Este estudo foi financiado por doações da Fundação Nacional de Ciências Naturais da China U21A20368 (L. Y.), 82101000 (H. W.) e 82100982 (F. L.), e pelo Programa de Ciência e Tecnologia de Sichuan 2023NSFSC1499 (H. W.). Todos os dados e imagens originais estão incluídos neste artigo.

Os procedimentos experimentais neste estudo foram aprovados pelo comitê de ética da Escola de Estomatologia da China Ocidental, Universidade de Sichuan (WCHSIRB-D-2021-125). Camundongos C57BL/6 adultos foram obtidos da Gempharmatech Experimental Animals Company, Chengdu, China. Toda a coroa do primeiro molar superior entra em erupção 21 dias após o nascimento. Os camundongos para cirurgia devem ter mais de 21 dias com vitalidade normal11. Aqui, camundongos de 6 a 8 semanas de idade foram usados para modelagem. A Figura 1 é um fluxograma que mostra o protocolo utilizado.
1. Preparo pré-operatório (Figura 2)
<ol><li>Obtenha os seguintes instrumentos: microscópio estereoscópico, placa de fixação, fita médica, mordaça bucal, broca dentária minimamente invasiva com diâmetro de 0,6 mm, peça de mão odontológica odontológica de alta velocidade, lima 8# C+, almofada de aquecimento, seringa de 1 mL, bola de algodão estéril, pinça ocular.</li>
	<li>Obtenha os seguintes medicamentos: mistura de anestesia, pomada veterinária.</li>
</ol>2. Preparação da mordaça bucal
<ol><li>Pese e anestesie o camundongo por injeção intraperitoneal de solução de mistura anestésica (cloridrato de cetamina a 10% + xilazina a 5% + solução salina isotônica estéril a 85%) a 0,007 mL / g de peso corporal e confirme a anestesia adequada através do método de pinça do dedo do pé. Aplique pomada lubrificante oftálmica nos olhos para evitar lesões oculares devido à dessecação durante a operação. NOTA: Chapéus médicos, máscaras, luvas e macacões e outras proteções básicas são necessários. Certifique-se de que o ambiente cirúrgico e a câmara do mouse estejam limpos e seguros. É necessária uma almofada térmica para suporte térmico durante todo o procedimento.</li>
	<li>Prepare o mordaça bucal conforme descrito abaixo (Figura 3).<ol><li>Obtenha os seguintes materiais: Fio de arco ortodôntico com diâmetro de 8 μm, alicate de dobra de laço jovem, cortador de fio pesado, caneta marcadora, tampa de borracha com comprimento de 3 mm e diâmetro de seção transversal de 1 mm.</li>
		<li>Primeiro, endireite o fio do arco com a mão esquerda para fixação e o polegar, o dedo indicador da mão direita dobre levemente contra o arco do fio. Repita esta ação várias vezes, isso facilitará a flexão para o ângulo tridimensional correto.</li>
		<li>Use o alicate de dobra de laço Yong para dobrar a borda superior (Figura 3G, ai) do trapézio (Figura 3C, al-kb) com cerca de 8 mm de comprimento no ponto médio do fio do arco. Certifique-se de que o ponto a (Figura 3) esteja na borda do bico do alicate.</li>
		<li>Segure o alicate com a mão esquerda, prenda a extremidade livre do fio do arco com o polegar direito e o indicador e dobre o fio do arco do ponto a para fazer um ângulo de cerca de 120 °. Duplique a ação anterior no ponto i (Figura 3G). Verifique se o fio do arco está em um plano, colocando-o em uma mesa horizontal sem forçar a alavanca.</li>
		<li>Deixe cerca de 9 mm de comprimento de cada lado (Figura 3D, ab, lk) e dobre a extremidade livre em um ângulo de 75 ° usando a mesma habilidade da etapa 2.2.4, garantindo que cada borda esteja em um plano. Dobre este ângulo agudo com a ponta do bico do alicate.</li>
		<li>Encontre o ponto c a cerca de 5 mm do ponto b. Siga a mesma habilidade para dobrar um ângulo de 105° no ponto c. Dobre outro ângulo de 105° no ponto d a 5 mm do ponto c. Deixe cerca de 4,5 mm do ponto d e encontre o ponto e. Dobre a extremidade livre no ponto e para formar um ângulo de cerca de 100 -105° (Figura 3E). NOTA: Os camundongos C57 de 6 a 8 semanas que usamos tinham cerca de 20 g. O espaçamento de 5 mm não só poderia emperrar as mandíbulas superior e inferior dos camundongos sem se mover, mas também não pressionaria a pele dos camundongos e causaria desconforto. Se outras espécies ou idades de camundongos forem usadas, ajuste o comprimento das partes cd e ih de acordo com a situação real (Figura 3E, G).</li>
		<li>Dobre um abaixador de língua extra para a parte mandibular (Figura 3G, j-i-h-g).</li>
		<li>Etapas de dobra duplicadas da peça ABC na peça LKJ. Prenda as peças i-k e k-j ao mesmo tempo e dobre a extremidade livre no ponto j para torná-la vertical em relação ao plano i-k-j. Clamp ponto i que fica a 5 mm do ponto j, dobre a extremidade livre para torná-la paralela ao plano i-k-j e à parte cd (Figura 3H).</li>
		<li>Deixe 5 mm de comprimento do ponto i, no ponto h, dobre o arco verticalmente para a parte i-h e paralelo ao plano j-i-h. Encontre o ponto g a 5 mm do ponto h. Prenda o plano j-i-h-g e dobre a extremidade livre simétrica à parte k-j. Em seguida, a extremidade livre após o ponto f deve ser simétrica à extremidade livre do ponto e (Figura 3H).</li>
		<li>Coloque tampas de borracha na extremidade livre (Figura 3F).</li>
	</ol></li>
</ol>3. Imobilização
<ol><li>Fixe o mouse em decúbito dorsal na placa de fixação com os membros presos por fita adesiva. Comprima as pontas livres da mordaça bucal com o polegar e o indicador.</li>
	<li>Fixe os incisivos frontais do mouse na ranhura trapezoidal de dois braços. Certifique-se de que o braço com abaixador de língua seja para mandibula. Ajuste a mordaça bucal para garantir que a língua do rato esteja imobilizada, mas não isquêmica.</li>
</ol>4. Avaliação dentária
<ol><li>Certifique-se de que o primeiro molar superior para cirurgia esteja livre de cáries dentárias, traumas e odontogênese. Certifique-se de que não haja vermelhidão, inchaço ou fístula na gengiva circundante. Certifique-se de que os dentes opostos estejam saudáveis e disponíveis para atuar como o grupo de controle saudável.</li>
</ol>5. Exposição pulpar
<ol><li>Use a broca dentária para perfurar o lado oclusal do primeiro molar superior a uma velocidade de 20.000 rpm. Certifique-se de que o esmalte seja removido. Mantenha a operação com peça de mão odontológica apenas em camada rasa de dentina para evitar estimulação térmica excessiva no tecido pulpar dentário12.</li>
	<li>Ao mesmo tempo, evite o superaquecimento usando uma seringa para colocar solução salina normal no dente a cada 3 minutos durante a operação.</li>
	<li>Coloque uma lima 8# ou 10# C+ na posição mais baixa do poço perfurado e perfure a última dentina para expor a câmara pulpar. Será uma sensação óbvia de queda quando a dentina local for completamente removida. Não prob muito fundo, ou o tecido da polpa dentária pode ser retirado da câmara pulpar.</li>
	<li>Limpe os fragmentos ao redor do dente. Tire a mordaça na boca; A cirurgia está terminada. Use o primeiro molar maxilar oposto como controle sem operação.</li>
</ol>6. Cuidados pós-operatórios
<ol><li>Após a cirurgia, administre carprofeno (5 mg/kg) por via subcutânea e coloque o camundongo na almofada de aquecimento quimiotérmico em decúbito ventral até a recuperação da anestesia. Alimente os ratos e forneça água potável. O processo de recuperação deve ser supervisionado. Nenhum outro animal deve estar na mesma câmara até que o camundongo esteja totalmente recuperado.</li>
</ol>7. Coleta e armazenamento de amostras
<ol><li>Eutanasiar o camundongo com luxação cervical sob condição anestésica profunda 24 h após a operação ou qualquer outro momento conforme experimento9. Corte os músculos do esqueleto ligados à maxila e ao zigoma com uma tesoura oftálmica. Remova o esqueleto, o osso frontal e os tecidos moles e retire a lâmina gnotosgotegita com os molares superiores. NOTA: De acordo com He et al., recomenda-se que a amostra de pulpite seja coletada menos de 72 h após a cirurgia para evitar necrose extensa no tecido pulpar dentário13.</li>
	<li>Divida sagitalmente o gnatosgotegito ao meio e armazene o tecido em paraformaldeído a 4% em PBS, pH 7,4, a 4 ° C para fixação de 24 horas.</li>
</ol>8. Análise histológica
<ol><li>Lave o tecido com solução salina tamponada com fosfato (PBS) e descalcifique-o em solução descalcificante alterada diariamente de EDTA a 5% e sacarose a 4% em PBS, pH 7,4, a 4 °C por 2-4 semanas10.</li>
	<li>Incorpore a 1/2 gontostegita em parafina e certifique-se de que a face sagital sem dentes esteja na parte inferior dos de tecido.</li>
	<li>Corte o bloco de parafina em fatias de 5 μm de espessura com um micrótomo de parafina. Ajuste o ângulo do bloco de parafina de acordo com a relação proximal, distal, superior e inferior observada ao microscópio para garantir que a polpa da coroa completa e a perfuração do primeiro molar possam ser cortadas.</li>
</ol>

Criando um modelo de camundongo de inflamação pulpar usando uma nova mordaça na boca 

<ol>
	<li>Kleinert, A., Kleinert, L., Ozimirska, M., Cha&#322;as, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endodontium+-+together+or+separately.">Endodontium - together or separately.</a> Folia Morphol. 77 (3), 409-415 (2018).</li><li>Dhillon, H., Kaushik, M., Sharma, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regenerative+endodontics-Creating+new+horizons.">Regenerative endodontics-Creating new horizons.</a> J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 104 (4), 676-685 (2016).</li><li>Prati, C., Pirani, C., Zamparini, F., Gatto, M. R., Gandolfi, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+20-year+historical+prospective+cohort+study+of+root+canal+treatments.+A+Multilevel+analysis.">A 20-year historical prospective cohort study of root canal treatments. A Multilevel analysis.</a> Int Endod J. 51 (9), 955-968 (2018).</li><li>Su, Y., Wang, C., Ye, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Healing+rate+and+post-obturation+pain+of+single-+versus+multiple-visit+endodontic+treatment+for+infected+root+canals:+a+systematic+review.">Healing rate and post-obturation pain of single- versus multiple-visit endodontic treatment for infected root canals: a systematic review.</a> J Endod. 37 (2), 125-132 (2011).</li><li>Murray, P. E., Garcia-Godoy, F., Hargreaves, K. 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F., Zhao, Y. B., Zhang, F. M., Han, P. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+study+of+gene+expression+during+tooth+eruption+and+orthodontic+tooth+movement+in+mice.">Comparative study of gene expression during tooth eruption and orthodontic tooth movement in mice.</a> Oral Dis. 15 (8), 573-579 (2009).</li><li>Kwon, S. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thermal+irritation+of+teeth+during+dental+treatment+procedures.">Thermal irritation of teeth during dental treatment procedures.</a> Restor Dent Endod. 38 (3), 105-112 (2013).</li><li>He, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pulpal+tissue+inflammatory+reactions+after+experimental+pulpal+exposure+in+mice.">Pulpal tissue inflammatory reactions after experimental pulpal exposure in mice.</a> J Endod. 43 (1), 90-95 (2017).</li><li>Karrar, R. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+biomarkers+for+objective+assessment+of+symptomatic+pulpitis:+A+systematic+review+and+meta-analysis.">Molecular biomarkers for objective assessment of symptomatic pulpitis: A systematic review and meta-analysis.</a> Int Endod J. 56 (10), 1160-1177 (2023).</li><li>Goldman, E., Reich, E., Abramovitz, I., Klutstein, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inducing+apical+periodontitis+in+mice.">Inducing apical periodontitis in mice.</a> J Vis Exp. (150), e59521 (2019).</li><li>Duncan, H. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Present+status+and+future+directions-Vital+pulp+treatment+and+pulp+preservation+strategies.">Present status and future directions-Vital pulp treatment and pulp preservation strategies.</a> Int Endod J. 55 (Suppl 3), 497-511 (2022).</li><li>Shi, X., Li, Z., He, Y., Jiang, Q., Yang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+different+dental+burs+for+experimental+induction+of+pulpitis+in+mice.">Effect of different dental burs for experimental induction of pulpitis in mice.</a> Arch Oral Biol. 83, 252-257 (2017).</li><li>Du, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Indigenous+microbiota+protects+development+of+medication-related+osteonecrosis+induced+by+periapical+disease+in+mice.">Indigenous microbiota protects development of medication-related osteonecrosis induced by periapical disease in mice.</a> Int J Oral Sci. 14 (1), 16 (2022).</li></ol>

Os autores declaram não haver conflito de interesses.

Como o único tecido mole dentro dos dentes, a polpa dentária desempenha um papel crucial na manutenção da bioatividade do dente, mas permanece altamente sensível. A preservação dessa polpa vital tornou-se a abordagem inicial preferida em tratamentos endodônticos recentes, necessitando de uma compreensão abrangente dos mecanismos inflamatórios da polpa dentária16. A flutuação espaço-temporal do microambiente inflamatório e as interações entre os tipos de células residentes na pulp...

A polpa dentária, parte integrante do dente, é responsável por múltiplas funções essenciais, como fornecimento de nutrientes, formação de dentina, função sensorial e reações de defesa1. No entanto, a polpa dentária, circundada por tecido duro, é suscetível a lesões e danos causados por cárie profunda, pulpite, trauma ou terapias subsequentes 2,3. A ausência de polpa dentária funcional aumenta o risco de fragilidade dentária4. Além disso, a perda de vitalidade pulpar em dentes permanentes jovens pode afetar adversamente a maturação dentária, e as técnicas atuais de prótese dentária não conseguem restaurar o feedback neural oferecido pela polpa saudável4. Essa situação levou os pesquisadores a explorar soluções alternativas para o manejo da polpa inflamada além da mera remoção.
Em 2007, Murray et al. iniciaram a aplicação da engenharia de tecidos na endodontia regenerativa, despertando assim um interesse crescente na preservação e regeneração pulpar5. No entanto, o tecido pulpar inflamado representa um desafio, pois as células liberam fatores inflamatórios, como a IL-6, que recrutam células inflamatórias e resultam em necrose celular, perda de vitalidade pulpar e complicações na recuperação funcional 6,7. Compreender a inflamação e a morte celular associada é, portanto, crucial para avanços na preservação da polpa vital. Há uma série de experimentos que foram conduzidos para explorar a biologia molecular da polpa inflamada in vivo ou in vitro 8,9. Embora experimentos in vitro como culturas de células 2D ou 3D tenham sido desenvolvidos há anos e estejam se tornando maduros e amplamente utilizados para testar reações de células pulpares a fatores inflamatórios, esses experimentos não podem refletir a interação entre o tecido pulpar e o sistema imunológico sistêmico10. Se o fenômeno que está sendo estudado for derivado de células de outra origem tecidual, como sistema imunológico, vascular e nervoso, a cultura de células pulpares puras levará a um beco sem saída. Portanto, experimentos in vivo são muito necessários e referenciais.
Os camundongos têm se tornado cada vez mais uma escolha comum na pesquisa de inflamação in vivo devido à sua relação custo-benefício, alta fertilidade e vitalidade. No entanto, um protocolo abrangente para o modelo de pulpite de camundongos está ausente atualmente, o que pode servir como referência. O pequeno tamanho dos camundongos e sua sensibilidade à estimulação representam desafios significativos durante os procedimentos experimentais. Observar os dentes minúsculos escondidos profundamente na boca do camundongo geralmente requer o uso de um microscópio cantilever, apesar da presença mais comum de microscópios de mesa em laboratórios. A ausência de um abridor de boca requer ajuda de outras pessoas. Para resolver isso, o grupo desenvolveu uma mordaça bucal usando materiais prontamente disponíveis que visa fornecer um protocolo padronizado e reprodutível para a construção do modelo de pulpite de camundongos. Este artigo detalha o procedimento, abrangendo preparação pré-operatória, imobilização, cirurgia de exposição pulpar e coleta de amostras em camundongos C57. Esse protocolo recomenda o uso da mordaça bucal, fornecendo informações sobre sua estrutura, produção e aplicação para facilitar a replicação do procedimento por outros pesquisadores.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Animal</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57/B6J mice</td>
			<td>Gempharmatech Experimental Animals Company</td>
			<td>C57/B6J</td>
			<td>For the establishment of pulp exposure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 mL syringe</td>
			<td>Chengdu Xinjin Shifeng Medical Apparatus &#38; Instruments Co. LTD.</td>
			<td>SB1-074(IV)</td>
			<td>Apply in drug injection.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8# C+ file</td>
			<td>Readysteel</td>
			<td>0010047</td>
			<td>Apply in exposing the roof of pulp chamber.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anesthesia Mix solution</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>10% ketamine hydrochloride+ 5% xylazine + 85% sterile isotonic saline.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAPI Staining Solution</td>
			<td>Beyotime</td>
			<td>C1005</td>
			<td>Apply in immunofluorescence staining for counter-staining of nucleus.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental high-speed dental handpiece</td>
			<td>Jing yuan electronic commerce technology</td>
			<td>WJ-422</td>
			<td>Apply in pulp exposure.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heavy wire cutter</td>
			<td>Jirui Medical Instrument Co., Ltd.</td>
			<td>none</td>
			<td>Apply inarc cutting.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hematoxylin and Eosin Stain kit</td>
			<td>Biosharp</td>
			<td>BL700B</td>
			<td>For the histological analysis of the slides.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IL-6 antibody</td>
			<td>Novus</td>
			<td>NBP2-89149</td>
			<td>Apply in immunofluorescence staining to detect the inflammation of the dental pulp.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine(Ketamine hydrochloride)</td>
			<td>Vet One, Boise, Idaho, USA</td>
			<td>C3N VT1</td>
			<td>100mg/kg, IP. Apply in nesthetization.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medical tap</td>
			<td>3M</td>
			<td>1530</td>
			<td>Apply in mice immobilization.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Orthodontic arch wire&#160;</td>
			<td>Shanghai Wei Rong Medical Apparatus Co. LTD.</td>
			<td>K417</td>
			<td>Diameter of 8&#181;m</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Round dental burr (0.6 mm)</td>
			<td>Shofu global</td>
			<td>072208</td>
			<td>Apply in removing enamel and shallow layer of dentin.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Young loop bending plier</td>
			<td>Jirui Medical Instrument Co., Ltd.</td>
			<td>none</td>
			<td>Apply in arc bending.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

establishment of a murine pulp exposure model with a novel mouth-gag for pulpitis research

A pulpite, uma causa comum de perda natural do dente, leva à necrose e perda de bioatividade na polpa dentária inflamada. Desvendar os mecanismos subjacentes à pulpite e seu tratamento eficiente é um foco contínuo da pesquisa endodôntica. Portanto, entender o processo inflamatório dentro da polpa dentária é vital para melhorar a preservação da polpa. Comparado a outros experimentos in vitro , um modelo de pulpite murina oferece um contexto mais autêntico e geneticamente diverso para observar a progressão patológica da pulpite. No entanto, o uso de camundongos, apesar de sua relação custo-benefício e acessibilidade, apresenta dificuldades devido ao seu pequeno tamanho, má coordenação e baixa tolerância, dificultando os procedimentos intrabucais e odontológicos. Este protocolo apresenta um novo design e aplicação de uma mordaça bucal para expor a polpa do camundongo, facilitando procedimentos intraorais mais eficientes. A mordaça bucal, composta por uma arcada dentária prontamente disponível para a maioria dos dentistas e pode agilizar significativamente a preparação cirúrgica, mesmo para procedimentos iniciais. Micro-CT, coloração de hematoxilina-eosina (HE) e coloração de imunofluorescência foram usadas para identificar alterações na morfologia e expressão celular. O objetivo deste artigo é ajudar os pesquisadores a estabelecer um procedimento mais reprodutível e menos exigente para criar um modelo de inflamação pulpar usando esta nova mordaça bucal.

The dental pulp, an integral part of the tooth, is responsible for multiple essential functions such as nutrient supply, dentin formation, sensory function, and defense reactions1. Nevertheless, the dental pulp, surrounded by hard tissue, is susceptible to injuries and damages from deep caries, pulpitis, trauma, or subsequent therapies2,3. The absence of functional dental pulp increases the risk of tooth fragility4. Moreover, the loss of pulp vitality in young permanent teeth can adversely affect tooth maturation, and current denture techniques fail to restore the neural feedback offered by healthy pulp4. This situation has led researchers to explore alternative solutions for managing inflamed pulp beyond mere removal.
In 2007, Murray et al. initiated the application of tissue engineering in regenerative endodontics, thereby sparking increased interest in pulp preservation and regeneration5. However, inflamed pulp tissue poses a challenge as cells release inflammatory factors such as IL-6, which recruit inflammatory cells and results in cell necrosis, loss of pulp vitality, and complications in functional recovery6,7. Understanding inflammation and the associated cell death is, therefore, crucial for advancements in the preservation of vital pulp. There are a number of experiments that have been conducted to explore the molecular biology of the inflame pulp in vivo or in vitro8,9. Though in vitro&#160;experiments like 2D or 3D cell cultures have been developed for years and are becoming mature and widely used to test reactions of pulp cells to inflammatory factors, these experiments cannot reflect the interaction between pulp tissue and the systemic immune system10. If the phenomenon being studied is derived from cells of other tissue origin like immune, vascular and nervous system, then pure pulp cell culture will lead to a dead end. Therefore, in vivo experiments are very necessary and referential.
Mice have increasingly become a common choice in inflammation research in vivo&#160;due to their cost-effectiveness, high fertility, and vitality. However, a comprehensive protocol for mice pulpitis model is currently absent, which can serve as a reference. The small size of mice and their sensitivity to stimulation pose significant challenges during experimental procedures. Observing the minuscule teeth concealed deep within the mouse mouth often necessitates the use of a cantilever microscope, notwithstanding the more common presence of desktop microscopes in laboratories. The absence of a mouth opener requires assistance from others. To address this, the group has devised a mouth-gag using readily available materials which aims to provide a standardized and reproducible protocol for constructing the mice pulpitis model. This article details the procedure, covering preoperative preparation, immobilization, pulp exposure surgery, and sample collection on C57 mice. This protocol recommends the use of the mouth-gag, providing information on its structure, production, and application to facilitate other researchers in replicating the procedure.

Autor em destaque: aprimorando a pesquisa da polpa dentária com modelos de camundongos aprimorados

Estabelecimento de um modelo de exposição à polpa murina com uma nova mordaça bucal para pesquisa de pulpite

Individual experiments like 2D or 3D cell cultures have been widely used to test the reactions of dental pulp cells. These experiments cannot reflect the interaction between pulp tissue and the systemic immune system. Therefore, in vivo experiments are becoming increasingly popular in endodontic research.C57 mice have increasingly become a common choice in inflammation research on dental pulp due to their cost effectiveness, high fertility and vitality. However, the small size of mice and lack of coordination posed significant challenges during experimental procedures. The fixation process is an important factor that higher the technical threshold.We devised a novel mouth gag using readily available materials and simple assemblies to assist researchers in pulp exposure surgery. According to our research, this mouth gag can significantly shorten the time required for beginners to immobilize the mouth and expose the maxillary first molar of mice.

O procedimento descrito acima foi realizado no primeiro molar superior direito de camundongos C57BL/6 de 3, 6-8 semanas de idade, enquanto os primeiros molares superiores esquerdos foram preservados como controle. Os resultados histológicos e de imunofluorescência do controle em branco, amostras de pulpite de 12 h e pulpite de 24 h foram utilizados para demonstração.
Seguindo o protocolo de análise de TC de Goldman et al.15, a exposição pulpar foi confirmada por ...

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Este artigo apresenta um protocolo simplificado para estabelecer um modelo de pulpite em camundongos usando um mordaça bucal inovador, seguido de análise histológica subsequente.

Pulpitis, a common cause of natural tooth loss, leads to necrosis and loss of bioactivity in the inflamed dental pulp. Unraveling the mechanisms ...

Experimentos individuais, como culturas de células 2D ou 3D, têm sido amplamente utilizados para testar as reações das células da polpa dentária. Esses experimentos não podem refletir a interação entre o tecido pulpar e o sistema imunológico sistêmico. Portanto, experimentos in vivo estão se tornando cada vez mais populares na pesquisa endodôntica.Os camundongos C57 têm se tornado cada vez mais uma escolha comum na pesquisa de inflamação na polpa dentária devido à sua relação custo-benefício, alta fertilidade e vitalidade. No entanto, o pequeno tamanho dos camundongos e a falta de coordenação representaram desafios significativos durante os procedimentos experimentais. O processo de fixação é um fator importante que aumenta o limiar técnico.Criamos uma nova mordaça bucal usando materiais prontamente disponíveis e montagens simples para auxiliar os pesquisadores na cirurgia de exposição pulpar. De acordo com nossa pesquisa, essa mordaça bucal pode reduzir significativamente o tempo necessário para iniciantes imobilizarem a boca e exporem o primeiro molar superior de camundongos.

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Research

JoVE Journal

Medicine

Establishment of a Murine Pulp Exposure Model with a Novel Mouth-Gag for Pulpitis Research

657 visualizações.  Sichuan University. Experimentos individuais, como culturas de células 2D ou 3D, têm sido amplamente utilizados para testar as reações das células da polpa dentária. Esses experimentos não podem refletir a interação entre o tecido pulpar e o sistema imunológico sistêmico. Portanto, experimentos in vivo estão se tornando cada vez mais populares na pesquisa endodôntica.Os camundongos C57 têm se tornado cada vez mais uma escolha comum na pesquisa de inflamação na polpa dentária devido à sua...

Vídeo: Autor em destaque: aprimorando a pesquisa da polpa dentária com modelos de camundongos aprimorados

Pulpitis, a common cause of natural tooth loss, leads to necrosis and loss of bioactivity in the inflamed dental pulp. Unraveling the mechanisms underlying pulpitis and its efficient treatment is an ongoing focus of endodontic research. Therefore, understanding the inflammatory process within the dental pulp is vital for improving pulp preservation. Compared to other in vitro experiments, a murine pulpitis model offers a more authentic and genetically diverse context to observe the pathological progression of pulpitis. However, using mice, despite their cost-effectiveness and accessibility, poses difficulties due to their small size, poor coordination, and low tolerance, complicating intraoral and dental procedures. This protocol introduces a novel design and application of a mouth-gag to expose mouse pulp, facilitating more efficient intraoral procedures. The mouth-gag, comprised of a dental arch readily available to most dentists and can significantly expedite surgical preparation, even for first-time procedures. Micro-CT, hematoxylin-eosin (HE) staining, and immunofluorescence staining were used to identify changes in morphology and cell expression. The aim of this article is to help researchers establish a more reproducible and less demanding procedure for creating a pulp inflammation model using this novel mouth-gag.

This article presents a streamlined protocol for establishing a pulpitis model in mice using an innovative mouth-gag, followed by subsequent histological analysis.

Medicina

Preparation of the Mouth Gag for a Mouse Pulpitis Model

To begin, straighten an 8 micron thick orthodontic arch wire with your left hand while keeping the right hand slightly bent against the wire arc. Use a Young loop bending plier to bend the top edge of the trapezoid about eight millimeters at the midpoint of the bow wire. Ensure that point A is on the edge of the plier beak.Now hold the plier with the left hand. Clamp the free end of the bow wire with the right thumb and forefinger, then bend the bow wire from point A to make a 120-degree angle. Place the arch wire on a horizontal table to check if it is on a single plane.Leave about nine millimeters on each side of the wire and use pliers to bend the free end to a 75-degree angle. Now locate point C which is about five millimeters from point B.Bend the wire at point C to make a 105-degree angle. Similarly, bend the wire at points D and E.Clamp the IK and KJ parts simultaneously.Duplicate the A, B, C bending at points L, J, and K, then bend the free end at point J to make it vertical to the IKJ plane. Bend an extra tongue depressor for the mandibular part. Clamp point I five millimeters from point J and bend the free end to make it parallel to both the IKJ plane and the CD part.Next, leave a five millimeter gap from point I and at point H, bend the arch vertically to the IH and JIH planes. Locate point G five millimeters from H and clamp the JIHG lane. Then bend the arch at point G.Now bend the free end symmetrical to the KJ plane.The free end after point F should be symmetrical to the free end at point E.Finally, place rubber caps on the free ends.

Preparação da mordaça bucal para um modelo de pulpite de camundongo

Using A Mouth Gag for Pulpitis Assessment in Mice

To begin, fix an anesthetized mouse in a supine position on a fixation plate. Secure the limbs with skin tape. Compress the free ends of a prepared mouth gag with the thumb and the index finger.Fix the mouse's front incisors in the trapezoidal groove between the two arms of the mouth gag. Ensure the arm with the tongue depressor is placed on the mandibula. Check the maxillary first molar to ensure it is free of dental caries, trauma, and odontogenesis.Assess the surrounding gingiva to ensure absence of redness, swelling, or fistula. Then, check the health of the opposite teeth. Next, with a dental burr, drill the occlusal side of the maxillary first molar at 20, 000 RPM.Remove the enamel. With a syringe, drop normal saline every three minutes over the tooth to prevent overheating. Put a number 8 C+file on the lowest position of the drilled pit and pierce the last dentine to expose the pulp chamber.Clean the fragments around the tooth, then remove the mouth gag. The time taken to fix the mouth with the mouth gag and to find the maxillary first molar was significantly shortened relative to the traditional method. The pulp exposure was confirmed through micro CT and reconstruction modeling.At 24 hours post-surgery, most of the pulp tissue retained its morphology.