АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

В этой статье представлен протокол для создания лигатуры индуцированной модели мурин пародонтита с участием нескольких челюстно-лицевой моляров, в результате чего большие области участвующих десен ткани и кости для последующего анализа, а также сокращение использования животных. Также описан метод оценки пероральных нейтрофилов по аналогии с человеческими субъектами.

Аннотация

Основными преимуществами изучения патофизиологии пародонтального заболевания с использованием мочек морин являются снижение стоимости животных, массив генетически модифицированных штаммов, огромное количество анализов, которые можно проводить на собранных мягких и твердых тканях. Однако многие из этих систем подвергаются процедурной критике. В качестве альтернативы может быть использована модель пародонта, вызванная локализованным развитием и сохранением дисбиотического микробиома полости рта, которая быстро индуцирована и относительно надежна. К сожалению, варианты протокола пародонта, индуцированного лигатурой, изолированы в координационных регионах пародонта и подвержены преждевременному авруции установленной лигатуры. Это сводит к минимуму количество тканей, доступных для последующего анализа и увеличивает количество животных, необходимых для изучения. Этот протокол описывает точные манипуляции, необходимые для размещения расширенных моляровских лигатур с улучшенным удержанием и использованием новой техники смыва для восстановления пероральных нейтрофилов у мышей с альтернативным подходом, который смягчает вышеупомянутые технических проблем.

Введение

Пародонта (PD) является остеолитикическое состояние, связанное со значительной заболеваемости хозяина и экономической нагрузки, которая проявляется воспаление десивов и потеря как мягких тканей и косой поддержки для пострадавших зубной протез1,2,4. Этот процесс регулируется взаимодействиями между оральной микробиотой и врожденной иммунной системой хозяина. Это также связано с обострением других системных воспалительных заболеваний, включая диабет, сердечно-сосудистые заболевания, и рак5,6,7,8. Исторически сложилось так, было гипотеза, что PD патогенеза зависит от большого количества конкретных бактерий, таких как Porphyromonas gingivalis9. Тем не менее, последние данные свидетельствуют о том, что микробный компонент PD опосредовано стоматологической биопленки. Биопленка представляет собой организованное, сложное сообщество многочисленных микроорганизмов, которые могут существовать в здоровых симбиотических и разрушительных дисбиотических состояниях10,11. Устные биопленки обычно обеспечивает устойчивость к хозяину, предотвращая создание очагов патогенных бактерий и способствует идеальной структуре и функции тканей десивной ткани путем регулирования иммунного ответа хозяина12,13. Возмущения равновесных отношений между commensal организмов в полости рта и принимающей иммунной системы может привести к изменениям в ткани гомеостаза, в результате дисбактериоза и развития отличительной клинической и радиографической видимости PD5,10,12,13,14.

Интересно, что создание устной дисбактериоз, хотя и требуется для начала PD, не является достаточным для привода PD во всех людей, ускользая от способности хозяина иммунный ответ, чтобы подорвать переход микробиоты между симбиотических и дисбиотических состояний15. Это ставит особое внимание на средства, с помощью которых PD влияет на одного из ведущих персонажей врожденной иммунной системы, а именно полиморфонуклеарные гранулоциты (PMN), или нейтрофилов, с местной и системной точки зрения16,17.

У людей, PMNs набираются из циркуляции в размере 2 х 106 клеток / ч в здоровых соединительных тканей пародонта, где они являются преобладающей популяции лейкоцитов. Здесь они впоследствии вытесняются из слизи gingival в полость рта в качестве компонента кревикулярной жидкости. При наличии PD, нейтрофилии проявляется в циркуляции и полости рта, где эти клетки-эффекторы обладают гипервоспалительным фенотипом, что приводит к вышеупомянутому разрушению пародонта17,18,19,20,21,22. Поэтому понимание роли ПМН в ПД и других системных воспалительных заболеваниях имеет первостепенное значение.

Хотя широко признается, что хронические заболевания взаимно связаны с PD, основные механизмы еще предстоит выяснить, что усугубляет трудности в управлении этими болезненными и потенциально смертельными системными условиями. Несколько экспериментальных моделей животных, каждый с уникальными преимуществами и недостатками, были использованы для изучения патофизиологии PD23,24. Сосредоточение особого внимания на моделях мурин, существуют различные протоколы, с помощью которых облегчается изучение PD; однако, они обладают несколькими техническими и физиологичными недостатками25,26,27,28,29,30,31.

Во-первых, устные gavage мыши модель требует многочисленных устных прививок человеческих пародонтальных патогенов для создания воспаления десяна и потери костной массы. Кроме того, как правило, предшествует период лечения антибиотиками, чтобы подорвать минрин комменсальной оральной флоры25. Эта модель часто требует специализированной подготовки, чтобы безопасно выполнять устные gavage, использует лишь небольшую часть пародонтальных патогенов из более сложных человеческих устных микробиома, и требует нескольких месяцев, чтобы установить альвеолярной потери костной массы.

В отличие от этого, химически индуцированных морин модели использовать устные доставки тринитробензена сульфоновой кислоты (TNBS) или декрен сульфат натрия (DSS), агенты обычно используются в создании мочеиспускательных моделей колита в течение нескольких месяцев, чтобы вызвать пародонтальной потери костной массы26. Доступны внутриоральные и экстраоральные модели на основе абсцесса, которые включают в себя резцы и ткани мины на сум, а также кальварий, соответственно. В бывшей модели абсцесса, несколько инъекций бактерий вводят, создавая несколько деснных абсцессов и недостаток альвеолярной потери костной массы, ограничивая их использование в изучении PD. Последние абсцесс модели значительно более склонны к изучению бактериальной вирулентности, воспаления и резорбции костей на участках за пределами полости рта, что исключает оценку пародонта и орального микробиома27,28,29,30,31.

Используя модель пародонтита, индуцированная лигатурой, плетеный шелковый шов обычно устанавливался по окружности вокруг второго моляра. В качестве альтернативы можно вставить один линейный сегмент шовного материала между первым и вторым молярами32,33. Цель размещения лигатуры заключается в облегчении бактериального накопления и генерации дисбактериоза в сульчи десен, что приводит к воспалению пародонтальной ткани и разрушению тканей, составляющих пародонт. Наиболее примечательно, что эта модель способна производить значительно больше альвеолярной потери костной массы по сравнению с более часто используемым устным gavage модель34. Еще более осложняет использование пероральной модели gavage является естественное сопротивление нескольких штаммов мышей (т.е., C57BL/6) к развитию альвеолярной потери костной массы. Это также проблематично, так как этот штамм является наиболее часто используемым в мурин основе исследований животных35.

Существующие процедуры, описанные Marchesan et al. и Абэ и Гаджишенгаллис были разработаны для упрощения технического акта размещения лигатуры33,36. К сожалению, прежний протокол требует специализированного 3D-печатного оборудования и обладает потенциалом для преждевременной потери лигатуры, тем самым увеличивая использование животных и затраты, связанные с дополнительным временем, затрачиваемым в операционной. Кроме того, оба протокола генерируют лишь небольшие области больного пародонтия, доступные для исследования.

Преимущества, которые лежат с этой техникой основываются в одновременном изучении перорального дисбактериоза и иммунологии, которые регулируют пародонтум, использование недорогих животных с разнообразным генетическим образованием, а также простое жилье и методы ведения земледелия. Таким образом, цели должны заключаться в максимизации объемов заболеваний тканей и, в попытках практиковать принципы сокращения исследований на животных, снизить потребление животных до максимально низкого уровня. Это требует обеспечения того, чтобы все животные могут быть включены в экспериментальные анализы37. Однако следует отметить, что независимо от того, какая животное модель пародонта используется, нет единой модели, которая охватывает каждый элемент патологиологии PD человека.

Этот новый протокол использует размещение лигатуры вокруг нескольких челюстно-лицевых молочных зубов с использованием приборов и материалов, которые находятся в большинстве лабораторий. Это позволяет достаточное количество времени, чтобы легко и уверенно установить лигатуру, которая вряд ли avulse преждевременно. Наконец, по мере того, как ПМН координируют разрушение пародонта в PD, также представлена новая методология восстановления пероральных нейтрофилов, аналогичная людям.

протокол

Все исследования по изучению морина соответствовали соответствующим этическим нормам и были одобрены Комитетом по уходу за животными Университета Торонто и Советом по этике исследований (Protocol 20011930).

1. Установка лигатуры

ПРИМЕЧАНИЕ: Это нестерильная хирургическая процедура, которая может быть проведена в стандартной операционной. Использование микробов животных (не распространяется здесь) мандатов обработки в биобезопасности шкаф, использование стерильных инструментов, и прививки полости рта с пародонтального патогенов, чтобы вызвать клинические проявления пародонтита.

  1. Администрирование интраперитонеальной анестезии до 8-12 недельных мужчин C57BL/6 мышей, которые должны быть акклиматизированы к их жилого объекта, используя 0,5" 26 G стерильной подкожной иглы и 1 мЛ шприц в соответствии с утвержденными институциональных животных по уходу и использованию комитета (IACUC) руководящих принципов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Сочетание кетамина (100 мг/кг) и ксилазина (10 мг/кг) анестезии быстро и надежно индуцирует соответствующий уровень анестезии в течение всего срока процедуры.
  2. Оцените глубину анестезии до и каждые 15 минут во время процедуры, о чем свидетельствует потеря педали рефлекса.
  3. Расположите мышь на нагретой хирургической платформе(рисунок 1А). Стабилизировать челюсти и челюсти в открытом положении с помощью резинки и опора шеи с хлопчатобумажным рулоном, чтобы помочь сохранить челюсти в более горизонтальной ориентации (Рисунок 1B). Обложка тела и хвоста животного, чтобы уменьшить потерю тепла во время процедуры.
  4. Расположите хирургический микроскоп при желаемом увеличении и освещении (если не крепится непосредственно к микроскопу) над полостью рта для визуализации зубного ряда. В то время как желаемое увеличение зависит от оператора, оптимальная визуализация полости рта получается в 16x.
  5. Установите стерильные 5-0 плетеные шелковые швы вокруг первого (M1) и второй (M2) челюстно-лицевые моляры в gingival sulcus с помощью осколок щипцы.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Плетеные шелковые швы меньшего калибра могут быть использованы для этой цели для облегчения более быстрой установки и уменьшить возможность повреждения ятрогенных мягких тканей.
    1. Расположите дистальный хвост шва на небной стороне зубного ряда и вставьте проксимальный сегмент между контактом M2 и M3(рисунок 2A).
    2. Оберните шов вокруг buccal поверхности M2 и вставьте его между контактом M1 и M2. Убедитесь, что оба конца шва тянут плотно, чтобы загнать шов в gingival sulcus и удалить все слабину (Рисунок 2B).
    3. Оберните проксимальный сегмент шва вокруг M1, ниже его высоты контура, и вставьте его между контактом M1 и M2. Потяните проксимальный хвост швы плотно, чтобы загнать шов в слизь десен и удалить все слабину(Рисунок 2C).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Если сопротивление наблюдается при вставке шова между M1 и M2 или M2 и M3, контакт может быть открыт немного с помощью стандартного зубного исследователя.
    4. Свяжите концы шва узлом хирурга и обрежьте хвосты как можно короче. Поместите узел в дешвийской амбразы между M1 и M2 на небной стороне челюстно-лицевого зубного ряда(рисунок 2D).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Шаги 1.4.1-1.4.4 могут быть повторены на контралатеральной стороне, если это необходимо.
    5. Стерилизовать хирургические инструменты в горячем стеклянном стерилизаторе из бисера между каждым животным предметом.
      ВНИМАНИЕ: Кончики щиптем чрезвычайно острые и могут легко вызвать травму полости рта и значительное кровотечение. Подготовьте небольшие участки марли для удаления крови из полости рта и надавите на активно кровоточащие раны.
  6. После установки лигатуры, удалить мышь из хирургического аппарата, поместите в чистую клетку под тепловой лампой и монитор до полного восстановления.
  7. Индивидуально разместить каждую мышь с соответствующим экологическим обогащением и позволить ad libitum доступ к фильтрованной воде и пюре стандартный чау в температуре и влажности контролируемой среде (12-h свет / 12-h темный цикл) в течение 7-11 дней.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Mashed чау уменьшает силы, необходимые для мастикации тем самым уменьшая боль, связанную с кормлением, и помогает предотвратить преждевременную потерю установленной лигатуры.

2. Коллекция образцов

  1. Эвтаназия мышей в соответствии с утвержденными руководящими принципами IACUC.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Индивидуальная эвтаназия с использованием КАМЕРЫ CO2 с последующим вывихом шейки матки является предпочтительным методом для этого протокола. Это может быть изменено в зависимости от экспериментов, которые требуют сбора дополнительных тканей.
  2. Используя пипетку, немедленно промыть полость рта с 100 л стерилизованных 4 C 1x фосфат-буфера солей (PBS) без кальция и магния в течение 10 с.
  3. Повторите шаг 2.2 2x и поместите каждый промыть в одной 15 мл конической полипропиленовой стерильной пробирки.
  4. Перенесите содержимое в коническую полипропиленовую стерильную пробирку мощностью 50 мл, пропустив их через нейлоновый фильтр мощностью 40 мкм.
  5. Перенесите это содержимое в новую коническую полипропиленовую стерильную пробирку мощностью 15 мл.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Окончательная передача образца в меньшую трубку позволяет улучшить визуализацию клеточной гранулы в предстоящих шагах.
    1. При желании удалите моляровую лигатуру (ы) и поместите в 300 л стерилизованного 1x PBS (4 кв.с., без кальция и магния) в отдельной 15 мл конической полипропиленовой стерильной пробирки. Осторожно агитировать и снять шов с трубки. Этот образец обрабатывается одинаково, чем устный образец промывки с этой точки вперед.
  6. Добавьте 33,3 л параформальдегида (PFA) 16%, чтобы облегчить фиксацию образца.
  7. Вихрь образцы немедленно и инкубировать на льду в течение 15 минут.
  8. Заполните трубку до 15 мл с 1x PBS разбавить PFA, затем центрифуга на 1000 х г и 4 КС в течение 5 мин.
  9. Приготовьте супернатант и отдохните гранулы в 1 мл флуоресцентной сортировки клеток (FACS) буфера при 4 градусах Цельсия. Подсчитайте клетки на гемоситометре или автоматизированном счетчике клеток.
  10. Центрифуге образец снова на 1000 RCF и 4 КК в течение 5 мин.
  11. Примачивайте супернатант и resuspend гранулы в соответствующем томе буфера FACS для окончательной концентрации 0.5-1.0 x 106 ячеек/50 л буфера FACS.

3. Антитела окрашивания для потока цитометрического анализа

ПРИМЕЧАНИЕ: Этикетка и холод все необходимые трубки FACS до использования.

  1. Добавьте 1 кл/л крысиной сыворотки и 2 зл антитела антимышки IgG к 50 злу образца, вихрь немедленно, и блок на льду в течение 20 минут.
  2. Добавьте соответствующие антитела к каждому образцу, вихрь немедленно, и инкубировать на льду в течение 30 минут в темноте.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Отбор и объемы антител зависят от предыдущих экспериментов по оптимизации, адаптированных к этому конкретному методу.
  3. Промойте образцы с 1 мл буфера FACS, вихревой кратко и центрифугирование в течение 5 мин при 1000 х г и 4 КС. Повторите этот шаг 2x.
  4. Приостанавливайте образцы в 250 кл. буфера FACS, накройте трубками парафиновой пленкой, заверните в алюминиевую фольгу и удерживайте при 4 градусах Цельсия до анализа.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Идеально для анализа образцов в течение нескольких часов после завершения протокола из-за потери флуоресцентного сигнала в течение длительных периодов хранения. Тем не менее, образцы могут быть проанализированы 2-3 дней спустя, если это абсолютно необходимо.

Результаты

Представитель потока цитометрии данные из устных промыть образцы наивной(Рисунок 3А) и воспаленной(Рисунок 3B) мурин полости рта вторичной лигатуры индуцированного пародонтита предоставляются. Также демонстрируется восстановление ПМ...

Обсуждение

Наиболее важный элемент, связанный с использованием мурин лигатуры индуцированной модели пародонтита сосредоточена вокруг удержания лигатуры до времени жертвоприношения или преднамеренного удаления. Установленная биопленка-ретентивная лигатура способна вывешить значительную пот...

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

JW C. поддерживается Канадскими институтами исследований в области здравоохранения (CIHR). Авторы хотели бы поблагодарить доктора Chunxiang Sun за ее помощь в выполнении трипан синий окрашивания.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Anti-mouse F4/80 AntibodyBioLegend123131BV421, Clone BM8
Anti-mouse Ly6G AntibodyBD560602PerCP-Cy5.5, Clone 1A8
C57BL/6 Male MiceCharles River8 to 12 weeks old
Conical Centrifuge TubeFroggaBioTB15-50015 mL
Conical Centrifuge TubeFroggaBioTB50-50050 mL
FACS BufferMultiple1% BSA (BioShop), 2mM EDTA (Merck), 1x HBSS-/- (Gibco)
FACSDivaBDv8.0.1
Fibre-LiteDolan-JennerModel 180
FlowJoTree Starv10.0.8r1
Heat Therapy PumpHallowellHTP-1500
Hot Glass Bead SterilizerElectron Microscopy Sciences66118-10Germinator 500
Iris ScissorsAlmedic7602-A8-684Straight
KetamineVetoquinol100mg/mL
LSRFortessaBDX-20
Mouse SerumSigmaM5905-5ML
Nylon Mesh FilterFisher Scientific22-363-54740 µm
ParaformaldehydeFisher Scientific2890816% (w/v), Methanol Free
Phosphate-buffered SalineSigmaD1408-500MLWithout CaCl2 and MgCl2, 10x
Plastic Disposable SyringesBD3096591 mL
Rat SerumSigmaR9759-5ML
Silk SutureCovidienSS652C13 USP 5-0
Splinter ForcepsAlmedic7726-A10-700#1
Splinter ForcepsAlmedic7727-A10-704#5
Stereo Dissecting MicroscopeCarl Zeiss28865Photo-Zusatz
Sterile Hypodemic NeedleBD30511126G X 1/2"
SyringeBD3096591 mL
XylazineRompun20mg/mL

Ссылки

  1. Hajishengallis, G. Immunomicrobial pathogenesis of periodontitis: keystones, pathobionts, and host response. Trends in Immunology. 35 (1), 3-11 (2014).
  2. Pihlstrom, B. L., Michalowicz, B. S., Johnson, N. W. Periodontal diseases. Lancet. 366 (9499), 1809-1820 (2005).
  3. Richards, D. Oral Diseases affect some 3.9 Billion people. Evidence-Based Dentistry. 14 (2), 35 (2013).
  4. Listl, S., Galloway, J., Mossey, P. A., Marcenes, W. Global Economic Impact of Dental Diseases. Journal of Dental Research. 94 (10), 1355-1361 (2015).
  5. Hajishengallis, G. Periodontitis: from microbial immune subversion to systemic inflammation. Nature Reviews Immunology. 15 (1), 30-44 (2015).
  6. Preshaw, P. M., et al. Periodontitis and diabetes: a two-way relationship. Diabetologia. 55 (1), 21-31 (2012).
  7. Kampits, C., et al. Periodontal disease and inflammatory blood cytokines in patients with stable coronary artery disease. Journal of Applied Oral Sciences. 24 (4), 352-358 (2016).
  8. Fitzpatrick, S. G., Katz, J. The association between periodontal disease and cancer: A review of the literature. Journal of Dentistry. 38 (2), 83-95 (2010).
  9. Socransky, S. S., Haffajee, A. D. Periodontal microbial ecology. Periodontology 2000. 38 (1), 135-187 (2005).
  10. Marsh, P. D. Microbial Ecology of Dental Plaque and its Significance in Health and Disease. Advances in Dental Research. 8 (2), 263-271 (1994).
  11. Berezow, A. B., Darveau, R. P. Microbial shift and periodontitis. Periodontology 2000. 55 (1), 36-47 (2011).
  12. Roberts, F. A., Darveau, R. P. Microbial protection and virulence in periodontal tissue as a function of polymicrobial communities: symbiosis and dysbiosis. Periodontology 2000. 69 (1), 18-27 (2015).
  13. Macpherson, A. J., Harris, N. L. Interactions between commensal intestinal bacteria and the immune system. Nature Reviews Immunology. 4 (6), 478-485 (2004).
  14. Hajishengallis, G., et al. Low-Abundance Biofilm Species Orchestrates Inflammatory Periodontal Disease through the Commensal Microbiota and Complement. Cell Host Microbe. 10 (5), 497-506 (2011).
  15. Löe, H., Anerud, A., Boysen, H., Morrison, E. Natural history of periodontal disease in man. Rapid, moderate and no loss of attachment in Sri Lankan laborers 14 to 46 years of age. Journal of Clinical Periodontology. 13 (5), 431-445 (1986).
  16. Lakschevitz, F. S., et al. Identification of neutrophil surface marker changes in health and inflammation using high-throughput screening flow cytometry. Experimental Cell Research. 342 (2), 200-209 (2016).
  17. Fine, N., et al. Distinct Oral Neutrophil Subsets Define Health and Periodontal Disease States. Journal of Dental Research. 95 (8), 931-938 (2016).
  18. Landzberg, M., Doering, H., Aboodi, G. M., Tenenbaum, H. C., Glogauer, M. Quantifying oral inflammatory load: oral neutrophil counts in periodontal health and disease. Journal of Periodontal Research. 50 (3), 330-336 (2015).
  19. Bender, J. S., Thang, H., Glogauer, M. Novel rinse assay for the quantification of oral neutrophils and the monitoring of chronic periodontal disease. Journal of Periodontal Research. 41 (3), 214-220 (2006).
  20. Johnstone, A. M., Koh, A., Goldberg, M. B., Glogauer, M. A Hyperactive Neutrophil Phenotype in Patients With Refractory Periodontitis. Journal of Periodontology. 78 (9), 1788-1794 (2007).
  21. Figueredo, C. M. S., Fischer, R. G., Gustafsson, A. Aberrant Neutrophil Reactions in Periodontitis. Journal of Periodontology. 76 (6), 951-955 (2005).
  22. Christan, C., Dietrich, T., Hägewald, S., Kage, A., Bernimoulin, J. -. P. White blood cell count in generalized aggressive periodontitis after non-surgical therapy. Journal of Clinical Periodontology. 29 (3), 201-206 (2002).
  23. Oz, H. S., Puleo, D. A. Animal models for periodontal disease. Journal of Biomedicine and Biotechnology. , 1-8 (2011).
  24. Struillou, X., Boutigny, H., Soueidan, A., Layrolle, P. Experimental animal models in periodontology: a review. Open Dentistry Journal. 4 (1), 37-47 (2010).
  25. Baker, P. J., Evans, R. T., Roopenian, D. C. Oral infection with Porphyromonas gingivalis and induced alveolar bone loss in immunocompetent and severe combined immunodeficient mice. Archives of Oral Biology. 39 (12), 1035-1040 (1994).
  26. Oz, H. S., Ebersole, J. L. A novel murine model for chronic inflammatory alveolar bone loss. Journal of Periodontal Research. 45 (1), 94-99 (2010).
  27. Zubery, Y., et al. Bone resorption caused by three periodontal pathogens in vivo in mice is mediated in part by prostaglandin. Infections and Immunity. 66 (9), 4158-4162 (1998).
  28. Feuille, F., Ebersole, J. L., Kesavalu, L., Stepfen, M. J., Holt, S. C. Mixed infection with Porphyromonas gingivalis and Fusobacterium nucleatum in a murine lesion model: potential synergistic effects on virulence. Infections and Immunity. 64 (6), 2094-2100 (1996).
  29. Yoshimura, M., et al. Proteome analysis of Porphyromonas gingivalis cells placed in a subcutaneous chamber of mice. Oral Microbiology and Immunology. 23 (5), 413-418 (2008).
  30. Kesavalu, L., Ebersole, J. L., Machen, R. L., Holt, S. C. Porphyromonas gingivalis virulence in mice: induction of immunity to bacterial components. Infections and Immunity. 60 (4), 1455-1464 (1992).
  31. Liu, P., Haake, S. K., Gallo, R. L., Huang, C. A novel vaccine targeting Fusobacterium nucleatum against abscesses and halitosis. Vaccine. 27 (10), 1589-1595 (2009).
  32. Jiao, Y., et al. Induction of Bone Loss by Pathobiont-Mediated Nod1 Signaling in the Oral Cavity. Cell Host Microbe. 13 (5), 595-601 (2013).
  33. Abe, T., Hajishengallis, G. Optimization of the ligature-induced periodontitis model in mice. Journal of Immunological Methods. 394 (1-2), 49-54 (2013).
  34. de Molon, R. S., et al. Long-term evaluation of oral gavage with periodontopathogens or ligature induction of experimental periodontal disease in mice. Clinical Oral Investigations. 20 (6), 1203-1216 (2016).
  35. Baker, P. J., Dixon, M., Roopenian, D. C. Genetic control of susceptibility to Porphyromonas gingivalis-induced alveolar bone loss in mice. Infections and Immunity. 68 (10), 5864-5868 (2000).
  36. Marchesan, J., et al. An experimental murine model to study periodontitis. Nature Protocols. 13 (10), 2247-2267 (2018).
  37. Flecknell, P. Replacement, reduction and refinement. ALTEX: Alternatives to Animal Experiments. 19 (2), 73-78 (2002).
  38. Fine, N., et al. Primed PMNs in healthy mouse and human circulation are first responders during acute inflammation. Blood Advances. 3 (10), 1622-1637 (2019).
  39. Viniegra, A., et al. Resolving Macrophages Counter Osteolysis by Anabolic Actions on Bone Cells. Journal of Dental Research. 97 (10), 1160-1169 (2018).
  40. Häärä, O., et al. Ectodysplasin regulates activator-inhibitor balance in murine tooth development through Fgf20 signaling. Development. 139 (17), 3189-3199 (2012).
  41. Tsukasaki, M., et al. Host defense against oral microbiota by bone-damaging T cells. Nature Communications. 9 (1), 1-11 (2018).
  42. Hiyari, S., et al. Ligature-induced peri-implantitis and periodontitis in mice. Journal of Clinical Periodontology. 45 (1), 89-99 (2018).
  43. Eskan, M. A., et al. The leukocyte integrin antagonist Del-1 inhibits IL-17-mediated inflammatory bone loss. Nature Immunology. 13 (5), 465-473 (2012).
  44. Dutzan, N., et al. A dysbiotic microbiome triggers T H 17 cells to mediate oral mucosal immunopathology in mice and humans. Science Translational Medicine. 10 (463), 1-12 (2018).
  45. Chun, J., Kim, K. Y., Lee, J., Choi, Y. The analysis of oral microbial communities of wild-type and toll-like receptor 2-deficient mice using a 454 GS FLX Titanium pyrosequencer. BMC Microbiology. 10 (1), 1-8 (2010).
  46. Rovin, S., Costich, E. R., Gordon, H. A. The influence of bacteria and irritation in the initiation of periodontal disease in germfree and conventional rats. Journal of Periodontal Research. 1 (3), 193-204 (1966).
  47. Martín, R., Bermúdez-Humarán, L. G., Langella, P. Gnotobiotic Rodents: An In Vivo Model for the Study of Microbe-Microbe Interactions. Frontiers in Microbiology. 7, 1-7 (2016).
  48. Dutzan, N., et al. On-going Mechanical Damage from Mastication Drives Homeostatic Th17 Cell Responses at the Oral Barrier. Immunity. 46 (1), 133-147 (2017).
  49. Sima, C., et al. Nuclear Factor Erythroid 2-Related Factor 2 Down-Regulation in Oral Neutrophils Is Associated with Periodontal Oxidative Damage and Severe Chronic Periodontitis. The American Journal of Pathology. 186 (6), 1417-1426 (2016).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

155

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены