A pesquisa relatada nesta publicação foi apoiada pela Universidade de Ciência e Tecnologia Rei Abdullah (KAUST).

CUIDADO: Consulte sempre todas as fichas de dados de segurança de materiais (FISPQ) relevantes antes de usar. Use todas as práticas de segurança adequadas e equipamentos de proteção individual (óculos de segurança, luvas, jaleco, calça comprida, sapatos fechados). Realizar todas as reações biológicas no exaustor biológico.
NOTA: Este protocolo destina-se a produzir 2 x 10 10 NWs/mL biofuncionalizados equivalentes a 0,36 mg de ferro/mL revestidos com anticorpos anti-CD44 com uma densidade de 3 x10 4 anticorpos/NW. Os NWs de óxido ferro-ferro (núcleo-casca) têm 2,5 μm de comprimento e diâmetro de 41,5 nm.
1. Liberação de nanofios de ferro
NOTA: O processo de fabricação dos NWs ferro/óxido de ferro foi explicado em detalhes em uma publicação anterior59.
<ol><li>Em uma esteira de corte, corte os discos de alumínio (Al) (Figura 2A) em pequenos pedaços (Figura 2B) usando uma lâmina de borda única e um martelo pequeno para encaixar em um tubo de 2 mL. Use uma pinça para transferir as pequenas peças de Al para o tubo.</li>
	<li>Preencher o tubo de 2 mL, contendo os pequenos pedaços de Al, com 1 mL de hidróxido de sódio (NaOH) 1 M. Certifique-se de que todas as peças de Al estão cobertas com o NaOH.</li>
	<li>Deixe a solução a funcionar durante 30 minutos à temperatura ambiente dentro de um exaustor de fumos químicos.</li>
	<li>Remova apenas as peças de Al usando a pinça e mantenha os NWs liberados (clusters pretos, Figura 3A) na solução de NaOH por mais 30 min. Não altere a solução de NaOH.</li>
	<li>Recolher os NWs colocando o tubo de 2 ml num rack magnético e aguardar 2 minutos antes de remover a solução antiga de NaOH 1 M. Substitua-o por solução fresca de NaOH.</li>
	<li>Sonicar o tubo de 2 mL contendo os NWs por 30 s e deixá-lo por 1 h dentro de um exaustor de fumaça química.</li>
	<li>Repita as etapas 1.5-1.6 pelo menos quatro vezes.</li>
	<li>Lave os NWs colocando o tubo de 2 mL no rack magnético e aguarde 2 min.</li>
	<li>Eliminar a solução de NaOH e substituí-la por 1 ml de etanol absoluto.</li>
	<li>Sonicate o tubo por 30 s.</li>
	<li>Coloque o tubo de 2 mL no rack magnético e aguarde 2 min.</li>
	<li>Descarte a solução antiga de etanol absoluto e substitua-a por 1 mL de etanol absoluto fresco e sonicate por 30 s.</li>
	<li>Repita as etapas 1.11 e 1.12 por pelo menos quatro vezes.</li>
	<li>Manter os NWs em 1 mL de etanol absoluto à temperatura ambiente até que sejam necessários.</li>
	<li>Medir a concentração de ferro e, portanto, os NWs usando espectrometria de massa com plasma indutivamente acoplado (ICP-MS). NOTA: O protocolo pode ser pausado aqui. No entanto, para armazenamento de longo prazo, não libere os NWs do modelo Al até que seja necessário. Manter os NWs liberados precipitando no etanol por um longo tempo sem sonicação frequente criará agregações que precisarão de tempos mais longos de sonicação para serem separadas.</li>
</ol>2. Revestimento dos nanofios com APTES
NOTA: Neste protocolo, 100 μL de solução de APTES (densidade de 0,946 g/mL61) é suficiente para revestir 1,6 x 107 m2/g de NWs. Se se verificar uma alteração do rácio ou da massa do nanomaterial, o volume APTES deve ser ajustado em conformidade.
<ol><li>Transfira os NWs da etapa 1.14 para um tubo de vidro de 5 mL usando uma pipeta de 1 mL.</li>
	<li>Para coletar os NWs deixados no tubo de 2 mL, lave o tubo vazio de 2 mL duas vezes adicionando 1 mL de etanol absoluto e transfira-o para o tubo de vidro de 5 mL usando uma pipeta de 1 mL.</li>
	<li>Usando a pipeta, pegue 100 μL de APTES e adicione-o diretamente à solução NW.</li>
	<li>Vórtice o tubo de vidro de 5 mL por 10 s.</li>
	<li>Ajuste o tubo de vidro de 5 mL na braçadeira de um suporte de retorta de laboratório.</li>
	<li>Coloque metade do tubo de vidro de 5 mL dentro da água do banho ultrassônico e sonicate por 1 h.</li>
	<li>Retirar o tubo de vidro de 5 mL do banho ultrassônico e adicionar 400 μL de água deionizada (DI) seguido de 20 μL de NaOH 1 M (catálise básica). CUIDADO: É importante adicionar a água DI primeiro.</li>
	<li>Ajustar o tubo de vidro de 5 mL, conforme explicado nas etapas 2.5-2.6, e sonicar por mais 1 h.</li>
	<li>Retire o tubo de vidro de 5 mL do banho ultrassônico.</li>
	<li>Coloque um ímã ao lado do tubo de vidro por 5 min para coletar os NWs.</li>
	<li>Substitua o sobrenadante por 1 mL de etanol absoluto fresco e sonicate por 10 s.</li>
	<li>Repita as etapas 2.10-2.11 quatro vezes.</li>
	<li>Transfira todos os NWs de etanol suspenso para um novo tubo de vidro de 5 mL usando uma pipeta de 1 mL. NOTA: Os NWs revestidos com APTES podem ser armazenados em um tubo de vidro com etanol até que sejam necessários. O protocolo pode ser pausado aqui.</li>
</ol>3. Biofuncionalização dos nanofios
<ol><li>Ativando os anticorpos NOTA: Para atingir aproximadamente 3 x 104 partes de anticorpo/NW, use 30 μL de anticorpo (1 mg/mL) por 0,1 mg de ferro.<ol><li>Em um tubo de 2 mL, dissolver 0,4 mg de 3-3-dimetil-aminopropilcarbodiimida (EDC) e 1,1 mg de sulfo-N-hidroxisulfosuccinimida (Sulfo-NHS) em 1 mL de hidrato de ácido etanossulfônico 2-N-morfolino (MES) (pH 4,7). NOTA: A mistura EDC/sulfo-NHS deve ser fresca e preparada antes de usar.</li>
		<li>Em um novo tubo de 2 mL, adicionar 30 μL de anticorpo anti-CD44 (1 mg/mL), 960 μL de 0,1 M de solução salina tamponada com fosfato (PBS, pH 7) e 10 μL da mistura EDC/sulfo-NHS (preparada na etapa 3.1.1), respectivamente.</li>
		<li>Colocar o tubo de 2 ml num agitador de tubo a 10 x g durante 15 minutos à temperatura ambiente.</li>
	</ol></li>
	<li>Preparação dos nanofios revestidos com APTES<ol><li>Durante os 15 min de incubação na etapa 3.1.3, lave os NWs colocando um ímã ao lado do tubo de NWs revestido com APTES (da etapa 2.13) por 2 min para coletar os NWs.</li>
		<li>Descarte o etanol e substitua-o por 1 mL de PBS 0,1 M (pH 7) e, em seguida, sonicate por 10 s.</li>
		<li>Repita a etapa 3.2.1-3.2.2 quatro vezes.</li>
		<li>Colete os NWs, conforme explicado na etapa 3.2.1, e descarte o PBS de 0,1 M. Mantenha os NWs no tubo sem qualquer solução.</li>
	</ol></li>
	<li>Fixação dos anticorpos<ol><li>Transferir toda a solução de anticorpos activados (preparada na etapa 3.1.3) para o tubo NWs (preparado no ponto 3.2.4) e sonicar durante 10 s.</li>
		<li>Coloque o tubo de vidro no rotador durante a noite a 4 °C.</li>
		<li>Recolher os NWs usando um ímã como na etapa 3.2.1 e descartar o sobrenadante.</li>
		<li>Adicionar 1 mL de solução de albumina de soro bovino (BSA) a 2% por 1 h a 4 °C para bloquear a reação.</li>
		<li>Verificar a antigenicidade dos NWs funcionalizados com anticorpos, por exemplo, usando ensaios de imunoprecipitação (IP) e western blot (WB). NOTA: Para obter melhores resultados, use os NWs biofuncionalizados no ensaio de IP, WB ou biocompatibilidade imediatamente após a etapa de bloqueio.</li>
	</ol></li>
</ol>4. Ensaio de biocompatibilidade
NOTA: Para estudar a biocompatibilidade dos NWs, vários ensaios de viabilidade celular e diferentes linhagens celulares podem ser empregados. A concentração dos NWs aqui utilizados é baseada em publicação anterior16. A semeadura celular deve ser feita um dia antes da biofuncionalização do NW.
ATENÇÃO: Todas as etapas abaixo devem ser feitas sob o gabinete de biossegurança.
<ol><li>Em uma placa de 96 poços, semeie nove poços com 4 x 104 de células de câncer de cólon (linhagem celular HCT116) suspensas em meio de cultura celular de McCoy (100 μL/poço) e coloque-as dentro da incubadora durante a noite a 37 °C e 5% de dióxido de carbono (CO2).</li>
	<li>Lavar os NWs (do passo 3.3.4) com PBS, recolhendo-os com um íman como no passo 3.2.1 e substituir a solução antiga por 1 ml de PBS 0,01 M (pH 7). Repita esta etapa três vezes.</li>
	<li>Lave os NWs (da etapa 4.2) com a mídia de McCoy aquecida, coletando-os usando um ímã como na etapa 3.2.1 e substitua a PBS antiga por 1 mL de mídia de McCoy aquecida. Repita esta etapa três vezes.</li>
	<li>Coletar os NWs (da etapa 4.3) usando um ímã como na etapa 3.2.1 e substituir o 1 mL de meio de McCoy aquecido por 900 μL de meio de McCoy aquecido. A concentração de NWs deve ser de 0,02 mg de NWs por mL.</li>
	<li>Leve a placa de 96 poços (do passo 4.1) da incubadora para o gabinete de biossegurança.</li>
	<li>Sob o gabinete de biossegurança, elimine o meio antigo das células e substitua-o por 100 μL de NWs suspensos (preparados na etapa 4.4).</li>
	<li>Agitar manualmente a placa (preparada no passo 4.6) e, em seguida, incubá-la durante 24 h no interior da incubadora a 37 °C e 5% de CO2.</li>
	<li>No dia seguinte, retire a placa de 96 poços (preparada na etapa 4.7) da incubadora. Sob o gabinete de biossegurança, adicionar 11 μL do reagente de viabilidade celular (Tabela de Materiais) a cada poço usando a pipeta multiparede.</li>
	<li>Agite o prato com o agitador de pratos a uma velocidade de 10 x g por 10 s.</li>
	<li>Incubar a placa por 1 h na incubadora.</li>
	<li>Retire a placa de 96 poços (preparada na etapa 4.10) da incubadora. Leia a placa no leitor de microplacas (Tabela de Materiais) medindo a absorbância do reagente de viabilidade celular (excitação 540 nm, emissão 590 nm).</li>
</ol>

Os autores não têm nada a revelar.

Como acontece com qualquer método de fabricação e revestimento de nanomateriais, é necessária uma alta qualidade das soluções utilizadas. As soluções de liberação (NaOH 1M) e funcionalização (MES) podem ser reutilizadas várias vezes. No entanto, verificar seu valor de pH antes de iniciar um novo processo é muito importante. Na etapa de liberação, a lavagem dos NWs com NaOH deve ser realizada pelo menos quatro vezes. Quanto melhor a lavagem, melhor a estabilidade dos NWs e menos agregados. A camada de óxido aumenta a estabilidade dos NWs após imersão em etanol ou água63.
O diâmetro e o comprimento dos NWs foram afetados após o revestimento com APTES e anticorpos. Aqui, o diâmetro aumentou de 41,5 nm para 70 nm, e o comprimento diminuiu de 2,5 μm para 1,6 μm, devido às etapas de sonicação que quebram os NWs. Portanto, é essencial caracterizar a morfologia dos NWs após a etapa de biofuncionalização.
A ligação dos anticorpos aos NWs depende da interação covalente entre o grupo amina (no APTES) e o grupo carboxila (no anticorpo). Portanto, a confirmação da presença do revestimento APTES é uma etapa importante, para a qual utilizamos o mapeamento EELS. O método de revestimento é seguro e direto. Não necessita de altas temperaturas ou longos tempos de incubação. Além disso, o revestimento APTES funciona como um ligante para permitir a ligação covalente de outros anticorpos ou proteínas que tem um grupo carboxila.
No caso da biofuncionalização dos NWs com um anticorpo, a antigenicidade dos sítios de ligação dos anticorpos após o processo de biofuncionalização pode ser afetada. O método IP e WB pode ser usado para investigar esse problema. A utilização do método de biofuncionalização mencionado neste protocolo permitirá que os anticorpos se liguem aos NWs com alta antigenicidade a um receptor celular específico. Além disso, a biofuncionalização dos NWs com anticorpos adicionou a capacidade de atingir as células com o receptor de interesse, CD44 aqui. Isso foi confirmado por microscopia confocal. Embora a biocompatibilidade dos NWs não recobertos tenha sido alta (>95%), a adição de APTES ou anticorpos aos NWs aumentou sua biocompatibilidade em 100%.
Além disso, o protocolo de revestimento e biofuncionalização é eficiente, econômico e reprodutível. Deve ser aplicável a qualquer outro nanomaterial de óxido de ferro-ferro, pelo que a concentração do revestimento e dos anticorpos ligados deve ser otimizada com base na área de superfície e na massa do nanomaterial. Este protocolo pode ser feito com segurança em condições ambientais no laboratório geral. A biofuncionalização aumentou significativamente a biocompatibilidade do nanomaterial e sua capacidade de direcionamento. Em geral, os NWs são materiais extremamente promissores para aplicações nanomédicas (incluindo tratamentos multimodais ou combinatórios, detecção ou orientação celular e sensoriamento biológico). Combinado com a biofuncionalização, como descrito aqui, o direcionamento celular específico pode ser alcançado para maior precisão e eficácia.

Uma propriedade única dos nanomateriais magnéticos é sua capacidade de responder a campos magnéticos1, que podem ser utilizados beneficamente para atuá-los de muitas maneiras, enquanto eles também podem ser monitorados, por exemplo, por ressonância magnética (RM). Ao aplicarem um campo magnético alternado em alta frequência, podem gerar calor, o que pode induzir hipertermia, fornecendo uma opção terapêutica1. Outra abordagem é o tratamento fototérmico, que pode ser realizado com laser de infravermelho próximo (NIR) 2,3.
Dentre o grande número de nanomateriais magnéticos, o óxido de ferro tem recebido maior atenção em aplicações biológicas como separação magnética, hipertermia2,4, orientação celular5, liberação defármacos 6,7,8 e como agente de contraste em RM 9,10. Isso se deve à sua alta biocompatibilidade 11,12, grande magnetização 11,12, capacidade de serem revestidos 9,13,14,15, capacidade de carrear fármacos 2,16, capacidade de serem funcionalizados com fármacos2,16 e/ou agentes alvo12,13,17,18, e capacidade de converter energia óptica em calor2. Recentemente, o MagForce iniciou ensaios clínicos em pacientes com câncer usando nanopartículas de óxido de ferro para o tratamento da hipertermia19.
Ultimamente, os nanofios magnéticos (NWs) têm sido cada vez mais explorados para aplicações biomédicas3,11,16,20,21,22. Possuem propriedades semelhantes às nanoesferas magnéticas, mas oferecem uma forma anisotrópica e um momento magnético muito grande, o que permite um controle remoto muito eficiente por um campo magnético23,24, incluindo atuação de baixa frequência para induzir efeitos magnetomecânicos 25,26,27,28,29. Como consequência, os NWs têm sido implementados para diferentes aplicações biológicas, tais como isolamento de exossomos30 rastreamento celular 21, tratamento de câncer 3,11,16, liberação de drogas 16,31,32 e como agente de contraste para RM 33.
Nanomateriais magnéticos biofuncionalizados com capacidade específica de segmentação celular têm grande potencial para aplicações biomédicas e em medicina de precisão34,35. Para fixar esses agentes de ataque, é necessária uma modificação de superfície nos nanomateriais. Normalmente, eles precisam de um revestimento que forneça um grupo funcional, o que facilita a fixação dos agentes de tratamento. Na literatura, há um grande número de revestimentos orgânicos e inorgânicos para nanomateriais magnéticos. Com base no grupo funcional que pode ser imobilizado ao nanomaterial, esses revestimentos podem ser categorizados em quatro grupos principais: moléculas baseadas em grupos ácido carboxílico, polímeros, histidina e moléculas baseadas em grupos silano.
A base de moléculas em grupos ácidos carboxílicos é um dos métodos de modificação de superfície. Utiliza a alta afinidade entre o grupo ácido carboxílico negativo no revestimento e a carga positiva nos nanomateriais magnéticos36,37,38. O processo de ligação de um ácido carboxílico a uma superfície metálica pode envolver a geração de sais metal-carboxilato ou a adesão do grupo carboxila ao metal. No entanto, para NWs multissegmentados, como os NWs de ferro/ouro ou níquel/ouro, que apresentam excelentes propriedades para bioaplicações39,40, esse tipo de revestimento não pode ser aplicado facilmente. Requer dois revestimentos diferentes ao mesmo tempo: grupos tióis para modificar os segmentos de ouro e grupos carboxila para segmentos magnéticos (ferro ou níquel)38. Alguns exemplos de moléculas baseadas em grupos carboxila são a hematoporfirina, o ácido pimérico, o ácido palmítico e o ácido 3-[(2-aminoetil) ditio] propiônico (PEEDA)38. Modificações superficiais de nanomateriais magnéticos usando polímeros oferecem algumas vantagens distintas. Devido ao grande peso molecular dos polímeros, aumenta a estabilidade do nanomaterial magnético em uma solução38. No entanto, aumentará significativamente o tamanho do nanomaterial38. Polivinilpirrolidona (PVP), polietilenoimina (PEI), ácido aspártico arginina-glicina-D (RGD) e polietilenoglicol (PEG) são alguns exemplos dos polímeros mais comumente usados para modificações de superfície. Cada um tem suas características e usa38. O terceiro método de modificação de superfície é usando um revestimento de histidina. A histidina é uma proteína com uma cadeia lateral de aminoácidos histidina que tem uma alta afinidade por um número limitado de nanomateriais magnéticos, como o níquel38. Pode ser empregada em processos de purificação de proteínas 38,41,42. Um revestimento de histidina também pode ser aplicado a NWs multissegmentados, como NWs de níquel/ouro38. A silanização da superfície de um nanomaterial é um processo bem estabelecido 38,43,44. Baseia-se em um átomo de silício ligado a qualquer superfície de óxido metálico através de três ligações simples, e ao mesmo tempo este átomo de silício está se ligando ao grupo funcional na extremidade através de uma cadeia alquila 38,43,44. A vantagem desse revestimento é fornecer grupos aminas livres, e tem a capacidade de revestir materiais magnéticos e não magnéticos38,45, como níquel e ouro, respectivamente. Portanto, o uso de moléculas baseadas no grupo salino é uma rota prática para biofuncionalizar NWs multissegmentados. Alguns exemplos de moléculas baseadas em grupos silanos são o (3-aminopropil) trietoxisilano (APTES) e o (3-aminopropil) trimetoxissilano (APTMS)38,45.
A adição de um agente alvo ao revestimento pode desempenhar um papel significativo tanto no diagnóstico quanto no tratamento de células doentes e, ao mesmo tempo, minimizar os efeitos colaterais em tecidos saudáveis46,47. A adição de um agente alvo na superfície dos nanomateriais aumenta tanto a ligação seletiva celular quanto a internalização por meio de receptores de endocitose7. Sem esses ligantes-alvo, os nanomateriais interagem de forma não específica com as membranas celulares, que se ligam a uma taxa menor em comparação com os nanomateriais com os ligantes48. Um dos desafios de atingir tecidos cancerosos é a sua semelhança característica com tecidos saudáveis. Portanto, o sucesso do direcionamento depende principalmente da determinação do ligante apropriado para uso como alvo biológico 49,50. Vários agentes de direcionamento têm sido empregados para direcionar nanomateriais para células cancerosas48,51 (por exemplo, CD44, devido à sua alta expressão em células cancerosas em comparação com células saudáveis52,53,54,55).
Os agentes de segmentação podem ser categorizados em três grupos principais, com base nos componentes de que são feitos e em sua complexidade: segmentação baseada em aptâmero, direcionamento baseado em ligantes e direcionamento baseado em anticorpos. Os aptâmeros são fitas curtas de DNA ou RNA-oligonucleotídeos sintetizadas quimicamente que são dobradas em estruturas bidimensionais e tridimensionais, tornando-as capazes de atingir um antígeno específico, na maioria das vezes proteínas56. O direcionamento baseado em ligantes inclui peptídeos e cadeias curtas de aminoácidos57. A segmentação baseada em anticorpos envolve o uso de um anticorpo inteiro ou fragmentos de anticorpos, como fragmentos variáveis de cadeia única ou fragmentos de ligação a antígenos51. O uso desse método tem a vantagem de possuir dois sítios de ligação com alta afinidade de ligação ao seu antígeno-alvo específico, o que lhe confere uma seletividade extremamente alta58. Os sítios de ligação são análogos a uma fechadura e o antígeno a uma chave58.
Neste trabalho, os NWs utilizados foram confeccionados por eletrodeposição sobre membranas de óxido de alumínio, método descrito em detalhes em publicaçãoanterior59. O foco aqui, é liberar esses NWs de óxido de ferro-ferro (núcleo-casca) das membranas e biofuncionalizá-los com anticorpos específicos para fornecer uma capacidade de alvo. Os anticorpos não podem se ligar diretamente aos NWs de óxido de ferro-ferro e requerem um ligante. O revestimento dos NWs com APTES fornece grupos amina livres, permitindo a fixação covalente via grupo carboxila nos anticorpos (Figura 1). A vantagem do revestimento APTES é sua capacidade de trabalhar para materiais magnéticos21 e não magnéticos60 , como ferro/ouro ou níquel/ouro NWs45. Todas as etapas de revestimento e biofuncionalização explicadas neste protocolo podem ser utilizadas com qualquer nanomaterial ferro/óxido de ferro, em geral. NWs ferro/óxido de ferro foram usados aqui como exemplo. Os resultados mostram que os NWs funcionalizados com anticorpos possuem alta antigenicidade para receptores específicos de superfície celular, que podem ser utilizados para diferentes aplicações. Exemplos incluem separação celular, liberação de drogas, tratamento específico de células cancerígenas usando tratamentos fototérmicos e/ou magnetomecânicos.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>2 mL tube (snap-cap Microcentrifuge)</td>
			<td>Eppendorf, Fisherscientific</td>
			<td>05-402-7</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-N-Morpholino EthaneSulfonic acid hydrate 99% (MES)</td>
			<td>Thermscientific</td>
			<td>AC172590250</td>
			<td>Concentration 0.1 M and pH 4.7</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3-3-Dimethyl-aminopropyl Carbodiimide (EDC)</td>
			<td>Thermofisher</td>
			<td>PG82079</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3-AminoPropyl-Tri-Ethoxy-Silane (APTES)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>919302</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5 mL glass tube</td>
			<td>Fisherscientific</td>
			<td>03-339-22C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>96-well plate ( flat bottom)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>CLS3595</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-CD44 antibody</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>550990</td>
			<td>Clone 515, concentration 1 mg/mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>APTES ((3-Aminopropyl)triethoxysilane), 99%</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>919-30-2</td>
			<td>Concentration 99%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BCA assay (Pierce BCA Protein Assay Kit)</td>
			<td>Thermofisher</td>
			<td>23225</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bovine Serum Albumin solution (BSA)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>9048-46-8</td>
			<td>Concentration 35%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell incubator</td>
			<td>Thermofisher</td>
			<td>50116047</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell viability reagent</td>
			<td>AlamarBlue,Thermofisher</td>
			<td>DAL1025</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Colon cancer cells - HCT116 cell line</td>
			<td>ATCC</td>
			<td>430641</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hardwood Hammer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Any hammer tool can be used, there is no specific brand.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inductively coupled plasma Mass Spectrometer (ICP-MS)</td>
			<td>Perkin Elmer</td>
			<td>ELAN 9000 ICP-MS</td>
			<td>The used software is &#34;Elan instrument control session&#34;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laboratory Retort Stand with Clamp</td>
			<td>RVFM</td>
			<td>13-0140</td>
			<td>This is used to handle the 5 mL glass tube in the sonicator bath.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Magnetic rack (DynaMag-2 Magnet)</td>
			<td>Thermofisher</td>
			<td>12321D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>McCoy&#8217;s 5A Medium 1x</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>16600082</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microplate reader (Bio-Rad xMark Absorbance Spectrophotometer)</td>
			<td>Bio-Rad</td>
			<td>1681150</td>
			<td>Microplate Manager 6 software (#168-9520)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate buffered saline (PBS) 10x</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>14200067</td>
			<td>Concentration 0.1 M (No calcuim, no magnesium)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate buffered saline (PBS) 1x</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>14190136</td>
			<td>Concentration 0.01 M (No calcuim, no magnesium)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plate shaker (Microplate Genie)</td>
			<td>Scientific Industries (Genie)</td>
			<td>SI-0400</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Single Edge Razor blades</td>
			<td>Polysciences</td>
			<td>08410-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodum hydrixide (NaOH)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>1310-73-2</td>
			<td>Concentration 1 M, pH 13</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sulfo-N-HydroxySulfosuccinimide (sulfo-NHS)</td>
			<td>Thermofisher</td>
			<td>106627-54-7</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin</td>
			<td>ATCC</td>
			<td>30-2101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tube rotator</td>
			<td>VWR</td>
			<td>10136-084</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tube shaker (Eppendorf Thermomixer R Mixer, 2.0 mL)</td>
			<td>Eppendorf, Fisherscientific</td>
			<td>05-400-204</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrasonic bath (2510)</td>
			<td>Branson</td>
			<td>2489502</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

biofunctionalization of magnetic nanomaterials

Nanomateriais magnéticos têm recebido grande atenção em diferentes aplicações biomédicas. Biofuncionalizar esses nanomateriais com agentes alvo específicos é um aspecto crucial para aumentar sua eficácia em diagnósticos e tratamentos, minimizando os efeitos colaterais. O benefício dos nanomateriais magnéticos em comparação com os não magnéticos é a sua capacidade de responder a campos magnéticos de uma forma livre de contacto e a grandes distâncias. Isso permite guiá-los ou acumulá-los, enquanto eles também podem ser monitorados. Recentemente, nanofios magnéticos (NWs) com características únicas foram desenvolvidos para aplicações biomédicas. O grande momento magnético desses NWs permite um controle remoto mais eficiente de seu movimento por um campo magnético. Isso tem sido utilizado com grande sucesso no tratamento do câncer, liberação de drogas, traçado celular, diferenciação de células-tronco ou ressonância magnética. Além disso, a fabricação de NW por deposição eletroquímica assistida por molde fornece um método versátil com controle rígido sobre as propriedades de NW. Especialmente NWs de ferro e NWs de óxido de ferro-ferro (núcleo-casca) são adequados para aplicações biomédicas, devido à sua alta magnetização e baixa toxicidade.
Neste trabalho, nós fornecemos um método para biofuncionalizar NWs de ferro/óxido de ferro com anticorpos específicos direcionados contra um marcador específico de superfície celular que é superexpresso em um grande número de células cancerosas. Uma vez que o método utiliza as propriedades da superfície do óxido de ferro, ele também é aplicável a nanopartículas superparamagnéticas de óxido de ferro. Os NWs são primeiramente revestidos com 3-aminopropil-tri-etoxi-silano (APTES) atuando como um ligante, ao qual os anticorpos estão ligados covalentemente. O revestimento APTES e a biofuncionalização de anticorpos são comprovados por espectroscopia de perda de energia eletrônica (EELS) e medidas de potencial zeta. Além disso, a antigenicidade dos anticorpos nos NWs é testada usando imunoprecipitação e western blot. O direcionamento específico dos NWs biofuncionalizados e sua biocompatibilidade são estudados por microscopia confocal e ensaio de viabilidade celular.

É importante cortar os discos de alumínio (Al) (Figura 2A) em pequenos pedaços (Figura 2B) para encaixar no tubo utilizado. Depois de adicionar 1 M de NaOH às peças de Al, uma reação deve começar imediatamente, o que é observado pela criação de bolhas. Se nenhuma reação ocorrer em 1 min ou se a reação for muito rápida e a solução ficar completamente turva com uma nuvem branca, remova a solução antiga de NaOH imediatamente e substitua-a por uma solução nova. Verifique o valor de pH da solução de NaOH. Deve ser pH>12. Quando os NWs forem liberados das peças de Al nos primeiros 30 min com NaOH, os NWs (clusters pretos, Figura 3A) estarão flutuando dentro da solução de NaOH. Na última etapa de liberação dos NWs, a solução deve ser homogênea. Nenhum cluster de NWs deve estar presente (Figura 3B). Se os NWs foram coletados com um ímã por 3 min, a solução deveria estar clara e a pelota NW deveria ser preta (Figura 3C). Se o pellet estiver cinza, descarte o tubo e comece novamente com uma nova amostra de Al.
Durante o processo de liberação, os NWs obtêm uma camada de óxido de ferro nativo com cerca de 5 nm de espessura, semelhante a relatos anteriores11,16,20. Esta camada de óxido tem importante contribuição para a biocompatibilidade 16, funcionalização16,18 e propriedades magnéticas20 dos NWs. No entanto, manter os NWs em seu modelo (ou seja, não liberá-los) até que seja necessário evitará que eles tenham efeitos ambientais sobre eles. O diâmetro e o comprimento médios dos NWs após o processo de liberação foram de 2,5 μm e 41,5 nm, respectivamente. A massa de um único NW pode ser calculada como explicado na Tabela 1 e confirmada por espectroscopia de massa com plasma indutivamente acoplado (ICP-MS). Aqui, cada disco de alumina continha cerca de 0,3 mg de ferro.
Para reduzir a agregação dos NWs após a liberação e permitir uma maior funcionalização, os NWs foram revestidos com APTES. Este revestimento fornece grupos amina livres e tem a capacidade de revestir materiais magnéticos e não magnéticos39,45, tornando-o adequado para o revestimento de NWs multi-segmentados, como NWs de ferro/ouro. Durante o revestimento dos nanofios, é importante focar em duas coisas. Primeiro, calcule o volume necessário das moléculas APTES62 com base na área de superfície e na massa dos NWs. Esses cálculos foram apresentados na Tabela 2. Em segundo lugar, mantenha os nanofios em um movimento contínuo para evitar sua aglomeração e o bloqueio de algumas partes das superfícies NW do revestimento APTES. Por exemplo, neste protocolo, os nanofios foram incubados sob o banho ultrassônico e rotador durante o revestimento APTES e funcionalização do anticorpo, respectivamente. Cada molécula APTES contém um átomo de silício e um grupo amina funcional terminal21. Portanto, mapas de espectroscopia de perda de energia eletrônica (EELS) podem ser usados para confirmar a presença do revestimento APTES mostrando átomos de silício (cor rosa) na superfície NW (Figura 4A). Em contraste, os NWs não revestidos mostram os átomos de ferro em azul casca (Figura 4B) e os átomos de mistura ferro/oxigênio em azul claro (Figura 4B). O mapeamento EELS correspondente de NWs não revestidos (Figura 4C,4D) mostra uma maior intensidade de ferro versus oxigênio no centro (Figura 4C) do que na superfície (Figura 4D), indicando uma estrutura ferro-óxido (núcleo-casca). No mapeamento EELS (Figura 4 C,4D) identificou-se que a camada de óxido de ferro nos NWs é Fe 3 O4 mais Fe do que Fe2O3, o que é semelhante a uma publicação anterior20.
A antigenicidade dos anticorpos aderidos pode ser confirmada usando os ensaios IP e WB, onde uma banda pode ser observada na amostra positiva, mas não nos controles negativos (Figura 5). Note que para observar uma banda clara, não use menos de 0,1 mg de NWs/10 x 106 células. O ensaio de BCA (Tabela de Materiais) em combinação com alguns cálculos apresentados na Tabela 3 foi usado para quantificar o número de anticorpos no NW.
Além disso, a medida do potencial zeta foi utilizada para elucidar a funcionalização da superfície. O grupo amina terminal no APTES reduziu a carga negativa dos NWs não recobertos, como mostrado na Figura 6. Os NWs funcionalizados com anticorpos também alteraram a carga em comparação com os NWs revestidos com APTES (Figura 6). Todas as medidas de potencial zeta foram realizadas em pH 7.
O direcionamento celular específico dos NWs funcionalizados com anticorpos pode ser confirmado por microscopia confocal (Figura 7). A biocompatibilidade de qualquer novo nanomaterial deve ser testada antes de iniciar qualquer aplicação. Portanto, o ensaio de viabilidade celular foi utilizado e confirmou que os NWs não recobertos, revestidos com APTES e anticorpos, eram biocompatíveis mesmo com alta concentração (Figura 8).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61360/61360fig01.jpg"> Figura 1: Esquemática representa o método de revestimento e biofuncionalização dos nanofios. (A) Revestimento de NWs de ferro com APTES. (B) Ativação dos anticorpos usando EDC + Sulfo-NHS, para ter no final (C) um nanofio funcionalizado de anticorpos. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61360/61360fig01large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61360/61360fig02.jpg"> Figura 2: Disco de alumínio depositado em ferro. (A) O disco de alumínio antes do corte. (B) As linhas vermelhas mostravam onde cortar o disco. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61360/61360fig02large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61360/61360fig03.jpg"> Figura 3: Etapas de liberação do nanofio. (A) Aglomerados de nanofios estão flutuando em solução de NaOH. A imagem foi obtida 10 min após a adição do NaOH e após a remoção da membrana de Al. (B) Nanofios suspensos em etanol. A foto foi tirada na última etapa de liberação, imediatamente após a etapa de sonicação. (C) Granulação de nanofio preto coletada por um ímã. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61360/61360fig03large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61360/61360fig04.jpg"> Figura 4: Mapa de espectroscopia de perda de energia eletrônica (EELS). (A) Nanofio revestido com APTES (APTES-NW). As cores azul e rosa representam átomos de ferro e silício, respectivamente. (B) Nanofio não revestido (NW). As cores azul da casca e azul claro representam o mapeamento da mistura ferro e ferro/oxigênio, respectivamente. O mapeamento EELS correspondente de (C) o núcleo e (D) a casca dos NWs não revestidos. Clique <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61360/61360fig04large.jpg" target="_blank">aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61360/61360fig05.jpg"> Figura 5: Confirmação da funcionalização e atividade dos nanofios conjugados com anticorpos. A antigenicidade dos NW-CD44 foi confirmada por imunoprecipitação (IP) e western blot (WB). +Ve: representa o controle positivo (lisado celular completo). -Ve: representa o controle negativo (somente NW não revestido). – Células CD44: representam células que não expressam antígeno CD44; + Células CD44: representam células cancerosas do cólon que expressam o antígeno CD44. Esta é uma mancha representativa de n = 3 experimentos independentes. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61360/61360fig05large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61360/61360fig06.jpg"> Figura 6: Valores de potencial Zeta para NWs, APTES-NWs e anticorpos. As barras representam a média ± o erro padrão. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61360/61360fig06large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61360/61360fig07.jpg"> Figura 7: Imagens microscópicas confocais mostram o direcionamento específico. CD44-NWs são mostrados aderindo (A e C), enquanto os Isotype-NWs (controle negativo) não se fixaram (B e D). As cores vermelha, azul e verde representam a membrana celular, o núcleo e o aglomerado de CD44-NWs, respectivamente. A e B são as imagens de campo brilhante de C e D, respectivamente. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61360/61360fig07large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61360/61360fig08.jpg"> Figura 8: Estudo da viabilidade celular de células de câncer de cólon (HCT116) incubadas com diferentes formulações de nanofios. As células foram tratadas com NWs após 24h de incubação e, em seguida, incubadas por 24h com NWs. Todos os experimentos foram realizados dentro de uma estufa a 37 °C. As barras representam a média ± o erro padrão. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61360/61360fig08large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td>Parâmetro</td>
			<td>Valor</td>
			<td>Unidade</td>
			<td rowspan="6"></td>
			<td rowspan="6"></td>
		</tr><tr><td>Comprimento de Fe NW (h)</td>
			<td>2.6</td>
			<td>μm</td>
		</tr><tr><td>Raio (diâmetro/2) (r)</td>
			<td>0.01679231</td>
			<td>μm</td>
		</tr><tr><td>Densidade de Fe (D)</td>
			<td>7.87</td>
			<td>g/cm3</td>
		</tr><tr><td>1 Fe NW volume (V)= π r^2h</td>
			<td>2,30E-15</td>
			<td>centímetro3</td>
		</tr><tr><td>1 Fe NW massa = V x D</td>
			<td>1,80E-08</td>
			<td>μg</td>
		</tr><tr><td>1 Fe NW área de superfície = 2π r^2 + 2πrh</td>
			<td>2,76E-01</td>
			<td>μm2</td>
			<td>2,8E+05</td>
			<td>nm2</td>
		</tr></tbody></table>Tabela 1: Cálculo da massa NW do ferro.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td>Parâmetro</td>
			<td>Valor</td>
			<td>Unidade</td>
		</tr><tr><td>Densidade de APTES/100 μL*</td>
			<td>9,50E-01</td>
			<td>g</td>
		</tr><tr><td>Peso do molécular (MW) de APTES</td>
			<td>2,21E+02</td>
			<td>g/mol</td>
		</tr><tr><td>Número de APTES mol = massa/MW</td>
			<td>4.29E-03</td>
			<td>Mol</td>
		</tr><tr><td>Número de moléculas APTES/100 μL**</td>
			<td>2,57E+21</td>
			<td>Moléculas</td>
		</tr><tr><td>Tamanho APTES ***</td>
			<td>5.00E-01</td>
			<td>Nm</td>
		</tr><tr><td>Área de superfície APTES</td>
			<td>2.00E-01</td>
			<td>nm2</td>
		</tr><tr><td>Área de superfície NW****</td>
			<td>2,76E+05</td>
			<td>nm2</td>
		</tr><tr><td>Número de NWs em 0,3mg de NW ****</td>
			<td>1,70E+10</td>
			<td>Nws</td>
		</tr><tr><td>Número de moléculas APTES necessárias para criar uma camada ao redor do NW</td>
			<td>1,38E+06</td>
			<td>Molécula APTES</td>
		</tr><tr><td>Número de moléculas APTES necessárias para 0,3 mg de NWs</td>
			<td>2,35E+16</td>
			<td>Molécula APTES</td>
		</tr><tr><td colspan="3">*Refrence número 61</td>
		</tr><tr><td colspan="3">** Número de moléculas = Número de mol*avogadro (6E+23)</td>
		</tr><tr><td colspan="3">Refrence número 62</td>
		</tr><tr><td colspan="3">Da Tabela 1</td>
		</tr></tbody></table>Tabela 2: Cálculo do número de moléculas APTES necessárias para o revestimento de NWs.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> </td>
			<td>Anticorpo IgG em forma de Y</td>
			<td>NW</td>
		</tr><tr><td>Massa para um anticorpo</td>
			<td>2,3E-13 μg</td>
			<td>1,8E-08 μg*</td>
		</tr><tr><td>Área de superfície para um anticorpo</td>
			<td>23 NM2</td>
			<td>2,6E+05 nm2</td>
		</tr><tr><td>Baseado no ensaio BCA</td>
			<td colspan="2">0,3 mg por 1 mg</td>
		</tr><tr><td>O número da molécula de anticorpo e NW em 0,3 mg de anticorpo por mg de NW</td>
			<td colspan="2">~1E+15 anticorpos ** por ~5.6E+10 NWs</td>
		</tr><tr><td>Número de moléculas de anticorpos por NW</td>
			<td colspan="2">~2E+04 anticorpos por 1 NW***</td>
		</tr><tr><td colspan="3">*Calculado a partir da tabela 1</td>
		</tr><tr><td colspan="3">**O número de anticorpos em 0,3 mg foi calculado dividindo-se o número de anticorpos que recebemos do ensaio de BSA (0,3 mg) pelo peso molecular médio dos anticorpos IgG em forma de Y (180 kDa = 3E-16 mg).</td>
		</tr><tr><td colspan="3">Com base na área de superfície de uma molécula de anticorpos IgG em forma de Y (~23 nm2) e na área de superfície de um NW (~2,6E+05 nm2), cerca de 1E+04 anticorpos seriam suficientes para criar uma monocamada no NW. No nosso caso, a densidade de anticorpos foi duas vezes maior do que a esperada. Isso pode estar relacionado ao revestimento APTES que fornece mais braços que permite a alta fixação dos anticorpos. Este caso garante que o NW está totalmente coberto com os anticorpos e a oportunidade para o anticorpo se ligar a um antígeno de superfície celular, independentemente da orientação dos NWs será alta. No entanto, se a densidade de anticorpos for menor do que o número esperado (molécula de anticorpo 1E+04), a chance de ligação entre a célula e os NWs será menor.</td>
		</tr></tbody></table>Tabela 3: Cálculo do número de anticorpos no nanofio.

Watch this Scientific Journal Video about Biofunctionalization of Magnetic Nanomaterials at JoVE.com

Biofunctionalization of Magnetic Nanomaterials

Neste trabalho, fornecemos um protocolo para biofuncionalizar nanomateriais magnéticos com anticorpos para direcionamento celular específico. Como exemplos, utilizamos nanofios de ferro para atingir células cancerígenas.

Biofuncionalização de Nanomateriais Magnéticos

Magnetic nanomaterials have received great attention in different biomedical applications. Biofunctionalizing these nanomaterials with specific targeting ...

biofunctionalization-of-magnetic-nanomaterials

Research

JoVE Journal

Bioengineering

2.5K visualizações.  King Abdullah University of Science and Technology. Neste trabalho, fornecemos um protocolo para biofuncionalizar nanomateriais magnéticos com anticorpos para direcionamento celular específico. Como exemplos, utilizamos nanofios de ferro para atingir células cancerígenas.

Vídeo: Biofunctionalization of Magnetic Nanomaterials

Registered Bioimaging of Nanomaterials for Diagnostic and Therapeutic Monitoring

Nanomedications can be carried by blood borne monocyte-macrophages into the reticuloendothelial system (RES; spleen, liver, lymph nodes) and to end organs. The latter include the lung, RES, and brain and are operative during human immunodeficiency virus type one (HIV-1) infection. Macrophage entry into tissues is notable in areas of active HIV-1 replication and sites of inflammation. In order to assess the potential of macrophages as nanocarriers, superparamagnetic iron-oxide and/or drug laden particles coated with surfactants were parenterally injected into HIV-1 encephalitic mice. This was done to quantitatively assess particle and drug biodistribution. Magnetic resonance imaging (MRI) test results were validated by histological coregistration and enhanced image processing. End organ disease as typified by altered brain histology were assessed by MRI. The demonstration of robust migration of nanoformulations into areas of focal encephalitis provides '"proof of concept" for the use of advanced bioimaging techniques to monitor macrophage migration. Importantly, histopathological aberrations in brain correlate with bioimaging parameters making the general utility of MRI in studies of cell distribution in disease feasible. We posit that using such methods can provide a real time index of disease burden and therapeutic efficacy with translational potential to humans.

Bioimaging methods used to assess cell biodistribution of nanoparticles are applicable for therapeutic and diagnostic monitoring of nanoformulated compounds. The methods described herein are sensitive and specific when assessed by histological coregistration. The methodologies provide a translational pathway from rodent to human applications.

BioImaging registradas de Nanomateriais para Monitoramento de Diagnóstico e Terapêutica

Nanomedications can be carried by blood borne monocyte-macrophages into the reticuloendothelial system (RES; spleen, liver, lymph nodes) and to end ...

Bioengenharia

Magnetic Resonance Elastography Methodology for the Evaluation of Tissue Engineered Construct Growth

Traditional mechanical testing often results in the destruction of the sample, and in the case of long term tissue engineered construct studies, the use of destructive assessment is not acceptable. A proposed alternative is the use of an imaging process called magnetic resonance elastography. Elastography is a nondestructive method for determining the engineered outcome by measuring local mechanical property values (i.e., complex shear modulus), which are essential markers for identifying the structure and functionality of a tissue. As a noninvasive means for evaluation, the monitoring of engineered constructs with imaging modalities such as magnetic resonance imaging (MRI) has seen increasing interest in the past decade1. For example, the magnetic resonance (MR) techniques of diffusion and relaxometry have been able to characterize the changes in chemical and physical properties during engineered tissue development2. The method proposed in the following protocol uses microscopic magnetic resonance elastography (&mu;MRE) as a noninvasive MR based technique for measuring the mechanical properties of small soft tissues3. MRE is achieved by coupling a sonic mechanical actuator with the tissue of interest and recording the shear wave propagation with an MR scanner4. Recently, &mu;MRE has been applied in tissue engineering to acquire essential growth information that is traditionally measured using destructive mechanical macroscopic techniques5. In the following procedure, elastography is achieved through the imaging of engineered constructs with a modified Hahn spin-echo sequence coupled with a mechanical actuator. As shown in Figure 1, the modified sequence synchronizes image acquisition with the transmission of external shear waves; subsequently, the motion is sensitized through the use of oscillating bipolar pairs. Following collection of images with positive and negative motion sensitization, complex division of the data produce a shear wave image. Then, the image is assessed using an inversion algorithm to generate a shear stiffness map6. The resulting measurements at each voxel have been shown to strongly correlate (R2&gt;0.9914) with data collected using dynamic mechanical analysis7. In this study, elastography is integrated into the tissue development process for monitoring human mesenchymal stem cell (hMSC) differentiation into adipogenic and osteogenic constructs as shown in Figure 2.

The procedure demonstrates the methodology of magnetic resonance elastography for monitoring the engineered outcome of adipose and osteogenic tissue engineered constructs through noninvasive local assessment of the mechanical properties using microscopic magnetic resonance elastography (&mu;MRE).

Metodologia Elastografia por Ressonância Magnética para a Avaliação de engenharia de tecidos Crescimento Construct

Traditional mechanical testing often results in the destruction of the sample, and in the case of long term tissue engineered construct studies, the use ...

Low Molecular Weight Protein Enrichment on Mesoporous Silica Thin Films for Biomarker Discovery

The identification of circulating biomarkers holds great potential for non invasive approaches in early diagnosis and prognosis, as well as for the monitoring of therapeutic efficiency.1-3 The circulating low molecular weight proteome (LMWP) composed of small proteins shed from tissues and cells or peptide fragments derived from the proteolytic degradation of larger proteins, has been associated with the pathological condition in patients and likely reflects the state of disease.4,5 Despite these potential clinical applications, the use of Mass Spectrometry (MS) to profile the LMWP from biological fluids has proven to be very challenging due to the large dynamic range of protein and peptide concentrations in serum.6 Without sample pre-treatment, some of the more highly abundant proteins obscure the detection of low-abundance species in serum/plasma. Current proteomic-based approaches, such as two-dimensional polyacrylamide gel-electrophoresis (2D-PAGE) and shotgun proteomics methods are labor-intensive, low throughput and offer limited suitability for clinical applications.7-9 Therefore, a more effective strategy is needed to isolate LMWP from blood and allow the high throughput screening of clinical samples. 
Here, we present a fast, efficient and reliable multi-fractionation system based on mesoporous silica chips to specifically target and enrich LMWP.10,11 Mesoporous silica (MPS) thin films with tunable features at the nanoscale were fabricated using the triblock copolymer template pathway. Using different polymer templates and polymer concentrations in the precursor solution, various pore size distributions, pore structures, connectivity and surface properties were determined and applied for selective recovery of low mass proteins. The selective parsing of the enriched peptides into different subclasses according to their physicochemical properties will enhance the efficiency of recovery and detection of low abundance species. In combination with mass spectrometry and statistic analysis, we demonstrated the correlation between the nanophase characteristics of the mesoporous silica thin films and the specificity and efficacy of low mass proteome harvesting. The results presented herein reveal the potential of the nanotechnology-based technology to provide a powerful alternative to conventional methods for LMWP harvesting from complex biological fluids. Because of the ability to tune the material properties, the capability for low-cost production, the simplicity and rapidity of sample collection, and the greatly reduced sample requirements for analysis, this novel nanotechnology will substantially impact the field of proteomic biomarker research and clinical proteomic assessment.

We developed a technology based on mesoporous silica thin film for the selective recovery of low molecular weight proteins and peptides from human serum. The physico-chemical properties of our mesoporous chips were finely tuned to provide substantial control in peptide enrichment and consequently profile the serum proteome for diagnostic purposes.

Enriquecimento protéico de baixo peso molecular em filmes finos de sílica mesoporosa para a descoberta de biomarcadores

The identification of circulating biomarkers holds great potential for non invasive approaches in early diagnosis and prognosis, as well as for the ...

Hollow Microneedle-based Sensor for Multiplexed Transdermal Electrochemical Sensing

The development of a minimally invasive multiplexed monitoring system for rapid analysis of biologically-relevant molecules could offer individuals suffering from chronic medical conditions facile assessment of their immediate physiological state. Furthermore, it could serve as a research tool for analysis of complex, multifactorial medical conditions. In order for such a multianalyte sensor to be realized, it must be minimally invasive, sampling of interstitial fluid must occur without pain or harm to the user, and analysis must be rapid as well as selective.
Initially developed for pain-free drug delivery, microneedles have been used to deliver vaccines and pharmacologic agents (e.g., insulin) through the skin.1-2 Since these devices access the interstitial space, microneedles that are integrated with microelectrodes can be used as transdermal electrochemical sensors. Selective detection of glucose, glutamate, lactate, hydrogen peroxide, and ascorbic acid has been demonstrated using integrated microneedle-electrode devices with carbon fibers, modified carbon pastes, and platinum-coated polymer microneedles serving as transducing elements.3-7,8
This microneedle sensor technology has enabled a novel and sophisticated analytical approach for in situ and simultaneous detection of multiple analytes. Multiplexing offers the possibility of monitoring complex microenvironments, which are otherwise difficult to characterize in a rapid and minimally invasive manner. For example, this technology could be utilized for simultaneous monitoring of extracellular levels of, glucose, lactate and pH,9 which are important metabolic indicators of disease states7,10-14 (e.g., cancer proliferation) and exercise-induced acidosis.15

This article details the construction of a multiplexed microneedle-based sensor. The device is being developed for in situ sampling and electrochemical analysis of multiple analytes in a rapid and selective manner. We envision clinical medicine and biomedical research uses for these microneedle-based sensors.

Sensor de microagulhas baseado oco para Multiplexed Transdermal Eletroquímica Sensing

The development of a minimally invasive multiplexed monitoring system for rapid analysis of biologically-relevant molecules could offer individuals ...

Determination of the Transport Rate of Xenobiotics and Nanomaterials Across the Placenta using the ex vivo Human Placental Perfusion Model

Decades ago the human placenta was thought to be an impenetrable barrier between mother and unborn child. However, the discovery of thalidomide-induced birth defects and many later studies afterwards proved the opposite. Today several harmful xenobiotics like nicotine, heroin, methadone or drugs as well as environmental pollutants were described to overcome this barrier. With the growing use of nanotechnology, the placenta is likely to come into contact with novel nanoparticles either accidentally through exposure or intentionally in the case of potential nanomedical applications. Data from animal experiments cannot be extrapolated to humans because the placenta is the most species-specific mammalian organ 1. Therefore, the ex vivo dual recirculating human placental perfusion, developed by Panigel et al. in 1967 2 and continuously modified by Schneider et al. in 1972 3, can serve as an excellent model to study the transfer of xenobiotics or particles.
Here, we focus on the ex vivo dual recirculating human placental perfusion protocol and its further development to acquire reproducible results.
The placentae were obtained after informed consent of the mothers from uncomplicated term pregnancies undergoing caesarean delivery. The fetal and maternal vessels of an intact cotyledon were cannulated and perfused at least for five hours. As a model particle fluorescently labelled polystyrene particles with sizes of 80 and 500 nm in diameter were added to the maternal circuit. The 80 nm particles were able to cross the placental barrier and provide a perfect example for a substance which is transferred across the placenta to the fetus while the 500 nm particles were retained in the placental tissue or maternal circuit. The ex vivo human placental perfusion model is one of few models providing reliable information about the transport behavior of xenobiotics at an important tissue barrier which delivers predictive and clinical relevant data.

Determination of the Transport Rate of Xenobiotics and Nanomaterials Across the Placenta using the ex vivo Human Placental Perfusion Model

The ex vivo dual recirculating human placental perfusion model can be used to investigate the transfer of xenobiotics and nanoparticles across the human placenta. In this video protocol we describe the equipment and techniques required for a successful execution of a placenta perfusion.

Determinação da taxa de transporte de xenobióticos e nanomateriais através da placenta usando o<em&gt; Ex vivo</em&gt; Modelo de perfusão da placenta humana

Decades ago the human placenta was thought to be an impenetrable barrier between mother and unborn child. However, the discovery of thalidomide-induced ...

Magnetic Tweezers for the Measurement of Twist and Torque

Single-molecule techniques make it possible to investigate the behavior of individual biological molecules in solution in real time. These techniques include so-called force spectroscopy approaches such as atomic force microscopy, optical tweezers, flow stretching, and magnetic tweezers. Amongst these approaches, magnetic tweezers have distinguished themselves by their ability to apply torque while maintaining a constant stretching force. Here, it is illustrated how such a &#8220;conventional&#8221; magnetic tweezers experimental configuration can, through a straightforward modification of its field configuration to minimize the magnitude of the transverse field, be adapted to measure the degree of twist in a biological molecule. The resulting configuration is termed the freely-orbiting magnetic tweezers. Additionally, it is shown how further modification of the field configuration can yield a transverse field with a magnitude intermediate between that of the &#8220;conventional&#8221; magnetic tweezers and the freely-orbiting magnetic tweezers, which makes it possible to directly measure the torque stored in a biological molecule. This configuration is termed the magnetic torque tweezers. The accompanying video explains in detail how the conversion of conventional magnetic tweezers into freely-orbiting magnetic tweezers and magnetic torque tweezers can be accomplished, and demonstrates the use of these techniques. These adaptations maintain all the strengths of conventional magnetic tweezers while greatly expanding the versatility of this powerful instrument.

Magnetic tweezers, a powerful single-molecule manipulation technique, can be adapted for the direct measurements of the twist (using a configuration called freely-orbiting magnetic tweezers) and torque (using a configuration termed magnetic torque tweezers) in biological macromolecules. Guidelines for performing such measurements are given, including applications to the study of DNA and associated nucleo-protein filaments.

Pinças magnéticas para a Medição do Twist and Torque

Single-molecule techniques make it possible to investigate the behavior of individual biological molecules in solution in real time. These techniques ...

Porous Silicon Microparticles for Delivery of siRNA Therapeutics

Small interfering RNA (siRNA) can be used to suppress gene expression, thereby providing a new avenue for the treatment of various diseases. However, the successful implementation of siRNA therapy requires the use of delivery platforms that can overcome the major challenges of siRNA delivery, such as enzymatic degradation, low intracellular uptake and lysosomal entrapment. Here, a protocol for the preparation and use of a biocompatible and effective siRNA delivery system is presented. This platform consists of polyethylenimine (PEI) and arginine (Arg)-grafted porous silicon microparticles, which can be loaded with siRNA by performing a simple mixing step. The silicon particles are gradually degraded over time, thereby triggering the formation of Arg-PEI/siRNA nanoparticles. This delivery vehicle provides a means for protecting and internalizing siRNA, without causing cytotoxicity. The major steps of polycation functionalization, particle characterization, and siRNA loading are outlined in detail. In addition, the procedures for determining particle uptake, cytotoxicity, and transfection efficacy are also described.

Delivery remains the main challenge for the therapeutic implementation of small interfering RNA (siRNA). This protocol involves the use of a multifunctional and biocompatible siRNA delivery platform, consisting of arginine and polyethylenimine grafted porous silicon microparticles.

Porous Silicon micropartículas para entrega de siRNA Therapeutics

Small interfering RNA (siRNA) can be used to suppress gene expression, thereby providing a new avenue for the treatment of various diseases. However, the ...

Fabrication of a Functionalized Magnetic Bacterial Nanocellulose with Iron Oxide Nanoparticles

In this study, bacterial nanocellulose (BNC) produced by the bacteria Gluconacetobacter xylinus is synthesized and impregnated in situ with iron oxide nanoparticles (IONP) (Fe3O4) to yield a magnetic bacterial nanocellulose (MBNC). The synthesis of MBNC is a precise and specifically designed multi-step process. Briefly, bacterial nanocellulose (BNC) pellicles are formed from preserved G. xylinus strain according to our experimental requirements of size and morphology. A solution of iron(III) chloride hexahydrate (FeCl3&#183;6H2O) and iron(II) chloride tetrahydrate (FeCl2&#183;4H2O) with a 2:1 molar ratio is prepared and diluted in deoxygenated high purity water. A BNC pellicle is then introduced in the vessel with the reactants. This mixture is stirred and heated at 80 &#176;C in a silicon oil bath and ammonium hydroxide (14%) is then added by dropping to precipitate the ferrous ions into the BNC mesh. This last step allows forming in situ magnetite nanoparticles (Fe3O4) inside the bacterial nanocellulose mesh to confer magnetic properties to BNC pellicle. A toxicological assay was used to evaluate the biocompatibility of the BNC-IONP pellicle. Polyethylene glycol (PEG) was used to cover the IONPs in order to improve their biocompatibility. Scanning electron microscopy (SEM) images showed that the IONP were located preferentially in the fibril interlacing spaces of the BNC matrix, but some of them were also found along the BNC ribbons. Magnetic force microscope measurements performed on the MBNC detected the presence magnetic domains with high and weak intensity magnetic field, confirming the magnetic nature of the MBNC pellicle. Young&#39;s modulus values obtained in this work are also in a reasonable agreement with those reported for several blood vessels in previous studies.

Here, we present a protocol to make a bacterial nanocellulose (BNC) magnetic for applications in damaged blood vessel reconstruction. The BNC was synthesized by G. xylinus strain. On the other hand, magnetization of the BNC was realized through in situ precipitation of Fe2+ and Fe3+ ferrous ions inside the BNC mesh.

Fabricação de uma funcionalizados Magnetic bacteriana Nanocellulose com óxido de ferro nanopartículas

In this study, bacterial nanocellulose (BNC) produced by the bacteria Gluconacetobacter xylinus is synthesized and impregnated in situ with iron oxide ...

Synthesis of Cationized Magnetoferritin for Ultra-fast Magnetization of Cells

Many important biomedical applications, such as cell imaging and remote manipulation, can be achieved by labeling cells with superparamagnetic iron oxide nanoparticles (SPIONs). Achieving sufficient cellular uptake of SPIONs is a challenge that has traditionally been met by exposing cells to elevated concentrations of SPIONs or by prolonging exposure times (up to 72 hr). However, these strategies are likely to mediate toxicity. Here, we present the synthesis of the protein-based SPION magnetoferritin as well as a facile surface functionalization protocol that enables rapid cell magnetization using low exposure concentrations. The SPION core of magnetoferritin consists of cobalt-doped iron oxide with an average particle diameter of 8.2 nm mineralized inside the cavity of horse spleen apo-ferritin. Chemical cationization of magnetoferritin produced a novel, highly membrane-active SPION that magnetized human mesenchymal stem cells (hMSCs) using incubation times as short as one minute and iron concentrations as lows as 0.2 mM.

A protocol for the synthesis and cationization of cobalt-doped magnetoferritin is presented, as well as a method to rapidly magnetize stem cells with cationized magnetoferritin.

Síntese de cationizada Magnetoferritin para a magnetização ultra-rápida de Células

Many important biomedical applications, such as cell imaging and remote manipulation, can be achieved by labeling cells with superparamagnetic iron oxide ...

Metabolic Support of Excised, Living Brain Tissues During Magnetic Resonance Microscopy Acquisition

This protocol describes the procedures necessary to support normal metabolic functions of acute brain slice preparations during the collection of magnetic resonance (MR) microscopy data. While it is possible to perform MR collections on living, excised mammalian tissue, such experiments have traditionally been constrained by resolution limits and are thus incapable of visualizing tissue microstructure. Conversely, MR protocols that did achieve microscopic image resolution required the use of fixed samples to accommodate the need for static, unchanging conditions over lengthy scan times. The current protocol describes the first available MR technique that enables imaging of living, mammalian tissue samples at microscopic resolutions. Such data is of great importance to the understanding of how pathology-based contrast changes occurring at the microscopic level influence the content of macroscopic MR scans such as those used in the clinic. Once such an understanding is realized, diagnostic methods with greater sensitivity and accuracy can be developed, which will translate directly to earlier disease treatment, more accurate therapy monitoring and improved patient outcomes.
While the described methodology focuses on brain slice preparations, the protocol is adaptable to any excised tissue slice given that changes are made to the gas and perfusate preparations to accommodate the tissue&#39;s specific metabolic needs. Successful execution of the protocol should result in living, acute slice preparations that exhibit MR diffusion signal stability for periods up to 15.5 h. The primary advantages of the current system over other MR compatible perfusion apparatuses are its compatibility with the MR microscopy hardware required to attain higher resolution images and ability to provide constant, uninterrupted flow with carefully regulated perfusate conditions. Reduced sample throughput is a consideration with this design as only one tissue slice may be imaged at a time.

The current protocol describes a method by which users can maintain viability of acute hippocampal and cortical slice preparations during the collection of magnetic resonance microscopy data.

Suporte metabólico de extirpado, tecidos de cérebro vivos durante a aquisição de microscopia de ressonância magnética

This protocol describes the procedures necessary to support normal metabolic functions of acute brain slice preparations during the collection of magnetic ...