This work was supported in part by the National Institutes of Health (P41-EB015903, R21EY023043, K25EB015885), National Science of Foundation (CBET-0853773) and Human Frontier Science Program (Young Investigator Grant).

Nota: a análise espectral de Brillouin requer um único laser de modo longitudinal (~ 10 mW na amostra). Para fins de alinhamento, utilizar uma porção fortemente atenuada desta feixe de laser (&lt;0,1 mW). 1. Configuração inicial de fibra ea EMCCD (Electron Multiplied Charge Coupled Device) Camera <ol><li> Identificar cerca de 1.600 mm Área de alinhamento gratuito para o espectrômetro em uma mesa óptica. </li><li> Montar a câmara EMCCD no final do espaço livre de alinhamento. <ol><li> Use parafusos de fixação para fixar a câmera a postos. Aperte os lugares em detentores de postos na altura do eixo óptico desejado. Aperte os detentores de postos sobre a mesa óptica usando grampos de mesa. </li></ol></li><li> Ligue a câmera EMCCD. Esteja atento para evitar a saturação câmera. <ol><li> Instale o software da câmera no computador do laboratório e conectar a câmera ao computador. </li><li> Desativar o ganho de inserção baixa e tempo de integração (~ 0,01 seg). Começar a adquirir imagens EMCCD. Observe a imagem da câmaras na tela do computador. </li></ol></li><li> Montar o colimador fibra de cerca de 1.600 mm em frente da câmera. <ol><li> Colocar o colimador fibra no adaptador de fibra colimador. </li><li> Monte o adaptador em um post. Aperte o cargo em um suporte de pós à altura aproximada do eixo óptico (altura da câmera). Aperte o suporte pós sobre a mesa óptica usando grampos de mesa. </li></ol></li><li> Alinhar o feixe de saída ao longo do eixo óptico. <ol><li> Use um parafuso de ajuste para conectar um padrão de íris a um poste. Aperte o cargo em um suporte post. </li><li> Coloque a íris em frente do colimador fibra (&lt;50 mm). Ajustar a altura da íris ao feixe. Mova a íris ao longo do eixo óptico desejado, que deve apontar diretamente para a câmera. </li><li> Insira um filtro de densidade óptica directamente após a saída do laser se os ácidos gordos saturados de câmera. Use os parafusos de ajuste do colimador fibra de montagem para alinhar o feixe ao longo do eixo óptico. Quando isto for alcançado, ofeixe vai passar limpa através da íris ao longo do caminho do feixe inteiro. </li></ol></li><li> Montar um par correspondente lente acromática (f = 30 mm), em frente da câmara. </li></ol> 2. Horizontal Fase de Spectrometer <ol><li> Monte a máscara horizontal. <ol><li> Use parafusos de fixação para fixar a máscara horizontal em um post. Aperte o cargo em um suporte post. Montar o suporte de pós para um estágio de translação, permitindo que a máscara para deslizar horizontalmente dentro e para fora do caminho do feixe. (Figura 1) </li><li> Use parafusos de fixação para apertar o estágio de translação na mesa óptica de tal modo que a máscara é criada uma imagem acentuadamente para a câmara CCD na distância focal (f = 30 mm) a par da lente acromática. </li></ol></li><li> E alinhar a montagem de lente esférica S1 (f = 200 mm) de 600 mm para a frente da máscara horizontal. <ol><li> Use parafusos de fixação para montar S1 em um suporte de pós. Aperte o cargo em um suporte post. </li><li> Monte duas íris como descrito no 1.5.1. Antes Placing S1 no caminho do feixe, inserir uma íris antes e uma íris após a posição desejada S1 (600 mm à frente da máscara horizontal). Ajustar a altura das íris de tal modo que o feixe de forma limpa passa através de ambos. </li><li> Coloque S1 600 mm à frente da máscara horizontal (Figura 1). Ajuste a altura eo ângulo de S1 até que ambos, o reflexo de volta fora da lente e do feixe-vindo, limpa passar através das íris. Aperte o suporte de pós segurando S1 na mesa óptica usando grampos de mesa. </li></ol></li><li> Mount VIPA2 no plano focal da lente esférica (200 mm à frente do S1). <ol><li> Montar o suporte do VIPA em um post com os parafusos fornecidos com o titular. Aperte o cargo em um suporte post. Aperte o titular do lugar em uma fase de tradução horizontal. (Figura 1) </li><li> Coloque VIPA2 cuidadosamente no porta-VIPA com a entrada de fenda orientada verticalmente. (Figura 1) </li><li> Fine-ajustar a posição of a VIPA montar a ser exatamente no plano focal de S1. (Confira traçando a cintura do feixe com um cartão branco.) </li><li> Use parafusos de fixação para apertar o estágio de translação sobre a mesa e deslizar VIPA2 óptica para fora do feixe utilizando o grau de liberdade do estágio de translação. </li></ol></li><li> E alinhar a montagem de lente esférica S2 (f = 200 mm) de 200 mm, após o VIPA e 200 mm para a frente da máscara horizontal. Siga o procedimento descrito no 2.2.1-2.2.3. Em vez de fixar o suporte de pós sobre a mesa óptica, montá-lo em um estágio de translação com o seu grau de liberdade orientada ao longo do eixo óptico. (Figura 1) Use os parafusos de fixação para apertar o estágio de translação sobre a mesa óptica. </li><li> Use o estágio de translação horizontal (2.3.4) para deslizar a entrada VIPA2 no caminho do feixe. Observe as linhas verticais na imagem da câmara. <ol><li> Fine-ajustar S2 usando o estágio de translação montado em 2.4 até que as linhas verticais na imagem da câmara aparecerafiado. </li></ol></li><li> Ajuste o espectro com o grau horizontal-tilt de liberdade no suporte do VIPA eo estágio de translação. Use o grau horizontal-tradução de liberdade para ajustar a posição de entrada do feixe no etalon. Use o grau horizontal-tilt de liberdade para ajustar o ângulo de entrada do feixe no etalon. </li><li> Meça finesse e taxa de transferência. <ol><li> Tome uma imagem pressionando F5 ou, em alternativa, clicando em &quot;setup aquisição&quot; no canto superior esquerdo e escolhendo a opção &quot;take imagem&quot; no software da câmera. </li><li> Botão direito do mouse sobre a imagem e escolha a opção &quot;enredo&quot;. Arraste o cursor horizontalmente através da imagem para gerar um gráfico de linha. Solte o cursor para observar o gráfico de linha gerado. </li><li> Use o gráfico de linha para medir a finesse. Dividir a distância entre dois picos por sua largura total à meia altura (FWHM). Apontar para&gt; 30. </li><li> Determine a taxa de transferência por measuring o poder com um medidor de energia imediatamente antes e depois VIPA2. Apontar para&gt; 50%. </li><li> Sintonize o ângulo de entrada do feixe no etalon com o grau de liberdade no suporte VIPA (2.6) e observar o trade-off entre finesse e taxa de transferência. </li></ol></li><li> Se finesse e taxa de transferência não são satisfatórios voltar e fino-ajustar o alinhamento. Certifique-se de VIPA2 está no plano focal de S1. Repita as etapas 2.3.3 -2.7. </li></ol> 3. Vertical Stage do Spectrometer <ol><li> Deslize a VIPA (VIPA2), alinhados na parte 2, fora do feixe usando o estágio de translação (2.3.4). A fase horizontal do espectrómetro de agora irá se comportar como um 1: 1 sistema de imagem. </li><li> Monte a máscara vertical. <ol><li> Use parafusos de fixação para fixar a máscara vertical sobre um post. Aperte um post em um adaptador de pós braçadeira ângulo direito. Aperte um segundo post no adaptador de ângulo direito e colocá-lo em um suporte de pós. Montar o titular do lugar em um estágio de translação verticais, allowing a máscara para deslizar verticalmente dentro e para fora do caminho do feixe. (Figura 1) </li><li> Use parafusos da tampa para apertar o estágio de translação vertical sobre a mesa óptica de tal modo que a máscara vertical é fotografada acentuadamente na câmara EMCCD 200 mm à frente da S1. </li></ol></li><li> Montagem e alinhar a lente cilíndrica C1 (F = 200 mm) de 600 mm para a frente da máscara vertical. <ol><li> Parafuso do suporte cilíndrico lente, a um post. Aperte o cargo em um suporte post. Com cuidado, coloque C1 no suporte da lente e aperte os parafusos para fixá-lo no lugar. </li><li> Monte duas íris como descrito no 1.5.1. Antes de colocar C1 no caminho do feixe, inserir uma íris antes e uma íris após a posição desejada S1 (600 mm à frente da máscara vertical). Ajustar a altura das íris de tal modo que o feixe de forma limpa passa através de ambos. </li><li> Ponto C1 600 mm à frente da máscara vertical (Figura 1). Cuidadosamente ajustar a altura, inclinação e posição lateral de C1 atétanto, a reflexão de volta fora da lente e do feixe-vindo, estão centradas sobre a íris. Aperte o suporte pós exploração C1 na mesa óptica usando grampos de mesa. </li></ol></li><li> Mount VIPA1 no plano focal da lente cilíndrica (200 mm à frente do C1). <ol><li> Montar o suporte do VIPA em um post com o parafuso fornecido com o titular. Aperte o cargo em um suporte post. Aperte o titular do lugar em uma fase de tradução vertical. (Figura 1) </li><li> Coloque VIPA1 cuidadosamente no porta-VIPA com a entrada de fenda orientada horizontalmente. (Figura 1) </li><li> Fine-ajustar a posição da VIPA montagem para colocar VIPA1 exatamente no plano focal de C1. (Confira traçando a cintura do feixe com um cartão branco.) </li><li> Use parafusos da tampa para apertar o estágio de translação vertical sobre a mesa óptica e deslize VIPA1 fora do feixe utilizando o grau de liberdade do estágio de translação. </li></ol></li><li> Montar e alinhar oC2 lente cilíndrica (f = 200 mm) a 200 mm após VIPA1 e 200 mm para a frente da máscara verticais, seguindo o procedimento descrito no 3.3.1-3.3.3. Em vez de fixar o suporte de pós sobre a mesa óptica, montá-lo em um estágio de translação com o seu grau de liberdade orientada ao longo do eixo óptico. (Figura 1) Use os parafusos de fixação para apertar o estágio de translação sobre a mesa óptica. </li><li> Use a fase de tradução (3.4.4) para deslizar a entrada VIPA1 no caminho do feixe. Observar linhas horizontais na imagem da câmara. <ol><li> Fine-ajustar C2 usando o estágio de translação montado em 3.5 até que as linhas horizontais na imagem da câmara aparecem nítidas. </li></ol></li><li> Ajuste o espectro com o grau de inclinação vertical de liberdade no suporte do VIPA eo estágio de translação. Use o grau vertical-tradução de liberdade para ajustar a posição de entrada do feixe no etalon. Use o grau de inclinação vertical de liberdade para ajustar o ângulo de entrada do feixe no etalligar. </li><li> Meça finesse e taxa de transferência. <ol><li> Siga as etapas 2.7.1 -2.7.2 para gerar um gráfico de linha verticalmente através de uma imagem de tela da câmera. </li><li> Use o gráfico de linha para medir a finesse dividindo-se a distância entre duas linhas horizontais por sua largura à meia altura (FWHM). Apontar para&gt; 40. </li><li> Medir a taxa de transferência através da medição da potência com um medidor de energia imediatamente antes e depois VIPA1. Apontar para&gt; 30%. </li><li> Ajustar o ângulo de entrada vertical do feixe para o étalon com o grau de inclinação vertical de liberdade no suporte VIPA (3.7). Observe o trade-off entre finesse e taxa de transferência. </li></ol></li><li> Se finesse e taxa de transferência não são satisfatórios voltar e fino-ajustar o alinhamento. Certifique-se de VIPA1 está no plano focal de C1. Repita o passo 3.4.3-3.8. </li></ol> 4. A combinação das duas fases e alinhamento final <ol><li> Deslize em VIPA2. Observar pontos horizontalmente e verticalmente espaçadas. Estes pontos dere a assinatura espectral do laser de frequência única. Ajuste os estágios de translação dos VIPAs até os pontos estão no foco afiado. </li><li> Meça finesse e throughput do espectrômetro. <ol><li> Siga os passos 2.7.1.-2.7.2 para gerar um gráfico de linha em diagonal dois dos pontos laser. </li><li> Use o gráfico de linha para medir finesse dividindo a distância diagonal entre dois pontos pela sua largura à meia altura (FWHM). Apontar para&gt; 30. </li></ol></li><li> Criar uma caixa preta para colocar o espectrômetro. <ol><li> Use trilhos de construção para construir o esqueleto caixa, que deve incluir todo o espectrômetro do colimador fibra para a câmara CCD (63 em x 9 em x 15 polegadas). </li><li> Cubra o esqueleto caixa com Blackout Tecido e gravá-lo apertado nos cantos. Certifique-se de que as máscaras e os VIPAs são facilmente acessíveis. </li></ol></li><li> Ligar a fibra com uma sonda óptica padrão, tais como um microscópio confocal de reflectância 4. P ótico padrãovestes usadas para coletar a luz back-espalhados vai levar um sinal de Brillouin. </li></ol> 5. Medindo a Mudança Brillouin <ol><li> Máscaras de perto tanto a verticais e horizontais até a assinatura do laser desaparece. Mova os estágios de translação em conformidade. </li><li> Activar o ganho e aumentar o tempo de integração da câmara, tanto quanto possível, sem saturar a câmara EMCCD. </li><li> Observe a mudança de Brillouin de uma amostra. <ol><li> Colocar a amostra no centro de um microscópio confocal (ou outra sonda óptica). A resolução espacial dependerá da lente objectiva utilizada no microscópio confocal. Usar um prato de plástico ou uma cuvete para líquidos. Use Metanol para a primeira medição. </li></ol></li><li> Para otimizar a taxa de transferência espectrômetro, aberto uma máscara de cada vez e percorrer as ordens espectrômetro pela inclinação do VIPA e ajustar sua fase de tradução. Localizar a ordem pela qual o sinal é exibido o mais forte. Fechar máscara novamente até thsinal de laser e desaparece. Repetir com a outra máscara e VIPA (descrito em 2.6 e 3.7). </li><li> Realizar uma medição de amostra. <ol><li> Pegue uma imagem do espectro passo seguinte 2.7.1. </li><li> Obter medições de calibração, tomando uma imagem do espectro da água e do vidro (ou outra amostra com mudança de Brillouin conhecido). Salve a imagem clicando em &quot;Arquivo&quot; no canto superior esquerdo e escolha a opção &quot;salvar como&quot;. Guardar a imagem no formato &quot;.sif&quot; se a análise de dados é realizada no software da câmara. Salve a imagem em formato &quot;tif&quot; se a análise dos dados é realizado em outro programa computacional. </li></ol></li></ol> 6. Calibração e Análise do Espectro de Brillouin <ol><li> Determine o intervalo livre espectral (FSR) eo pixel EMCCD a taxa de conversão de frequência óptica (PR) no espectrómetro de Brillouin. <ol><li> Carregar os dados no software da câmera ou de outra computaprograma de software cional. </li><li> Siga o passo 2.7.2 para gerar um gráfico de linha em todo o espectro da imagem calibração água. </li><li> Encaixe os dois picos do espectro com curvas lorentzianas para determinar as posições de pico em termos de posição pixel (P Água-S, P Água-AS). Alternativamente, ler as posições de pico manualmente, tendo o ponto mais alto dos picos. </li><li> Repetir o passo 6.1.2-6.1.3 com o espectro da imagem de calibrao de vidro. </li><li> Como alternativa para 6.1.1-6.1.4, adicione ambos os quadros EMCCD e caber todos os quatro picos ao mesmo tempo. (Figura 2) </li><li> Calcule o PR usando a equação 1. Conecte os valores para P Água-AS e P Glass-como determinado em 6.1.3 e 6.1.4. Ω-AS vidro é conhecido por ser 29,3 GHz. Neste caso, uma vez que a faixa espectral livre é de apenas 20 GHz ele aparecerá alias com o deslocamento de 9,3 GHz de frequência. Para simplificar utilizar 9,3 GHz para Ω Glass-AS. Utilize 7.46 GHz para ΩÁgua-AS. <img alt="Equação 1" class="jove_content" p="" src="/files/ftp_upload/53468/53468eq1.jpg" /></li><li> Calcule o FSR usando a equação 2. Ligue os valores para P vidro-S, P Glass-AS e PR, calculadas em 6,16. Use 9,3 GHz para Ω Glass-AS. <img alt="Equação 2" class="jove_content" src="/files/ftp_upload/53468/53468eq2.jpg" /></li></ol></li></ol><img alt="Figura 2" class="jove_content" src="/files/ftp_upload/53468/53468fig2.jpg" /> Figura 2. calibração Spectrometer. Estrutura (A) câmera EMCCD obtidos a partir de amostra de calibração. (B) Lorentzian ajuste de curva (vermelha) para os dados medidos (azul). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53468/53468fig2large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <ol start="2"><li> Determinar a mudança de BrillouinUma amostra. <ol><li> Siga o passo 2.7.2 para gerar uma varredura de linha em todo o espectro da amostra. </li><li> Encaixe os dois picos do espectro com curvas lorentzianas para determinar as posições de pico em termos de posição pixel. Alternativamente, ler as posições de pico manualmente, tendo o ponto mais alto dos picos. </li><li> Use as seguintes equações 4 e 5 e os valores previamente calculados para FSR e PR para calcular a mudança de Brillouin da amostra. <img alt="Equação 3" class="jove_content" p="" src="/files/ftp_upload/53468/53468eq3.jpg" /></li></ol></li></ol>

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Giuliano Scarcelli and Seok H. Yun hold patents related to Brillouin spectroscopy technology.

Uma característica chave deste projeto espectrómetro de configuração é que as duas fases pode ser alinhada de modo independente. Quando um étalon VIPA é feita deslizar para fora do percurso óptico, as lentes restantes da fase espectrómetro de formar uma mistura 1: 1 sistema de imagem, de modo que o padrão espectral de cada estágio é fotografada para a câmara CCD. Portanto, é fácil de voltar para qualquer uma das etapas a melhorar o seu desempenho, sem afectar o alinhamento da outra fase. O conjunto de est...

Dispersão de Brillouin, primeiro descrito por Leon Brillouin 1 em 1922, é a dispersão elástica de luz a partir dos meios térmicos acústicos em forma de um sólido e a partir das flutuações térmicas de densidade em um líquido ou gás. O desvio espectral da luz difusa, geralmente na gama de sub-GHz, fornece informações sobre a interacção entre a luz incidente e as fonões acústicas da amostra. Como um resultado, ele pode fornecer informação útil sobre as propriedades viscoelásticas do material examinado. Na sua versão espontânea, geralmente a dispersão de Brillouin tem secções transversais da ordem de dispersão de Raman, resultando num sinal muito fraco. Além disso, as mudanças de freqüência de Brillouin são ordens de grandeza menor do que mudanças Raman. Como conseqüência, elasticamente espalhados luz (de Rayleigh ou espalhamento Mie), a luz difusa, e back-reflexões fora da amostra pode facilmente ofuscar a assinatura espectral Brillouin. Conseqüentemente, Um espectrômetro de Brillouin precisa não só alcançar sub-GHz resolução espectral, mas também alto contraste espectral ou extinção. Em espectrômetros de Brillouin tradicionais cumprimento desses requisitos, por monocromadores-grade de digitalização, métodos de espancamento ópticos, e, mais popularmente, a digitalização de várias passagens Fabry-Perot interferômetros 2. Estes métodos medir cada componente espectral em seqüência. Esta abordagem conduz a tempos de aquisição de um espectro de Brillouin única que varia de alguns minutos a várias horas, dependendo do instrumento e na amostra. O espectrômetro VIPA em duas fases, construído usando este protocolo, tem a capacidade de recolher todos os componentes espectrais dentro de menos de um segundo, proporcionando extinção suficiente (&gt; 60 dB) para suprimir eficazmente outros sinais espúrios 2. A integração dos etalons Vipa é o elemento-chave deste espectrômetro. Um VIPA é um étalon sólido com três diferentes cáreas flutuantes: na superfície da frente, uma tira de revestimento anti-reflexão estreita permite que a luz entre na VIPA, enquanto que o resto da superfície apresenta um (RH) de revestimento altamente reflector; na superfície traseira, um revestimento parcialmente reflector permite que uma pequena porção (~ 5%) de que a luz seja transmitida. Quando focado na entrada estreita do VIPA ligeiramente inclinada, o feixe de luz se reflete em sub-componentes com diferença de fase estável no VIPA 2. Interferência entre as sub componentes alcança a alta dispersão espectral aspirado. Alinhando dois VIPAs sequencialmente em configuração de eixo transversal apresenta dispersão espectral em direcções ortogonais 3. A dispersão espectral em direcções ortogonais espacialmente separa os picos de Brillouin de diafonia não desejada, o que faz com que seja possível pegar apenas o sinal de Brillouin. A Figura 1 mostra uma representação esquemática do espectrómetro de duas fases VIPA. As setas abaixo dos elementos ópticos indicar as degree de liberdade em que devem ser orientados os estágios de translação. <img alt="figura 1" class="jove_content" p="" src="/files/ftp_upload/53468/53468fig1.jpg" /> Figura 1. Configuração Instrumental. Uma fibra óptica proporciona o espalhamento de Brillouin no espectrómetro. Uma lente cilíndrica C1 (F = 200 mm) foca a luz para a entrada do primeiro VIPA (VIPA1). Outra lente cilíndrica C2 (F = 200 mm) mapeia a dispersão angular espectral para uma separação espacial no plano focal de C2. Neste plano, uma máscara vertical é utilizado para seleccionar a parte desejada do espectro. Uma configuração análoga segue, inclinado em 90 graus. O feixe passa através de uma lente esférica S1 (f = 200 mm) e é focada na abertura de entrada da segunda VIPA (VIPA2). Uma lente esférica S2 (f = 200 mm) cria o padrão separadas espectralmente bidimensional no seu plano focal, onde outro horizontal máscara é colocado. O hormáscara izontal é fotografada na câmara EMCCD utilizando um par de lente acromática. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53468/53468fig1large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> Um estudante de graduação com alguns cursos óptica e experiência básica de alinhamento deve ser capaz de construir e usar este espectrômetro de dois estágios. O espectrómetro foi recentemente mostrado para ser compatível com uma variedade de sondas ópticas 3,4,5 padrão (por exemplo, microscópio confocal, endoscópio, oftalmoscópio com lâmpada de fenda). Aqui, o espectrómetro está ligado a um microscópio confocal. A luz de laser está alinhado em um sistema de investigação microscópio invertido padrão depois de integrar um divisor de feixe 90:10. A luz de retroespalhamento a partir da amostra é acoplado a uma fibra de modo único, fazendo com que o microscópio confocal.

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		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">OPTICS:</td>
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			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">VIPA (virtual image phase array)</td>
			<td style="width:71px;">LIGH MACHINERY</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Quantity: 2</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Bundle of Three 423 Linear Stages with SM-25 Micrometers</td>
			<td style="width:71px;">NEWPORT</td>
			<td style="width:119px;">423-MIC&#160;</td>
			<td>Quantity: 1</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">SS Crossed-Roller Bearing Translation Stage, 0.5 in., 8-32, 1/4-20</td>
			<td style="width:71px;">NEWPORT</td>
			<td>9066-X</td>
			<td>Quantity: 1</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Vernier Micrometer, 13 mm Travel, 9 lb Load Capacity, 50.8 TPI</td>
			<td style="width:71px;">NEWPORT</td>
			<td>SM-13</td>
			<td>Quantity: 1</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Adjustable Width Slit</td>
			<td style="width:71px;">NEWPORT</td>
			<td>SV-0.5</td>
			<td>Quantity: 2</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Compact Dovetail Linear Stage, 0.20 in. Z Travel, 1.57x1.57x1.38 in.</td>
			<td style="width:71px;">NEWPORT</td>
			<td>DS40-Z</td>
			<td>Quantity: 2</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Slotted Base Plate, 25 or 40mm to 65mm Stage, 1.1 in. Range</td>
			<td style="width:71px;">NEWPORT</td>
			<td>B-2B</td>
			<td>Quantity: 2</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">&#216;1/2&#34; Optical Post, 8-32 Setscrew, 1/4&#34;-20 Tap, L = 2&#34;, 5 Pack</td>
			<td style="width:71px;">THORLABS</td>
			<td>TR2-P5</td>
			<td>Quantity: 2</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">&#216;1/2&#34; Post Holders, Spring-Loaded Hex-Locking Thumbscrews, L = 2&#34;, 5 Pack</td>
			<td style="width:71px;">THORLABS</td>
			<td>PH2-P5</td>
			<td>Quantity: 1</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">&#216;1/2&#34; Post Holders, Spring-Loaded Hex-Locking Thumbscrew, L = 3&#34;, 5 Pack</td>
			<td style="width:71px;">THORLABS</td>
			<td>PH3-P5</td>
			<td>Quantity: 1</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Imperial Lens Mount For 2&#34; Optics, 8-32 Tap</td>
			<td style="width:71px;">THORLABS</td>
			<td>LMR2</td>
			<td>Quantity: 2</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">f=200.0 mm, &#216;2&#34; Achromatic Doublet, ARC: 400-700 nm</td>
			<td style="width:71px;">THORLABS</td>
			<td>AC254-200-A</td>
			<td>Quantity: 2</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Kinematic Mount for up to 1.3&#34; (33 mm) Tall Rectangular Optics, Right Handed</td>
			<td style="width:71px;">THORLABS</td>
			<td>KM100C</td>
			<td>Quantity: 2</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Fixed Cylindrical Lens Mount, Max Optic Height: 1.60&#34; (40.6 mm)</td>
			<td style="width:71px;">THORLABS</td>
			<td>CH1A</td>
			<td>Quantity: 2</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">f = 200.00 mm, H = 30.00 mm, L = 32.0 mm, N-BK7 Plano-Convex Cylindrical Lens, Antireflection Coating: 350-700 nm</td>
			<td style="width:71px;">THORLABS</td>
			<td>L1653L1-A</td>
			<td>Quantity: 2</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Right-Angle Post Clamp, Fixed 90&#176; Adapter</td>
			<td style="width:71px;">THORLABS</td>
			<td>RA90</td>
			<td>Quantity: 1</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Adapter with External C-Mount Threads and Internal SM1 Threads</td>
			<td style="width:71px;">THORLABS</td>
			<td>SM1A9</td>
			<td>Quantity: 1</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Studded Pedestal Base Adapter, 1/4&#34;-20 Thread</td>
			<td style="width:71px;">THORLABS</td>
			<td>PB4</td>
			<td>Quantity: 2</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Spacer, 2&#34; x 3&#34;, 1.000&#34; Thick</td>
			<td style="width:71px;">THORLABS</td>
			<td>Ba2S7</td>
			<td>Quantity: 2</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">543 nm, f=15.01 mm, NA=0.17 FC/APC Fiber Collimation Pkg.</td>
			<td style="width:71px;">THORLABS</td>
			<td>F260APC-A</td>
			<td>Quantity: 1</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">SM1-Threaded Adapter for &#216;11 mm collimators</td>
			<td style="width:71px;">THORLABS</td>
			<td>Ad11F</td>
			<td>Quantity: 1</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Translating Lens Mount for &#216;1&#34; Optics, 1 Retaining Ring Included</td>
			<td style="width:71px;">THORLABS</td>
			<td>LM1XY</td>
			<td>Quantity: 1</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Single Mode Patch Cable, 450 - 600 nm, FC/APC, 2 m Long</td>
			<td style="width:71px;">THORLABS</td>
			<td>P3-460B-FC-2</td>
			<td>Quantity: 1</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">1:1 Matched Achr. Pair, f1=30 mm, f2=30 mm, BBAR 400-700 nm</td>
			<td style="width:71px;">THORLABS</td>
			<td>MAP103030-A</td>
			<td>Quantity: 1</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">SM1 Lens Tube&#8230;length to adjust depend on CCD, we have 3.5 inches</td>
			<td style="width:71px;">THORLABS</td>
			<td>SM1LXX</td>
			<td>Quantity: 1</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Base Adapters for &#216;1/2&#34; Post Holders and &#216;1&#34; Posts</td>
			<td style="width:71px;">THORLABS</td>
			<td>BE1</td>
			<td>Quantity: 8</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Clamping Forks for&#160; &#216;1/2&#34; Post Holders and &#216;1&#34; Posts</td>
			<td style="width:71px;">THORLABS</td>
			<td>CF125</td>
			<td>Quantity: 8</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">HW-KIT5 - 4-40 Cap Screw and Hardware Kit for Mini-Series&#160;</td>
			<td style="width:71px;">THORLABS</td>
			<td>HW-KIT5</td>
			<td>Quantity: 1</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">D20S - Standard Iris, &#216;20.0 mm Max Aperture&#160;</td>
			<td style="width:71px;">THORLABS</td>
			<td>D20S</td>
			<td>Quantity: 2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">FOR ENCLOSURE</td>
			<td style="width:71px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">25 mm Construction Rail, L = 21&#34;</td>
			<td style="width:71px;">THORLABS</td>
			<td>XE25L21</td>
			<td>Quantity: 6</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">1&#34; Construction Cube with Three 1/4&#34; (M6) Counterbored Holes</td>
			<td style="width:71px;">THORLABS</td>
			<td>RM1G</td>
			<td>Quantity: 8</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Right-Angle Bracket for 25 mm Rails</td>
			<td style="width:71px;">THORLABS</td>
			<td>XE25A90</td>
			<td>Quantity: 12</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">25 mm Construction Rail, L = 15&#34;</td>
			<td style="width:71px;">THORLABS</td>
			<td>XE25L15</td>
			<td>Quantity: 4&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">25 mm Construction Rail, L = 9&#34;</td>
			<td style="width:71px;">THORLABS</td>
			<td>XE25L09</td>
			<td>Quantity: 8</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">High Performance Black Masking Tape, 2&#34; x 60 yds. (50 mm x 55 m) Roll</td>
			<td style="width:71px;">THORLABS</td>
			<td>T743-2.0</td>
			<td>Quantity: 1</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Low-Profile T-Nut, 1/4&#34;-20 Tapped Hole, Qty: 10</td>
			<td style="width:71px;">THORLABS</td>
			<td>XE25T3</td>
			<td>Quantity: 1</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">&#160;1/4&#34;-20 Low-Profile Channel Screws (100 Screws/Box)</td>
			<td style="width:71px;">THORLABS</td>
			<td>SH25LP38</td>
			<td>Quantity: 1</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">60&#34; (W) x 3 yds. (L) x 0.005&#34; (T) (1.5 m x 2.7 m x 0.12 mm) Blackout Fabric</td>
			<td style="width:71px;">THORLABS</td>
			<td>BK5</td>
			<td>Quantity: 1</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td colspan="2" height="21" style="height:21px;">CAMERA,&#160; LASER and MICROSCOPE&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">EMCCD camera</td>
			<td style="width:71px;">ANDOR</td>
			<td style="width:119px;">iXon Ultra 897</td>
			<td>Quantity: 1</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">400 mW single mode green laser</td>
			<td style="width:71px;">LASER QUANTUM</td>
			<td style="width:119px;">torus 532</td>
			<td>Quantity: 1</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Research Inverted System Microscope&#160;</td>
			<td style="width:71px;">OLYMPUS</td>
			<td style="width:119px;">IX71</td>
			<td>Quantity: 1</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

high speed sub-ghz spectrometer for brillouin scattering analysis

O objetivo deste protocolo é para construir um alto-extinção paralela e de alta resolução espectrômetro de Brillouin óptica. Espectroscopia de Brillouin é um método de medida sem contacto, que pode ser utilizado para se obter as leituras directas de propriedades do material viscoelástico. Tem sido uma ferramenta útil na caracterização de materiais, monitoramento estrutural e sensoriamento ambiental. No passado, a espectroscopia de Brillouin tem geralmente empregue digitalização etalons Fabry-Perot para realizar a análise espectral. Este processo requer alta potência de iluminação e longos tempos de aquisição, tornando a técnica inadequada para aplicações biomédicas. Um romance espectrômetro recentemente introduzido supera este desafio, empregando dois VIPAs em uma configuração de eixo transversal. Esta inovação permite (GHz) Resolução análise espectral-Gigahertz sub com tempo de aquisição de sub-segundo e poder iluminação dentro dos limites de segurança de tecido biológico. As novas aplicações múltiplas facilitados por esta melhoria são currently sendo exploradas na pesquisa biológica e aplicações clínicas.

<html> A Figura 3 mostra os espectros de Brillouin representativa e seus ajustes para materiais diferentes. Os VIPAs têm ambos uma espessura de 5 mm, o que resulta numa FSR de cerca de 20 GHz. O tempo de integração para estas medições foi de 100 ms. 100 medições foram tomadas e média. Uma medida de calibração foi feita antes de adquirir os espectros. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/53468/53468fig3.jpg" /> <strong...

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High Speed Sub-GHz Spectrometer for Brillouin Scattering Analysis

Aqui apresentamos um protocolo para construir um espectrómetro de Brillouin rápida. Cascata matriz fase praticamente fotografada (Vipa) etalons alcançar uma velocidade de medição mais de 1.000 vezes mais rápido do que de digitalização tradicional espectrômetros Fabry-Perot. Este melhoramento proporciona os meios para análise de Brillouin de tecido e biomateriais em níveis baixos de potência in vivo.

Alta velocidade Spectrometer Sub-GHz para Brillouin Scattering Análise

The goal of this protocol is to build a parallel high-extinction and high-resolution optical Brillouin spectrometer. Brillouin spectroscopy is a ...

high-speed-sub-ghz-spectrometer-for-brillouin-scattering-analysis

Research

JoVE Journal

Bioengineering

14.9K visualizações.  University of Maryland.  Aqui apresentamos um protocolo para construir um espectrómetro de Brillouin rápida. Cascata matriz fase praticamente fotografada (Vipa) etalons alcançar uma velocidade de medição mais de 1.000 vezes mais rápido do que de digitalização tradicional espectrômetros Fabry-Perot. Este melhoramento proporciona os meios para análise de Brillouin de tecido e biomateriais em níveis baixos de potência in vivo. 

Vídeo: High Speed Sub-GHz Spectrometer for Brillouin Scattering Analysis

Polymer Microarrays for High Throughput Discovery of Biomaterials

The discovery of novel biomaterials that are optimized for a specific biological application is readily achieved using polymer microarrays, which allows a combinatorial library of materials to be screened in a parallel, high throughput format1. Herein is described the formation and characterization of a polymer microarray using an on-chip photopolymerization technique 2. This involves mixing monomers at varied ratios to produce a library of monomer solutions, transferring the solution to a glass slide format using a robotic printing device and curing with UV irradiation. This format is readily amenable to many biological assays, including stem cell attachment and proliferation, cell sorting and low bacterial adhesion, allowing the ready identification of 'hit' materials that fulfill a specific biological criterion3-5. Furthermore, the use of high throughput surface characterization (HTSC) allows the biological performance to be correlated with physio-chemical properties, hence elucidating the biological-material interaction6. HTSC makes use of water contact angle (WCA) measurements, atomic force microscopy (AFM), X-ray photoelectron spectroscopy (XPS) and time-of-flight secondary ion mass spectrometry (ToF-SIMS). In particular, ToF-SIMS provides a chemically rich analysis of the sample that can be used to correlate the cell response with a molecular moiety. In some cases, the biological performance can be predicted from the ToF-SIMS spectra, demonstrating the chemical dependence of a biological-material interaction, and informing the development of hit materials5,3.

A description of the formation of a polymer microarray using an on-chip photopolymerization technique. The high throughput surface characterization using atomic force microscopy, water contact angle measurements, X-ray photoelectron spectroscopy and time of flight secondary ion mass spectrometry and a cell attachment assay is also described.

Microarrays de polímeros para Discovery High Throughput de Biomateriais

The discovery of novel biomaterials that are optimized for a specific biological application is readily achieved using polymer microarrays, which allows a ...

Bioengenharia

Evaluation of Polymeric Gene Delivery Nanoparticles by Nanoparticle Tracking Analysis and High-throughput Flow Cytometry

Non-viral gene delivery using polymeric nanoparticles has emerged as an attractive approach for gene therapy to treat genetic diseases1 and as a technology for regenerative medicine2. Unlike viruses, which have significant safety issues, polymeric nanoparticles can be designed to be non-toxic, non-immunogenic, non-mutagenic, easier to synthesize, chemically versatile, capable of carrying larger nucleic acid cargo and biodegradable and/or environmentally responsive. Cationic polymers self-assemble with negatively charged DNA via electrostatic interaction to form complexes on the order of 100 nm that are commonly termed polymeric nanoparticles. Examples of biomaterials used to form nanoscale polycationic gene delivery nanoparticles include polylysine, polyphosphoesters, poly(amidoamines)s and polyethylenimine (PEI), which is a non-degradable off-the-shelf cationic polymer commonly used for nucleic acid delivery1,3 . Poly(beta-amino ester)s (PBAEs) are a newer class of cationic polymers4 that are hydrolytically degradable5,6 and have been shown to be effective at gene delivery to hard-to-transfect cell types such as human retinal endothelial cells (HRECs)7, mouse mammary epithelial cells8, human brain cancer cells9 and macrovascular (human umbilical vein, HUVECs) endothelial cells10.
A new protocol to characterize polymeric nanoparticles utilizing nanoparticle tracking analysis (NTA) is described. In this approach, both the particle size distribution and the distribution of the number of plasmids per particle are obtained11. In addition, a high-throughput 96-well plate transfection assay for rapid screening of the transfection efficacy of polymeric nanoparticles is presented. In this protocol, poly(beta-amino ester)s (PBAEs) are used as model polymers and human retinal endothelial cells (HRECs) are used as model human cells. This protocol can be easily adapted to evaluate any polymeric nanoparticle and any cell type of interest in a multi-well plate format.

A protocol for nanoparticle tracking analysis (NTA) and high-throughput flow cytometry to evaluate polymeric gene delivery nanoparticles is described. NTA is utilized to characterize the nanoparticle particle size distribution and the plasmid per particle distribution. High-throughput flow cytometry enables quantitative transfection efficacy evaluation for a library of gene delivery biomaterials.

Avaliação de Entrega Gene Polimérico Nanopartículas por Análise Nanoparticle Rastreamento e alta capacidade de Citometria de Fluxo

Non-viral gene delivery using polymeric nanoparticles has emerged as an attractive approach for gene therapy to treat genetic diseases1 and as a ...

Self-reporting Scaffolds for 3-Dimensional Cell Culture

Culturing cells in 3D on appropriate scaffolds is thought to better mimic the in vivo microenvironment and increase cell-cell interactions. The resulting 3D cellular construct can often be more relevant to studying the molecular events and cell-cell interactions than similar experiments studied in 2D. To create effective 3D cultures with high cell viability throughout the scaffold the culture conditions such as oxygen and pH need to be carefully controlled as gradients in analyte concentration can exist throughout the 3D construct. Here we describe the methods of preparing biocompatible pH responsive sol-gel nanosensors and their incorporation into poly(lactic-co-glycolic acid) (PLGA) electrospun scaffolds along with their subsequent preparation for the culture of mammalian cells. The pH responsive scaffolds can be used as tools to determine microenvironmental pH within a 3D cellular construct. Furthermore, we detail the delivery of pH responsive nanosensors to the intracellular environment of mammalian cells whose growth was supported by electrospun PLGA scaffolds. The cytoplasmic location of the pH responsive nanosensors can be utilized to monitor intracellular pH (pHi) during ongoing experimentation.

Biocompatible pH responsive sol-gel nanosensors can be incorporated into poly(lactic-co-glycolic acid) (PLGA) electrospun scaffolds. The produced self-reporting scaffolds can be used for in&#160;situ monitoring of microenvironmental conditions whilst culturing cells upon the scaffold. This is beneficial as the 3D cellular construct can be monitored in real-time without disturbing the experiment.

Andaimes auto-relato para cultura de células 3-Dimensional

Culturing cells in 3D on appropriate scaffolds is thought to better mimic the in vivo microenvironment and increase cell-cell interactions. The resulting ...

High-resolution Spatiotemporal Analysis of Receptor Dynamics by Single-molecule Fluorescence Microscopy

Single-molecule microscopy is emerging as a powerful approach to analyze the behavior of signaling molecules, in particular concerning those aspect (e.g., kinetics, coexistence of different states and populations, transient interactions), which are typically hidden in ensemble measurements, such as those obtained with standard biochemical or microscopy methods. Thus, dynamic events, such as receptor-receptor interactions, can be followed in real time in a living cell with high spatiotemporal resolution. This protocol describes a method based on labeling with small and bright organic fluorophores and total internal reflection fluorescence (TIRF) microscopy to directly visualize single receptors on the surface of living cells. This approach allows one to precisely localize receptors, measure the size of receptor complexes, and capture dynamic events such as transient receptor-receptor interactions. The protocol provides a detailed description of how to perform a single-molecule experiment, including sample preparation, image acquisition and image analysis. As an example, the application of this method to analyze two G-protein-coupled receptors, i.e., &#946;2-adrenergic and &#947;-aminobutyric acid type B (GABAB) receptor, is reported. The protocol can be adapted to other membrane proteins and different cell models, transfection methods and labeling strategies.

This protocol describes how to use total internal reflection fluorescence microscopy to visualize and track single receptors on the surface of living cells and thereby analyze receptor lateral mobility, size of receptor complexes as well as to visualize transient receptor-receptor interactions. This protocol can be extended to other membrane proteins.

De alta resolução espacial e temporal Análise de Receptor Dynamics por uma única molécula de microscopia de fluorescência

Single-molecule microscopy is emerging as a powerful approach to analyze the behavior of signaling molecules, in particular concerning those aspect (e.g., ...

A Guide to Structured Illumination TIRF Microscopy at High Speed with Multiple Colors

Optical super-resolution imaging with structured illumination microscopy (SIM) is a key technology for the visualization of processes at the molecular level in the chemical and biomedical sciences. Although commercial SIM systems are available, systems that are custom designed in the laboratory can outperform commercial systems, the latter typically designed for ease of use and general purpose applications, both in terms of imaging fidelity and speed. This article presents an in-depth guide to building a SIM system that uses total internal reflection (TIR) illumination and is capable of imaging at up to 10 Hz in three colors at a resolution reaching 100 nm. Due to the combination of SIM and TIRF, the system provides better image contrast than rival technologies. To achieve these specifications, several optical elements are used to enable automated control over the polarization state and spatial structure of the illumination light for all available excitation wavelengths. Full details on hardware implementation and control are given to achieve synchronization between excitation light pattern generation, wavelength, polarization state, and camera control with an emphasis on achieving maximum acquisition frame rate. A step-by-step protocol for system alignment and calibration is presented and the achievable resolution improvement is validated on ideal test samples. The capability for video-rate super-resolution imaging is demonstrated with living cells.

This article provides an in depth guide for the assembly and operation of a structured illumination microscope operating with total internal reflection fluorescence illumination (TIRF-SIM) to image dynamic biological processes with optical super-resolution in multiple colors.

Um Guia para Estruturado iluminação TIRF microscopia de alta velocidade com várias cores

Optical super-resolution imaging with structured illumination microscopy (SIM) is a key technology for the visualization of processes at the molecular ...

Preparation of Extracellular Matrix Protein Fibers for Brillouin Spectroscopy

Brillouin spectroscopy is an emerging technique in the biomedical field. It probes the mechanical properties of a sample through the interaction of visible light with thermally induced acoustic waves or phonons propagating at a speed of a few km/sec. Information on the elasticity and structure of the material is obtained in a nondestructive contactless manner, hence opening the way to in vivo applications and potential diagnosis of pathology. This work describes the application of Brillouin spectroscopy to the study of biomechanics in elastin and trypsin-digested type I collagen fibers of the extracellular matrix. Fibrous proteins of the extracellular matrix are the building blocks of biological tissues and investigating their mechanical and physical behavior is key to establishing structure-function relationships in normal tissues and the changes which occur in disease. The procedures of sample preparation followed by measurement of Brillouin spectra using a reflective substrate are presented together with details of the optical system and methods of spectral data analysis.

We present a protocol for the application of Brillouin light scattering spectroscopy to elastin and trypsin-purified type I collagen fibers of the extracellular matrix to extract their full elastic properties.

Preparação de Matriz Extracelular fibras de proteína de Brillouin Spectroscopy

Brillouin spectroscopy is an emerging technique in the biomedical field. It probes the mechanical properties of a sample through the interaction of ...

A High-throughput Cell Microarray Platform for Correlative Analysis of Cell Differentiation and Traction Forces

Microfabricated cellular microarrays, which consist of contact-printed combinations of biomolecules on an elastic hydrogel surface, provide a tightly controlled, high-throughput engineered system for measuring the impact of arrayed biochemical signals on cell differentiation. Recent efforts using cell microarrays have demonstrated their utility for combinatorial studies in which many microenvironmental factors are presented in parallel. However, these efforts have focused primarily on investigating the effects of biochemical cues on cell responses. Here, we present a cell microarray platform with tunable material properties for evaluating both cell differentiation by immunofluorescence and biomechanical cell&#8211;substrate interactions by traction force microscopy. To do so, we have developed two different formats utilizing polyacrylamide hydrogels of varying Young&#39;s modulus fabricated on either microscope slides or glass-bottom Petri dishes. We provide best practices and troubleshooting for the fabrication of microarrays on these hydrogel substrates, the subsequent cell culture on microarrays, and the acquisition of data. This platform is well-suited for use in investigations of biological processes for which both biochemical (e.g., extracellular matrix composition) and biophysical (e.g., substrate stiffness) cues may play significant, intersecting roles.

Cell differentiation is regulated by a host of microenvironmental factors, including both matrix composition and substrate material properties. We describe here a technique utilizing cell microarrays in conjunction with traction force microscopy to evaluate both cell differentiation and biomechanical cell&#8211;substrate interactions as a function of microenvironmental context.

Um de alta capacidade: Plataforma celular Microarray para Análise correlativa da diferenciação celular e forças de tração

Microfabricated cellular microarrays, which consist of contact-printed combinations of biomolecules on an elastic hydrogel surface, provide a tightly ...

Using Nanoplasmon-Enhanced Scattering and Low-Magnification Microscope Imaging to Quantify Tumor-Derived Exosomes

Infected or malignant cells frequently secrete more exosomes, leading to elevated levels of disease-associated exosomes in the circulation. These exosomes have the potential to serve as biomarkers for disease diagnosis and to monitor disease progression and treatment response. However, most exosome analysis procedures require exosome isolation and purification steps, which are usually time-consuming and labor-intensive, and thus of limited utility in clinical settings. This report describes a rapid procedure to analyze specific biomarkers on the outer membrane of exosomes without requiring separate isolation and purification steps. In this method, exosomes are captured on the surface of a slide by exosome-specific antibodies and then hybridized with nanoparticle-conjugated antibody probes specific to a disease. After hybridization, the abundance of the target exosome population is determined by analyzing low-magnification dark-field microscope (LMDFM) images of the bound nanoparticles. This approach can be easily adopted for research and clinical use to analyze membrane-associated exosome biomarkers linked to disease.

Clinical translation of exosome-derived biomarkers for diseased and malignant cells is hindered by the lack of rapid and accurate quantification methods. This report describes the use of low-magnification dark-field microscope images to quantify specific exosome subtypes in small volume serum or plasma samples.

Usando Nanoplasmon-Enhanced espalhamento e microscópio de baixa ampliação de imagem para quantificar Exosomas derivados do tumor

Infected or malignant cells frequently secrete more exosomes, leading to elevated levels of disease-associated exosomes in the circulation. These exosomes ...

Implementation of Interference Reflection Microscopy for Label-free, High-speed Imaging of Microtubules

There are several methods for visualizing purified biomolecules near surfaces. Total-internal reflection fluorescence (TIRF) microscopy is a commonly used method, but has the drawback that it requires fluorescent labeling, which can interfere with the activity of the molecules. Also, photobleaching and photodamage are concerns. In the case of microtubules, we have found that images of similar quality to TIRF can be obtained using interference reflection microscopy (IRM). This suggests that IRM might be a general technique for visualizing the dynamics of large biomolecules and oligomers in vitro. In this paper, we show how a fluorescence microscope can be modified simply to obtain IRM images. IRM is easier and considerably cheaper to implement than other contrast techniques such as differential interference contrast microcopy or interferometric scattering microscopy. It is also less susceptible to surface defects and solution impurities than darkfield microscopy. Using IRM, together with the image analysis software described in this paper, the field of view and the frame rate is limited only by the camera; with a sCMOS camera and&#160;wide-field&#160;illumination&#160;microtubule length can be measured with precision up to 20 nm with a bandwidth of 10 Hz.&#160;

This protocol is a guide for implementing interference reflection microscopy on a standard fluorescence microscope for label-free, high-contrast, high-speed imaging of microtubules using in vitro surfaces assays.

Implementação de microscopia de reflexão de interferência para imagens sem rótulo e alta velocidade de microtúbulos

There are several methods for visualizing purified biomolecules near surfaces. Total-internal reflection fluorescence (TIRF) microscopy is a commonly used ...

Substructure Analyzer: A User-Friendly Workflow for Rapid Exploration and Accurate Analysis of Cellular Bodies in Fluorescence Microscopy Images

The last decade has been characterized by breakthroughs in fluorescence microscopy techniques illustrated by spatial resolution improvement but also in live-cell imaging and high-throughput microscopy techniques. This led to a constant increase in the amount and complexity of the microscopy data for a single experiment. Because manual analysis of microscopy data is very time consuming, subjective, and prohibits quantitative analyses, automation of bioimage analysis is becoming almost unavoidable. We built an informatics workflow called Substructure Analyzer to fully automate signal analysis in bioimages from fluorescent microscopy. This workflow is developed on the user-friendly open-source platform Icy and is completed by functionalities from ImageJ. It includes the pre-processing of images to improve the signal to noise ratio, the individual segmentation of cells (detection of cell boundaries) and the detection/quantification of cell bodies enriched in specific cell compartments. The main advantage of this workflow is to propose complex bio-imaging functionalities to users without image analysis expertise through a user-friendly interface. Moreover, it is highly modular and adapted to several issues from the characterization of nuclear/cytoplasmic translocation to the comparative analysis of different cell bodies in different cellular sub-structures. The functionality of this workflow is illustrated through the study of the Cajal (coiled) Bodies under oxidative stress (OS) conditions. Data from fluorescence microscopy show that their integrity in human cells is impacted a few hours after the induction of OS. This effect is characterized by a decrease of coilin nucleation into characteristic Cajal Bodies, associated with a nucleoplasmic redistribution of coilin into an increased number of smaller foci. The central role of coilin in the exchange between CB components and the surrounding nucleoplasm suggests that OS induced redistribution of coilin could affect the composition and the functionality of Cajal Bodies.

We present a freely available workflow built for rapid exploration and accurate analysis of cellular bodies in specific cell compartments in fluorescence microscopy images. This user-friendly workflow is designed on the open-source software Icy and also uses ImageJ functionalities. The pipeline is affordable without knowledge in image analysis.

Analisador de subestrutura: Um fluxo de trabalho fácil de usar para exploração rápida e análise precisa de corpos celulares em imagens de microscopia de fluorescência

The last decade has been characterized by breakthroughs in fluorescence microscopy techniques illustrated by spatial resolution improvement but also in ...