy and physiology. This work aimed to describe and validate a neonatal piglet model of cardiopulmonary bypass (CPB) with circulatory and cardiac arrest (CA) as a tool for studying severe brain damage and other complications of cardiac surgery. In addition to including a list of materials, this work provides a roadmap for other investigators to plan and execute this protocol. After experienced practitioners performed several trials, the representative results of the model demonstrated a 92% success rate, with failures attributed to small piglet size and variant vessel anatomy. Furthermore, the model allowed practitioners to select from a wide variety of experimental conditions, including varying times in CA, temperature alterations, and pharmacologic interventions. In summary, this method uses materials readily available in most hospital settings, is reliable and reproducible, and can be widely employed to enhance translational research in children undergoing heart surgery.

Autor em destaque: Simulando cirurgia cardíaca pediátrica usando um modelo de leitão neonatal

This protocol describes a neonatal porcine model of cardiopulmonary bypass (CPB), with circulatory and cardiac arrest as a tool for studying severe brain damage and other complications secondary to CPB.

Modelo Animal Pediátrico de Ressuscitação Cardiopulmonar Extracorpórea Após Parada Circulatória Prolongada

Congenital heart disease (CHD) is the most prevalent congenital malformation, with about one million births impacted worldwide per year. Comprehensive ...

A Perinatal asfixiado cordeiro modelo: Um modelo para a reanimação neonatal

Resumo

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Capítulos neste vídeo

Cardiac Arrest normotérmica e Ressuscitação Cardiopulmonar: um modelo do rato de isquemia-reperfusão

Um Modelo de Suínos de asfixia neonatal

O Modelo de encefalopatia hipóxico isquêmica Perinatal da Isquemia

Um modelo de rato de Fibrilação Ventricular e Reanimação por Técnica de tórax fechado convencional

Um Modelo de Leitão Neonatal encefalopatia hipóxico-isquêmica

O leite materno aumenta o crescimento de Enteroids: um modelo Ex Vivo da proliferação celular

Medição de contratilidade isométrica da artéria mesentérica Mouse usando fio miografia

Modelo de Asfixia Perinatal de Leitões para Estudo da Lesão Cardíaca e Hemodinâmica após Parada Cardíaca, Ressuscitação e Retorno à Circulação Espontânea

Modelo Animal Pediátrico de Ressuscitação Cardiopulmonar Extracorpórea Após Parada Circulatória Prolongada

Modelo Animal Pediátrico de Ressuscitação Cardiopulmonar Extracorpórea Após Parada Circulatória Prolongada