O financiamento para este trabalho foi fornecida por ORWH SCOR P50 DK064540, SR1 DK 051.406, SR1 AI 108.749-01, F32 DK 101.171, e F32 DK 104516-01.

Declaração de Ética: A Comissão de Estudos animal da Universidade de Washington aprovou todas as infecções e procedimentos de mouse, como parte do protocolo número 20120216, o qual foi aprovado 2013/01/11 e 2016/01/11 expira. Cuidado geral dos animais foi consistente com a guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório do Conselho Nacional de Pesquisa e Guia de Recursos de Cuidados USDA Animal. Procedimentos de eutanásia são consistentes com as &quot;orientações AVMA para a eutanásia dos animais edição de 2013&quot;. 1. UPEC UTI protocolo, Inoculação agulha Preparação (Figura S1) <ol><li> Retire a tampa da agulha G 30. Linha de aproximadamente 1 polegada de tubagem PE10 sobre o veio da agulha. UV esterilizar os conjuntos de agulha durante a noite. Agulhas cateterizada pode ser armazenado indefinidamente em placas de Petri estéreis. </li></ol> 2. UPEC bacteriana inóculo Preparação <ol><li> Prepare UTI89 inoculo (começar 72 horas antes da inoculaçãodia ção) <ol><li> Streak UTI89 sobre uma placa de agar LB (Luria-Bertani) a partir de um lote congelado. Incubar durante a noite a 37 ° C. Escolha uma colónia e inocular-lo em 10 ml de LB num balão de 125 ml. Incubar a 37 ° C durante 24 h, estaticamente. </li><li> Inocular 10 ml de cultura de uma noite em 10 ml de LB em um novo frasco de 125 ml durante mais 24 horas adicionais a 37 ° C, estaticamente. </li><li> Transferência de 3 ml (irá variar com base no tamanho e estirpe inoculo desejado) para tubos de 1,5 ml estéreis e centrifugar a 7000 xg durante 3 min e ressuspender o pellet em PBS 1x e centrifuga-se uma segunda vez. Ressuspender o sedimento bacteriano em 1 ml de PBS 1x. </li></ol></li><li> Medir a densidade óptica bacteriana e ajustar a concentração para a densidade de inoculo desejado. A concentração do padrão do inoculo utilizado é de 10 7 bactérias; no entanto, isto pode variar de acordo com o desenho do estudo. </li></ol> 3. A inoculação bacteriana <ol><li> Limpar a estação de trabalho com etanol a 70% e Csobre a área com papel absorvente (ou use capela de fluxo estéril). </li><li> Desenha-se a 0,9 ml do inoculo bacteriano preparada numa seringa de 1 ml (TB) (remover as bolhas de ar). Coloque uma agulha de inoculação estéril preparado com PE10 tubulação, na seringa contendo o inóculo, em seguida, cortar o tubo de polietileno estéril. NOTA: Deixar um milímetro de tubagem acima da ponta da agulha para evitar a perfuração da bexiga. </li><li> Corte um pedaço quadrado de 1 polegada de parafilme e colocar um pouco de lubrificante cirúrgico (aproximadamente do tamanho de uma moeda de dez centavos) por cima. </li><li> Anestesiar ratos fêmeas C3H / HeN, colocando-os em uma jarra de vidro 32 onças contendo uma bola de chá-infusor com bolas de algodão embebidas com 3 ml de isoflurano ou câmara de vaporizador (a seguir fabrica protocolo) até inconsciente, mas ainda respirando normalmente (1 respiração / sec) . NOTA: Alguns comitês IACUC não aprovar o uso de uma jarra ou vaporizador. Por favor, siga a indicação do comitê IACUC da sua instituição. NOTA: Se frasco de vidrocom chá-ball e / ou nariz cone com bolas de algodão isoflurano-soakd são utilizados, o animal deve ser cuidadosamente observados para evitar overdose de anestésico e morte. A vantagem de utilizar uma câmara de vaporizador de anestesia e é que ela proporciona a administração controlada de isoflurano que evita overdose acidental. CUIDADO: O isoflurano é um anestésico por inalação. Utilizar numa área bem ventilada e minimizar a inalação. </li><li> Retire o rato da jar / vaporizador e colocá-lo em sua parte traseira em uma toalha de papel e espalhar as pernas. </li><li> Cobrir o nariz do rato com um cone de nariz (um tubo ligado ao vaporizador, que fornece uma dose controlada isoflurance que vem equipado com algumas unidades vaporizador) ou tubo de 50 ml com uma bola de algodão contendo uma pequena quantidade (aproximadamente 1-2 ml ) de isoflurano. </li><li> Gentilmente palpitar da bexiga para induzir a micção e garantir uma bexiga anulado. Limpe a área periuretral com 100% de etanol wipe. Umedeça a agulha de inoculação / seringa, primeiro ponto, nalubrificante cirúrgico. </li><li> Inocular cada murganho com 50 uL da solução de bactérias através da inserção da agulha de inoculação transurethrally, cerca de 12 mm e pressiona o êmbolo da seringa gentilmente para distribuir o inoculo para a bexiga suavemente (10 ul / seg). Remova a agulha inoculação do mouse. NOTA: O retorno imediato de inóculo na abertura uretral quando começando a inocular indica inserção inadequada ou incompleta da agulha. </li><li> Retirar o mouse de nariz cone e devolvê-lo à sua gaiola. Repita os passos de 3,3-3,8 para cada rato. Quando / se alternando condições de inóculo / estirpes, descarte a seringa ea agulha de inoculação num recipiente apropriado aprovado e começar de novo o passo 3.2. NOTA: A inoculação com organismos uropatogênicas geralmente não causar sintomas dor severa. No entanto, em casos raros, a administração de grandes doses de agentes patogénicos podem causar febre, redução na ingestão de alimentos e água e comportamento anormal. UMAnimal saúde devem ser monitorizados durante todo o experimento. Se os sintomas de dor são evidentes aviso, um analgésico, tal como buprenorfina (0,05-0,1 mg / kg administrados por via subcutânea), pode ser aplicada. Os procedimentos devem estar em conformidade com IACUC de cada instituição. </li></ol> 4. Determinação de Encargos bacterianas <ol><li> Prepare separadas tubos de 5 ml para cada par de bexiga e rins a ser colhida. Adicionar 1 ml de 1x PBS / tubo / bexiga mouse para ser colhida. Adicionar 0,8 ml de 1x PBS / tubo / par de rins de rato a ser colhida. Rotular cada tubo para corresponder a um determinado rato. Prepara-se uma placa de 96 poços contendo 180 ul de 1x PBS em cada poço diluições em série de 1:10. </li><li> Limpar a área de trabalho com etanol 70% e cobrir a área com uma tampa ou papel toalha absorvente. </li><li> Anestesiar o mouse com isoflurano (ver passo 3.4) até que o mouse pára de respirar por cerca de 1 min, em seguida, colocá-lo na capa ou toalha de papel absorvente. Outros métodos de euthanasia são também aceites pelas comissões IACUC, tais como dióxido de carbono, e pode ser substituído por overdose de isoflurano. </li><li> Sacrificar o rato por deslocamento cervical rápido que consiste em imobilizar o pescoço na base da cabeça e a cauda puxando horizontalmente para longe do corpo até luxação ocorre. NOTA: A maioria comissões IACUC exigem um meio secundário de eutanásia e deslocamento cervical é um método comum. No entanto, outros métodos podem ser utilizados, se aprovado pelo comitê IACUC. </li><li> Coloque o rato morto em sua parte traseira e spray de etanol de 70% no abdômen. Dissecar o rato, a colheita da bexiga e rins, em que a fim de minimizar a potencial contaminação do sangue a seguir a dissecção do rim. Coloque os órgãos de forma independente para os preparados 5 ml tubos contendo 1x PBS (ver passo 4.1). NOTA: Use diferentes tesoura para a dissecção externa e para a colheita de órgãos para minimizar a contaminação. </li><li> Toque do tubo para assegurar que os órgãos são em tele 1x PBS. Repita o passo 4,3-4,5 para cada rato. Tesouras limpas e pinças em etanol a 70% depois de cada rato. </li></ol> 5. bacteriana Recovery <ol><li> Homogeneizar bexiga colhidas e rins nos tubos de 5 ml com um homogeneizador de tecidos, de 15 segundos por rim e bexiga por 30 seg. Lavar sequencialmente homogeneizador em 1x PBS, etanol a 70% e PBS 1x entre amostras. </li><li> Fazer diluições em série 1:10 para 10 -8 e cada prato de diluição para a CFU (unidades formadoras de colónias) em placas de LB-agar. Incubar as placas a 37 ° C durante a noite e contar as colónias no dia seguinte. </li></ol> 6. IBC enumeração <ol><li> Remover assepticamente o da bexiga e colocá-lo em 1x PBS numa placa de 6 poços com fundo de silicone. As placas podem ser preparadas utilizando um kit de elastómero de silicone e vertendo aproximadamente 1 cm de silicone em cada poço, ver instruções do fabricante. Corte a bexiga ao meio com uma tesoura. </li><li> Usando pequenos pinos metálicos afunilar suavemente o bladder, de modo que o lúmen da bexiga fica virado para cima. Certifique-se de colocar os pinos nas bordas exteriores das secções da bexiga para garantir a quantidade máxima de urothelium está exposto. </li><li> Após espalhamento, lavar cuidadosamente a bexiga uma vez com PBS 1x. Remover o PBS 1x por pipeta. Fixar a bexiga através da adição de suficiente paraformaldeído a 3% para cobrir toda a bexiga espalmadas. CUIDADO: O paraformaldeído é cancerígeno. Equipamento de proteção adequado, incluindo luvas, deverão ser usados ​​em todos os momentos. O descarte deve seguir as diretrizes institucionais. </li><li> Incubar à temperatura ambiente durante 1 h. Remover solução de paraformaldeído. Lavar uma vez com PBS 1x. </li><li> Lava-se com solução de lavagem de LacZ (2 mM de MgCl 2, desoxicolato de sódio a 0,01% e 0,02% de Nonidet-p40in PBS 1x) três vezes durante 5 minutos por lavagem. </li><li> Remover a solução de lavagem e adicionar suficiente mancha LacZ (9,5 ml de solução de lavagem de LacZ, 0,4 mL de 25 mg / ml de X-gal e 0,1 ml de 100 mM de K-ferrocianeto / K-ferricianeto) para cobrir as bexigas. Incubar a 30 ° C overniGHT protegido da luz. </li><li> Remover bexigas espalmados da incubadora e observar GRG, que aparecem como azul puncta como visualizado com um escopo de dissecação, ampliação 40-60X. NOTA: Às vezes, um mouse pode urinar antes da colocação do tubo sob a uretra. Neste caso, espere 15-20 minutos antes de tentar coletar a urina novamente. </li></ol> Coleção 7. urina para Bacteriuria CFU enumeração (Não Aplicável para CAUTI) <ol><li> Para a coleta de urina pré ou pós-infecção gentilmente conter o mouse, segurando a cauda e colocá-la sobre uma superfície plana elevada (superior da gaiola mouse). </li><li> Segure um tubo de 1,5 ml estéril por baixo da uretra mouse. Suavemente pressionar para baixo sobre a parte de trás do rato perto da cauda para aplicar pressão sobre a bexiga. Pegar a urina no tubo de 1,5 ml. </li><li> Fazer diluições em série 1:10 para 10 -7 e cada diluição em placa LB. adequado Incubar as placas a 37 ° C durante a noite e contar as colónias no dia seguinte. </li></ol> 8. CAUTI Modelo protocolo, Cateter Needle Preparação para CAUTI Modelo (Figura S2) <ol><li> Retire a tampa da agulha G 30. Cortar um pedaço de tubo de sete milímetros PE10 e 5 mm peça de tubagem de silicone, tais como RenaSIL. Passe a agulha com PE10 tubo até que o tubo toca a base da agulha. </li><li> Em seguida, alimentar a peça 5 milímetros na agulha contendo PE10. UV esterilizar os conjuntos de agulhas durante a noite. NOTA: Ao colocar o tubo de silicone, deixe cerca de 1 mm da tubulação que se estende além da ponta da agulha. </li></ol> 9. E. faecalis OG1RF bacteriana inóculo Preparação <ol><li> Prepare OG1RF inóculo a partir de 48 horas antes do dia da inoculação. Streak OG1RF sobre uma placa BHI (infusão de coração e cérebro) a partir de um estoque congelado. </li><li> Escolha uma colónia e inocular-lo em 10 ml de caldo BHI e crescer estaticamente durante 18 horas a 37 ° C. Centrifugar a cultura e lavar o sedimento (3 vezes) em volumes de 1 mL de 1x PBS estéril. </li><li> Ressuspender o sedimento bacteriano em PBS 1x. Medir a densidade óptica bacteriana e ajustar a concentração para o tamanho do inoculo desejado. A concentração do padrão do inoculo é utilizado 10 7; no entanto, isto pode variar de acordo com o desenho do estudo </li></ol> 10. Implantação do Cateter <ol><li> Limpe a estação de trabalho com 70% de etanol e cobrir a área com uma cobertura absorvente (ou use capela de fluxo estéril). </li><li> Fixe-agulha cateter para uma vazias 1 ml (TB) de seringa. Corte um pedaço quadrado de 1 polegada de parafilme e colocar um pouco de lubrificante cirúrgico (aproximadamente do tamanho de uma moeda de dez centavos) por cima. NOTA: Duas agulhas diferentes são usadas para a deposição do cateter e para o inoculo à inoculação acidental minimizada devido à manipulação mecânica necessária para a implantação do cateter. Isto também permite a conveniência de preparação menos agulhas de inoculação. </li><li> Anestesiar camundongos C57BL / 6, colocando-os em um frasco de vidro contendo 32 onças um chá-infuser bola com bolas de algodão embebidos em 3 ml de isoflurano ou câmara de vaporizador (a seguir fabrica protocolo) até inconsciente, mas ainda respirando normalmente (1 respiração / sec). </li><li> Em seguida, coloque o mouse sobre as suas costas numa toalha de papel e espalhar as pernas. Cubra o nariz do rato com um cone do nariz ou tubo de 50 ml com bolas de algodão contendo uma pequena quantidade (aproximadamente 1-2 ml) de isoflurano. CUIDADO: O isoflurano é um anestésico por inalação. Utilizar numa área bem ventilada e minimizar a inalação pelo pesquisador. </li><li> Gentilmente palpitar da bexiga para induzir a micção e garantir uma bexiga anulado. Limpe a área periuretral com etanol 100% limpa. </li><li> Desinfectar a área periuretral com solução de iodo-povidona 10% usando um aplicador de algodão-ponta. Umedeça a agulha de inoculação / seringa, primeiro ponto, em que o lubrificante cirúrgico. NOTA: Povidine-iodo é usado para a implantação do cateter, o que é uma solução asséptica mais forte do que o álcool. Implantação do cateter requermais manipulação mecânica para inserir o cateter e, consequentemente, um maior potencial para a contaminação. </li><li> Inserção do cateter dentro da abertura uretral. Uma vez dentro, use uma pinça para empurrar o (7 milímetros PE10) na direção da longa peça da bexiga, consequentemente empurrando a 5 mm (de silicone) pequeno cateter e depositá-lo no interior da bexiga. Remover a agulha, com o tubo 7 milímetros ainda ligado, imediatamente. </li></ol> 11. A inoculação bacteriana <ol><li> Siga o protocolo de inoculação bacteriana na seção 3, utilizando o inóculo preparado a partir da secção 9. Retire o mouse do cone do nariz e devolvê-lo à sua gaiola </li></ol> 12. Em cada ponto de sacrificar o tempo <ol><li> Prepare a 5 ml para tubos de bexiga e rim (para órgãos siga o passo 4.1) e 1,5 ml tubo de Eppendorf para cateteres. Adicionar 1 ml de PBS 1x em 1,5 ml tubo de Eppendorf para as amostras de cateter </li><li> Siga os passos 4,3-4,5. Dissecar o mouse, a colheita da bexiga, rins e cateter, placing os tecidos independentemente em tubos de 5 mL contendo 1x PBS e o cateter na Eppendorf de 1,5 ml (ver passo 12.1). NOTA: Use diferentes tesoura para a dissecção externa e para a colheita de órgãos e recuperação cateter para minimizar a contaminação </li><li> Em seguida, siga o passo 4.6. </li></ol> 13. bacteriana Recovery <ol><li> Para órgãos, siga os passos 5.1 e 5.2. Para a recuperação de bactérias a partir de cateteres, de vórtice à velocidade máxima durante 30 segundos, sonicar as amostras de cateter durante 5 min, utilizando um banho de ultra-sons, e depois vórtice à velocidade máxima durante mais 30 s. </li><li> Fazer diluições em série 1:10 para 10 -8 e cada prato de diluição para CFU enumeração em placas de BHI. Incubar as placas a 37 ° C durante a noite e conte as colônias no dia seguinte. </li></ol>

Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

Comunidade descomplicada adquirida UTI é ​​uma infecção comum e onerosa respondendo por vários milhões de atendimentos ambulatoriais por ano 46. Além disso, Cautis são uma infecção adquirida saúde comum que tornou-se extremamente onerosa para os profissionais de saúde como os Centros de Serviços Medicare e Medicaid não reembolsa os prestadores para o custo adicional de tratamento resultante do hospital adquiriu CAUTI 45. Os modelos de ratinho de infecção do trato urinário, cisti...

An erratum was issued for: <a href="https://www.jove.com/video/52892/establishment-and-characterization-of-uti-and-cauti-in-a-mouse-model">Establishment and Characterization of UTI and CAUTI in a Mouse Model</a>. The Protocol section has been updated.
The ethics statement has been updated from:
Ethics statement: The Washington University Animal Studies Committee approved all mouse infections and procedures as part of protocol number 20120216, which was approved 01/11/2013 and expires 01/11/2016. Overall care of the animals was consistent with The guide for the Care and Use of Laboratory Animals from the National Research Council and the USDA Animal Care Resource Guide. Euthanasia procedures are consistent with the &#8220;AVMA guidelines for the Euthanasia of Animals 2013 edition.&#8221;
to:
Ethics statement: The Washington University Animal Studies Committee approved all mouse infections and procedures as part of protocol number 20150226, which expires 12/10/2018. Overall care of the animals was consistent with The Guide for the Care and Use of Laboratory Animals from the National Research Council and the USDA Animal Care Resource Guide. Euthanasia procedures are consistent with the &#8220;AVMA guidelines for the Euthanasia of Animals 2013 edition.&#8221;
Step 3 has been updated from:
3. Bacterial Inoculation
<ol>
	<li>Clean the workstation with 70% ethanol and cover area with absorbent paper (or use sterile flow hood).</li>
	<li>Draw up to 0.9 ml of the prepared bacterial inoculum into a 1 ml (TB) syringe (remove air bubbles). Attach a prepared sterile inoculation needle with PE10 tubing, onto the syringe containing the inoculum, then sterilely trim the polyethylene tubing. 
	NOTE: Leave 1 mm of tubing above the tip of the needle to avoid puncturing the bladder.</li>
	<li>Cut a 1 inch square piece of parafilm and put a dab of surgical lubricant (approximately the size of a dime) on top.</li>
	<li>Anesthetize female C3H/HeN mice by putting them in a 32 ounce glass jar containing a tea-infuser ball with cotton balls soaked with 3 ml of isoflurane or vaporizer chamber (following manufactures protocol) until unconscious but still breathing normally (1 breath/sec). 
	NOTE: Some IACUC committees do not approve the use of a jar or vaporizer. Please follow the indication of the IACUC committee of your institution. 
	NOTE: If glass jar with tea-ball and/or nose cone with isoflurane-soakd cotton balls are used, the animal must be carefully observed to avoid anesthetic overdose and death. The advantage of using a vaporizer and anesthesia chamber is that it provides controlled isoflurane administration that avoids accidental overdoses. CAUTION: Isoflurane is an inhalation anesthetic. Use in a well-ventilated area and minimize inhalation.</li>
	<li>Remove the mouse from the jar/vaporizer and place it on its back on a paper towel and spread the legs.</li>
	<li>Cover the nose of the mouse with a nose cone (a tube connected to the vaporizer that provides a controlled isoflurance dose that comes equipped on some vaporizer units) or 50 ml conical tube with a cotton ball containing a small amount (approximately 1-2 ml) of isoflurane.</li>
	<li>Gently palpitate the bladder to induce urination and ensure a voided bladder. Wipe the periurethral area with 100% ethanol wipe. Dab the inoculation needle/syringe, point first, into the surgical lubricant.</li>
	<li>Inoculate each mouse with 50 &#181;l of the bacteria solution by inserting the inoculation needle transurethrally, approximately 12 mm, and pressing down on the syringe plunger gently to dispense the inoculum into the bladder gently (10 &#181;l/sec). Remove the inoculation needle from the mouse. 
	NOTE: Immediate return of inoculum at the urethral opening when beginning to inoculate indicates improper or incomplete insertion of the needle.</li>
	<li>Remove the mouse from nose cone and return it to its cage. Repeat steps 3.3-3.8 for each mouse. When/if switching inoculum conditions/strains, dispose of the syringe and inoculation needle in an approved sharps container and start again step 3.2.&#160;&#160; 
	NOTE: Inoculation with uropathogenic organisms generally does not cause severe pain symptoms. However, in rare instances, administering large doses of pathogens may cause fever, reduction in food and water intake and abnormal behavior. Animal health should be monitored throughout the experiment. If overt pain symptoms are notice, an analgesic, such as Buprenorphine (0.05&#8722;0.1 mg/kg given subcutaneously), can be applied. Procedures should be in accordance with each institution&#8217;s IACUC.</li>
</ol>
to:
3. Bacterial Inoculation
<ol>
	<li>Clean the workstation with 70% ethanol and cover area with absorbent paper (or use sterile flow hood).</li>
	<li>Draw up to 0.9 ml of the prepared bacterial inoculum into a 1 ml (TB) syringe (remove air bubbles). Attach a prepared sterile inoculation needle with PE10 tubing, onto the syringe containing the inoculum, then sterilely trim the polyethylene tubing. 
	NOTE: Leave 1 mm of tubing above the tip of the needle to avoid puncturing the bladder.</li>
	<li>Cut a 1 inch square piece of parafilm and put a dab of surgical lubricant (approximately the size of a dime) on top.</li>
	<li>Anesthetize female C3H/HeN mice by putting them in a vaporizer chamber (following manufactures protocol) until unconscious but still breathing normally (1 breath/sec). 
	NOTE: Some IACUC committees do not approve the use of a vaporizer. Please follow the indication of the IACUC committee of your institution. 
	CAUTION: Isoflurane is an inhalation anesthetic. Use in a well-ventilated area and minimize inhalation.</li>
	<li>Remove the mouse from the vaporizer and place it on its back on a paper towel and spread the legs.</li>
	<li>Cover the nose of the mouse with a nose cone (a tube connected to the vaporizer that provides a controlled isoflurance dose that comes equipped on some vaporizer units) to maintain anesthetization.</li>
	<li>Gently palpitate the bladder to induce urination and ensure a voided bladder. Wipe the periurethral area with 100% ethanol wipe. Dab the inoculation needle/syringe, point first, into the surgical lubricant.</li>
	<li>Inoculate each mouse with 50 &#181;l of the bacteria solution by inserting the inoculation needle transurethrally, approximately 12 mm, and pressing down on the syringe plunger gently to dispense the inoculum into the bladder gently (10 &#181;l/sec). Remove the inoculation needle from the mouse. 
	NOTE: Immediate return of inoculum at the urethral opening when beginning to inoculate indicates improper or incomplete insertion of the needle.</li>
	<li>Remove the mouse from nose cone and return it to its cage. Repeat steps 3.3-3.8 for each mouse. When/if switching inoculum conditions/strains, dispose of the syringe and inoculation needle in an approved sharps container and start again step 3.2.&#160;&#160; 
	NOTE: Inoculation with uropathogenic organisms generally does not cause severe pain symptoms. However, in rare instances, administering large doses of pathogens may cause fever, reduction in food and water intake and abnormal behavior. Animal health should be monitored throughout the experiment. If overt pain symptoms are notice, an analgesic, such as Buprenorphine (0.05&#8722;0.1 mg/kg given subcutaneously), can be applied. Procedures should be in accordance with each institution&#8217;s IACUC.</li>
</ol>

An erratum was issued for: <a href="https://www.jove.com/video/52892/establishment-and-characterization-of-uti-and-cauti-in-a-mouse-model">Establishment and Characterization of UTI and CAUTI in a Mouse Model</a>. The Protocol section has been updated.

Erratum: Establishment and Characterization of UTI and CAUTI in a Mouse Model

Infecções do trato urinário (ITU) é uma das infecções bacterianas mais comuns e podem ser divididos em duas categorias com base no mecanismo de aquisição, comunidade e hospitalar adquirida UTI. UTIs geralmente ocorrem em mulheres saudáveis ​​e estudos adquirida na comunidade mostraram que aproximadamente 50% das mulheres terão pelo menos uma UTI em sua vida 1. Além disso, a recorrência é um grande problema. Uma mulher que tem uma infecção aguda inicial tem uma chance de 25-40% de ter uma segunda infecção no prazo de seis meses, apesar adequado tratamento antibiótico e muitas mulheres continuam a ter recorrências freqüentes 2. As bactérias que causam estas infecções também estão se tornando cada vez mais resistentes aos antibióticos mais protocolos de tratamento de confusão 3-6. UTI afetam milhões de pessoas a cada ano custando cerca de 2,5 bilhões de dólares em despesas relacionadas com cuidados de saúde em os EUA, ressaltando o impacto ea prevalência da doença1,7 .Nosocomial adquirida UTIs estão principalmente associados com a presença de corpos estranhos, tais como cateteres. Associada a cateter UTIs (CAUTI) continuam a ser os nosocomial mais comum adquirida UTI, representando ~ 70-80% de tais infecções 8. Além disso, CAUTI está associada com aumento da morbidade e mortalidade e é a causa mais comum de infecções da corrente sanguínea secundárias 9. Comunidade associada UPEC adquirida UTIs são pensados ​​para ser causada pela introdução de bactérias na bexiga de reservatórios no trato gastrointestinal através de manipulação mecânica durante a relação sexual, falta de higiene ou outras dinâmicas população microbiana entre host diferente nichos 10. Uma vez no interior da bexiga, UPEC empregar vários factores de virulência, incluindo cápsulas, sistemas de aquisição de ferro, toxinas, um plasmídeo de virulência, ARNt, ilhas de patogenicidade e fatores de colonização que foram mostrados para desempenhar um papel na patogénese &lt;sup&gt; 11-14. Fundamental para o estabelecimento de colonização UPEC, UPEC também codificar vários tipos de acompanhante adesiva arrumador via (CUP) pili que reconhecem receptores com especificidade estereoquimica 15. Tipo 1 pili, inclinado e com a adesina FimH, são expressos por UPEC e se ligam uroplakins 16 e α-1, β-3 integrinas 17, que são expressos na superfície luminal dos dois bexigas humanas e mouse 18 mannosylated. Estas interacções mediadas por FimH facilitar a colonização bacteriana e invasão das células epiteliais superficiais 19,20. Uma vez dentro da célula, UPEC pode escapar para dentro do citoplasma onde uma única bactéria pode dividir-se rapidamente para formar uma comunidade bacteriana intracelular (IBC), o qual após a maturação, pode conter 10 ~ 4 21 bactérias. Formação IBC tem sido demonstrada em, pelo menos, seis estirpes diferentes de rato, C3H / HeN, C3H / HeJ, ratinhos C57BL / 6, CBA, FVB / NJ e BALB / C, e com uma grande variedade de diferentes UPEEstirpes C e outras Enterobacteriaceae 22-24. No entanto diferenças temporais e espaciais da formação IBC pode variar, dependendo do fundo do rato e a estirpe infectante UPEC. Em ratinhos C3H / HeN infectadas com o UPEC protótipo estirpes UTI89 ou formação CFT073, IBC pode ser visualizada como pequenos biomassas de bactérias tão cedo quanto 3 hpi (infecção hr post). Esta comunidade continua a expandir-se e atinge um &quot;ponto médio&quot; de desenvolvimento de aproximadamente 6 hpi, quando a bactéria em forma de haste ocupam uma grande percentagem do espaço citoplasmático de células guarda-chuva superficial terminalmente diferenciadas Estes GRG forma precoce de uma maneira relativamente síncrona com a maioria visualizadas dimensões similares e morfologias. ~ 8 hpi as bactérias no IBC mudança a partir de um bacilo cocos morfologia. GRG são de natureza transitória. Assim, a maturação IBC 12-18 resultados HPI em contínua expansão da população bacteriana, seguido do seu filamentação e dispersão para fora da célula with propagação subsequente às células vizinhas 23. Assim, o nicho IBC permite rápido crescimento bacteriano num ambiente protegido da resposta imune do hospedeiro e antibióticos 25. As fases distintas de infecção UPEC que são vistas em ratos também são observadas em seres humanos, tais como os GRG e filamentação, suportando o modelo de ratinho de ITU como uma ferramenta útil que pode ser usado para modelar ITU em seres humanos 22,26-28. Enquanto a maioria das mulheres experimentam uma infecção urinária em sua vida, o resultado dessas infecções podem variar de infecção aguda auto-limitada sem o retorno, a cistite recorrente frequente. Além disso, estudos têm mostrado uma forte ocorrência familiar de UTI, sugerindo um componente genético contribui para a UTI susceptibilidade 29. Descobrimos que os resultados divergentes UTI atendidos em clínicas pode ser espelhado pelos resultados diferentes de infecção experimental UPEC entre linhagens puras 30. Por exemplo, C3H / galinha, CBA, Ratinhos DBA, e C3H / HeOuJ são susceptíveis, de uma forma dependente da dose infecciosa, a cistite longa duração, crónica, caracterizada por as bactérias persistentes de título elevado (&gt; 10 4 unidades formadoras de colónias (CFU) / ml), bacterianas título elevado fardos de bexiga em sacrifício&gt; 4 semanas pós-infecção (WPI), inflamação crônica e necrose urothelial. Estes ratos também apresentam níveis séricos elevados de IL-6, FEC-G, KC e IL-5 nas primeiras 24 hpi que servem como biomarcadores para o desenvolvimento de cistite crónica. Isso pode representar fielmente o curso natural da UTI em algumas mulheres, como estudos placebo mostraram que uma grande percentagem de mulheres que experimentam UTI manterá altos níveis de bactérias em sua urina por várias semanas após os primeiros sintomas da cistite se não for dado o tratamento com antibióticos 31 , de 32 anos. Além disso, usando ratinhos C3H / galinha, descobrimos que uma história de cistite crônica é um fator de risco significativo para infecções recorrentes subseqüentes graves. ITU recorrente é o mais simanifestação clínica gnificant de UTI eo rato C3H / HeN é atualmente o modelo estudado apenas que recapitula uma maior predisposição após a exposição anterior. Um segundo resultado UTI é recapitulada em camundongos C57BL / 6, onde a infecção aguda UPEC é auto-limitada, com resolução de inflamação da bexiga e bacteriúria dentro de aproximadamente uma semana. Interessantemente, no presente modelo, UPEC prontamente formar reservatórios intracelulares quiescentes dentro do tecido da bexiga do que UPEC são capazes de sair de um estado latente para reiniciar uma ITU activo, potencialmente explicando um mecanismo para a mesma estirpe ITU recorrente em seres humanos 33, 34. Além de influências genéticas em ITU susceptibilidade, a introdução de um cateter na bexiga aumenta grandemente a probabilidade de ter uma infecção, assim como o aumento da gama de bactérias capazes de causar uma infecção. Tem sido demonstrado que a cateterização urinária humana provoca histológica ealterações imunológicas na bexiga devido ao stress mecânico que resulta em uma resposta inflamatória robusta, esfoliação, edema da lâmina e submucusa, desbaste urotelial, e lesão da mucosa do urotélio e rim 35,36. Além disso, o cateter proporciona uma superfície para a fixação bacteriana criando assim um ambiente utilizado por várias espécies de causar CAUTI. Enquanto UPEC ainda são um dos principais contribuintes, Enterococcus faecalis é responsável por 15% destes CAUTI 37. E. faecalis está se tornando cada vez mais resistentes aos antibióticos com vancomicina surgimento de resistência, o que representa um grave problema de saúde 38. E. faecalis possuem inúmeros fatores de virulência, incluindo toxinas e adesinas necessárias para fixação em ambos o cateter e epitélio 38. Durante a sondagem vesical, o anfitrião é vulnerável a adesão microbiana, a multiplicação ea disseminação no 39,40 trato urinário. E. Faecalis forma um biofilme sobre o cateter como parte de um mecanismo de persistir na bexiga e divulgar para os rins, que é reproduzida em um modelo de rato CAUTI 41. Recentemente, tem sido demonstrado durante a cateterização urinária, o fibrinogénio (Fg) é libertado para dentro da bexiga, como parte da resposta inflamatória. Fg acumula na bexiga, reveste o cateter e é essencial para E. faecalis formação de biofilme, funcionando como um andaime anexo. Em um modelo de murganhos C57BL / 6 de rato CAUTI, descobrimos que a E. a formação de biofilme faecalis no cateter, e, assim, a persistência na bexiga, foi dependente do pilus Ebp, especificamente o seu EBPa de adesina de extremidade. Verificou-se que o domínio N-terminal de EBPa se liga especificamente a FG revestimento do cateter. Além disso, verificou-se que a E. faecalis utiliza Fg como fonte de metabólitos durante a infecção, aumentando assim a formação de biofilme 42. Modelos de ratos têm provado crítica para undersensão, bem como prever manifestações clínicas da UTI e CAUTI 41. Neste artigo vamos demonstrar preparo do inóculo da cistite UPEC isolar UTI89 e inoculação transuretral de camundongos C3H / galinha. Adicionalmente, demonstramos um protocolo para a inserção do cateter na ratinhos C57BL / 6 e inoculação da E. faecalis OG1RF tensão. Ambas as técnicas para levar consistente e fiável ITU ou CAUTI em ratinhos. Nós também exibem técnicas usadas para observar a formação IBC durante cistite aguda e coleta de urina para análise de cistite crônica ou recorrente. Camundongos C3H / HeN têm sido utilizados para estudar aspectos da UPEC patogênese bacteriana incluindo invasão inicial, formação IBC, filamentação eo desenvolvimento de cistite crônica 23,33,43. Estes parâmetros de virulência também têm sido estudadas em uma variedade de outras origens rato 22,33. Para CAUTI, o / 6 modelo C57BL permite a implantação de corpo estranho na bexiga com co bacteriana subseqüenteIonização, que pode ser mantido durante 7 dias após a infecção de 41. Estes modelos têm sido úteis para avaliar mecanismos de virulência bacteriana, respostas do hospedeiro à UTI e mecanismos para subverter a resposta do hospedeiro, muito do que foi posteriormente retomados ou observados em populações humanas clínicos.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Material for catheter and needle preparation:</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30ga needles</td>
			<td>BD Precision Glide</td>
			<td>305106</td>
			<td>30Gx &#189; (0.3 mm x 13mm)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE10 polyethylene tubing</td>
			<td>BD</td>
			<td>427400</td>
			<td>Inside diameter -0.011 in (0.28 mm); outside diameter &#8211; 0.024 in (0.61 mm)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RenaSIL 025 platinum cured silicon tubing</td>
			<td>Braintree Scientific, Inc</td>
			<td>SIL 025</td>
			<td>inside diameter-0.012 x outside diameter 0.025, 25 ft coil</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Material for infections:</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflourane &#8211; Isothesia</td>
			<td>Butler Schein</td>
			<td>29405</td>
			<td>250 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clear Glass Straight-Sided Jar</td>
			<td>Kimble Chase</td>
			<td>5413289V 21</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stainless Steel Tea Infuser</td>
			<td>Schefs-Amazon</td>
			<td></td>
			<td>Premium Loose Leaf Tea Infuser By Schefs - Stainless Steel - Large Capacity -</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Non-sterile cotton balls</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>22-456-880</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 ml Falcon tubes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89039-660</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isotec 3 -vaporizer</td>
			<td>Ohmeda</td>
			<td>1224478</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ear punch</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>13-812-201</td>
			<td>(when necessary)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine solution</td>
			<td>Betadine solution</td>
			<td></td>
			<td>10% Povidie-iodine topical solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Q-tips</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>22-037-924</td>
			<td>6 in</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Diapers for bench</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>14206 63</td>
			<td>Absorbent Underpads (20&#8221;X36&#8221;mats)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical lubricant</td>
			<td>Surgilube</td>
			<td>0281-0205-36</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting scissor</td>
			<td>Fine Science tools, INC</td>
			<td>14084-08</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro-Adson Forceps</td>
			<td>Fine Science tools, INC</td>
			<td>11018-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 ml syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>309659</td>
			<td>Tuberculin slip tip</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafilm</td>
			<td>Bemis</td>
			<td>PM996</td>
			<td>4 in x 125 FT</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eppendorf rack</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>05-541-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eppendorf tubes</td>
			<td>MIDSCI</td>
			<td>AVX-T-17-C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Harvesting catheters, bladders and kidneys:</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Homogenizer</td>
			<td>PRO Scientific INC</td>
			<td>Bio-Gen Pro 200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5 ml polypropylene round-bottom tube</td>
			<td>BD</td>
			<td>352063</td>
			<td>for organ homogenization</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paper towel</td>
			<td>Georgia-Pacific</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>Pharmco-AAPER</td>
			<td>11100020S</td>
			<td>200 proof</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Costar&#8482; Clear Polystyrene 96-Well Plates</td>
			<td>Corning</td>
			<td>3788</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1X Phosphate sodium saline</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P3813</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BRANSONIC Ultrasonic cleaner 1210</td>
			<td>Branson Ultrasonics Corporation</td>
			<td>1210</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IBC materials:</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6-well tissue culture test plate</td>
			<td>Techno Plastic Products</td>
			<td>92006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pins</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>26002-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sylgard 184</td>
			<td>Dow Corning</td>
			<td>3097358-1004</td>
			<td>Silicone Elastomer Kit</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>X-gal (5-bromo-4-chloro-3-indolyl-b-D-galactoside)</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>15520-034</td>
			<td>Ultrapure</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>N, N-Dimethylformamide</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>D4551</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgCl2 (Magnesium chloride)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>M8266</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium deoxycholate</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>D6750</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nonidet-P40</td>
			<td>Roche</td>
			<td>11754599001</td>
			<td>Octylphenolpoly(ethyleneglycolether)n</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium hexacyanoferrate(II) trihydrate (K-ferrOcyanide)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P3289</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Potassium hexacyanoferrate(III) (K-ferrIcyanide)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>60299</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

establishment and characterization of uti and cauti in a mouse model

Infecções do trato urinário (ITU) são altamente prevalentes, uma importante causa de morbidade e estão cada vez mais resistente ao tratamento com antibióticos. As fêmeas são desproporcionalmente afetados por UTI: 50% de todas as mulheres terão uma infecção urinária em sua vida. Além disso, 20-40% dessas mulheres que têm uma inicial UTI vai sofrer uma recorrência com algumas recorrências freqüentes que sofrem com grave deterioração da qualidade de vida, dor e desconforto, a interrupção das atividades diárias, aumento dos custos de cuidados de saúde, e poucas opções de tratamento outro de profilaxia antibiótica de longo prazo. Uropathogenic Escherichia coli (UPEC) é o principal agente causador da adquirida na comunidade ITU. Associada a cateter ITU (ITU-SVD) é a infecção hospitalar adquirida mais comum responsável por um milhão de ocorrências em os EUA anualmente e custos dramáticos de saúde. Enquanto UPEC é também a principal causa de CAUTI, outros agentes causadores são da maior importância, incluindo Enterococcusfaecalis. Aqui nós utilizamos dois modelos de ratos bem estabelecidas que recapitulam muitas das características clínicas destas doenças humanas. Para UTI, um modelo C3H / HeN recapitula muitas das características de virulência UPEC observados em seres humanos, incluindo respostas de acolhimento, formação IBC e filamentação. Para CAUTI, utilizando um modelo de murganhos C57BL / 6, que retém o implante na bexiga cateter, tem sido mostrado para ser susceptível a E. faecalis infecção da bexiga. Estes modelos representativos estão sendo usados ​​para ganhar novos insights marcantes na patogênese da doença de UTI, que está levando ao desenvolvimento de novas terapias e estratégias de gestão ou de prevenção.

Os modelos intravesicais de simples e cateter UTI associado fornecer plataformas flexíveis para elucidar os mecanismos moleculares da patogênese bacteriana, o impacto destas doenças no tecido hospedeiro, e o desenvolvimento e teste de novas abordagens para gerenciar essas infecções comuns e dispendiosas. Dependendo da estirpe de ratinho e de agentes patogénicos, a inoculação intravesical pode ser utilizado para estudar interacções hospedeiro-agente patogénico para elucidar factores necessários para iniciar o...

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Establishment and Characterization of UTI and CAUTI in a Mouse Model

The ability to model urinary tract infections (UTI) is crucial in order to be able to understand bacterial pathogenesis and spawn the development of novel therapeutics. This work&#8217;s goal is to demonstrate mouse models of experimental UTI and catheter associated UTI that recapitulate and predict findings seen in humans.

Criação e Caracterização da UTI e CAUTI em um modelo de rato

Urinary tract infections (UTI) are highly prevalent, a significant cause of morbidity and are increasingly resistant to treatment with antibiotics. ...

establishment-and-characterization-of-uti-and-cauti-in-a-mouse-model

Research

JoVE Journal

Medicine

19.8K visualizações.  Washington University School of Medicine. The ability to model urinary tract infections (UTI) is crucial in order to be able to understand bacterial pathogenesis and spawn the development of novel therapeutics. This work’s goal is to demonstrate mouse models of experimental UTI and catheter associated UTI that recapitulate and predict findings seen in humans.

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A Mouse Model of in Utero Transplantation

The transplantation of stem cells and viruses in utero has tremendous potential for treating congenital disorders in the human fetus. For example, in utero transplantation (IUT) of hematopoietic stem cells has been used to successfully treat patients with severe combined immunodeficiency.1,2 In several other conditions, however, IUT has been attempted without success.3 Given these mixed results, the availability of an efficient non-human model to study the biological sequelae of stem cell transplantation and gene therapy is critical to advance this field. We and others have used the mouse model of IUT to study factors affecting successful engraftment of in utero transplanted hematopoietic stem cells in both wild-type mice4-7 and those with genetic diseases.8,9 The fetal environment also offers considerable advantages for the success of in utero gene therapy. For example, the delivery of adenoviral10, adeno-associated viral10, retroviral11, and lentiviral vectors12,13 into the fetus has resulted in the transduction of multiple organs distant from the site of injection with long-term gene expression. in utero gene therapy may therefore be considered as a possible treatment strategy for single gene disorders such as muscular dystrophy or cystic fibrosis. Another potential advantage of IUT is the ability to induce immune tolerance to a specific antigen. As seen in mice with hemophilia, the introduction of Factor IX early in development results in tolerance to this protein.14 
In addition to its use in investigating potential human therapies, the mouse model of IUT can be a powerful tool to study basic questions in developmental and stem cell biology. For example, one can deliver various small molecules to induce or inhibit specific gene expression at defined gestational stages and manipulate developmental pathways. The impact of these alterations can be assessed at various timepoints after the initial transplantation. Furthermore, one can transplant pluripotent or lineage specific progenitor cells into the fetal environment to study stem cell differentiation in a non-irradiated and unperturbed host environment.
The mouse model of IUT has already provided numerous insights within the fields of immunology, and developmental and stem cell biology. In this video-based protocol, we describe a step-by-step approach to performing IUT in mouse fetuses and outline the critical steps and potential pitfalls of this technique.

A Mouse Model of in Utero Transplantation

The mouse model of in utero transplantation is a versatile tool that can be used to study the potential clinical applications of stem cell transplantation and gene therapy in the fetus. In this protocol, we present a general approach to performing this technique

Um modelo do rato de No Utero Transplante

The transplantation of stem cells and viruses in utero has tremendous potential for treating congenital disorders in the human fetus.  For example, in ...

Medicina

Multi-photon Imaging of Tumor Cell Invasion in an Orthotopic Mouse Model of Oral Squamous Cell Carcinoma

Loco-regional invasion of head and neck cancer is linked to metastatic risk and presents a difficult challenge in designing and implementing patient management strategies. Orthotopic mouse models of oral cancer have been developed to facilitate the study of factors that impact invasion and serve as model system for evaluating anti-tumor therapeutics. In these systems, visualization of disseminated tumor cells within oral cavity tissues has typically been conducted by either conventional histology or with in vivo bioluminescent methods. A primary drawback of these techniques is the inherent inability to accurately visualize and quantify early tumor cell invasion arising from the primary site in three dimensions. Here we describe a protocol that combines an established model for squamous cell carcinoma of the tongue (SCOT) with two-photon imaging to allow multi-vectorial visualization of lingual tumor spread. The OSC-19 head and neck tumor cell line was stably engineered to express the F-actin binding peptide LifeAct fused to the mCherry fluorescent protein (LifeAct-mCherry). Fox1nu/nu mice injected with these cells reliably form tumors that allow the tongue to be visualized by ex-vivo application of two-photon microscopy. This technique allows for the orthotopic visualization of the tumor mass and locally invading cells in excised tongues without disruption of the regional tumor microenvironment. In addition, this system allows for the quantification of tumor cell invasion by calculating distances that invaded cells move from the primary tumor site. Overall this procedure provides an enhanced model system for analyzing factors that contribute to SCOT invasion and therapeutic treatments tailored to prevent local invasion and distant metastatic spread. This method also has the potential to be ultimately combined with other imaging modalities in an in vivo setting.

A comprehensive overview of the techniques involved in generating a mouse model of oral cancer and quantitative monitoring of tumor invasion within the tongue through multi-photon microscopy of labeled cells is presented. This system can serve as a useful platform for the molecular assessment and drug efficacy of anti-invasive compounds.

Multi-fotão imagem de invasão das células tumorais em um modelo de camundongo ortotópico de carcinoma epidermóide oral

Loco-regional invasion of head and neck cancer is linked to metastatic risk and presents a difficult challenge in designing and implementing patient ...

Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach

As prolonged cardiopulmonary bypass becomes more essential during cardiac interventions, an increasing clinical demand arises for procedure optimization and for minimizing organ damage resulting from prolonged extracorporal circulation. The goal of this paper was to demonstrate a fully functional and clinically relevant model of cardiopulmonary bypass in a mouse. We report on the device design, perfusion circuit optimization, and microsurgical techniques. This model is an acute model, which is not compatible with survival due to the need for multiple blood drawings. Because of the range of tools available for mice (e.g., markers, knockouts, etc.), this model will facilitate investigation into the molecular mechanisms of organ damage and the effect of cardiopulmonary bypass in relation to other comorbidities.

This paper describes how to perform cardiopulmonary bypass in mice. This novel model will facilitate the investigation of the molecular mechanisms involved in organ damage.

Bypass cardiopulmonar em um modelo do rato: uma nova abordagem

As prolonged cardiopulmonary bypass becomes more essential during cardiac interventions, an increasing clinical demand arises for procedure optimization ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

Medição de contratilidade isométrica da artéria mesentérica Mouse usando fio miografia

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

Establishment of a Severe Dry Eye Model Using Complete Dacryoadenectomy in Rabbits

Dry eye disease (DED) is a complex disease with multiple etiologies and variable symptoms, having ocular surface inflammation as its key pathophysiologic step. Despite advances in our understanding of DED, significant knowledge gaps remain. Advances are limited in part due to the lack of informative animal models. The authors recently reported on a method of DED induced by injecting all orbital lacrimal gland (LG) tissues with the lectin concanavalin A. Here, we report a novel model of aqueous-deficient DED based on the surgical resection of all orbital LG (dacryoadenectomy) tissues. Both methods use rabbits because of their similarity to human eyes in terms of the size and structure of the ocular surface. One week after removal of the nictitating membrane, the orbital superior LG was surgically removed under anesthesia, followed by removal of the palpebral superior LG, and finally removal of the inferior LG. Dacryoadenectomy induced severe DED, evidenced by a marked reduction in the tear break up time test and the Schirmer&#39;s tear test, and significantly increased tear osmolarity and rose bengal staining. Dacryoadenectomy-induced DED lasted at least eight weeks. There were no complications and animals tolerated the procedure well. The technique can be mastered relatively easily by those with adequate surgical experience and appreciation of the relevant rabbit anatomy. Since this model recapitulates the features of human aqueous-deficient DED, it is suitable for studies of ocular surface homeostasis, DED, and candidate therapeutics.

A novel approach is presented to induce chronic dry eye disease in rabbits by surgically removing all orbital lacrimal glands. This method, distinct from those previously reported, produces a stable, reproducible model of aqueous deficient dry eye well suited to study tear physiology and pathophysiology and ocular therapeutics.

Estabelecimento de um modelo severo do olho seco usando dacryoadenectomy completo nos coelhos

Dry eye disease (DED) is a complex disease with multiple etiologies and variable symptoms, having ocular surface inflammation as its key pathophysiologic ...

Establishment of a Mouse Severe Acute Pancreatitis Model using Retrograde Injection of Sodium Taurocholate into the Biliopancreatic Duct

The prevalence of acute pancreatitis (AP), especially severe acute pancreatitis (SAP), is increasing in younger age groups annually. However, there is a lack of effective treatments in the current clinical practice. With the easy accessibility of transgenic and knockout strains and their small size, which allows minimal doses of drugs required for in vivo evaluation, a well-established experimental model in mice is preferred for AP research. Moreover, SAP induced through sodium taurocholate (TC) is currently one of the most widely used and best characterized models. This model has been investigated for novel therapies and possible molecular events during the process of AP. Here, we present the generation of an AP mouse model using sodium taurocholate and a simple homemade microsyringe. Moreover, we also provide the methodology for the subsequent histology and serological testing.

A mouse model of severe acute pancreatitis is described herein. The procedure presented here is very rapid, simple, and accessible, thereby potentially allowing the study of the molecular mechanisms and different therapeutic interventions in acute pancreatitis in a convenient way.

Estabelecimento de um modelo de pancreatite aguda grave do rato usando injeção retrógrada de taurocholate de sódio no ducto biliopancreático

The prevalence of acute pancreatitis (AP), especially severe acute pancreatitis (SAP), is increasing in younger age groups annually. However, there is a ...

A Neonatal BALB/c Mouse Model of Necrotizing Enterocolitis

Necrotizing enterocolitis (NEC) is the most severe gastrointestinal (GI) disease that often occurs in premature infants, especially very low birth weight infants, with high mortality and unclear pathogenesis. The cause of NEC may be related to inflammatory immune regulatory system abnormalities. An NEC animal model is an indispensable tool for NEC disease immune research. NEC animal models usually use C57BL/6J neonatal mice; BALB/c neonatal mice are rarely used. Related studies have shown that when mice are infected, Th2 cell differentiation is predominant in BALB/c mice compared to C57BL/6J mice. Studies have suggested that the occurrence and development of NEC are associated with an increase in T helper type 2 (Th2) cells and are generally accompanied by infection. Therefore, this study used neonatal BALB/c mice to induce an NEC model with similar clinical characteristics and intestinal pathological changes as those observed in children with NEC. Further study is warranted to determine whether this animal model could be used to study Th2 cell responses in NEC.

Necrotizing enterocolitis (NEC) is the most severe gastrointestinal (GI) disease that often occurs in premature infants, especially very low birth weight infants, with high mortality and unclear pathogenesis. The cause of NEC may be related to inflammatory immune regulatory system abnormalities. An NEC animal model is an indispensable tool for NEC disease immune research. NEC animal models usually use C57BL/6J neonatal mice; BALB/c neonatal mice are rarely used. Related studies have shown that when mice are infected, Th2 cell differentiation is predominant in BALB/c mice compared to C57BL/6J mice. Studies have suggested that the occurrence and development of NEC are associated with an increase in T helper type 2 (Th2) cells and are generally accompanied by infection. Therefore, this study used neonatal BALB/c mice to induce an NEC model with similar clinical characteristics and intestinal pathological changes as those observed in children with NEC. Further study is warranted to determine whether this animal model could be used to study Th2 cell responses in NEC.

Um modelo de rato BALB/c neonatal de Enterocolite Necrotizante

Necrotizing enterocolitis (NEC) is the most severe gastrointestinal (GI) disease that often occurs in premature infants, especially very low birth weight ...

Establishment and Evaluation of a Porcine Vein Graft Disease Model

Venous graft disease (VGD) is the leading cause of coronary artery bypass graft (CABG) failure. Large animal models of CABG-VGD are needed for the investigation of disease mechanisms and the development of therapeutic strategies. 
To perform the surgery, we enter the cardiac chamber through the third intercostal space and carefully dissect the internal mammary vein and immerse it in normal saline. The right main coronary artery is then treated for ischemia. The target vessel is incised, a shunt plug is placed, and the distal end of the graft vein is anastomosed. The ascending aorta is partially blocked, and the proximal end of the graft vein is anastomosed after perforation. The graft vein is checked for patency, and the proximal right coronary artery is ligated. 
CABG surgery is performed in minipigs to harvest the left internal mammary vein for its use as a vascular graft. Serum biochemical tests are used to evaluate the physiological status of the animals after surgery. Ultrasound examination shows that the proximal, middle, and distal end of the graft vessel are unobstructed. In the surgical model, turbulent blood flow in the graft is observed upon histological examination after the CABG surgery, and venous graft stenosis associated with intimal hyperplasia is observed in the graft. The study here provides detailed surgical procedures for the establishment of a repeatable CABG-induced VGD model.

In this protocol, novel pig vein bypass grafting was performed through a small incision in the left chest wall without cardiopulmonary bypass. A postoperative pathology study was done, which showed intimal thickening.

Estabelecimento e Avaliação de um Modelo de Enxerto de Veia Suína

Venous graft disease (VGD) is the leading cause of coronary artery bypass graft (CABG) failure. Large animal models of CABG-VGD are needed for the ...

Establishment of a Simple and Effective Rat Model for Intraoperative Parathyroid Gland Imaging

Parathyroid gland (PG) identification is a critical unmet need in thyroidectomy. The identification of the PG is challenging in thyroid surgery as it is similar in color to the thyroid gland. The lack of effective animal models in preclinical research is a severe limitation for the development of PG identification techniques. This protocol allows for the establishment of a simple and effective rat model for PG identification. In this model, black iron oxide nanoparticles (IONPs) are injected locally in the thyroid gland and rapidly diffuse within the thyroid gland but not the PG. A negatively stained PG and a positively stained thyroid gland can be easily identified by the naked eye without requiring external microscopes. The position of the PG can be identified by increasing the color contrast between the thyroid gland and the PG, based on the color of the black IONPs. This rat model is low-cost and convenient for PG identification, and the IONPs are a novel PG contrast agent.

To date, the development of parathyroid gland (PG) identification methods is limited by the lack of animal models in preclinical research. Here, we establish a simple and effective rat model for intraoperative PG imaging and evaluate its effectiveness by using iron oxide nanoparticles as a novel PG contrast agent.

Estabelecimento de um Modelo de Rato Simples e Eficaz para Imagem Intraoperatória da Glândula Paratireoide

Parathyroid gland (PG) identification is a critical unmet need in thyroidectomy. The identification of the PG is challenging in thyroid surgery as it is ...

Cirurgia de fístula arteriovenosa modificada para estabelecer o modelo de camundongo de sobrecarga de volume do VD

Establishment and Confirmation of a Postnatal Right Ventricular Volume Overload Mouse Model

Right ventricular (RV) volume overload (VO) is common in children with congenital heart disease. In view of distinct developmental stages,the RV myocardium may respond differently to VO in children compared to adults. The present study aims to establish a postnatal RV VO model in mice using a modified abdominal arteriovenous fistula. To confirm the creation of VO and the following morphological and hemodynamic changes of the RV, abdominal ultrasound, echocardiography, and histochemical staining were performed for 3 months. As a result, the procedure in postnatal mice showed an acceptable survival and fistula success rate. In VO mice, the RV cavity was enlarged with a thickened free wall, and the stroke volume was increased by about 30%-40% within 2 months after surgery. Thereafter, the RV systolic pressure increased, corresponding pulmonary valve regurgitation was observed, and small pulmonary artery remodeling appeared. In conclusion, modified arteriovenous fistula (AVF) surgery is feasible to establish the RV VO model in postnatal mice. Considering the probability of fistula closure and elevated pulmonary artery resistance, abdominal ultrasound and echocardiography must be performed to confirm the model status before application.

Autor em destaque: Estabelecimento e confirmação de um modelo de camundongo com sobrecarga de volume do ventrículo direito pós-natal  

This protocol presents the establishment and confirmation of a postnatal right ventricular volume overload (VO) model in mice with abdominal arteriovenous fistula (AVF), which can be applied to investigate how VO contributes to postnatal heart development.