АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

В этом виде мы демонстрируем эффективный метод очистки олигодендроцитов и производства олигодендроцитов, которые могут быть использованы для совместно-культурных экспериментов.

Аннотация

В центральной нервной системе олигодендроциты хорошо известны своей ролью в аксонной миелинации, что ускоряет распространение потенциалов действия через солейную проводимость. Кроме того, все большее число сообщений свидетельствуют о том, что олигодендроциты взаимодействуют с нейронами за пределами миелинации, в частности, за счет секреции растворимых факторов. Здесь мы представляем подробный протокол, позволяющий очищать олигодендроглиальные линии клеток от глиальных клеточных культур, также содержащих астроциты и микроглиальные клетки. Метод опирается на ночь встряхивания при 37 градусов по Цельсию, что позволяет селективного отряда надлежащих олигодендроглиальных клеток и микроглиальных клеток, а также ликвидации микроглии дифференциальной сливки. Затем мы описываем культуру олигодендроцитов и производство олигодендроцитов кондиционированной среды (OCM). Мы также предоставляем кинетику лечения OCM или олигодендроцитов дополнение к очищенным гиппокампа нейронов в совместной культуры экспериментов, изучение олигодендроцитов нейронов взаимодействий.

Введение

Олигодендроциты (Ол) являются глиальными клетками центральной нервной системы (ЦНС), которые генерируют миелин, обертывающий вокруг аксонов. Ол сходят на из олигодендроцитов клеток-предшественников (ОПК), которые размножаются в желудочковых зонах эмбриональной ЦНС, а затем мигрируют и дифференцируются в полностью зрелые Ол (т.е. миелин-образующие клетки)1. OPCs в изобилии во время раннего развития, но и сохраняются во взрослом мозге, где они представляют собой основные пролиферативной популяции клеток2. Один OL ensheathes несколько аксонов в невозбудимых разделов (т.е. межузлов), и край каждого цикла миелина прикрепляется к аксон формирования паранодального домена, который имеет решающее значение для изоляционных свойств миелина1,3. Между паранодами находятся небольшие немиелинированные зазоры, называемые узлами Ранвье. Эти узлы богаты натриевыми каналами напряжения (Nav), что позволяет регенерацию и быстрое распространение потенциалов действия черезсолей4. Это плотное взаимодействие также позволяет аксональной энергетической поддержки через поглощение нейронов лактата от OLs5,6.

Созревание олигодендроглиальных линий клеток и процесс миелинизации жестко регулируются их взаимодействиями с нейронами7. Действительно, OLs и OPCs, также названные ng2 клетки, выражают блок приемнок для нейротрансмиттеров, и могут получать вход от возбуждающих и ингибирующих нейронов, позволяющ им чувствовать деятельность нейронов которая может вызвать их пролиферацию and/or дифференциацию в миелинационные клетки2. В свою очередь, OPCs/OLs выделяют микровезики и белки во внеклеточное пространство, которое в одиночку или синергетически посреднические нейромодуляционные и нейропротекторные функции8,9,10,11,12. Тем не менее, молекулярные механизмы, контролирующие несколько режимов взаимодействия между олигодендроглиальными линейными клетками и нейронами, еще предстоит полностью расшифровать.

Кроме того, в нескольких патологических условиях ЦНС, OLs в первую очередь страдают, тем самым нарушая их взаимодействие с нейронами. Например, при рассеянном склерозе (МС) неврологическая дисфункция вызвана очаговой демиелинизнацией в ЦНС, вторичной потерей Олс, которая может привести к повреждению аксонального аксоналят и связанному с ним накоплению инвалидности. Ремелинизацию может иметь место, хотя и недостаточно в большинстве случаев13. Прогресс, достигнутый в последнее десятилетие в связи с развитием иммунотерапии, снизил скорость рецидивов, однако содействие ремиелинизации остается на сегодняшний день неудовлетворенной необходимостью. Таким образом, более глубокое понимание роли, функций и влияний ОЛ представляет особый интерес для разработки новых методов лечения широкого спектра условий ЦНС.

Здесь мы описываем методы очищения Ол и культуры. Это позволяет точно изучить внутренние механизмы, регулирующие их развитие и биологию. Кроме того, такие высокообогащенные культуры ОЛ позволяют производство олигодендроцитов-кондиционированной среды (OCM), которые могут быть добавлены к очищенной нейронных культур, чтобы получить представление о влиянии OLs-секретных факторов на нейрональной физиологии и связи. Кроме того, мы описываем, как внедрить систему совместной культуры in vitro, где очищенные олигодендроциты и нейроны объединяются вместе, что позволяет решать механизмы, регулирующие (ре) миелинизацию.

протокол

Уход и использование крыс в этом эксперименте соответствует институциональной политике и руководящим принципам (UPMC, INSERM и Директива Совета Европейского сообщества 86/609/EEC). Для стандартного помета из 12 щенков установлен следующий протокол.

1. Подготовка колб (5 мин)

ПРИМЕЧАНИЕ: Выполните следующие шаги за день до вскрытия в ламинарном капоте потока в стерильных условиях.

  1. Пальто 150 см2 колбы (T150) с крышкой фильтра (1 колба для 2 щенков) с использованием 5 мл полиэтиленина (PEI, 100 мг/ л, см. протокол в дополнительном файле 1).
  2. Храните фляги при 4 градусах Цельсия на ночь.
  3. Промыть покрытую колбами 3 раза стерильной дистиллированной водой в день вскрытия.

2. Подготовка средств массовой информации (10 мин)

ПРИМЕЧАНИЕ: Выполните шаги в ламинарном капоте потока в стерильных условиях.

  1. Подготовка 500 мл культуры среды, состоящей из Dulbecco в модифицированных Eagle среды (DMEM) дополнен 10% сыворотки плода теленка (FCS) и пенициллин-стрептомицин (100 МЕ / мл).
  2. Приготовьте 20,6 мл ферментной среды пищеварения в трубке 50 мл, состоящей из 20 мл ДМЭМ, 200 л DNase (50 мкг/мл), 200 л папаина (30 U/mL) и 200 л L-цистеина (0,24 мг/мл).
  3. Фильтр-стерилизовать средства массовой информации с помощью фильтра 0,22 мкм.
  4. Держите средства массовой информации в ламинарном капоте потока при комнатной температуре (RT) до вскрытия.

3. Подготовка к вскрытию (10 мин)

ПРИМЕЧАНИЕ: Выполните шаги в ламинарном капоте потока в стерильных условиях.

  1. Приготовьте 100 мл фосфатно-буферного солья без кальция и магния (PBS; 1x). Фильтр-стерилизовать с помощью фильтра 0,22 мкм.
  2. Приготовьте 50 мл ледяного раствора 1x PBS, дополненного 750 л из 45% глюкозы. Фильтр-стерилизовать с помощью фильтра 0,22 мкм.
  3. Заполните 100 мм петри блюдо с 1x PBS для очистки инструментов и три 60 мм Петри блюда с ледяной PBS-глюкозы для сбора тканей. Положите петри блюда на лед до вскрытия.

4. Рассечение

ПРИМЕЧАНИЕ: Рассечение выполняется от мужчин и женщин Wistar крысы щенки в послеродовой день (P) 2.

  1. Для того, чтобы обеспечить стерильную среду, убедитесь, что для очистки скамейке с 100% этанола. Стерилизовать все хирургические инструменты с 100% этанола.
  2. Аккуратно распылите шею щенка 70% этанола.
  3. Используйте большие хирургические ножницы, чтобы обезглавить животное и поместить голову в 100 мм Петри блюдо, содержащее ледяной PBS-глюкозы.
  4. Используйте изогнутые щипцовать для поддержания головы животного на уровне глаз. Используйте небольшие хирургические ножницы, чтобы сделать небольшой разрез в основании черепа и вырезать череп после средней линии мозга.
  5. Используйте щипчьи, чтобы аккуратно снять две части черепа с средней линии.
  6. Используйте небольшую хирургическую ложку, чтобы удалить мозг из полости головы. Положите мозг в 60 мм Петри блюдо, содержащее ледяной PBS-глюкозы на льду.
  7. Просмотр под стеромикроскоп, использовать тонкие щипцы, чтобы удалить мозжечок, ствол мозга и обонятельные луковицы из полушарий головного мозга.
  8. Используйте тонкие щипцы, чтобы отделить два полушария головного мозга. Используйте мелкие щипцы, чтобы снять обезвреживания. Положите кортики головного мозга в 60 мм-петри блюдо на льду.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Ледяной PBS имеет решающее значение для правильного удаления оленей.

5. Диссоциация тканей

ПРИМЕЧАНИЕ: Выполните шаги в ламинарном капоте потока в стерильных условиях.

  1. Используйте острый скальпель, чтобы мелко нарезать кортики головного мозга. Перенесите измельченные ткани в трубку 50 мл, содержащую среду пищеварения ферментов.
  2. Инкубировать в течение 30 минут в увлажненный инкубатор при 37 градусах Цельсия под 5% CO2.
  3. Используйте микропайпет p1000, чтобы аккуратно удалить среду пищеварения фермента, убедившись, что корковая ткань остается на дне трубки 50 мл.
  4. Используйте p1000 micropipette, чтобы добавить 1 мл DMEM-10% FCS и аккуратно triturate ткани.
  5. Используйте фильтр площадью 70 мкм и поршень шприца 1 мл для фильтрации корковой ткани в трубку 50 мл.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Можно промыть остаточной ткани на внутренней стенке трубки несколько раз с DMEM-10% FCS.
  6. Заполните трубку 50 мл dMEM-10%FCS. Центрифуга при 423 х г в течение 5 мин на RT. Тщательно удалите супернатант и отдохните клеточные гранулы с 2 мл DMEM-10%FCS.
  7. Аккуратно тритурировать клеточные гранулы с p1000 микропайпет, а затем с p200 micropipette. Разбавить клеточную подвеску соответствующим объемом DMEM-10%FCS.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Два мозга - один T150 и 5 мл DMEM-10%FCS.
  8. Плита 5 мл клеточной подвески на T150 при плотности 1 х 105 клеток/см2. Добавьте 20 мл теплого DMEM-10%FCS к каждому T150. Инкубировать в увлажненный инкубатор при 37 градусах Цельсия под 5% CO2.
  9. Обновите половину культуры среды после 6 дней in vitro (DIV) с теплым DMEM-10%FCS.

6. Встряхивание подготовки

  1. Выполните встряхивания подготовки на день, прежде чем трястись в ламинарный поток капот в стерильных условиях.
  2. Обновите половину культуры среды, добавив свежие теплой среде культуры в колбу и инкубировать на 37 градусов по Цельсию под 5% CO2.

7. Встряхивание

  1. Пальто три 100 мм Петри блюда с PEI. Храните их при 4 градусах Цельсия на ночь.
  2. Обложка колбы крышка с парафина пленки и положить колбы в полиэтиленовый пакет. Встряхните колбы, содержащие глиальные клетки на ночь при 250 об/мин при 37 градусах Цельсия.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Первая встряхивания выполняется на 8 DIV и можно выполнить до трех различных встряхивания (см. Рисунок 1 для времени).

8. OL линии клеток уборки и культуры

ПРИМЕЧАНИЕ: Эти шаги должны выполняться в ламинарном капоте потока в стерильных условиях.

  1. На следующий день после встряхивания, подготовить Bottenstein-Sato (BS) среды в соответствии с таблицей 1.
  2. Промыть покрытием Петри блюда 3 раза с стерильной дистиллированной водой.
  3. Супернатант фляг, содержащий в основном OL-линии клеток, а также некоторые микроглиальные клетки и пластины его на не-покрытием 100 мм Петри блюд.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Этот шаг позволяет удаление микроглиальных клеток через дифференциальный быстрый слив на поверхности блюда.
  4. Инкубировать блюда Петри в течение 15 минут в увлажненный инкубатор при 37 градусах Цельсия под 5% CO2.
  5. Заполните каждую колбу T150 25 мл теплой свежеприготовленной культуры среды и инкубировать в увлажненный инкубатор на 37 градусов по Цельсию под 5% CO2 до второй тряски.
  6. Перенесите супернатант из посуды Петри в новые непокрытые 100 мм блюда Петри, чтобы позволить сацепность остаточных микроглиальных клеток.
  7. Инкубировать блюда Петри в течение 15 минут в увлажненный инкубатор при 37 градусах Цельсия под 5% CO2.
  8. Удалите супернатант, который содержит неадекторные OL линейные клетки, и перенесите его в 50 мл труб (супернатант из 2 посуды Петри для трубки 50 мл). Отбросьте посуду Петри, покрытую микроглией.
  9. Центрифуга супернатант в течение 5 мин на 423 х г. Тщательно удалите супернатант и resuspend клеточные гранулы с 1 мл среды BS. Объедините все гранулы в общую трубку 50 мл и отрегулируйте громкость до 10 мл со средним BS.
  10. Определить плотность клеток под микроскопом.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Плотность ячейки между 3 х 105/мл и 5 х 105/мл должны быть получены.
  11. Добавьте 20 мл BS, если плотность клеток выше или равна 4 х 10 5/мл, чтобы получить окончательный объем 30 мл, или добавьте только 10 мл BS, если плотность ячейки меньше 4 х 105/мл, чтобы получить окончательный объем 20 мл.
  12. Плита два или три предварительно покрытые 100 мм Петри блюда с 10 мл клеточной подвески. Инкубировать в увлажненный инкубатор при 37 градусах Цельсия под 5% CO2.
  13. Очистите мусор от блюд Петри, освежая все BS среде 2 ч позже.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Изучите культуру под микроскопом до и после очистки, чтобы проверить плотность клеток и эффективность удаления мусора.
  14. Инкубировать в течение 2 дней в бС среде в увлажненный инкубатор при 37 градусах Цельсия под 5% CO2.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Изучите культуру под микроскопом. Слияние должно составить от 70% до 80%.

9. Производство OCM

ПРИМЕЧАНИЕ: Выполните эти шаги в ламинарном капоте потока в стерильных условиях.

  1. Подготовка NB-B27low среды в соответствии с таблицей 2.
  2. Обновите культурную среду с 10 мл теплой среды NB-B27low. Инкубировать в течение 2 дней в увлажненный инкубатор при 37 градусах Цельсия под 5% CO2.
  3. Урожай OCM, т.е. супернатант, содержащий ПР секретированные факторы. Фильтр-стерилизовать OCM с помощью фильтра 0,22 мкм.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Храните OCM при 4 градусах по Цельсию в течение максимум 2 месяцев.

10. Добавление OCM

ПРИМЕЧАНИЕ: Шаги должны выполняться в ламинарном капоте потока в стерильных условиях. OCM могут быть добавлены к очищенным гиппокампа нейронных культур, подготовленных в соответствии со следующим протоколом14, и получить путем добавления, 24 ч после изоляции, анти-митотические агенты уридин и 5- фтородородеоксюридин (5 мкм) для 36 ч.

  1. На 3 DIV, удалить все нейронкультуры среды, содержащей анти-митотических агентов и добавить 500 зл.
  2. Обновляйте половину среды каждые 3 дня со свежеприготовленным теплым NB-B27.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Такие культуры могут быть сохранены до 21 DIV.

11. Добавление ПР к очищенной культуре гиппокампа нейронов

ПРИМЕЧАНИЕ: Выполните следующие шаги в ламинарном капоте потока в стерильных условиях. Ол можно добавлять в очищенные гиппокампа культур, полученных таким же образом, как описано выше.

  1. Подготовка среды совместной культуры в соответствии с таблицей 3.
  2. Извлекайте культуру OL на 70% до 80% слияние. Промыть 2 мл теплого 1x PBS.
  3. Чтобы отделить клетки, добавьте 2 мл 0,25% трипсина в 100 мм чашку Петри.
  4. Инкубировать в течение 5 мин в увлажненный инкубатор при 37 градусах По 5% CO2.
  5. Добавьте 2 мл DMEM-10% FCS, чтобы заблокировать ферментативную реакцию. Урожай супернатант, содержащий OL линейных клеток.
  6. Центрифуга при 423 х г в течение 5 мин на RT. Тщательно удалить супернатант и resuspend клеточной гранулы в теплой среде совместной культуры, чтобы получить концентрацию 1,25 х 105 клеток/ мл.
  7. Добавить ПР в очищенных гиппокампа нейронов культуры, удалив 200 зл. нейронов культуры среды и добавив 200 злиц клеточной подвески на хорошо (2,5 х 104 клетки / хорошо) из 24-хорошо пластины.
  8. Освежать половину среды совместной культуры каждые 2-3 дня.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Сокультуры могут быть сохранены до 24 DIV.

Результаты

В этом протоколе, OL линии клеток очищаются от глиальных культур, стряхивая астроцитов и микроглии. Чистоту и фенотипическое исследование OL-культур можно оценить с помощью иммунодефицита с глиальными маркерами15. Анализ экспрессии различных маркеров пока?...

Обсуждение

Здесь мы предоставляем подробный протокол для получения высокообогащенных олигодендроглиальных клеточных культур из смешанных глиальных культур, адаптированных из ранее опубликованного метода16, и последующего производства OL-кондиционированной среды. Этот метод встря?...

Раскрытие информации

Ни один из авторов не имеет конкурирующих интересов или противоречащих друг другу интересов.

Благодарности

Авторы хотели бы поблагодарить Реми Ронзано за мудрый совет по редактированию рукописей. Эта работа финансировалась ICM, INSERM, грантом фонда ARSEP NSF и ценой Буве-Лабруйер.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
5-fluorodeoxyuridineSigmaF0503
B27 supplementThermoFisher17504044
D-(+)-Glucose solutionSigmaG8769
DNase (Deoxyribonuclease I)WorthingtonLS002139
Dulbecco's Modified Eagle MediumThermoFisher31966021
Ethanol 100%Sigma32221-M
Ethanol 70%VWR Chemicals83801.360
Fetal Calf SerumThermoFisher10082147
L-cysteineSigmaC7352
NeurobasalThermoFisher21103049
PapainWorthingtonLS003126
Penicillin-StreptomycinThermoFisher15140122
Phosphate Buffered Saline without calcium and magnesiumThermoFisherA1285601
Polyethylenimine(PEI)SigmaP3143
Tetraborate decahydrateSigmaB9876
TrypsinSigmaSigma
UridineSigmaU3750
Bottenstein-Sato (BS) media
apo-Transferrin humanSigmaT1147
BSA (Bovine Serum Albumin)SigmaA4161
Dulbecco's Modified Eagle MediumThermoFisher31966021
InsulinSigmaI5500
PDGFPeprotechAF-100-13A
Penicillin-StreptomycinThermoFisher15140122
ProgesteroneSigmaP8783
Putrescine dihydrochlorideSigmaP5780
Sodium seleniteSigmaS5261
T3 (3,3',5-Triiodo-L-thyronine sodium salt)SigmaT6397
T4 (L-Thyroxine)SigmaT1775
Co-culture media
apo-Transferrin humanSigmaT1147
B27 supplementThermoFisher17504044
BiotinSigmaB4639
BSA (Bovine Serum Albumin)SigmaA4161
CeruloplasminSigma239799
Dulbecco's Modified Eagle MediumThermoFisher31966021
HydrocortisoneSigmaH4001
InsulinSigmaI5500
N-Acetyl-L-cysteineSigmaA8199
NeurobasalThermoFisher21103049
Penicillin-StreptomycinThermoFisher15140122
ProgesteroneSigmaP8783
PutrescinSigmaP5780
Recombinant Human CNTFSigma450-13
Sodium seleniteSigmaS5261
T3 (3,3',5-Triiodo-L-thyronine sodium salt)SigmaT6397
Vitamin B12SigmaV6629
Tools
0.22 µm filterSartorius514-7010
1 mL syringeTerumo1611127
100 mm Petri dishDutscher193100
15 mL tubeCorning Life Science734-1867
50 mL tubeCorning Life Science734-1869
60 mm Petri dishDutscher067003
70 µm filterMiltenyi Biotec130-095-823
Binocular microscopeOlympusSZX7
Curved forcepsFine Science Tools11152-10
Fine forcepsFine Science Tools91150-20
Large surgical scissorsFine Science Tools14008-14
ScalpelSwann-morton233-5528
ShakerInfors HT
Small surgical scissorsFine Science Tools91460-11
Small surgical spoonBar Naor LtdBN2706
T150 cm2 flask with filter capDutscher190151
Animal
P2 Wistar ratJanvierRjHAn:WI

Ссылки

  1. Zalc, B. The acquisition of myelin: a success story. Novartis Foundation Symposium. 276, 15-21 (2006).
  2. Habermacher, C., Angulo, M. C., Benamer, N. Glutamate versus GABA in neuron-oligodendroglia communication. Glia. 67 (11), 2092-2106 (2019).
  3. Sherman, D. L., Brophy, P. J. Mechanisms of axon ensheathment and myelin growth. Nature Reviews. Neuroscience. 6 (9), 683-690 (2005).
  4. Freeman, S. A., Desmazières, A., Fricker, D., Lubetzki, C., Sol-Foulon, N. Mechanisms of sodium channel clustering and its influence on axonal impulse conduction. Cellular and molecular life sciences: CMLS. 73 (4), 723-735 (2016).
  5. Lee, Y., et al. Oligodendroglia metabolically support axons and contribute to neurodegeneration. Nature. 487 (7408), 443-448 (2012).
  6. Nave, K. A. Myelination and the trophic support of long axons. Nature Reviews. Neuroscience. 11 (4), 275-283 (2010).
  7. Monje, M. Myelin Plasticity and Nervous System Function. Annual Review of Neuroscience. 41, 61-76 (2018).
  8. Birey, F., et al. Genetic and Stress-Induced Loss of NG2 Glia Triggers Emergence of Depressive-like Behaviors through Reduced Secretion of FGF2. Neuron. 88 (5), 941-956 (2015).
  9. Frühbeis, C., et al. Neurotransmitter-triggered transfer of exosomes mediates oligodendrocyte-neuron communication. PLoS Biology. 11 (7), e1001604 (2013).
  10. Jang, M., Gould, E., Xu, J., Kim, E. J., Kim, J. H. Oligodendrocytes regulate presynaptic properties and neurotransmission through BDNF signaling in the mouse brainstem. eLife. 8, (2019).
  11. Sakry, D., et al. Oligodendrocyte precursor cells modulate the neuronal network by activity-dependent ectodomain cleavage of glial NG2. PLoS Biology. 12 (11), e1001993 (2014).
  12. Sakry, D., Yigit, H., Dimou, L., Trotter, J. Oligodendrocyte precursor cells synthesize neuromodulatory factors. PloS One. 10 (5), e0127222 (2015).
  13. Stadelmann, C., Timmler, S., Barrantes-Freer, A., Simons, M. Myelin in the Central Nervous System: Structure, Function, and Pathology. Physiological Reviews. 99 (3), 1381-1431 (2019).
  14. Freeman, S. A., et al. Acceleration of conduction velocity linked to clustering of nodal components precedes myelination. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 112 (3), E321-E328 (2015).
  15. Baumann, N., Pham-Dinh, D. Biology of oligodendrocyte and myelin in the mammalian central nervous system. Physiological Reviews. 81 (2), 871-927 (2001).
  16. McCarthy, K. D., de Vellis, J. Preparation of separate astroglial and oligodendroglial cell cultures from rat cerebral tissue. The Journal of Cell Biology. 85 (3), 890-902 (1980).
  17. Dean, J. M., et al. Strain-specific differences in perinatal rodent oligodendrocyte lineage progression and its correlation with human. Developmental Neuroscience. 33 (3-4), 251-260 (2011).
  18. Domingues, H. S., Portugal, C. C., Socodato, R., Relvas, J. B., Astrocyte, Oligodendrocyte, Astrocyte, and Microglia Crosstalk in Myelin Development, Damage, and Repair. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 4, 71 (2016).
  19. Klinghoffer, R. A., Hamilton, T. G., Hoch, R., Soriano, P. An allelic series at the PDGFalphaR locus indicates unequal contributions of distinct signaling pathways during development. Developmental Cell. 2 (1), 103-113 (2002).
  20. Spassky, N., et al. The early steps of oligodendrogenesis: insights from the study of the plp lineage in the brain of chicks and rodents. Developmental Neuroscience. 23 (4-5), 318-326 (2001).
  21. Moyon, S., et al. Demyelination Causes Adult CNS Progenitors to Revert to an Immature State and Express Immune Cues That Support Their Migration. Journal of Neuroscience. 35 (1), 4-20 (2015).
  22. Gardner, A., Jukkola, P., Gu, C. Myelination of rodent hippocampal neurons in culture. Nature Protocols. 7 (10), 1774-1782 (2012).
  23. Thetiot, M., et al. An alternative mechanism of early nodal clustering and myelination onset in GABAergic neurons of the central nervous system. bioRxiv. , 763573 (2019).
  24. Dubessy, A. L., et al. Role of a Contactin multi-molecular complex secreted by oligodendrocytes in nodal protein clustering in the CNS. Glia. 67 (12), 2248-2263 (2019).
  25. Barateiro, A., Fernandes, A. Temporal oligodendrocyte lineage progression: in vitro models of proliferation, differentiation and myelination. Biochimica Et Biophysica Acta. 1843 (9), 1917-1929 (2014).
  26. Thetiot, M., Ronzano, R., Aigrot, M. S., Lubetzki, C., Desmazières, A. Preparation and Immunostaining of Myelinating Organotypic Cerebellar Slice Cultures. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (145), (2019).
  27. Mannioui, A., Zalc, B. Conditional Demyelination and Remyelination in a Transgenic Xenopus laevis. Methods in Molecular Biology (Clifton, N.J.). 1936, 239-248 (2019).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

156

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены