АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Представляем методологию определения требований к опылинию сортов абрикоса(Prunus armeniaca L.), сочетающих определение самостоятельной (в) совместимости флуоресценции микроскопией с идентификацией S-генотипа с помощью анализа ПЦР.

Аннотация

Самосовместимость в розацеи определяется гаметофитической системой самосовместимости (GSI), которая в основном контролируется мультиаллеловым локусом S. В абрикосе определение отношений между собой и между собой приобретает все большее значение, поскольку высвобождение значительного числа новых сортов привело к увеличению сортов с неизвестными требованиями к опылению. Здесь мы описываем методологию, которая сочетает в себе определение самостоятельности (в) совместимости путем S-ручных опыления и микроскопии с определением S-генотипа путем анализа ПЦР. Для самостоятельного (в) определение совместимости, цветы на воздушном шаре этапе от каждого сорта были собраны в поле, ручной опыляется в лаборатории, фиксированной, и окрашенные с анилиновым синим для наблюдения поведения трубки пыльцы под флуоресценции микроскопии. Для установления несовместимости отношений между сортами, ДНК из каждого сорта Sбыла извлечена из молодых листьев и S-аллели были определены ПЦР. Такой подход позволяет создавать группы несовместимости и выясывать несовместимость отношений между сортами, что дает ценную информацию для выбора подходящих опылителей при проектировании новых садов и выбора соответствующих родителей в программах разведения.

Введение

Самосовместимость является стратегия цветения растений для предотвращения самоопыления и содействия outcrossing1. В Rosaceae этот механизм определяется гаметофитической системой самосовместимости (GSI), которая в основном контролируется многоаллюровым локусом S2. В стиле, ген RNase кодирует S-stylar determinant, RNase3, в то время как белок F-box, который определяет S-пыльцудетерминант, кодифицирован геном SFB 4. Взаимодействие с автосмешазнанием происходит через ингибирование роста пыльцевой трубки по стилю, предотвращающее оплодотворение яйцеклетки5,,6.

В абрикосе, разнообразие обновления состоялась во всем мире в последние два десятилетия7,8. Это введение значительного количества новых сортов, из различных государственных и частных программ разведения, привело к увеличению сортов абрикоса с неизвестными требованиями опыления8.

Различные методологии были использованы для определения требований опыления в абрикосе. В поле, самостоятельной (в) совместимость может быть установлена контролируемых опыляний в клетке деревьев или в выхолощенных цветов, а затем записи процент фруктов набор9,10,11,12. Кроме того, в лаборатории были проведены контролируемые опыления полуинфицейной культурой цветов и анализ поведения пыльцы трубки под флуоресценцией микроскопии8,,13,,14,,15,,16,17. В последнее время молекулярные методы, такие как анализ пЦР и секвенирование, позволили характеристику несовместимости отношений на основе изучения генов RNase и SFB 18,19. В абрикосе, тридцать три S-аллелей были зарегистрированы (S1 до S20, S22 до S30, S52, S53, SV, Sх), в том числе один аллель, связанные с само совместимости (Sc)12,18,20,21,22,23,24. До сих пор, 26 групп несовместимости были стабилизированных в этом виде в соответствии сS-генотип8,9,17,25,26,27. Сорта с теми Sже S-аллелями несовместимы, в то время как сорта с по крайней мере с одним разным S-аллельом и, следовательно, распределенные в разных несовместимых группах, являются взаимосвязанными. S

Для определения требований к опыления абрикосовых сортов мы описываем методологию, которая сочетает в себе определение самостоятельной (в) совместимости флуоресценции микроскопии с определением S-генотипапутем анализа ПЦР в абрикосовых сортах. Такой подход позволяет создавать группы несовместимости и выяснение взаимосвязей между сортами.

протокол

1. Определение самоуправства (в)совместимости

  1. Попробуйте цветы в поле. Необходимо собрать цветы на воздушном шаре этапе(рисунок 1А), соответствующие стадии 58 по шкале BBCH для абрикоса28, чтобы избежать нежелательных предыдущих опыления.
  2. Само- и перекрестное опыляния в лаборатории
    1. Удалите пыльниты цветов на этапе воздушного шара и поместите их на лист бумаги, чтобы высохнуть при лабораторной температуре.
    2. После 24 ч, сито пыльцы зерна с помощью тонкой сетки (0,26 мм) (Рисунок 1B).
    3. Измождите группу из 30 цветов на одной и той же стадии воздушного шара для каждого самоопыления и перекрестного опыления и место ристилов на флорист пены в воде при лабораторной температуре(Рисунок 1C).
    4. Рука опыляет пестилицы с помощью кисти с пыльцой из цветов того же сорта 24 ч после выхолощенности. Кроме того, опылять другой набор пестиков каждого сорта с пыльцой из цветов совместимого опылителя в качестве контроля(рисунок 1D).
    5. После 72 ч, исправить пестилы в фиксаторный раствор этанола / уксусной кислоты (3:1) по крайней мере 24 ч при 4 кк29. Затем отбросьте фиксатор и добавьте 75% этанола, гарантируя, что образцы полностью погружены в раствор. Образцы могут быть сохранены в этом растворе при 4 градусов по Цельсию до использования8,,17,30,31,32.
  3. Оценка жизнеспособности пыльцы через прорастание пыльцы in vitro
    1. Для подготовки среды прорастания, вес 25 г сахарозы, 0,075 г борной кислоты (H3BO3)и 0,075 г нитрата кальция (Ca(NO3)2)33.
    2. Добавьте компоненты среды в 250 мл дистиллированной воды и полностью растворить.
    3. Затвердеть среды добавив 2 г агарозы и перемешать, закрученного.
    4. Проверьте рН среды с помощью рН-метра и отрегулируйте значение до 7,0 с помощью решения NaOH или HCl.
    5. Автоклав смеси для стерилизации среды.
    6. После автоклавирования, охладить среду и распределить его в петри блюда в стерильных ламинар потока капот.
    7. Разбросите пыльцевые зерна тех же сортов, используемых для контролируемых опылений в затвердевшей среде прорастания пыльцы и наблюдайте их под микроскопом после 24 ч6.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Для стерилизации ламинарного вытяжки потока, очистить поверхность с 70% этанола и включите УФ лампы в течение 10 мин.
    8. Храните блюда Петри в холодильнике при температуре 4 градусов по Цельсию до использования.
  4. Наблюдения за микроскопией
    1. Вымойте пистилы три раза в течение 1 ч с дистиллированной водой и оставить их в 5% сульфита натрия при 4 градусах Цельсия. После 24 ч, автоклав их на 1 кг / см2 в течение 10 мин в сульфите натрия, чтобы смягчить ткани34.
    2. Поместите автоклавированные пестилы на стеклянную горку и, с помощью скальпеля, удалить трихом вокруг яичника, чтобы получить лучшую визуализацию пыльцы труб. Затем раздавите пестилы крышкой.
    3. Подготовка 0,1% (v/v) анилин синий пятно: смешать 0,1 мл анилин синий в 100 мл 0,1 N фосфат калия трибаза (K3PO4). Нанесите каплю анилинового синего на препараты, чтобы пятно калезы осаждения во время роста пыльцы трубки.
    4. Наблюдайте за пыльцевыми трубками по стилю с помощью микроскопа с УФ-эпифлуоресценцией с помощью 340-380 полос и 425 фильтров длиннопропасса.

2. Извлечение ДНК

  1. Образец 2-3 листья в поле весной. Рекомендуется пробовать листья на молодых стадиях, так как полученная ДНК имеет более высокое качество и более низкие уровни фенольных соединений по сравнению со старыми листьями.
  2. Извлеките геномную ДНК после шагов, описанных в коммерчески доступном комплекте (см. Таблицу Материалов).
  3. Проанализируйте количество и качество концентраций ДНК с помощью УФ-визави спектрофотометра (260 нм).

3. SS-аллельная идентификация

  1. Настройка реакции ПЦР
    1. Подготовьте разбавление 50 нг/мл в дистиллированной воде каждого образца извлечения ДНК.
    2. Оттепель из РЦК реагентов медленно и держать их на льду. Оставьте полимеразу ДНК в морозильной камере до тех пор, пока это не понадобится.
    3. Подготовьте реакции усиления с использованием различных комбинаций грунтовок. Создайте смесь реакции ПЦР, объединив компоненты в таблице 1. Vortex реакции ПЦР хорошо перемешать и распределить объем, указанный для различных комбинаций грунтовок для каждого колодца ПЦР пластины. Затем добавьте 1 МЛ разбавления ДНК в каждом колодце.
    4. Поместите пластину ПЦР в термоциклер и запустите соответствующую программу ПЦР, показанную в таблице 1.
  2. Проанализируйте усиленные фрагменты. Есть в основном два различных способа анализа ПЦР усиленные фрагменты: капиллярный электрофорез (CE) с флуоресцентной этикеткой грунтовки или как визуализировать ампликоны агароз гель электрофорез с не-маркированные грунтовки.
    1. Капилляр электрофорез
      1. Чтобы подготовить погрузочный буфер, смешайте 35 мл деионизированного формамида с 0,45 мл маркированного стандарта размеров. Vortex реагент хорошо перемешать, а затем обойтись 35,5 л в колодец читателя пластины.
      2. Добавьте 1 л продукта ПЦР в скважину. Кроме того, добавьте каплю минерального масла, чтобы предотвратить испарение воды.
      3. Подготовьте разделительную пластину, добавляя буфер разделения.
      4. Используйте коммерческое программное обеспечение, включенное в анализатор генов (см. Таблицу Материалов). Создайте новую пластину образца и сохраните имена образцов для всех скважин на пластине.
      5. Выберите метод анализа. В этом случае денатурируете образцы при 90 градусах по Цельсию на 120 с, вводят при 2,0 кВ на 30 с, и разделите на 6,0 кВ в течение 35 мин.
      6. Вставьте две пластины в ген анализатор. Заполните капиллярный массив дистиллированной водой.
      7. Загрузите запатентованный линейный гель полиакриламида (LPA). Наконец, нажмите Run.
    2. Гель Электрофорез
      1. Подготовка 1% агарозного геля, добавляя 1,5 г молекулярной биологии класса агарозы в 150 мл 1x TAE (Трис-ацетат-ЭДТА) электрофорез работает буфер (40 мМ Трис, 20 мМ уксусной кислоты, и 1 мМ EDTA при pH 8.0). Растворите агарозу путем микроволнового нагрева на 2-3 мин.
      2. Чтобы визуализировать ДНК, добавьте 4 мл пятна нуклеиновой кислоты (см. Таблицу материалов) и аккуратно перемешайте.
      3. Добавьте гелевый гребень, с достаточным количеством колодцев для лестниц, элементов управления и образцов, в гелевый лоток. Затем медленно налейте смесь в середину геля лоток и избежать пузырьков.
      4. Пусть гель остыть в течение 30-45 мин при комнатной температуре, пока гель полностью затвердев. Введите гель в электрофорезной камере, удалите гелевый гребень и заполните камеру достаточным 1x буфером TAE, чтобы покрыть гель.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Проверьте размещение геля. Скважины должны быть помещены близко к отрицательному полюсу, так как отрицательно заряженная ДНК мигрирует в сторону катода.
      5. Добавьте 5 мл погрузочного буфера (0,1% (v/v) бромофенол синий) в продукты PCR и хорошо перемешайте.
      6. Для оценки размера полос, загрузите 5 МЛ молекулярной лестницы веса ДНК (см. Таблица Материалов).
      7. Загрузите образцы в дополнительные колодцы геля.
      8. После того, как все образцы и ДНК молекулярной лестнице веса загружены, запустить гель на 90 В за 1-1,5 ч, пока синий краситель линии примерно на 75% длина геля.
      9. Визуализируйте полосы в трансиллюмиторе для нуклеиновых кислот.

Результаты

Исследования опыления в абрикосе требуют использования цветов на поздней стадии воздушного шара за день до антеза(Рисунок 1А). Эта стадия считается наиболее благоприятной как для пыльцы, так и для коллекции пистилов, так как цветочные структуры почти зрелые, но...

Обсуждение

Традиционно, большинство коммерческих абрикосовых европейских сортов были совместимы36. Тем не менее, использование североамериканских самоухотных сортов в качестве родителей в программах разведения в последние десятилетия привело к выпуску все большего числа новых нес...

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Это исследование финансировалось Ministerio de Ciencia, Innovaci'n y Universidades-Европейский фонд регионального развития, Европейский союз (AGL2016-77267-R, и AGL2015-74071-JIN); Национальный институт Инвестигазон-и-Текнология Агрария и Алиментария (RFP2015-00015-00, RTA2017-00003-00); Европейский социальный фонд Гобьерно-де-Арагон, Европейский союз (A12_17R A12_17R, Фонд Биодиверсидад и Агросегуро С.А.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Agarose D1 Low EEOConda8010.22
BIOTAQ DNA Polymerase kitBiolineBIO-21060
Bright field microscopeLeica MicrosystemsDM2500
CEQ System SoftwareBeckman Coulter
DNeasy Plant Mini KitQIAGEN69106
dNTP Set, 4 x 25 µmolBiolineBIO-39025
GenomeLab DNA Size Standard Kit - 400Beckman Coulter608098
GenomeLab GeXP Genetic Analysis SystemBeckman Coulter
GenomeLab Separation BufferBeckman Coulter608012
GenomeLab Separation Gel LPA-1Beckman Coulter391438
HyperLadder 100bpBiolineBIO-33029
HyperLadder 1kbBiolineBIO-33025
Image Analysis SystemLeica Microsystems
Molecular Imager VersaDoc MP 4000 system Bio-Rad170-8640
NanoDrop One SpectrophotometerThermo Fisher Scientific13-400-518
pH-Meter BASIC 20Crison
Phusion High-Fidelity PCR KitThermo Fisher ScientificF553S
Power Pack P 25 TBiometra
Primer ForwardIsogen Life Science
Primer ReverseIsogen Life Science
Quantity One SoftwareBio-Rad
Stereoscopic microscopeLeica MicrosystemsMZ-16
Sub-Cell GTBio-Rad
SYBR Safe DNA Gel StainThermo Fisher ScientificS33102
T100 Thermal CyclerBio-Rad1861096
Taq DNA PolymeraseQIAGEN201203
Vertical Stand AutoclaveJP Selecta

Ссылки

  1. Silva, N. F., Goring, D. R. Mechanisms of self-incompatibility in flowering plants. Cellular and Molecular Life Sciences. 58, 1988-2007 (2001).
  2. Charlesworth, D., Vekemans, X., Castric, V., Glémin, S. Plant self-incompatibility systems: A molecular evolutionary perspective. New phytologist. 168, 61-69 (2005).
  3. Tao, R., et al. Identification of stylar RNases associated with gametophytic self-incompatibility in almond (Prunus dulcis). Plant and Cell Physiology. 38, 304-311 (1997).
  4. Ushijima, K., et al. Structural and transcriptional analysis of the self-incompatibility locus of almond: Identification of a pollen-expressed F-box gene with haplotype-specific polymorphism. The Plant cell. 15, 771-781 (2003).
  5. Bedinger, P. A., Broz, A. K., Tovar-Mendez, A., McClure, B. Pollen-Pistil Interactions and Their Role in Mate Selection. Plant Physiology. 173, 79-90 (2017).
  6. Guerra, M. E., Rodrigo, J. Japanese plum pollination: A review. Scientia Horticulturae. 197, 674-686 (2015).
  7. Zhebentyayeva, T., Ledbetter, C., Burgos, L., Llacer, G., Badenes, M. L., Byrne, D. Apricot. Fruit Breeding. , 415-458 (2012).
  8. Herrera, S., Lora, J., Hormaza, J. I., Herrero, M., Rodrigo, J. Optimizing Production in the New Generation of Apricot Cultivars: Self-incompatibility, S-RNase Allele Identification, and Incompatibility Group Assignment. Frontiers in Plant Science. 9, 527 (2018).
  9. Egea, J., Burgos, L. Detecting Cross-incompatibility of Three North American Apricot Cultivars and Establishing the First Incompatibility Group in Apricot. Journal of the American Society for Horticultural Science. 121, 1002-1005 (1996).
  10. Rodrigo, J., Herrero, M. Effects of pre-blossom temperatures on flower development and fruit set in apricot. Scientia Horticulturae. 92, 125-135 (2002).
  11. Julian, C., Herrero, M., Rodrigo, J. Flower bud differentiation and development in fruiting and non-fruiting shoots in relation to fruit set in apricot (Prunus armeniaca). Trees. 24, 833-841 (2010).
  12. Muñoz-Sanz, J. V., Zuriaga, E., López, I., Badenes, M. L., Romero, C. Self-(in)compatibility in apricot germplasm is controlled by two major loci, S and M. BMC Plant Biology. 17, 82 (2017).
  13. Burgos, L., Berenguer, T., Egea, J. Self- and Cross-compatibility among Apricot Cultivars. HortScience. 28, 148-150 (1993).
  14. Rodrigo, J., Herrero, M. Evaluation of pollination as the cause of erratic fruit set in apricot "Moniqui". Journal of Horticultural Science. 71, 801-805 (1996).
  15. Milatović, D., Nikolić, D., Krška, B. Testing of self-(in)compatibility in apricot cultivars from European breeding programmes. Horticultural Science. 40 (2), 65-71 (2013).
  16. Milatović, D., Nikolić, D., Fotirić-Aksić, M., Radović, A. Testing of self-(in)compatibility in apricot cultivars using fluorescence microscopy. Acta Scientiarum Polonorum, Hortorum Cultus. 12 (6), 103-113 (2013).
  17. Herrera, S., Rodrigo, J., Hormaza, J. I., Lora, J. Identification of Self-Incompatibility Alleles by Specific PCR Analysis and S-RNase Sequencing in Apricot. Int J Mol Sci. 19, 3612 (2018).
  18. Romero, C., et al. Analysis of the S-locus structure in Prunus armeniaca L. Identification of S-haplotype specific S-RNase and F-box genes. Plant Molecular Biology. 56, 145-157 (2004).
  19. Halász, J., Pedryc, A., Hegedus, A. Origin and dissemination of the pollen-part mutated SC haplotype which confers self-compatibility in apricot (Prunus armeniaca). New Phytologist. 176, 792-803 (2007).
  20. Halász, J., Hegedus, A., Hermán, R., Stefanovits-Bányai, &. #. 2. 0. 1. ;., Pedryc, A. New self-incompatibility alleles in apricot (Prunus armeniaca L.) revealed by stylar ribonuclease assay and S-PCR analysis. Euphytica. 145, 57-66 (2005).
  21. Vilanova, S., Romero, C., Llacer, G., Badenes, M. L., Burgos, L. Identification of Self-(in)compatibility Alleles in Apricot by PCR and Sequence Analysis. Journal of the American Society for Horticultural Science. 130, 893-898 (2005).
  22. Feng, J., et al. Detection and transcript expression of S-RNase gene associated with self-incompatibility in apricot (Prunus armeniaca L.). Molecular Biology Reports. 33, 215-221 (2006).
  23. Zhang, L., et al. Identification of self-incompatibility (S-) genotypes of Chinese apricot cultivars. Euphytica. 160, 241-248 (2008).
  24. Wu, J., et al. Identification of S-haplotype-specific S-RNase and SFB alleles in native Chinese apricot (Prunus armeniaca L). Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 84, 645-652 (2009).
  25. Szabó, Z., Nyéki, J. Blossoming, fructification and combination of apricot varieties. Acta Horticulturae. 293, 295-302 (1991).
  26. Halász, J., Pedryc, A., Ercisli, S., Yilmaz, K. U., Hegedűs, A. S-genotyping supports the genetic relationships between Turkish and Hungarian apricot germplasm. Journal of the American Society for Horticultural Science. 135, 410-417 (2010).
  27. Lachkar, A., et al. Identification of self-(in)compatibility S-alleles and new cross-incompatibility groups in Tunisian apricot (Prunus armeniaca L.) cultivars. The Journal of Horticultural Science and Biotechnology. 88, 497-501 (2013).
  28. Pérez-Pastor, A., Ruiz-Sánchez, M. C., Domingo, R., Torrecillas, A. Growth and phenological stages of Búlida apricot trees in South-East. Agronomie. 24, 93-100 (2004).
  29. Williams, J. H., Friedman, W. E., Arnold, M. L. Developmental selection within the angiosperm style: using gamete DNA to visualize interspecific pollen competition. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 96, 9201-9206 (1999).
  30. Julian, C., Herrero, M., Rodrigo, J. Anther meiosis time is related to winter cold temperatures in apricot (Prunus armeniaca L.). Environmental and Experimental Botany. 100, 20-25 (2014).
  31. Guerra, M. E., López-Corrales, M., Wünsch, A., Rodrigo, J. Lack of Fruit Set Caused by Ovule Degeneration in Japanese Plum. Journal of the American Society for Horticultural Science. 136 (6), 375-381 (2011).
  32. Guerra, M. E., Wünsch, A., López-Corrales, M., Rodrigo, J. Flower Emasculation as the Cause for Lack of Fruit Set in Japanese Plum Crosses. Journal of the American Society for Horticultural Science. 135 (6), 556-562 (2010).
  33. Hormaza, J. I., Pinney, K., Polito, V. S. Correlation in the tolerance to ozone between sporophytes and male gametophytes of several fruit and nut tree species (Rosaceae). Sexual Plant Reproduction. 9, 44-48 (1996).
  34. Alcaraz, M. L., Hormaza, J. I., Rodrigo, J. Pistil Starch Reserves at Anthesis Correlate with Final Flower Fate in Avocado (Persea americana). PLOS ONE. 8 (10), 78467 (2013).
  35. Tao, R., et al. Molecular typing of S-alleles through Identification, Characterization and cDNA cloning for S-RNases in Sweet Cherry. Journal of the American Society for Horticultural Science. 124, 224-233 (1999).
  36. Burgos, L., et al. The self-compatibility trait of the main apricot cultivars and new selections from breeding programmes. Journal of Horticultural Science. 72, 147-154 (1997).
  37. Hormaza, J. I., Yamane, H., Rodrigo, J., Kole, C. Apricot. Genome Mapping and Molecular Breeding in Plants, Volume 4 Fruits and Nuts. , 171-187 (2007).
  38. Benmoussa, H., Ghrab, M., Ben Mimoun, M., Luedeling, E. Chilling and heat requirements for local and foreign almond (Prunus dulcis Mill.) cultivars in a warm Mediterranean location based on 30 years of phenology records. Agricultural and Forest Meteorology. 239, 34-46 (2017).
  39. Rodrigo, J., Herrero, M., Hormaza, J. I. Pistil traits and flower fate in apricot (Prunus armeniaca). Annals of Applied Biology. 154, 365-375 (2009).
  40. Williams, R. R., Williams, R. R., Wilson, D. Techniques used in fruit-set experiments. Towards Regulated Cropping. , 57-61 (1970).
  41. Sutherland, B. G., Robbins, T. P., Tobutt, K. R. Primers amplifying a range of Prunus S-alleles. Plant Breeding. 123, 582-584 (2004).
  42. Murray, M. G., Thompson, W. F. Rapid isolation of high molecular weight plant DNA. Nucleic Acids Research. 8, 4321-4325 (1980).
  43. Porebski, S., Bailey, L. G., Baum, B. R. Modification of a CTAB DNA Extraction Protocol for Plants Containing High Polysaccharide and Polyphenol Components. Plant Molecular Biology Reporter. 15 (1), 8-15 (1997).
  44. Rogers, S. O., Bendich, A. J. Extraction of DNA from milligram amounts of fresh, herbarium and mummified plant tissues. Plant Molecular Biology. 5 (2), 69-76 (1985).
  45. Hormaza, J. I. Molecular characterization and similarity relationships among apricot (Prunus armeniaca L.) genotypes using simple sequence repeats. Theoretical and Applied Genetics. 104, 321-328 (2002).
  46. Sonneveld, T., Tobutt, K. R., Robbins, T. P. Allele-specific PCR detection of sweet cherry self-incompatibility (S) alleles S1 to S16 using consensus and allele-specific primers. Theoretical and Applied Genetics. 107, 1059-1070 (2003).
  47. Hegedus, A., Lénárt, J., Halász, J. Sexual incompatibility in Rosaceae fruit tree species: molecular interactions and evolutionary dynamics. Biologia Plantarum. 56 (2), 201-209 (2012).
  48. Fernández i Martí, A., Gradziel, T. M., Socias i Company, R. Methylation of the Sf locus in almond is associated with S-RNase loss of function. Plant Molecular Biology. 86, 681-689 (2014).
  49. Company, R. S. i., Kodad, O., Martí, A. F. i., Alonso, J. M. Mutations conferring self-compatibility in Prunus species: From deletions and insertions to epigenetic alterations. Scientia Horticulturae. 192, 125-131 (2015).
  50. Boskovic, R., Tobutt, K. R. Correlation of stylar ribonuclease zymograms with incompatibility alleles in sweet cherry. Euphytica. 90, 245-250 (1996).
  51. Cachi, A. M., Wünsch, A. S-genotyping of sweet cherry varieties from Spain and S-locus diversity in Europe. Euphytica. 197 (2), 229-236 (2014).
  52. Zuriaga, E., et al. An S-locus Independent Pollen Factor Confers Self-Compatibility in "Katy" Apricot. PLoS ONE. 8 (1), 53947 (2013).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

160PrunusSSS S

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены