АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Мы описываем человеческую периферическую одну из мононуклеалистических клеток крови (PBMC) - гуманизированную модель мыши ксенотранспланта для трансляционных иммуноонкологических исследований. Этот протокол мог бы служить общим ориентиром для установления и характеристики аналогичных моделей для оценки I-O терапии.

Аннотация

Открытие и развитие иммуноонкологии (I-O) терапии в последние годы представляет собой веху в лечении рака. Тем не менее, проблемы с лечением сохраняются. Надежные и болезненные модели животных являются жизненно важными ресурсами для продолжения доклинических исследований и разработок в целях решения ряда дополнительных иммунных контрольно-пропускных пунктов. Здесь мы описываем мононуклеаклеальную клетку периферической крови человека (PBMC) - гуманизированную модель ксенотранспланта. BGB-A317 (Tislelizumab), исследуемое гуманизированное анти-PD-1 антитела в поздней стадии клинического развития, используется в качестве примера для обсуждения настройки платформы, характеристики модели и оценки эффективности лекарств. Эти гуманизированные мыши поддерживают рост большинства проверенных опухолей человека, что позволяет оценить I-O терапии в контексте как человеческого иммунитета и рака человека. После создания наша модель сравнительно эффективна во времени и с точки зрения затрат и, как правило, дает высокую воспроизводимую выгоду. Мы предполагаем, что протокол, изложенный в этой статье, может послужить общим ориентиром для создания моделей мышей, восстановленных с помощью человеческих PBMC и опухолей для исследования I-O.

Введение

Иммуноонкология (I-O) является быстро расширяющейся областью лечения рака. Исследователи в последнее время начали ценить терапевтический потенциал модулирования функций иммунной системы для атаки опухолей. Иммунные блокпосты контрольно-пропускного пункта продемонстрировали обнадеживающую деятельность в различных типах рака, включая меланому, карциному почек, голову и шею, легких, мочевого пузыря и рака предстательной железы1,2. В отличие от целевых методов лечения, которые непосредственно убивают раковые клетки, I-O терапии потенцирует иммунную систему организма атаковать опухоли3.

На сегодняшний день создано множество актуальных моделей для животных I-O. К ним относятся: 1) линии опухолевых клеток мыши или опухоли гомотрансплантата в сингенных мышей; 2) спонтанные опухоли, полученные из генетически модифицированной мыши (GEM) или канцерогенной индукции; 3) химерные GEM с стук-в человека целевой наркотиков (ы) в функциональной иммунной системы мурин; и 4) мышей с восстановленным иммунитетом человека, пересаженный раковыми клетками человека или ксенотрансплантатами, полученными пациентом (PDX). Каждая из этих моделей имеет очевидные преимущества, а также ограничения, которые были описаны и рассмотрены широко в другом месте4.

Восстановление иммунитета человека у иммунодефицитных мышей все больше ценится как клинически значимый подход к трансляционным исследованиям I-O. Это обычно достигается через либо 1) прививки взрослых иммунных клеток (например, периферических клеток мононуклеарных клеток крови (PMBC))5,6, или 2) прививки гематопогетических стволовых клеток (HSC) от, например, пуповинной крови или плода печень7,8. Эти гуманизированные мыши могут поддерживать рост опухолей человека, что позволяет оценку I-O терапии в контексте как человеческого иммунитета и рака человека. Несмотря на преимущества, применение гуманизированных мышей в исследованиях I-O, как правило, было затруднено несколькими проблемами, такими как длительное время разработки модели и значительно высокая стоимость.

Здесь мы описываем модель на основе PBMC, которая может быть широко применена для трансляционных исследований I-O. Эта модель сравнительно временно йенсуманна и экономически эффективна с высокой воспроизводимостью в исследованиях эффективности. Он был использован в доме для оценки нескольких I-O терапии в настоящее время в доклинических и клинических развития. BGB-A317 (Tislelizumab), исследуемое гуманизированное анти-PD-1 антитело9 , используется в качестве примера для обсуждения разработки модели, характеристики и возможных применений для анализа противоопухолевой эффективности.

протокол

Все процедуры, проводимые в исследованиях с участием участников из числа людей, соответствовали этическим стандартам BeiGene и/или национального исследовательского комитета и Хельсинкской декларации 1964 года и ее более поздним поправкам или сопоставимым этическим стандартам. Информированное согласие было получено от всех отдельных участников, включенных в исследование. Все процедуры, проведенные в исследованиях с участием животных, были одобрены Внутренним наблюдательным советом в BeiGene. Этот протокол был специально скорректирован для оценки BGB-A317 (Tislelizumab) у гуманизированных мышей NOD/SCID.

1. Создание модели на основе ПБМК человека

  1. Миелоабляция мышей NOD/SCID с использованием циклофосфамида: определение оптимальных доз
    1. Покупка самок НОД/SCID мышей (6-8 недель).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Все мыши, участвовавшие в этом исследовании, были женщинами.
    2. Приготовьте циклофосфамид (CP) в различных дозах (50, 100 и 150 мг/кг) в сольном. Подготовка дисульфирама (DS) в 0,8% Tween-80 в солин на 125 мг/кг.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Различные концентрации CP были подготовлены, чтобы позволить введение равных объемов лекарственного раствора для мышей получать различные дозы CP.
    3. Лечить животных с CP (т.п.) и DS (p.o.) один раз в день в течение 2 дней. Дайте DS (p.o.) 2 ч после каждой дозы CP.
      ПРИМЕЧАНИЕ: DS снижает уротоксичность CP у мышей, и CP в сочетании с DS было предложено иметь более длительные нейтропения, чем животные, обработанные CP только10 Доза режим CP, возможно, потребуется предопределена до фактических исследований и было установлено, варьироваться немного между различными иммунодефицитными штаммами мыши.
    4. Собирайте образцы крови из орбитальной венозной синуса и перенесите в edTA-K покрытые трубки на льду на день 0 (1 ч до1-й дозы), день 2 (24 ч после2-й дозы) и день 4 (72 ч после2-й дозы).
    5. Изучите эффект миелоаблирования после лечения CP и DS FACS. Используйте крысиную антимышь CD11b (M1/70), крысиную антимышь Ly6C (HK1.4, ) и крысиную антимышь Ly6G (1A8) для gating CD11bи Ly6G высокой, как нейтрофилы, CD11bиLy6Cвысоко, как моноциты 11,12.
    6. Запись веса тела и состояния здоровья мышей ежедневно в течение одной недели. Оптимальная доза CP и DS определяется как режим, который приводит к максимальному истощению нейтрофилов и моноцитов, не вызывая тяжелой токсичности для мышей.
  2. Трансплантация и прививка опухолей человека: настройка модели
    1. Изолировать человеческие ПБМК от здоровых доноров по градиентной центрифугации плотности в соответствии с инструкциями производителя.
    2. Предварительное лечение мышей CP и DS, как указано в шаге 1.1.2 и 1.1.3 для повышения эффективности трансплантации.
    3. 20 до 24 ч после второй дозы CP и DS, вводить человека опухолевых клеток линии, такие как A431 клеток (ATCC, 2,5 х 106) и 5 х 106 изолированных ПБМК (смешанные в общей сложности 200 Л л фосфат-буферных солен (PBS), содержащий 50% Matrigel) , или фрагменты опухоли (3 х 3 х 3мм, в общем объеме 200 Л ПБС, содержащих 50% Matrigel) и 200 Зл 5 х 106 PBMCs (100 л каждый в левую и правую сторону привясленного фрагмента опухоли) (s.c.) подкожно в правом фланге животных.
    4. Измеряйте первичный объем опухоли и записывайте два раза в неделю в течение 4-6 недель.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Мышей усыпчат, как только их веса тела теряют более 20% или их объем опухоли достигает 2000 мм3 или опухоль язвится.
    5. Эвтаназия мышей в газовых камерах с углекислым газом. Соберите целые опухолевые ткани у жертвенных мышей с помощью офтальмологических ножниц и обработайте их для анализа гистологии и иммуногистохимии (IHC). Изучите выражения человека CD8, PD-1 и PD-L1 в этих тканях. Смотрите протокол шаг 4.

2. PBMC Донор экран

  1. Экран панели доноров PBMC в связи с ожидаемыми изменениями в результате PBMCs собраны из частных лиц. Используйте клетки A431 совместно инъекционных с PBMCs от различных доноров в соответствии с процедурами, как указано в шаге 1.2.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Более 50 здоровых доноров PBMC были обследованы в ходе исследования, с тем чтобы получить достаточное количество подходящих доноров. Исследователи, которые хотели бы принять этот протокол, могли бы сами решать, сколько здоровых доноров PBMC будет проверено, на основе дизайна запланированных исследований.
  2. Мониторинг объема опухоли два раза в неделю путем измерения с каципером.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Темпы роста опухоли могут варьироваться в зависимости от PBMC от различных доноров.
  3. Соберите опухолевые ткани в среднем объеме 200-500 мм3 и обработайте их для анализа гистологии и иммуногистохимии (IHC). Изучите человеческие выражения CD8, PD-1 и PD-L1. Подробный протокол см.
  4. Выберите PBMC доноров, которые приводят к умеренному росту опухоли (объем опухоли ,gt; 200 мм3 14 дней после прививки) и относительно высокий PD-1, PD-L1 и CD8 выражений (средний IHC оценки Подробный протокол оценки IHC см.

3. Линия клетки рака человека и экран PDX

  1. Экран клеточных линий и PDXs в соответствии с процедурами, изложенными в шаге 1.2, для оценки темпов роста опухоли, человека PD-L1 выражение опухолей и инфильтрации иммунных клеток.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Более 30 человеческих раковых клеток линий и более 20 PDXs различных типов рака были проверены авторами. Данные отдельных моделей опухолей были показаны в разделе результатов.

4. Иммуногистохимия (IHC)

  1. Урожай, как указано шагом 1.2.5 и исправить опухолевые ткани, погружаясь в формалин. Обезвоживание и встраивание фиксированных тканей в парафин. Раздел фиксированной ткани на 3 мкм и поместите их на полилизин покрытием слайдов.
  2. Депарафинизацию в ксиленах три раза по 7 мин каждый. Гидрат секций с помощью градуированных спиртов: 100% этанола дважды в течение 3 мин каждый, а затем 90%, 80% и 70% этанола в свою очередь, по 3 мин каждый. Промыть деионизированным H2O три раза и удалить лишнюю жидкость со слайдов.
  3. Выполните поиск антигена, поместив слайды в контейнер и накройте буфером цитрата цитрата натрия 10 мМ (pH 6.0), или Tris-EDTA (pH 9.0). Нагрейте контейнер слайдов микроволновой печи в течение 3 мин. Отварить в водяной бане при температуре 95 градусов по Цельсию в течение 30 минут, а затем охладить до комнатной температуры. Промыть деионизированным H2O три раза и аспирировать лишнюю жидкость со слайдов.
  4. Блок разделов на 3% бычьей сыворотки альбумина в PBS для 1 ч и 0,3% H2O2 решение в PBS в течение 10 мин. Пятно антителами против человека CD8 (EP334), PD-1 (NAT105,) и PD-L1 (E1L3N) на 4 КС ночь, и HRP conjugated 2nd antibodies в течение 1 ч. Опустите субстрат DAB (3,3'-диаминобензидин) на слайды и контролируйте время реакции (секунды до минут), отслеживая коричневый цвет с микроскопа.
  5. Обложка слайды с нейтральным бальзамом после погружения слайдов в 0,5% соляной кислоты алкоголя и 0,5% аммиачной воды в свою очередь, для 5 с каждый, то в 80%, 90% и 100% этанола в последовательности в течение 3 минут каждый, и, наконец, в ксиленах с использованием трех изменений на 5 мин каждый. Обнаружить антитела, наблюдая коричневый цвет DAB с помощью микроскопа.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Выражение ЧЕЛОВЕКА CD8 и PD-1 на опухолевых леукокитах (TIL) оценивалось путем присвоения оценки экспрессии по 5-балльной шкале (оценка IHC, диапазон 0-4) при высоком объективном увеличении (20x, 40x). 0, отсутствует; 1, слабая интенсивность / менее 20% клеток; 2, слабая к умеренной интенсивности / 20%-50% клеток; 3, умеренно-сильная интенсивность/ 50%-80% клеток; 4, сильная интенсивность/ более 80% клеток. Окрашивание PD-L1 в опухолевых клетках было забито с помощью скорректированной системы скоринга по 5-балльной шкале (оценка IHC, диапазон 0-4) из-за его относительно рассеянного сигнала. 0, отсутствует; 1, слабая интенсивность / менее 10% клеток; 2, слабая к-умеренная интенсивность/10%-30% клетки; 3, умеренные/ 30%-50% клеток; 4, сильная интенсивность/ более 50% клеток.

5. В Vivo эффективности и фармакодинамики исследований в гуманизированных PBMC-NOD / SCID Ксенотрансплантат Модели

  1. Предварительное лечение НОД/SCID мышей, как указано в шаге 1.1.3. Вкратце, лечить мышей с 100 мг/кг CP (i.p.) и 125 мг/кг DS (p.o.) один раз в день в течение 2 дней.
  2. 20 до 24 ч после второй дозы, вводить подкожно (s.c.) с указанным числом раковых клеток человека и 2,5-5 х 106 PbMCs (в общей сложности 200 Л клеточной смеси в 50% Matrigel) в правом переднем фланге животных.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Количество PBMC, используемого для любой отдельной мыши в одном исследовании, должно быть одинаковым. Однако, из-за различий в доступности общего изолированного PBMC на момент каждого исследования, авторы решили использовать 2,5 х 106, 4 х 106, или 5 х 106 PBMC в различных исследованиях. Хотя это 2-кратное различие в введенном количестве ПБМК может повлиять на степень гуманизации, авторы не наблюдают существенных различий в оценке противоопухолевой эффективности протестированных иммунотерапии.
  3. Для PDXs привить, вводят подкожно фрагменты опухоли (3 х 3 х 3 мм3) в правом переднем фланге животных. Вводят подкожно 200 л 5 х 106 ПБМК (по 100 л с каждой стороны) влево и вправо от привязанного фрагмента опухоли.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Ткани опухоли PDX вводились в растворе Matrigel, так же, как описано для моделей клеточной линии.
  4. В день клеточной прививки случайным образом группируют животных и лечат как запланированный протокол исследования.  Оцените противоопухолевую активность кандидатских препаратов, BGB-A317 (ЗВ, т.п.) в данном случае, при указанных дозах в различных опухолевых моделях.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Три линии раковых клеток человека (т.е., A431 (эпидемидная карцинома), SKOV3 (рак яичников) и SK-MES-1 (рак легких),), а также две модели PDX (т.е., BCLU-054 (рак легких) и BCCO-028 (рак толстой кишки)), считаются хорошими моделями опухолей для I-O терапии оценки в этой гуманизированной модели мыши.
  5. Измерьте первичный объем опухоли два раза в неделю, используя каципер.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Gand потеря веса тела наблюдались около 4-6 недель после PBMC прививок в наших исследованиях, что позволяет 1-2 месяцев окно для терапевтической оценки эффективности.
  6. Для фармакодинамики анализа опухоли проникли иммунные клетки, разрезать ткани опухоли на мелкие кусочки и переварить их с коллагеназы типа I (1 мг/мл) и DNase I (100 мкг/мл) в RPMI1640 плюс 5% сыворотки крупного рогатого скота плода (FBS) в течение 30 мин при 37 градусах Цельсия. Передайте переваренные ткани через 40 мкм клеточных ситектов для получения одноклеточных суспензий.
  7. Вымойте клетки и настроить число клеток до концентрации 1 х 107 клеток / мл в ледяной FACS Buffer (PBS, 1% FBS) в 96-хорошо круглые нижние пластины. Вымойте клетки центрифугированием и блокировать их, добавив 20 мкг/мл человека IgG в течение 30 минут, а затем окрашивание с анти-человеческой CD3 (HIT3a), CD8 (OKT8) и PD-1 (MIH4) антитела при 4 кК в течение 30 мин. Затем подвергните окрашенные образцы потокциометрии и анализировать с помощью guavaSoft 3.1.1.

Результаты

После процедур, представленных здесь, pbMC основе гуманизированной модели ксенотрансплантата была успешно создана. Короче говоря, CP myeloablation эффекты в NOD / SCID мышей была определена циклометрический анализ потока нейтрофилов и моноцитов населения после CP и DS лечения(Рисунок 1

Обсуждение

Наши знания о развитии рака и прогрессии значительно продвинулись в последние годы, с акцентом на всестороннее понимание как опухолевых клеток и связанных с ним стромы. Использование механизмов иммунной системы хозяина может вызвать большее воздействие на раковые клетки, что предста?...

Раскрытие информации

Все авторы имеют право собственности на BeiGene. Тонг Чжан и Кан Ли являются изобретателями патента, охватывающего BGB-A317, описанного в этом исследовании.

Благодарности

Мы благодарим сотрудников наших лабораторий за полезные обсуждения. Эта работа была частично поддержана биомедицинской и медико-биологической инновационной и культивирования научно-исследовательской программы Пекинской муниципальной комиссии по науке и технике в соответствии с соглашением о грантах No. No151100003915070 (проект "Доклиническое исследование по роману иммунной онкологии противоопухолевого препарата BGB-A317"), а также частично поддерживается внутренним финансированием компании для доклинических исследований.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
PBMC separation /cell culture
Histopaque-1077Sigma10771Cell isolation
DMEMCorning10-013-CVRCell culture
DPBSCorning21-031-CVRCell culture
FBSCorning35-076-CVCell culture
Penicillin-Streptomycin, LiquidGibco15140-163Cell culture
Trypsin-EDTA (0.25%), phenol redGibco25200-114Cell culture
MatrigelCorning356237CDX inoculation
FACS analysis
Deoxyribonuclease I from bovine pancreasSigmaDN25Sample preparation
Collagenase Type ISigmaC0130Sample preparation
Anti-mouse/human CD11b (M1/70) antibodyBioLegend101206FACS
Anti-mouse Ly-6C (HK1.4) antibodyBioLegend128008FACS
Anti-mouse Ly-6G (1A8) antibodyBioLegend127614FACS
Anti-human CD8 (OKT8) antibodySungene BiotechH10082-11HFACS
Anti-human CD279 (MIH4) antibodyeBioscience12-9969-42FACS
Anti-human CD3 (HIT3a) antibody4A Biotech--FACS
Guava easyCyte 8HT Benchtop Flow CytometerMillipore0500-4008FACS
Tumor/PDX implantation /dosing / measurement
CyclophosphamideJ&KCat#419656, CAS#6055-19-2In vivo efficacy
DisulfiramJ&KCat#591123, CAS#97-77-8In vivo efficacy
SyringeBD300841CDX inoculation
Hypodermic needles (14G)Shanghai SA Mediciall & Plastic Instruments Co., Ltd.0.7*32 TW SBPDX inoculation
Vernier Caliper (MarCal)Mahr16ERTumor measurement
IVC individual ventilated cagesLingyunboji Ltd.IVC-128Animal facility
IHC
Leica ASP200 Vacuum tissue processorLeicaASP200IHC
Leica RM2235 Manual Rotary Microtome for Routine SectioningLeicaRM2235IHC
Leica EG1150 H Heated Paraffin Embedding ModuleLeicaEG1150 HIHC
Ariol-Clinical IHC and FISH ScannerLeicaAriolIHC
Anti-human CD8 (EP334) antibodyZSGB-BioZA-0508IHC
Anti-human PD1 [NAT105] antibodyAbcamab52587IHC
Anti-human PD-L1 (E1L3N) antibodyCell Signaling Technology13684SIHC
Polink-2 plus Polymer HRP Detection SystemZSGB-BioPV-9001/9002IHC

Ссылки

  1. Pardoll, D. M. The blockade of immune checkpoints in cancer immunotherapy. Nature Reviews Cancer. 12 (4), 252-264 (2012).
  2. Postow, M. A., Callahan, M. K., Wolchok, J. D. Immune Checkpoint Blockade in Cancer Therapy. Journal of Clinical Oncology. 33 (17), 1974-1982 (2015).
  3. Li, Z., Kang, Y. Emerging therapeutic targets in metastatic progression: A focus on breast cancer. Pharmacology & Therapeutics. 161, 79-96 (2016).
  4. Li, Q. X., Feuer, G., Ouyang, X., An, X. Experimental animal modeling for immuno-oncology. Pharmacology & Therapeutics. 173, 34-46 (2017).
  5. Fisher, T. S., et al. Targeting of 4-1BB by monoclonal antibody PF-05082566 enhances T-cell function and promotes anti-tumor activity. Cancer Immunology, Immunotherapy. 61 (10), 1721-1733 (2012).
  6. McCormack, E., et al. Bi-specific TCR-anti CD3 redirected T-cell targeting of NY-ESO-1- and LAGE-1-positive tumors. Cancer Immunology, Immunotherapy. 62 (4), 773-785 (2013).
  7. Rongvaux, A., et al. Human hemato-lymphoid system mice: current use and future potential for medicine. Annual Review of Immunology. 31, 635-674 (2013).
  8. Matsumura, T., et al. Functional CD5+ B cells develop predominantly in the spleen of NOD/SCID/gammac(null) (NOG) mice transplanted either with human umbilical cord blood, bone marrow, or mobilized peripheral blood CD34+ cells. Experimental Hematology. 31 (9), 789-797 (2003).
  9. Zhang, T., et al. The binding of an anti-PD-1 antibody to FcgammaRIota has a profound impact on its biological functions. Cancer Immunology, Immunotherapy. 67 (7), 1079-1090 (2018).
  10. Gamelli, R. L., Ershler, W. B., Hacker, M. P., Foster, R. S. The effect of disulfiram on cyclophosphamide-mediated myeloid toxicity. Cancer Chemotherapy and Pharmacology. 16 (2), 153-155 (1986).
  11. Dunay, I. R., Fuchs, A., Sibley, L. D. Inflammatory monocytes but not neutrophils are necessary to control infection with Toxoplasma gondii in mice. Infection and Immunity. 78 (4), 1564-1570 (2010).
  12. Ghasemlou, N., Chiu, I. M., Julien, J. P., Woolf, C. J. CD11b+Ly6G- myeloid cells mediate mechanical inflammatory pain hypersensitivity. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (49), 6808-6817 (2015).
  13. Takao, K., Miyakawa, T. Genomic responses in mouse models greatly mimic human inflammatory diseases. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (4), 1167-1172 (2015).
  14. Payne, K. J., Crooks, G. M. Immune-cell lineage commitment: translation from mice to humans. Immunity. 26 (6), 674-677 (2007).
  15. Mestas, J., Hughes, C. C. Of mice and not men: differences between mouse and human immunology. Journal of Immunology. 172 (5), 2731-2738 (2004).
  16. von Herrath, M. G., Nepom, G. T. Lost in translation: barriers to implementing clinical immunotherapeutics for autoimmunity. Journal of Experimental Medicine. 202 (9), 1159-1162 (2005).
  17. Mahdi, B. M. A glow of HLA typing in organ transplantation. Clinical and Translational Medicine. 2 (1), 6 (2013).
  18. Shultz, L. D., Brehm, M. A., Garcia-Martinez, J. V., Greiner, D. L. Humanized mice for immune system investigation: progress, promise and challenges. Nature Reviews Immunolog. 12 (11), 786-798 (2012).
  19. Brehm, M. A., Shultz, L. D., Luban, J., Greiner, D. L. Overcoming current limitations in humanized mouse research. Journal of Infectious Diseases. 208, 125-130 (2013).
  20. Walsh, N. C., et al. Humanized Mouse Models of Clinical Disease. Annual Review of Pathology. 12, 187-215 (2017).
  21. Shultz, L. D., Ishikawa, F., Greiner, D. L. Humanized mice in translational biomedical research. Nature Reviews Immunolog. 7 (2), 118-130 (2007).
  22. Brehm, M. A., et al. NOD-scid IL2rgnull (NSG) mice deficient in murine MHC Class I and Class II expression support engraftment of functional human T cells in the absence of acute xenogeneic GVHD following injection of PBMC. The Journal of Immunology. 200, 57 (2018).
  23. King, M., et al. A new Hu-PBL model for the study of human islet alloreactivity based on NOD-scid mice bearing a targeted mutation in the IL-2 receptor gamma chain gene. Clinical Immunology. 126 (3), 303-314 (2008).
  24. Ito, M., et al. NOD/SCID/gamma(c)(null) mouse: an excellent recipient mouse model for engraftment of human cells. Blood. 100 (9), 3175-3182 (2002).
  25. Shultz, L. D., et al. Human lymphoid and myeloid cell development in NOD/LtSz-scid IL2R gamma null mice engrafted with mobilized human hemopoietic stem cells. Journal of Immunology. 174 (10), 6477-6489 (2005).
  26. Sasaki, E., et al. Development of a preclinical humanized mouse model to evaluate acute toxicity of an influenza vaccine. Oncotarget. 9 (40), 25751-25763 (2018).
  27. Tobin, L. M., Healy, M. E., English, K., Mahon, B. P. Human mesenchymal stem cells suppress donor CD4(+) T cell proliferation and reduce pathology in a humanized mouse model of acute graft-versus-host disease. Clinical and Experimental Immunology. 172 (2), 333-348 (2013).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

150I O317CPPDX

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены