Os autores agradecem a Ann Lavanway pelo suporte de imagem. Os autores agradecem ao laboratório Wieschaus e ao laboratório De Renzis pelo compartilhamento de reagentes e ao Bloomington Drosophila Stock Center pelos estoques de moscas. Este estudo é apoiado pelo R35GM128745 NIGMS ESI-MIRA e American Cancer Society Institutional Research Grant #IRG-82-003-33 para BH.

Inibição optogenética da contratilidade da actomiosina mediada por Rho1 em Drosophila

Os autores declaram que a pesquisa foi conduzida na ausência de quaisquer relações comerciais ou financeiras que pudessem ser interpretadas como um potencial conflito de interesses.

Este protocolo descreveu o uso combinado de optogenética e ablação a laser para sondar mudanças na tensão tecidual imediatamente após a inativação da contratilidade da actomiosina. A ferramenta optogenética aqui descrita aproveita a forma negativa dominante de Rho1 (Rho1DN) para inibir agudamente a contratilidade endógena de Rho1 e actomiosina dependente de Rho1. A caracterização prévia do Opto-Rho1DN no contexto da formação do sulco ventral de Drosophila demonstrou que a ferramenta é altamente e...

A contratilidade da actomiosina, força contrátil exercida pela miosina II não muscular (doravante denominada "miosina") sobre a rede de actina-F, é uma das forças mais importantes na mudança da forma celular e na condução da morfogênese tecidual 1,2. Por exemplo, a ativação da contratilidade da actomiosina no domínio apical das células epiteliais resulta em constrição apical, o que facilita uma variedade de processos morfogenéticos, incluindo dobramento epitelial, extrusão celular, delaminação e cicatrização de feridas 3,4,5,6,7 . A ativação da miosina requer a fosforilação de sua cadeia leve reguladora. Essa modificação alivia a conformação inibitória das moléculas de miosina, permitindo que elas formem feixes filamentares de miosina bipolar com múltiplos domínios de cabeça em ambas as extremidades. Os filamentos bipolares de miosina conduzem o movimento antiparalelo dos filamentos de actina e resultam na geração de força contrátil 1,8,9.
A pequena GTPase RhoA (Rho1 em Drosophila) conservada evolutivamente desempenha um papel central na ativação da contratilidade da actomiosina em vários contextos celulares10,11. Rho1 funciona como um interruptor bimolecular, ligando-se a GTP (forma ativa) ou GDP (forma inativa)12. A ciclagem entre Rho1 ligado ao GTP ou GDP-bound é regulada por suas proteínas ativadoras de GTPase (GAPs) e fatores de troca de nucleotídeos guanina (GEFs)13. Os GEFs funcionam para facilitar a troca de PIB por GTP e, assim, ativar a atividade Rho1. Os GAPs, por outro lado, aumentam a atividade GTPase de Rho1 e, assim, desativam Rho1. O Rho1 ativado promove a contratilidade da actomiosina interagindo e ativando seus efetores a jusante, a quinase associada ao Rho (Rok) e a diáfana14. Rok induz a ativação da miosina e a contratilidade da actomiosina fosforilando a cadeia leve reguladora da miosina15. Além disso, Rok também inibe a fosfatase de cadeia leve reguladora da miosina e, portanto, promove ainda mais a montagem do filamento de miosina16. Rok também pode fosforilar LIM quinases, que, quando ativadas, impedem a desmontagem da actina fosforilando e inibindo o fator de despolimerização da actinacofilina 17,18. O diáfano é um nucleador de actina da família das forminas que promove a polimerização da actina, fornecendo uma base para a miosina interagir com 19,20,21.
Embora os mecanismos celulares que ativam a contratilidade da actomiosina tenham sido bem elucidados, nossa compreensão de sua função na regulação do remodelamento dinâmico tecidual permanece incompleta. O preenchimento dessa lacuna de conhecimento requer abordagens que possam inativar rapidamente a actomiosina em regiões específicas do tecido in vivo e registrar o impacto imediato no comportamento e nas propriedades teciduais. Este protocolo descreve o uso de uma abordagem optogenética para inibir agudamente a contratilidade da actomiosina durante a invaginação do mesoderma de Drosophila, seguida de medição da tensão epitelial usando ablação a laser. Durante a gastrulação de Drosophila, as células precursoras do mesoderma localizadas ventralmente sofrem constrição apical e invaginam a partir da superfície do embrião, formando um sulco orientado anteroposterior22,23. A formação de sulcos ventrais tem sido utilizada há muito tempo como modelo para o estudo do mecanismo de dobramento epitelial. A formação do sulco ventral é administrada pelo sistema de padronização dorso-ventral em Drosophila24,25,26,27. A expressão de dois fatores de transcrição, Twist e Snail, localizados na face ventral do embrião, controla a formação do sulco ventral e especifica o destino das células mesodérmicas28. Twist e Snail ativam o recrutamento do Rho1 GEF RhoGEF2 para o ápice das células precursoras do mesoderma através de uma via de receptor acoplado à proteína G e uma proteína adaptadora RhoGEF2, T48 29,30,31,32,33. Em seguida, o RhoGEF2 ativa a miosina em toda a superfície apical do mesoderma potencial através da via Rho-Rho quinase 34,35,36,37,38,39. A miosina ativada forma uma rede supracelular de actomiosina em toda a superfície apical do mesoderma primórdio, cujas contrações conduzem a constrição apical e resultam em rápido aumento da tensão tecidual apical14,37,40.
A ferramenta optogenética descrita neste protocolo, Opto-Rho1DN, inibe a contratilidade da actomiosina através do recrutamento da membrana plasmática dependente de luz azul de uma forma dominante negativa de Rho1 (Rho1DN)41. Uma mutação T19N em Rho1DN elimina a capacidade da proteína mutante de trocar GDP por GTP e, assim, torna a proteína perpetuamente inativa34. Uma mutação subsequente em Rho1DN, C189Y, elimina seu sinal de direcionamento de membrana virgens42,43. Quando Rho1DN é infundido à membrana plasmática, ele se liga e retém Rho1 GEFs, bloqueando assim a ativação de Rho1, bem como a ativação de miosina e actina mediada por Rho134,44. O recrutamento da membrana plasmática de Rho1DN é obtido através de um módulo de dimerização dependente de luz derivado do Cryptochrome 2 e seu parceiro de ligação CIB1. O criptocromo 2 é um fotorreceptor de criptocromo ativado pela luz azul em Arabidopsis thaliana45. O criptocromo 2 liga-se à CIB1, uma proteína básica hélice-alça-hélice, apenas em seu estado fotoexcitado45. Posteriormente, verificou-se que a região conservada N-terminal, fotoliase homologia (PHR), do Criptocromo 2 (CRY2PHR, doravante denominada CRY2) e o domínio N-terminal (aa 1-170) do CIB1 (doravante CIBN) são importantes para a dimerização induzida pela luz46. Opto-Rho1DN contém dois componentes. O primeiro componente é a proteína CIBN fusionada com uma âncora CAAX, que localiza a proteína na membrana plasmática47. O segundo componente é o mCherry-tagged CRY2 fundido com Rho1DN41. Na ausência de luz azul, CRY2-Rho1DN permanece no citoplasma. Após a estimulação com luz azul, o CRY2-Rho1DN é direcionado para a membrana plasmática através da interação entre CIBN ancorado na membrana e CRY2 excitado. Opto-Rho1DN pode ser ativado por luz ultravioleta A (UVA) e luz azul (400-500 nm, pico de ativação em 450-488 nm), ou por um laser pulsado de 830-980 nm ao realizar estimulação de dois fótons41,46,47,48. Portanto, Opto-Rho1DN é estimulado por comprimentos de onda normalmente usados para excitar GFP (488 nm para imagens de fóton único e 920 nm para imagens de dois fótons). Em contraste, comprimentos de onda comumente usados para excitar mCherry (561 nm para imagens de fóton único e 1.040 nm para imagens de dois fótons) não estimulam o módulo optogenético e, portanto, podem ser usados para imagens de pré-estimulação. O protocolo descreve as abordagens utilizadas para minimizar o risco de estimulação indesejada durante a manipulação da amostra.
A ablação a laser tem sido extensivamente empregada para detectar e medir a tensão em células e tecidos49. Estudos anteriores mostraram que, quando a intensidade do laser é adequadamente controlada, a ablação com laser de dois fótons empregando um laser infravermelho próximo de femtossegundo pode prejudicar fisicamente algumas estruturas subcelulares (por exemplo, redes de actomiosina cortical) sem causar arrebatamento da membrana plasmática50,51. Se o tecido estiver sob tensão, a ablação a laser de uma região de interesse dentro do tecido resulta em um recuo externo imediato das células adjacentes à região ablada. A velocidade de recuo é função da magnitude da tensão e da viscosidade do meio (citoplasma) que circunda as estruturas submetidas ao recuo49. Devido à profundidade de penetração superior dos lasers de infravermelho próximo e à capacidade de alcançar uma ablação focal bem confinada, a ablação a laser de dois fótons é particularmente útil para detectar tensão tecidual in vivo. Como demonstrado neste protocolo, este método pode ser facilmente combinado com a inativação da contratilidade da actomiosina mediada por Opto-Rho1DN para investigar o impacto direto da contratilidade celular Rho1-dependente na mecânica tecidual durante a remodelação dinâmica tecidual.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>35 mm glass-bottom dish</td>
			<td>MatTek</td>
			<td>P35G-1.5-10-C</td>
			<td>Used for sample preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>60 mm &#215; 15 mm Petri dish with lid</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>351007</td>
			<td>Used for sample preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Black cloth for covering the microscope</td>
			<td>Online</td>
			<td>NA</td>
			<td>Used to avoid unwanted light stimulation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clorox Ultra Germicadal Bleach (8.25% sodium hypochlorite)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>10028-048</td>
			<td>Used for embryo dechorination</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CO2 pad</td>
			<td>Genesee Scientific</td>
			<td>59-114</td>
			<td>Used for cross set-up</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ddH2O</td>
			<td>NA</td>
			<td>NA</td>
			<td>Used for sample preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont Style 5 tweezers</td>
			<td>VWR</td>
			<td>102091-654</td>
			<td>Used for sample preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eyelash tool (made from pure red sable round brush #2)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>22940-834</td>
			<td>Used for sample preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FluoView (Software)</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>NA</td>
			<td>Used for image acquisition and optogenetic stimulation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Halocarbon oil 27</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>H8773-100ML</td>
			<td>Used for embryo stage visualization</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ImageJ/FIJI</td>
			<td>NIH</td>
			<td>NA</td>
			<td>Used for image analysis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MATLAB</td>
			<td>MathWorks</td>
			<td>NA</td>
			<td>Used for image analysis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nikon SMZ-745 stereoscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>NA</td>
			<td>Used for sample preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Olympus FVMPE-RS multiphoton microscope with InSight DS Dual-line Ultrafast Lasers for simultaneous dual-wavelength multiphoton imaging, , a 25x/NA1.05 water immersion objective (XLPLN25XWMP2), and an IR/VIS stimulation unit for photo-activation/stimulation. This system is also equipped with a TRITC filter (39005-BX3; AT-TRICT-REDSHFT 540/25x, 565BS, 620/60M), and a fluorescence illumination unit that emits white light.</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>NA</td>
			<td>Used for image acquisition and optogenetic stimulation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SP Bel-Art 100-place polypropylene freezer storage box (Black, light-proof box for sample transfer)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>30621-392</td>
			<td>Used to avoid unwanted light stimulation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>UV Filter Shield for FM1403 Fluores (Orange-red plastic shield)</td>
			<td>Bolioptics</td>
			<td>FM14036151</td>
			<td>Used to avoid unwanted light stimulation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VITCHELO V800 Headlamp with White and Red LED Lights</td>
			<td>Amazon</td>
			<td>NA</td>
			<td>Used to avoid unwanted light stimulation</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

optogenetic inhibition of rho1-mediated actomyosin contractility coupled with measurement of epithelial tension in drosophila embryos

As forças contráteis geradas pela actina e pela miosina não muscular II ("contratilidade da actomiosina") são críticas para alterações morfológicas de células e tecidos em múltiplas escalas de comprimento, tais como divisão celular, migração celular, dobramento epitelial e morfogênese ramificada. Uma compreensão profunda do papel da contratilidade da actomiosina na morfogênese requer abordagens que permitam a rápida inativação da actomiosina, o que é difícil de ser alcançado usando abordagens genéticas ou farmacológicas convencionais. O protocolo apresentado demonstra o uso de um sistema de dimerização optogenética baseado em CRY2-CIBN, Opto-Rho1DN, para inibir a contratilidade da actomiosina em embriões de Drosophila com controles temporais e espaciais precisos. Neste sistema, CRY2 é fundido à forma negativa dominante de Rho1 (Rho1DN), enquanto CIBN é ancorado à membrana plasmática. A dimerização mediada pela luz azul de CRY2 e CIBN resulta em rápida translocação de Rho1DN do citoplasma para a membrana plasmática, onde inativa a actomiosina inibindo Rho1 endógeno. Além disso, este artigo apresenta um protocolo detalhado para acoplamento da inativação da actomiosina mediada por Opto-Rho1DN com ablação a laser para investigar o papel da actomiosina na geração de tensão epitelial durante a formação do sulco ventral de Drosophila . Este protocolo pode ser aplicado a muitos outros processos morfológicos que envolvem a contratilidade da actomiosina em embriões de Drosophila com modificações mínimas. Em geral, esta ferramenta optogenética é uma abordagem poderosa para dissecar a função da contratilidade da actomiosina no controle da mecânica tecidual durante o remodelamento dinâmico tecidual.

Actomyosin contractility, the contractile force exerted by non-muscle myosin II (hereafter &#39;myosin&#39;) on the F-actin network, is one of the most important forces in changing cell shape and driving tissue-level morphogenesis1,2. For example, the activation of actomyosin contractility at the apical domain of the epithelial cells results in apical constriction, which facilitates a variety of morphogenetic processes, including epithelial folding, cell extrusion, delamination, and wound healing3,4,5,6,7. The activation of myosin requires phosphorylation of its regulatory light chain. This modification alleviates the inhibitory conformation of the myosin molecules, allowing them to form bipolar myosin filament bundles with multiple head domains on both ends. The bipolar myosin filaments drive the anti-parallel movement of actin filaments and result in the generation of contractile force1,8,9.
The evolutionarily conserved Rho family&#160;small GTPase RhoA (Rho1 in Drosophila)&#160;plays a central role in the activation of actomyosin contractility in various cellular contexts10,11. Rho1 functions as a bimolecular switch by binding either GTP (active form) or GDP (inactive form)12. The cycling between GTP- or GDP-bound Rho1 is regulated by its GTPase-activating proteins (GAPs) and guanine nucleotide-exchange factors (GEFs)13. GEFs function to facilitate the exchange of GDP for GTP and thus activate Rho1 activity. GAPs, on the other hand, enhance the GTPase activity of Rho1 and thus deactivate Rho1. Activated Rho1 promotes actomyosin contractility through interacting with and activating its downstream effectors, Rho-associated kinase (Rok) and Diaphanous14. Rok induces myosin activation and actomyosin contractility by phosphorylating the regulatory light chain of myosin15. In addition, Rok also inhibits the myosin regulatory light chain phosphatase, and hence further promotes myosin filament assembly16. Rok can also phosphorylate LIM kinases, which, when activated, prevent actin disassembly by phosphorylating and inhibiting the actin-depolymerization factor cofilin17,18. Diaphanous is a formin family actin nucleator that promotes actin polymerization, providing a base for myosin to interact with19,20,21.
While the cellular mechanisms that activate actomyosin contractility have been well elucidated, our understanding of its function in regulating dynamic tissue remodeling remains incomplete. Filling this knowledge gap requires approaches that can rapidly inactivate actomyosin at specific tissue regions in vivo and record the immediate impact on tissue behavior and properties. This protocol describes the use of an optogenetic approach to acutely inhibit actomyosin contractility during Drosophila mesoderm invagination, followed by measurement of epithelial tension using laser ablation. During Drosophila gastrulation, the ventrally localized mesoderm precursor cells undergo apical constriction and invaginate from the surface of the embryo by forming an anterior-posteriorly oriented furrow22,23. The formation of ventral furrows has long been used as a model for studying the mechanism of epithelial folding. Ventral furrow formation is administered by the dorsal-ventral patterning system in Drosophila24,25,26,27. The expression of two transcription factors, Twist and Snail, located at the ventral side of the embryo, controls ventral furrow formation and specifies mesodermal cell fate28. Twist and Snail activate the recruitment of the Rho1 GEF RhoGEF2 to the apex of the mesoderm precursor cells via a G-protein coupled receptor pathway and a RhoGEF2 adaptor protein, T4829,30,31,32,33. Next, RhoGEF2 activates myosin throughout the apical surface of the potential mesoderm through the Rho-Rho kinase pathway34,35,36,37,38,39. Activated myosin forms a supracellular actomyosin network throughout the apical surface of the mesoderm primordium, the contractions of which drive apical constriction and result in a rapid increase in apical tissue tension14,37,40.
The optogenetic tool described in this protocol, Opto-Rho1DN, inhibits actomyosin contractility through blue-light dependent plasma membrane recruitment of a dominant negative form of Rho1 (Rho1DN)41. A T19N mutation in Rho1DN eliminates the ability of the mutant protein to exchange GDP for GTP and thus renders the protein perpetually inactive34. A subsequent mutation in Rho1DN, C189Y, eliminates its naive membrane targeting signal42,43. When Rho1DN is infused to the plasma membrane, it binds to and impounds Rho1 GEFs, thereby blocking the activation of Rho1 as well as Rho1-mediated activation of myosin and actin34,44. The plasma membrane recruitment of Rho1DN is achieved through a light-dependent dimerization module derived from Cryptochrome 2 and its binding partner CIB1. Cryptochrome 2 is a blue-light activated Cryptochrome photoreceptor in Arabidopsis thaliana45. Cryptochrome 2 binds to CIB1, a basic helix-loop-helix protein, only in its photoexcited state45. It was later found that the conserved N-terminal, photolyase homology region (PHR), from Cryptochrome 2 (CRY2PHR, hereafter referred to as CRY2) and the N-terminal domain (aa 1-170) of CIB1 (hereafter CIBN) are important for light-induced dimerization46. Opto-Rho1DN contains two components. The first component is the CIBN protein fused with a CAAX anchor, which localizes the protein to the plasma membrane47. The second component is mCherry-tagged CRY2 fused with Rho1DN41. In the absence of blue light, CRY2-Rho1DN remains in the cytoplasm. Upon blue light stimulation, CRY2-Rho1DN is targeted to the plasma membrane through the interaction between membrane-anchored CIBN and excited CRY2. Opto-Rho1DN can be activated by ultraviolet A (UVA) light and blue light (400-500 nm, peak activation at 450-488 nm), or by an 830-980 nm pulsed laser when performing two-photon stimulation41,46,47,48. Therefore, Opto-Rho1DN is stimulated by wavelengths normally used for exciting GFP (488 nm for single photon imaging and 920 nm for two-photon imaging). In contrast, wavelengths commonly used for exciting mCherry (561 nm for single photon imaging and 1,040 nm for two-photon imaging) do not stimulate the optogenetic module and therefore can be used for pre-stimulation imaging. The protocol describes the approaches used to minimize the risk of unwanted stimulation during sample manipulation.
Laser ablation has been extensively employed to detect and measure tension in cells and tissues49. Previous studies have shown that, when laser intensity is appropriately controlled, two-photon laser ablation employing a femtosecond near-infrared laser can physically impair some subcellular structures (e.g., cortical actomyosin networks) without causing plasma membrane rapture50,51. If the tissue is under tension, laser ablation of a region of interest within the tissue results in an immediate outward recoil of the cells adjacent to the ablated region. The recoil velocity is a function of the magnitude of the tension and the viscosity of the media (cytoplasm) surrounding the structures undergoing recoil49. Because of the superior penetration depth of the near-infrared lasers and the ability to achieve well-confined focal ablation, two-photon laser ablation is particularly useful for detecting tissue tension in vivo. As demonstrated in this protocol, this method can be easily combined with Opto-Rho1DN-mediated inactivation of actomyosin contractility to investigate the direct impact of Rho1-dependent cellular contractility on tissue mechanics during dynamic tissue remodeling.

Autor em destaque: Inibição optogenética da contratilidade da actomiosina mediada por Rho1 juntamente com a medição da tensão epitelial em embriões de Drosophila  

Inibição Optogenética da Contratilidade da Actomiosina Mediada por Rho1 Juntamente com a Medida da Tensão Epitelial em Embriões de Drosophila

Our research studies tissue morphogenesis, the formation of complex three-dimensional tissue structures in development. We are interested in the genes and the molecules that regulate morphogenesis and seek to understand the physical principles underlying morphogenesis. For example, how mechanical forces are generated and how they drive tissue rehabilitation.Contractile forces generated by filamentous actin and non-muscle myosin II, also known as actomyosin contractility, is one of the most important forces that drive tissue morphogenesis. Our current research addresses how actomyosin contractility mediates the folding of blood epithelial cell sheets, a fundamental tissue construction mechanism in development. An in-depth understanding of the role of actomyosin contractility in epithelial folding and other morphogenetic processes requires approaches that can quickly inactivate actomyosin at designated time and location, and records the immediate impact of tissue behavior and properties.However, this is difficult to achieve using conventional genetic approaches. The approach described in this protocol is designed to address how cells and tissues respond to sudden changes in mechanical forces that normally drive tissue remodeling. This is an important question but has been difficult to tackle due to limited approaches that can quickly alter mechanical forces in intact tissues.In this study, we developed an optogenetic tool to inactivate actomyosin at specific tissue regions in Drosophila embryos quickly. We found that combining these two with laser ablation to investigate the direct impact of actomyosin contractility on tissue mechanics in epithelial folding. Our findings provide new insights into the mechanical mechanism apical constriction media to epithelial folding.With manual modifications, the protocol can be easily adapted to study the function of actomyosin contractility in a wide range of morphogenetic processes.

Nos embriões não estimulados submetidos à constrição apical, o Sqh-mCherry enriqueceu-se na região medioapical das células mesodérmicas ventrais, enquanto o CRY2-Rho1DN-mCherry foi citosólico (Figura 1A). A ablação a laser dentro do domínio de constrição levou a um rápido recuo tecidual ao longo do eixo A-P (Figura 1B,C). Nos embriões estimulados, o sinal CRY2-Rho1DN-mCherry tornou-se localizado na membrana plasmática, enquanto ...

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A contratilidade da actomiosina desempenha um papel importante na morfogênese celular e tecidual. No entanto, é um desafio manipular agudamente a contratilidade da actomiosina in vivo . Este protocolo descreve um sistema optogenético que inibe rapidamente a contratilidade da actomiosina mediada por Rho1 em embriões de Drosophila , revelando a perda imediata da tensão epitelial após a inativação da actomiosina in vivo.

Contractile forces generated by actin and non-muscle myosin II ("actomyosin contractility") are critical for morphological changes of cells and tissues at ...

Nossa pesquisa estuda a morfogênese tecidual, a formação de estruturas teciduais tridimensionais complexas em desenvolvimento. Estamos interessados nos genes e nas moléculas que regulam a morfogênese e buscamos entender os princípios físicos subjacentes à morfogênese. Por exemplo, como as forças mecânicas são geradas e como elas conduzem a reabilitação tecidual.As forças contráteis geradas pela actina filamentosa e miosina II não muscular, também conhecida como contratilidade da actomiosina, é uma das forças mais importantes que dirigem a morfogênese tecidual. Nossa pesquisa atual aborda como a contratilidade da actomiosina medeia o enovelamento das folhas celulares epiteliais do sangue, um mecanismo fundamental de construção tecidual no desenvolvimento. Uma compreensão profunda do papel da contratilidade da actomiosina no epitélio e em outros processos morfogenéticos requer abordagens que possam inativar rapidamente a actomiosina em tempo e local designados, e registre o impacto imediato do comportamento e das propriedades teciduais.No entanto, isso é difícil de conseguir usando abordagens genéticas convencionais. A abordagem descrita neste protocolo é projetada para abordar como as células e tecidos respondem a mudanças súbitas nas forças mecânicas que normalmente conduzem a remodelação tecidual. Esta é uma questão importante, mas tem sido difícil de abordar devido a abordagens limitadas que podem alterar rapidamente as forças mecânicas em tecidos intactos.Neste estudo, desenvolvemos uma ferramenta optogenética para inativar rapidamente a actomiosina em regiões específicas do tecido em embriões de Drosophila. Verificamos que a combinação destes dois com a ablação a laser para investigar o impacto direto da contratilidade da actomiosina na mecânica tecidual no epitélio de dobramento. Nossos achados fornecem novos conhecimentos sobre o mecanismo mecânico dos meios de constrição apical para dobramento epitelial.Com modificações manuais, o protocolo pode ser facilmente adaptado para estudar a função da contratilidade da actomiosina em uma ampla gama de processos morfogenéticos.

optogenetic-inhibition-rho1-mediated-actomyosin-contractility-coupled

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Optogenetic Inhibition of Rho1-Mediated Actomyosin Contractility Coupled with Measurement of Epithelial Tension in Drosophila Embryos

1.0K visualizações.  Dartmouth College. Nossa pesquisa estuda a morfogênese tecidual, a formação de estruturas teciduais tridimensionais complexas em desenvolvimento. Estamos interessados nos genes e nas moléculas que regulam a morfogênese e buscamos entender os princípios físicos subjacentes à morfogênese. Por exemplo, como as forças mecânicas são geradas e como elas conduzem a reabilitação tecidual.As forças contráteis geradas pela actina filamentosa e miosina II não muscular, também conhecida como contra...

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