JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Цель данного исследования заключается в определении вознаграждения, связанных распределенных сетей мозга путем очерчивания надежного иммуногистохимического технику с помощью мобильного с-ФОС активации для измерения одновременных изменений в дофаминовых путей и терминальных участков после нового приема жира и сахара у крыс.

Аннотация

Это исследование использует сотовую с-ФОС активации для оценки влияния нового употребления жира и сахара на мозг допамина (DA) путей у крыс. Воздухозаборники сахаров и жиров опосредованы их врожденными аттракционами, а также узнали предпочтения. Мозг допамин, особенно мезо-лимбической и мезо-кортикальной проекции из вентральной области покрышки (VTA), участвует в обоих этих необразованных и рефлексами. Концепция распределенных сетей мозга, в котором несколько сайтов, и передатчик / пептидные системы взаимодействуют между собой, было предложено, чтобы посредничать вкусную потребление пищи, но есть ограниченные доказательства эмпирически демонстрируют такие действия. Таким образом, потребление сахара вызывает DA релиз и увеличивает с-ФОС-подобной иммунореактивности (FLI) из отдельных проекционных зон VTA DA включая прилежащем ядре (NAC), миндалины (Amy) и медиальной префронтальной коры головного мозга (MPFC), а также спинной полосатого тела. Кроме того, центральное управление селективных антагонистов рецепторов DA в эти сайтS дифференцированно уменьшить приобретение и экспрессию условных вкусовых предпочтений, вызываемых сахаров или жиров. Один из подходов, с помощью которого можно определить, взаимодействовал ли эти сайты в качестве распределенной сети мозга в ответ на сахар или потребление жиров будет одновременному оценить ли VTA и ее основные зоны проекции mesotelencephalic DA (прелимбальной и infralimbic MPFC, ядро ​​и оболочка NAC, базолатеральная и центрально-кортико-медиальное ЭМИ), а также спинной стриатуме будет отображать скоординированы и одновременное срабатывание FLI после перорального, некондиционной потребление кукурузного масла (3,5%), глюкозы (8%), фруктозу (8%) и сахарина (0,2 %) решений. Такой подход является успешным первым шагом в определении возможности использования сотовой связи с-ФОС активацию одновременно на соответствующих участках мозга для изучения вознаграждения, связанных с обучения в проглатывания аппетитную пищу у грызунов.

Введение

Мозг допамин (DA) , участвует в центральных реакции на прием аппетитных сахаров через предложенный гедоническая 1,2, усилий , связанных с 3 и привычки на основе 4,5 механизмы действия. Первичный DA путь замешан в этих эффектов берет свое начало в районе вентральной тегментальной (VTA), а также проекты в прилежащем ядре (NAC) ядра и оболочки, базолатеральный и центрально-кортико-медиальное миндалины (ЭМИ), и прелимбальной и infralimbic медиальной префронтальной коры (MPFC) (см отзывы 6,7). ВТА участвует в потреблении сахарозы 8,9, и DA - релиз наблюдается следующее потребление сахара в NAC 10-15, AMY 16,17 и MPFC 18-20. Жир также стимулирует потребление DA NAC выпуск 21, а другой DA-богатая проекционная зона на дорсальную стриатума (хвостатое-скорлупа) был также связан с DA-опосредованной подачи 22,23. Kelley 24-27 предположил , что эти многочисленные проектаионные зоны этого DA-опосредованной системы формируется интегрированный и интерактивный распределенной сети мозга через обширные и интимных соединений 28-34.

В дополнение к способности антагонистов рецепторов DA D1 и D2 , чтобы уменьшить потребление сахаров и жиров 35-37 38-40, сигнализации DA также участвует в опосредовании способности сахаров и жиров для производства вкусовых предпочтений обусловленные (CFP) 41- 46. Микроинъекции антагониста DA D1 рецепторов в NAC, Светы или MPFC 47-49 исключить приобретение CFP , вызванную внутрижелудочного глюкозы. В то время как микроинъекции антагонистов рецепторов либо DA D1 или D2 в в MPFC исключает приобретение фруктозы-CFP 50, приобретение и экспрессия фруктозы-CFP дифференцированно блокируются антагонистами дофамина в NAC и AMY 51,52.

C-FOS метод 53,54 был применен для исследования нейронных activatioп, индуцированный приемом и вкусной нейронной активации. Термин "C-FOS активации" будет использоваться по всей рукописи, и операционно определяется повышенной транскрипцией с-Fos во время нейрональной деполяризации. Сахароза потребление увеличилось FOS-подобной иммунореактивности (FLI) в центральном ядре AMY, ВТА, а также оболочка, но не ядро, из NAC 55-57. В то время как потребление сахарозы в имитацией кормления крыс значительно увеличилось FLI в AMY и NAC, но не ВТА 58, внутрижелудочной сахароза или глюкоза настои значительно увеличилось FLI в NAC и центральных и базолатеральной ядер AMY 59,60. Повторное добавление сахарозы к запланированной чау доступа увеличилось FLI в MPFC, а также оболочки NAC и сердечник 61. Сахарозы концентрация понижающей передачи парадигма показала , что наибольший рост FLI произошло в базолатеральной AMY и NAC, но не ВТА 62. После кондиционирования, исчезновение сахара, связанных с естественной Реваго поведения увеличилась FLI в базолатеральной AMY и NAC 63. Кроме того, спаривания сахара наличие на тон привел в тон последующего повышения уровней FLI в базолатеральной AMY 64. Высокое потребление жиров также увеличилось FLI в NAC и MPFC сайтов 65-67.

Большинство из ранее приведенных исследований исследовали сахара и жира эффекты на С-FOS активации в отдельных сайтах , которые не предоставляют информацию об идентификации вознаграждения , связанных с распределенными сетями мозга 24-27. Кроме того, многие из этих исследований также не разграничить относительный вклад подобластей НКС (ядра и оболочки), Ами (базолатеральной и центрально-кортико-медиальной) и MPFC (прелимбальной и infralimbic), которые потенциально могут быть рассмотрены преимущество, отличной пространственной разрешением одноклеточного в с-Fos 68 отображения. Наша лаборатория 69 недавно использовали с-ФОС активации и одновременно измеренные изменения в пути VTA DA и его прозоны проекция (NAC, AMY и MPFC) после нового приема жиров и сахаров у крыс. Настоящее исследование описывает процедурные и методологические шаги одновременно анализировать ли острое воздействие шести различных растворов (кукурузное масло, глюкоза, фруктоза, сахарин, вода и контроль эмульсии жира) будет дифференцированно активировать FLI в подзонах НКС AMY, MPFC, а также спинной стриатуме. Это одновременное обнаружение различий позволило подтверждение значительных эффектов на FLI в каждом месте и определения того , являются ли изменения в одном конкретном месте коррелируют с изменениями в соответствующих сайтов, обеспечивая тем самым поддержку распределенной сети мозга 24-27. Эти процедуры проверяли, действительно ли ВТА, прелимбальной и infralimbic MPFC, ядром и оболочкой НКС и базолатеральной и центральной кортико-медиальной AMY), а также спинной стриатуме дисплей скоординированы бы и одновременное срабатывание FLI после перорального, безусловный прием глюкозы (8%), фруктоза (8%), кукурузное масло (3,5%) и сахарина (0,2%) растворы.

протокол

Эти экспериментальные протоколы были одобрены по уходу и использованию комитета Institutional Animal заверив, что все предметы и процедуры в соответствии с национальными институтами Руководство здравоохранения по уходу и использованию лабораторных животных.

1. Субъекты

  1. Покупка и / или породы самцов Sprague-Dawley крыс (260 - 300 г).
  2. Дом крыс индивидуально в проволочные клетки. Поддерживать их на 12:12 час цикле свет / темнота с корму для крыс и водой , доступными по желанию.
  3. Назначают соответствующие размеры выборки (например, п ≈ 6 - 8) случайным образом по группам.

2. испытательная аппаратура и впускным Процедуры

  1. Используйте калиброванные центрифужные пробирки с резиновыми пробками и под углом 45 ° металла Sipper трубки, чтобы обеспечить точное измерение (± 0,1 мл) представленных решений. Закрепите их в домашних клетках с помощью тугой пружины металла, чтобы обеспечить видимость калибровок.
  2. Ограничить рационы питания (~15 / г / день) у крыс, чтобы уменьшить вес до 85% от их первоначальной массы тела, чтобы увеличить мотивацию к потреблению решений. Примечание: снижение веса должно занять от 3 - 5 дней.
  3. Обеспечение предварительной подготовки растворы (10 мл) 0,2% -ного сахарина в течение четырех дней, в течение 1 ч сессии, чтобы максимизировать вероятность того, что у крыс попробуют последующие тестовые растворы с короткой (менее 1 мин) латентности.
  4. Подтвердите поток через центрифугу трубку путем обливания несколько капель.
  5. Взвесьте трубы до и после каждой сессии, чтобы получить всасываемого измерения.
  6. Провести тест всасываемого на пятый день на подгруппы, получающих одну из шести решений (10 мл, 1 час): а) вода, б) роман со вкусом (0,05% вишневый вкус) 0,2% сахарин, с) 8% фруктозы, д) 8 % глюкозы, е) 3,5% масла кукурузы суспендировали в 0,3% ксантан-гама, а также е) 0,3% ксантановой камеди.
  7. Убедитесь в том, что питательные растворы являются изокалорийных; Таким образом, концентрация кукурузное масло 3,5% является изокалорийных в растворы сахара 8%.
  8. Обеспечить тысу крыс растворов образцов с коротким временем ожидания (менее 1 мин). Если это требование не выполняется, то выбросьте эту тему из исследования.

3. Подготовка ткани

  1. Обезболить каждое животное с помощью внутрибрюшинной инъекции пентобарбитала через 90 мин после первоначального воздействия каждого испытуемого раствора. Убедитесь, что животные должным образом обезболивание не демонстрируя, что животное больше не реагирует на такие рефлексы, как снятие с ног крайнем случае, моргая после непосредственного роговице давления или тряски головой к глубокой стимуляции ушной раковины.
  2. Заливать каждое животное транскардиальную , как описано выше 69.
    1. Обезболить крыс с передозировкой пентобарбитала натрия (65 мг / кг), удалите грудную клетку и обнажить грудь для свободного доступа к сердцу 69.
    2. Поместите иглу в верхушке левого клапана сердца, а также сократить полая. Администрируйте фосфатный буферный раствор (PBS, ~ 180 мл) с последующим добавлением фосфатно-буферном закрепителя соntaining 4% параформальдегида (~ 180 мл).
    3. Убедитесь, что животное на самом деле в настоящее время перфузию правильно, исследуя жидкость покидает ли другие полости, такие как нос, рот, и области гениталий. Примечание: Правильное крепление с параформальдегидом будет сопровождаться большими движениями мышц. Если это не происходит, то подрегулировать иглу до тех пор, пока происходит эта реакция.
  3. Удалите мозг из черепа быстро, сокращая мех и кожу от черепа. Используйте кусачек, чтобы взломать и удалить кости из мозга, движущегося от задней к передней. Работа первоначально в области ниже и позади мозжечка, гарантируя, что костные кусачки находится между костью и менингеальной мягкой мозговой оболочки. После того, как верхняя и боковые части черепа удалены, используйте маленькую лопаточку, чтобы поднять мозг от основания, и надрез черепно-мозговых нервов с маленькими ножницами. Будьте осторожны, чтобы не повредить мозг при попытке удалить кости.
  4. Закрепить мозги в 4% растворе параформальдегида в течение ночи при 4 ° С.Поместите мозги в 30% сахарозы 70% раствора / PBS при комнатной температуре, пока они не оседают на дне контейнера.
  5. Блок мозг
    1. Удалите ростральной часть мозга резки поперечно каудально к обонятельной луковице.
    2. Удалить хвостовую часть мозга резки в поперечном направлении на уровне мозжечка и мосте.
  6. Смонтировать мозг коронковой с каудальной части, закрепленной на стадии скользящего микротома, и вырезанные корональных секций (40 мкм) через MPFC (2,86 - 2,20 мм ростральной до темени), ядро ​​NAC и оболочки и спинной стриатуме (+ 1,76 - 1,60 мм ростральной до темени), то ЭМИ (-2,12 - -2,92 мм каудально по отношению к темени) и VTA (-5,20 - -5,60 мм каудально брегмы). Используйте мозг атласом 70 крысы для руководства.
  7. Собирают свободно плавающие секций в отдельных лунках 24-луночного планшета , заполненную PBS для последующего иммуногистохимического анализа 71. Используйте парафином, чтобы запечатать 24 мыЛ.Л. пластины, чтобы убедиться, что PBS не испаряется в контейнере и высушить мозг. Хранить мозговой ткани в 4 ° С.

4. C-FOS Процедуры (адаптировано из 71)

  1. Обрабатывать каждую секцию с 5 мл 5% нормальной козьей сывороткой и 0,2% Тритон Х-100 в PBS в течение 1 часа.
  2. Выдержите обработанные участки с первичными антителами (кроличьими анти-C-FOS, 1: 5000) при температуре 4 ° С в течение 36 ч в лунках, содержащих 1 мл PBS.
  3. Полоскание секции 3x с PBS (5 мл) в течение 10 минут каждый.
  4. Инкубируйте с вторичными антителами (биотинилированным козьим анти-кроличий; 1: 200) при комнатной температуре в течение 2 ч в лунках, содержащих 1 мл PBS.
  5. Промыть каждую секцию 3 раза в PBS (5 мл) в течение 10 минут каждый.
  6. Выдержите промытых секции в течение 2 ч в коммерчески доступной смеси пероксидазой авидин-хреном, который входит в комплект, состоящий из Avadin DH (100 мкл) и биотинилированного пероксидазы хрена H (100 мкл) в 5 мл PBS.
  7. Повторно промойте участки в 3 раза PBS (5 мл) в течение 10 минут каждый.
  8. React участки с 0,05% диаминобензидино (DAB) в присутствии 0,0015% H 2 O 2 в течение 5 - 10 мин, в зависимости от реакционной способности ткани в лунках , содержащих 5 мл раствора DAB.
  9. Дважды этикетки секции ВТА. Выдержите их с тирозин-гидроксилазы (TH) антитело (кроличье анти-крысиным TH, 1: 2000) в PBS (5 мл) в течение ночи при 4 ° C.
  10. Ополосните секции 3x в PBS (5 мл) в течение 10 минут каждый.
  11. Инкубируйте с вторичными антителами (биотинилированным козьим анти-кроличий; 1: 200) в PBS (5 мл) при комнатной температуре в течение 2 часов.
  12. Ополосните секции 3x в PBS (5 мл) в течение 10 минут каждый.
  13. Визуализируйте антител с помощью вторичного антитела-пероксидаза комплекс. React с комбинацией 0,05% ДАБ и 0,3% -ного раствора сульфата никеля, в течение 5 - 10 мин, в зависимости от реакции ткани в лунках, содержащих 5 мл / NiCl раствора DAB.
  14. Убедиться, что решение DAB молочно-светло-зеленый цвет от негоs реакции с 0,3% сульфата никеля. Если раствор слишком зеленый, то реакция будет слишком темным.
  15. Установите все разделы на покрытых желатином горками. Дайте им высохнуть в течение ночи, а затем покрывают скольжению с несколькими каплями толуольного раствора на основе (TBS).
  16. Код скользит так, что экспериментальное условие неизвестно наблюдателей.

5. Определение с-ФОС иммунореактивного Считает

  1. Назначают пары непредвзятым наблюдателям считать Fos-позитивных нейронов в этих регионах, представляющих интерес (ROI): прелимбальной MPFC, infralimbic MPFC, NAC ядро, NAC оболочки, базолатеральной ядер AMY, центрально-кортико-медиальное AMY, спинной стриатуме и ВТА. Очертить ли с-Fos иммунореактивность присутствует в TH + и th- клеток в ВТА. На рисунке 1 представлен экран захваченное изображение в НАК от микроскопа.

figure-protocol-8423
Рисунок 1. Представитель Секции прилежащем ядре (NAC) Отображение регионов интереса очерченный сетки , с помощью которых сделаны с-ФОС Графы. НАК оболочки обнаруживается медиально и вентрально к ядру NAC. Ядро NAC обводит передней спайки (Передней Comm.). Вентральной степень бокового желудочка (Боковой Vent.) Видна. Пожалуйста , нажмите здесь , чтобы посмотреть увеличенную версию этой фигуры.

  1. Анализ по меньшей мере, три представительных срезов для каждого сайта, общего для всех животных во всех условиях тестирования.
  2. Используйте программное обеспечение и оптический микроскоп , чтобы проанализировать весь регион для каждого ROI путем отслеживания контур (рисунок 1).
    1. На данном сайте, откройте приложение и нажать на раскрывающемся меню приобретения и нажмите "Живое изображение". Доведите ROI в фокус и нажмите на экран, чтобы установить точку отсчета. Тогда тртуз выбранный область мозга с помощью сетки в качестве ориентира. После того, как след закончен, подсчет клеток (шаги 5.3.1.1 - 5.3.1.3).
      1. Дважды щелкните значок программного обеспечения. Перейти к строке меню, нажмите на "приобретение", а затем "Live Image". Доведите ROI в фокус и нажмите на экран, чтобы установить точку отсчета.
      2. Перейдите на панель инструментов сетки и нажмите кнопку "Показать сетку" и "Использовать сетки этикетки". Обрисовать ROI с заданной трассы.
      3. Подсчет всех клеток в каждом районе ROI, выберите "+" в левой боковой панели, чтобы сохранить количество С-FOS клеток. Нажмите каждую ячейку по отдельности, чтобы зарегистрировать счетчики. Рассмотрим ячейку положительного для с-ФОС , когда определено темно - красный круг наблюдается (рисунок 1).
    2. Повторите эту процедуру для каждого сайта.
    3. Запись подсчитывает в лабораторной тетради и на компьютере для дальнейшего анализа. Перейти к строке меню, нажмите на кнопку "Файл", "Файл Сохранить данные", чтобы сохранить трассировку и рассчитывает.
    4. Убедитесь, что надежность между оценщик (с использованием корреляции отсчетов) двух неинформированными оценщиками для каждой секции в каждом ROI всегда превышает 0,8.

    6. Статистика

    1. Оценка исходных сахарина воздухозаборники в течение первых четырех дней с помощью повторных измерений 1-дисперсионный анализ (ANOVA) сравнение сахарина воздухозаборники дней 1, 2, 3 и 4 69.
    2. Сравнить потребление сахарина (День 4) с тест - водозаборах (5 -й день) из шести групп , использующих рандомизированные-блок 2-полосная ANOVA 69.
    3. Используйте Тьюки сравнения (р <0,05) , чтобы определить отдельные значимые эффекты 69.
    4. Определить надежность между оценщик, а затем использовать счетчики общую наблюдателя.
    5. Средние с-ФОС рассчитывает на трех представительных срезов для каждого участка 69.
      1. Выполните 1-дисперсионного анализа С-FOS активации, вызванной приемом шести растворов (3,5% масла кукурузы, 8% глюкозы, 8% фруктозы, 0,2% ароматизированные сахарина, XaNthan контроль камеди и воды) для perilimbic MPFC 69.
      2. Повторите параллельные анализы шести групп для infralimbic MPFC, NAC ядро, NAC оболочки, базолатеральные AMY, центрально-кортико-медиальное AMY, ВТА и спинной стриатуме. Используйте Тьюки сравнения (р <0,05) , чтобы выявить отдельные значимые эффекты 69.
    6. Сравнить кукурузы потребление масла как с водозабором и потреблением его суспензии агента, ксантановая камедь. Сравните фруктоза и глюкоза воздухозаборники с обоими водозаборных и потребление некалорийного подсластителя, сахарин.
    7. Установить наблюдались ли существенные отношения между раствором водозаборах и С-FOS активации в каждом из сайтов с использованием Бонферрони корреляции R (p <0,05).
      1. Систематически сравнить с-ФОС отсчетов в perilimbic и infralimbic предварительно лобной коры для каждого животного в группе 3,5% кукурузного масла.
      2. Повторите систематически параллельные анализы каждой пары из шести участков (VTA, спинной стриатуме, infralimБИК MPFC, perilimbic MPFC, NAC ядро, оболочка NAC, базолатеральная ЭМИ, центрально-кортико-медиальное ЭМИ) для кукурузного масла 3,5%.
      3. Повторите систематически параллельные анализы этих шести участков для пяти других экспериментальных условиях потребления (8% глюкозы, 8% фруктозы, 0,2% ароматизированные сахарина, ксантановая камедь и контроля воды).
    8. Воспользуйтесь тем, что одни и те же животные в пределах состояния раствора были оценены на всех участках, определяя значимые отношения между С-FOS активации через решений и в рамках каждого решения с использованием Бонферрони г корреляции (р <0,05).

Результаты

Все показательные результаты , описанные ниже, были опубликованы ранее 69, и повторно представлены здесь , чтобы поддержать "доказательство концепции" в указании эффективности методики.

Решение Потребления
Зна?...

Обсуждение

Цель исследования состояла в том, чтобы определить, является ли источник (ВТА) и переднего мозга цели проекции (NAC, AMY, MPFC) ДА вознаграждение связанных нейронов одновременно активируется после нового приема жира и сахара у крыс с помощью клеточного с-ФОС технику , Настоящее исследование п...

Раскрытие информации

Авторы не имеют конкурирующих финансовых интересов.

Благодарности

Благодаря Diana Икаса-Culaki, Cristal Sampson и Theologia Karagiorgis за их напряженную работу над этим проектом.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Equipment
Sprague-Dawley ratsCharles River LaboratoriesCD-1
Wire Mesh CagesLab Products, Seaford, DE30-Cage rack
Rat ChowPMI Nutrition International5001
Taut Metal SpringLab Products, Seaford, DEn/a
Rat Weighing ScaleFisher Scientific Companyn/a
Nalgene Centrifuge TubesLab Products, Seaford, DE10-0501
Rubber StopperLab Products, Seaford, DEn/a
Metal SippersLab Products, Seaford, DEn/a
SaccharinSigma Chemical Co82385-42-0
Kool-Aid, CherryKool-AidCommerical
Kool-Aid, GrapeKool-AidCommercial
FructoseSigma Chemical CoF0127
GlucoseSigma Chemical CoG8270
Corn OilMazzolaCommerical
Xanthan GumSigma Chemical Co11138-66-2
Sliding MicrotomeMicrom Internationaln/a
Neurolucida CameraMBF BioscienceSoftware application
Gelatin-coated SlidesFisher Scientific Company12-550-343
Cover glassFisher Scientific Company12-545-M
Golden Nylon BrushesLoew-Cornell 2037
Natural Hair Sable Loew-Cornell 2022
24 Well PlatesFisher Scientific3527
6 Well PlatesFisher Scientific3506
1 L Pyrex bottlesFisher Scientific1395-1L
Tissue insert (tissue strainer)Fisher Scientific7200214
Eagle pipettes World Precision InstrumentsE10 for 1-10μl
Eagle pipettes World Precision InstrumentsE100 for 20-100μl
Eagle pipettes World Precision InstrumentsE200 for 50-200μl
Eagle pipettes World Precision InstrumentsE1000 for 100-1000μl
Eagle pipettes World Precision InstrumentsE5000 for 1000-5000μl 
Universal Tips .1-10 μlWorld Precision Instruments500192
Universal Tips 5-200 μlWorld Precision Instruments500194
Universal Tips 500-5,000 μlWorld Precision Instruments500198
Blade Vibroslice 100World Precision InstrumentsBLADE
DPX Mounting Medium Electron Microscopy 13510
15 ml centrifuge tubesBiologix Research Co.10-0501
Slide BoxesBiologix Research Co.41-6100
Orbital Shaker Madell Corporation  ZD-9556
weigh boats Fisher Scientific02-202-100
5 ml disposable pipettesFisher Scientific13-711-5AM
Stereo Investigator SoftwareMicro Bright FieldSoftware application
NameCompanyCatalog numberComments
Reagents
Paraformaldehyde GranularFisher Scientific19210
NaClFisher ScientificS271-1
Sodium Phophate MonobasicFisher ScientificS468-500
Sodium Phosphate DiphasicFisher ScientificBP332-500
Hydrogen Peroxide Fisher ScientificH324-500
SafeClear II Fisher Scientific23-044-192
Methanol Fisher ScientificA412-1
Normal Goat SerumVectorS-1000
Biotinylated Anti-Rabbit IgG (H+L)VectorBA-1000
ABC Kit Peroxidase StandardVectorPK-4000
Anti-cFos (Ab-5) RabbitEMD chem/Cal BiochemPC38
Triton X 100SigmaAldrichX-100
3,3' diaminobenzidine tetra hydrochloride SigmaAldrichD5905
Sodium HydroxideSigmaAldrich5881
Primary TH anti bodyEMD MilliporeAB152
EuthosolVirbac AH

Ссылки

  1. Koob, G. F. Neural mechanisms of drug reinforcement. Ann. N.Y. Acad. Sci. 654, 171-191 (1992).
  2. Wise, R. A. Role of brain dopamine in food reward. Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. Biol. Sci. 361, 1149-1158 (2006).
  3. Salamone, J. D., Correa, M. The mysterious motivational functions of mesolimbic dopamine. Neuron. 76, 470-485 (2012).
  4. Horvitz, J. C., Choi, W. Y., Morvan, C., Eyny, Y., Balsam, P. D. A "good parent" function of dopamine: transient modulation of learning and performance during early stages of training. Ann. N.Y. Acad. Sci. 1104, 270-288 (2007).
  5. Wickens, J. R., Horvitz, J. C., Costa, R. M., Killcross, S. Dopaminergic mechanisms in actions and habits. J. Neurosci. 27, 8181-8183 (2007).
  6. Bjorklund, A., Dunnett, S. B. Dopamine neuron systems in the brain: an update. Trends Neurosci. 30, 194-202 (2007).
  7. Swanson, L. W. The projections of the ventral tegmental area and adjacent regions: a combined fluorescent retrograde tracer and immunofluorescence study in the rat. Brain Res. Bull. 9, 321-353 (1982).
  8. Cacciapaglia, F., Wrightman, R. M., Careli, R. M. Rapid dopamine signaling differentially modulates distinct microcircuits within the nucleus accumbens during sucrose-directed behavior. J. Neurosci. 31, 13860-13869 (2011).
  9. Martinez-Hernandez, J., Lanuza, E., Martinez-Garcia, F. Selective dopaminergic lesions of the ventral tegmental area impair preference for sucrose but not for male sex pheromones in female mice. Eur. J. Neurosci. 24, 885-893 (2006).
  10. Bassareo, V., Di Chiara, G. Differential influence of associative and nonassociative learning mechanisms on the responsiveness of prefrontal and accumbal dopamine transmission to food stimuli in rats fed ad libitum. J. Neurosci. 17, 851-861 (1997).
  11. Bassareo, V., Di Chiara, G. Differential responsiveness of dopamine transmission to food-stimuli in nucleus accumbens shell/core compartments. Neurosci. 89, 637-641 (1999).
  12. Cheng, J., Feenstra, M. G. Individual differences in dopamine efflux in nucleus accumbens shell and core during instrumental conditioning. Learn. Mem. 13, 168-177 (2006).
  13. Genn, R. F., Ahn, S., Phillips, A. G. Attenuated dopamine efflux in the rat nucleus accumbens during successive negative contrast. Behav. Neurosci. 118, 869-873 (2004).
  14. Hajnal, A., Norgren, R. Accumbens dopamine mechanisms in sucrose intake. Brain Res. 904, 76-84 (2001).
  15. Hajnal, A., Smith, G. P., Norgren, R. Oral sucrose stimulation increases accumbens dopamine in the rat. Am. J. Physiol. 286, R31-R37 (2003).
  16. Bassareo, V., Di Chiara, G. Modulation of feeding-induced activation of mesolimbic dopamine transmission by appetitive stimuli and its relation to motivational state. Eur. J. Neurosci. 11, 4389-4397 (1999).
  17. Hajnal, A., Lenard, L. Feeding-related dopamine in the amygdala of freely moving rats. Neuroreport. 8, 2817-2820 (1997).
  18. Bassareo, V., De Luca, M. A., Di Chiara, G. Differential expression of motivational stimulus properties by dopamine in nucleus accumbens shell versus core and prefrontal cortex. J. Neurosci. 22, 4709-4719 (2002).
  19. Feenstra, M., Botterblom, M. Rapid sampling of extracellular dopamine in the rat prefrontal cortex during food consumption, handling, and exposure to novelty. Brain Res. 742, 17-24 (1996).
  20. Hernandez, L., Hoebel, B. G. Feeding can enhance dopamine turnover in the prefrontal cortex. Brain Res. Bull. 25, 975-979 (1990).
  21. Liang, N. C., Hajnal, A., Norgren, R. Sham feeding corn oil increases accumbens dopamine in the rat. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 291, R1236-R1239 (2006).
  22. Dunnett, S. B., Iversen, S. D. Regulatory impairments following selective kainic acid lesions of the neostriatum. Behav. Brain Res. 1, 497-506 (1980).
  23. Salamone, J. D., Zigmond, M. J., Stricker, E. M. Characterization of the impaired feeding behavior in rats given haloperidol or dopamine-depleting brain lesions. Neurosci. 39, 17-24 (1990).
  24. Kelley, A. E. Ventral striatal control of appetitive motivation: role in ingestive behavior and reward-related learning. Neurosci. Biobehav. Rev. 27, 765-776 (2004).
  25. Kelley, A. E. Memory and addiction: shared neural circuitry and molecular mechanisms. Neuron. 44, 161-179 (2004).
  26. Kelley, A. E., Baldo, B. A., Pratt, W. E. A proposed hypothalamic-thalamic-striatal axis for the integration of energy balance, arousal and food reward. J. Comp. Neurol. 493, 72-85 (2005).
  27. Kelley, A. E., Baldo, B. A., Pratt, W. E., Will, M. J. Corticostriatal-hypothalamic circuitry and food motivation: integration of energy, action and reward. Physiol. Behav. 86, 773-795 (2005).
  28. Berendse, H. W., Galis-de-Graaf, Y., Groenewegen, H. J. Topographical organization and relationship with ventral striatal compartments of prefrontal corticostriatal projections in the rat. J. Comp. Neurol. 316, 314-347 (1992).
  29. Brog, J. S., Salyapongse, A., Deutch, A. Y., Zahm, D. S. The patterns of afferent innervation of the core and shell in the "accumbens" part of rat ventral striatum: immunohistochemical detection of retrogradely transported fluoro-gold. J. Comp. Neurol. 338, 255-278 (1993).
  30. McDonald, A. J. Organization of amygdaloid projections to the prefrontal cortex and associated stritum in the rat. Neurosci. 44, 1-14 (1991).
  31. McGeorge, A. J., Faull, R. L. The organization of the projection from the cerebral cortex to the striatum in the rat. Neurosci. 29, 503-537 (1989).
  32. Sesack, S. R., Deutch, A. Y., Roth, R. H., Bunney, B. S. Topographical organization of the efferent projections of the medial prefrontal cortex in the rat: an anterograde tract-tracing study with Phaseolus vulgaris leucoagglutinin. J. Comp. Neurol. 290, 213-242 (1989).
  33. Wright, C. I., Beijer, A. V., Groenewegen, H. J. Basal amygdaloid complex afferents to the rat nucleus accumbens are compartmentally organized. J. Neurosci. 16, 1877-1893 (1996).
  34. Wright, C. I., Groenewegen, H. J. Patterns of convergence and segregation in the medial nucleus accumbens of the rat: relationships of prefrontal cortical, midline thalamic and basal amygdaloid afferents. J. Comp. Neurol. 361, 383-403 (1995).
  35. Geary, N., Smith, G. P. Pimozide decreases the positive reinforcing effect of sham fed sucrose in the rat. Pharmacol. Biochem. Behav. 22, 787-790 (1985).
  36. Muscat, R., Willner, P. Effects of selective dopamine receptor antagonists on sucrose consumption and preference. Psychopharmacol. 99, 98-102 (1989).
  37. Schneider, L. H., Gibbs, J., Smith, G. P. D-2 selective receptor antagonists suppress sucrose sham feeding in the rat. Brain Res. Bull. 17, 605-611 (1986).
  38. Baker, R. W., Osman, J., Bodnar, R. J. Differential actions of dopamine receptor antagonism in rats upon food intake elicited by mercaptoacetate or exposure to a palatable high-fat diet. Pharmacol. Biochem. Behav. 69, 201-208 (2001).
  39. Rao, R. E., Wojnicki, F. H., Coupland, J., Ghosh, S., Corwin, R. L. Baclofen, raclopride and naltrexone differentially reduce solid fat emulsion intake under limited access conditions. Pharmacol. Biochem. Behav. 89, 581-590 (2008).
  40. Weatherford, S. C., Smith, G. P., Melville, L. D. D-1 and D-2 receptor antagonists decrease corn oil sham feeding in rats. Physiol. Behav. 44, 569-572 (1988).
  41. Azzara, A. V., Bodnar, R. J., Delamater, A. R., Sclafani, A. D1 but not D2 dopamine receptor antagonism blocks the acquisition of a flavor preference conditioned by intragastric carbohydrate infusions. Pharmacol. Biochem. Behav. 68, 709-720 (2001).
  42. Baker, R. M., Shah, M. J., Sclafani, A., Bodnar, R. J. Dopamine D1 and D2 antagonists reduce the acquisition and expression of flavor-preferences conditioned by fructose in rats. Pharmacol. Biochem. Behav. 75, 55-65 (2003).
  43. Dela Cruz, J. A., Coke, T., Icaza-Cukali, D., Khalifa, N., Bodnar, R. J. Roles of NMDA and dopamine D1 and D2 receptors in the acquisition and expression of flavor preferences conditioned by oral glucose in rats. Neurobiol. Learn. Mem. 114, 223-230 (2014).
  44. Dela Cruz, J. A., et al. Roles of dopamine D1 and D2 receptors in the acquisition and expression of fat-conditioned flavor preferences in rats. Neurobiol. Learn. Mem. 97, 332-337 (2012).
  45. Yu, W. Z., Silva, R. M., Sclafani, A., Delamater, A. R., Bodnar, R. J. Pharmacology of flavor preference conditioning in sham-feeding rats: effects of dopamine receptor antagonists. Pharmacol. Biochem. Behav. 65, 635-647 (2000).
  46. Yu, W. Z., Silva, R. M., Sclafani, A., Delamater, A. R., Bodnar, R. J. Role of D(1) and D(2) dopamine receptors in the acquisition and expression of flavor-preference conditioning in sham-feeding rats. Pharmacol. Biochem. Behav. 67 (1), 537-544 (2000).
  47. Touzani, K., Bodnar, R. J., Sclafani, A. Activation of dopamine D1-like receptors in nucleus accumbens is critical for the acquisition, but not the expression, of nutrient-conditioned flavor preferences in rats. Eur. J. Neurosci. 27, 1525-1533 (2008).
  48. Touzani, K., Bodnar, R. J., Sclafani, A. Dopamine D1-like receptor antagonism in amygdala impairs the acquisition of glucose-conditioned flavor preference in rats. Eur. J. Neurosci. 30, 289-298 (2009).
  49. Touzani, K., Bodnar, R. J., Sclafani, A. Acquisition of glucose-conditioned flavor preference requires the activation of dopamine D1-like receptors within the medial prefrontal cortex in rats. Neurobiol. Learn. Mem. 94, 214-219 (2010).
  50. Malkusz, D. C., et al. Dopamine signaling in the medial prefrontal cortex and amygdala is required for the acquisition of fructose-conditioned flavor preferences in rats. Behav. Brain Res. 233, 500-507 (2012).
  51. Bernal, S. Y., et al. Role of dopamine D1 and D2 receptors in the nucleus accumbens shell on the acquisition and expression of fructose-conditioned flavor-flavor preferences in rats. Behav. Brain Res. 190, 59-66 (2008).
  52. Bernal, S. Y., et al. Role of amygdala dopamine D1 and D2 receptors in the acquisition and expression of fructose-conditioned flavor preferences in rats. Behav. Brain Res. 205, 183-190 (2009).
  53. Dragunow, M., Faull, R. The use of c-fos as a metabolic marker in neuronal pathway tracing. J. Neurosci. Methods. 29, 261-265 (1989).
  54. VanElzakker, M., Fevurly, R. D., Breindel, T., Spencer, R. L. Environmental novelty is associated with a selective increase in Fos expression in the output elements of the hippocampal formation and the perirhinal cortex. Learn. Mem. 15, 899-908 (2008).
  55. Norgren, R., Hajnal, A., Mungarndee, S. S. Gustatory reward and the nucleus accumbens. Physiol. Behav. 89, 531-535 (2006).
  56. Park, T. H., Carr, K. D. Neuroanatomical patterns of fos-like immunoreactivity induced by a palatable meal and meal-paired environment in saline- and naltrexone-treated rats. Brain Res. 805, 169-180 (1998).
  57. Zhao, X. L., Yan, J. Q., Chen, K., Yang, X. J., Li, J. R., Zhang, Y. Glutaminergic neurons expressing c-Fos in the brainstem and amygdala participate in signal transmission and integration of sweet taste. Nan.Fang Yi.Ke.Da.Xue.Xue.Bao. 31, 1138-1142 (2011).
  58. Mungarndee, S. S., Lundy, R. F., Norgren, R. Expression of Fos during sham sucrose intake in rats with central gustatory lesions. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 295, R751-R763 (2008).
  59. Otsubo, H., Kondoh, T., Shibata, M., Torii, K., Ueta, Y. Induction of Fos expression in the rat forebrain after intragastric administration of monosodium L-glutamate, glucose and NaCl. Neurosci. 196, 97-103 (2011).
  60. Yamamoto, T., Sako, N., Sakai, N., Iwafune, A. Gustatory and visceral inputs to the amygdala of the rat: conditioned taste aversion and induction of c-fos-like immunoreactivity. Neurosci. Lett. 226, 127-130 (1997).
  61. Mitra, A., Lenglos, C., Martin, J., Mbende, N., Gagne, A., Timofeeva, E. Sucrose modifies c-fos mRNA expression in the brain of rats maintained on feeding schedules. Neurosci. 192, 459-474 (2011).
  62. Pecoraro, N., Dallman, M. F. c-Fos after incentive shifts: expectancy, incredulity, and recovery. Behav. Neurosci. 119, 366-387 (2005).
  63. Hamlin, A. S., Blatchford, K. E., McNally, G. P. Renewal of an extinguished instrumental response: Neural correlates and the role of D1 dopamine receptors. Neurosci. 143, 25-38 (2006).
  64. Kerfoot, E. C., Agarwal, I., Lee, H. J., Holland, P. C. Control of appetitive and aversive taste-reactivity responses by an auditory conditioned stimulus in a devaluation task: A FOS and behavioral analysis. Learn. Mem. 14, 581-589 (2007).
  65. Zhang, M., Kelley, A. E. Enhanced intake of high-fat food following striatal mu-opioid stimulation: microinjection mapping and fos expression. Neurosci. 99, 267-277 (2000).
  66. Teegarden, S. L., Scott, A. N., Bale, T. L. Early life exposure to a high fat diet promotes long-term changes in dietary preferences and central reward signaling. Neurosci. 162, 924-932 (2009).
  67. Del Rio, D., et al. Involvement of the dorsomedial prefrontal cortex in high-fat food conditioning in adolescent mice. Behav. Brain Res. 283, 227-232 (2015).
  68. Knapska, E., Radwanska, K., Werka, T., Kaczmarek, L. Functional internal complexity of amygdala: focus on gene activity mapping after behavioral training and drugs of abuse. Physiol. Rev. 87, 1113-1173 (2007).
  69. Dela Cruz, J. A. D., et al. c-Fos induction in mesotelencephalic dopamine pathway projection targets and dorsal striatum following oral intake of sugars and fats in rats. Brain Res. Bull. 111, 9-19 (2015).
  70. Paxinos, G., Watson, C. . The rat brain in stereotaxic coordinates. , (2006).
  71. Ranaldi, R., et al. The effects of VTA NMDA receptor antagonism on reward-related learning and associated c-fos expression in forebrain. Behav. Brain Res. 216, 424-432 (2011).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

Neuroscience114C FOSAmygdala

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены