JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

В этой статье описывается изоляция и культивирование эмбриональных крыс симпатической нейронов от высшего ганглиев шейки матки. Он также предоставляет подробные протоколы для иммуноцитохимического окрашивания и для подготовки нейрональных экстрактов для масс-спектрометрического анализа.

Аннотация

Симпатические нейроны из эмбриональной крысы выше цервикальных ганглиев (SCG) были использованы в качестве модели системы in vitro для периферических нейронов для изучения аксонального роста, аксонального оборота, синаптогенеза, дендритного роста, дендритной пластичности и нервно-целевого взаимодействия в системах совместной культуры. Этот протокол описывает изоляцию и диссоциацию нейронов от высших ганглиев шейки матки эмбрионов крысы E21, а затем подготовку и поддержание чистых нейронных культур в сыворотке свободной среде. Так как нейроны не придерживаются пластика без покрытия, нейроны будут культурированы либо на 12 мм стеклянных крышки или 6-хорошо пластин, покрытых поли-D-лизин. После лечения антимитотическим агентом (Ara-C, цитозин-D-арабинофуранозид), этот протокол генерирует здоровые нейронные культуры с менее чем 5% не-нейрональных клеток, которые могут поддерживаться в течение месяца в пробирке. Хотя эмбриональные нейроны SCG крысы являются многополярные с 5-8 дендритов в виво; в условиях, свободных от сыворотки, эти нейроны распространяются только на один аксон в культуре и продолжают быть однополярной в течение всего периода культуры. Тем не менее, эти нейроны могут быть вызваны продлить дендритов в присутствии экстракта мембраны подвала, кости морфогенетических белков (BMPs), или 10% плода икроножной сыворотки. Эти однородные нейронные культуры могут быть использованы для иммуноцитохимического окрашивания и для биохимических исследований. В этой статье также описывается оптимизированный протокол для иммуноцитохимического окрашивания микротрубочек, связанных с белком-2 (MAP-2) в этих нейронах и для подготовки нейрональных экстрактов для масс-спектрометрии.

Введение

Симпатические нейроны, полученные из эмбриональных превосходных ганглиев шейки матки (SCG) широко используются в качестве основной системы нейронной культуры для изучения многих аспектов развития нейронов, включая зависимость фактора роста, нейронно-целевые взаимодействия, нейромедиатор сигнализации, аксональный рост, дендрит развития и пластичности, синаптогенез и сигнальныемеханизмы,лежащие в основе нервно-целевой / нейрон-глиивзаимодействий 1,2,3,4,5,6,7,8,9. Несмотря на их небольшой размер (около 10000 нейронов / ганглиев), Есть три основные причины для развития и широкого использования этой системы культуры я) является первым ганглиев в симпатической цепи, они больше, и, следовательно, легче изолировать, чем остальные симпатическойганглиев 10; ii) в отличие от центральных нейронов, нейроны в SCG довольно однородны со всеми нейронами, получаемыми из нервного гребня, имеющие аналогичный размер, зависимость от фактора роста нерва и быть ни-adrenergic. Это делает их ценной моделью для морфологическихи геномных исследований 10,,11 и iii) эти нейроны могут поддерживаться в определенной среде, свободной от сыворотки, содержащей фактор роста нервовв течение месяца 10,12. Перинатальные нейроны SCG широко используются для изучения механизмов, лежащих в основе инициации и поддержания дендритов2. Это главным образом потому, что, хотя SCG нейроны имеют обширные дендритные беседки in vivo, они не расширяют дендритов в пробирке в отсутствиесыворотки,но могут быть вызваны расти дендриты в присутствии определенных факторов роста, таких как кости морфогенетических белков2,12,13.

В этой статье описывается протокол для изоляции и культивирования эмбриональных нейронов SCG крыс. За последние 50 лет, первичные нейронные культуры из SCG были в основном использованы для морфологических исследований с ограниченным числом исследований изучения крупномасштабных геномных или протеомных изменений. Это в основном связано с небольшим размером ткани, что приводит к изоляции низкого количества ДНК или белка, что затрудняет проведение геномного и протеомного анализа этих нейронов. Тем не менее, в последние годы повышенная чувствительность обнаружения позволила разработать методы для изучения генома, miRNome и протеома в нейронах SCG во время дендритного развития роста14,,15,,16,17. Эта статья также будет описывать метод морфологического анализа этих нейронов с использованием иммуноцитохимии и протокол для получения экстрактов нейронального белка для масс-спектрометрического анализа.

протокол

Все процедуры, проведенные в исследованиях с участием животных, были одобрены Институциональным комитетом по уходу за животными (IACUC) в Колледже Святой Марии в Калифорнии. Руководящие принципы по уходу за животными и их использованию в колледже Святой Марии были разработаны на основе руководящих принципов, представленных Управлением лабораторного защиты животных в Национальном институте здравоохранения (https://olaw.nih.gov/sites/default/files/PHSPolicyLabAnimals.pdf и https://olaw.nih.gov/sites/default/files/Guide-for-the-Care-and-Use-of-Laboratory-Animals.pdf).

1. Подготовка культурных средств массовой информации (также именуемых средством контроля)

  1. Добавьте следующие ингредиенты, в порядке, перечисленном ниже, в стерильную колбу 500 мл: 190 мл 1x низко глюкозы DMEM, 10 мл 20 мг/мл жирных кислот, свободных от крупного рогатого скота альбумин (FAF-BSA) в DMEM, 2,8 мл 200 мМ L-глутамина, 4 мл 100-х инсулин-селениум-трансферрин смеси, 0,4 мл 125 мкг/мл фактора роста нерва (в 0,2% инертного стабилизатора белка в ДМЭМ) и 200 мл F-12 среды Хама.
  2. Убедитесь в том, чтобы покрыть пипетку со средой, содержащей FAF-BSA до добавления белково-содержащих растворов, таких как инсулин-селениум-трансферрин и NGF, чтобы предотвратить прилипание белков к пипетке.
  3. Закружить колбу, чтобы смешать ингредиенты после каждого добавления. Тщательно смешайте с 25 мл пипетки после добавления F-12.
  4. Aliquot культуры средств массовой информации в 10 мл aliquots и хранить при -80 градусов по Цельсию. Алициты могут храниться в течение шести месяцев без потери активности.

2. Подготовка пластин для культивирования нейронов

  1. Разбавить 1 мг/мл поли-Д-лизина (сделано в буфере 0,5 М Трис, рН 8) до 100 мкг/мл стерильной дистиллированной водой.
  2. Для протеомного или геномного анализа, за один-два дня до вскрытия, пальто 6-хорошо пластин с примерно 2 мл стерильных 100 г/мл поли-D-лизина (PDL). Это необходимо для обеспечения присадения клеток к колодецу. Оберните пластины пленкой и храните тарелки на ночь при 4 градусах Цельсия.
  3. Для морфологического анализа и микроскопии поместите 12 мм2 предварительно обработанные немецкие стеклянные крышки (которые можно очистить с помощью азотной кислоты,как описано ранее 18 или приобрели) в каждой из скважин 24-хорошо пластины.
    1. Пальто крышки с 0,3 мл стерильных 100 г/мл поли-D-лизина (PDL). Храните тарелки на ночь при 4 градусах Цельсия.
  4. В день вскрытия, перед началом вскрытия, удалите раствор поли-Д-лизина из колодцев и промойте колодцы пять раз стерильной дистиллированной водой, а затем один раз с низким содержанием глюкозы DMEM.
  5. Во время энзиматического пищеварения ганглиев (примерно за час до покрытия клеток), аспирировать DMEM из пластин и заменить его на 0,3 мл средств управления. Храните тарелки при 35,5 градусов по Цельсию под 5% CO2 в увлажненной камере.

3. Установка вскрытия

  1. Подготовка 200 МЛ средств массовой информации для вскрытия (именуемого сми вскрытия)
    1. Добавьте 8 мл 20 мг/мл жирных кислот, свободных от крупного рогатого скота альбумин (FAF-BSA) в низким содержанием глюкозы DMEM (с 1 мг/мл глюкозы) и 2 мл 100x пенициллин-стрептомицин 193 мл стерильной Лейбовиц l-15 среды (или любой воздушно-буферной среды)
  2. В капоте установлены следующие предметы для вскрытия: четыре 50 мл стерильных конических трубок с около 20 мл препарирования в каждой трубке, четыре стерильные 35-мм посуды с 1,5 мл препарирования, одна стерильная коническая трубка 50 мл с 20 мл препарирования для центрифугации, одна стерильная 15 мл конической трубки для центрирования банды , и одна стерильная 10 мл трубки для сбора диссоциированных клеток.
  3. Используйте сухой стерилизатор шарика для стерилизации пары тонких типсов (No.4 или No. 5 типсов) в течение по крайней мере одной минуты.

4. Изоляция высших ганглиев шейки матки от эмбриональных щенков крыс

  1. Удаление эмбрионов Е21 у беременной крысы
    ПРИМЕЧАНИЕ: Удаление рога матки может быть выполнено за пределами капота, если окружающая территория тщательно стерилизована.
    1. Усывляйте беременную крысу с помощьюингаляции CO 2. Смять мех из брюшной полости и протрите кожу в области с 70% алкоголя, чтобы стерилизовать его.
    2. Используя свежий набор стерильных ножниц и типсов, прорезать кожу, а затем мышечный слой, чтобы разоблачить рога матки, содержащие эмбрионы. Удалите рога матки с эмбрионами с помощью нового набора ножниц и типсов, заботясь, чтобы не повредить кишечник в этом процессе.
    3. Перенесите рога матки с эмбрионами в 150 мм2 стерильные чашки Петри и передать их в капюшон.
    4. Используя новый набор типсов и ножниц, удалить эмбрионы из рога матки и отделить эмбрионы от амниотических мембран и плаценты.
    5. Чтобы усытворить эмбрионы, перережьте спинной мозг эмбрионов вдоль средней линии под правой рукой. Это также уменьшит кровотечение из сонной артерии во время удаления SCG.
    6. Перенесите эти эмбрионы в подготовленные 50 мл конические трубки, содержащие средства вскрытия. Убедитесь, что эмбрионы погружены в средства массовой информации. Каждая трубка может в течение 3 эмбрионов.
  2. Изоляция высшего шейного ганглиона от эмбриона
    1. Перенесите одного щенка из средств вскрытия на стерильную 150 мм2 чашку Петри, наполовину наполненную твердым субстратом (парафиновым воском или силиконовым полимером), с его спинной поверхностью на субстрате. Используя три стерильные 23 G иглы, приколоть щенка к блюду с одной иглой под каждой рукой и третьей иглой через рот, чтобы тщательно hyperextend шеи.
    2. Вырезать через кожу в области шеи с помощью стерильных тонких типсов (No 4 или no. 5 типсов), чтобы разоблачить слюнных желез под ним. Удалите эти железы с помощью тонких типсов.
    3. Найдите стерноклеидомастоид и омохиоидные мышцы вблизи ключицы и трахеи, соответственно. Сначала вырезать поперечные стерноклеидомастоидные мышцы, а затем тщательно сократить тонкие омохиоидные мышцы с помощью тонких миппов. Как только эти мышцы будут удалены, бифуркация в сонной артерии на передней части будет видна по обе стороны трахеи, с SCG расположен под этой вилкой в сонной артерии.
    4. Используя закрытые типсы, аккуратно поднимите сонную артерию, чтобы визуализировать SCG. Используя один типс по обе стороны от SCG, вытащить сонной артерии и передать его в подготовленные стерильные 35 мм2 блюда. Эта ткань, скорее всего, содержат SCG с сонной артерии, блуждающий нерв с кинозной ганглиев, а также другие сегменты мышц или жира в этом районе.
    5. Повторите процесс вскрытия с другой стороны. Удалите SCGs из всех эмбрионов, прежде чем продолжить оставшиеся шаги вскрытия, изложенные ниже. Распределить изолированные ткани между двумя из 35 мм2 посуды для облегчения обработки образцов тканей.
  3. После обработки SCG
    1. Чтобы отделить SCG от расчлененной ткани, сначала используйте тонкие миппы для удаления любых посторонних тканей, таких как жир или мышцы, заботясь, чтобы избежать области вблизи сонной бифуркации.
    2. После того, как эти ткани были удалены, два ганглиев видны. Кинозный ганглия меньше и круглая, в то время как SCG имеет миндалевидную форму. Аккуратно потяните на блуждающий нерв, чтобы отделить блуждающий нерв и кинозные ганглии от сонной артерии, а затем отделить SCG от сонной артерии.
    3. Используйте тонкие типсы, чтобы удалить капсулу, которая окружает SCG. Перенесите SCG на новое 35-мм культурное блюдо. Повторите процесс со всеми вскрытых образцов тканей.
    4. Пальто стерилизованной, хлопок подключен стеклянный пипетка с вскрытием средств, чтобы предотвратить ткани от прилипления к стенки пипетки. Используйте пипетку, чтобы заменить средства вскрытия стерильными 2 мл коллагеназы типа II (1 мг/мл)/dispase типа II (5 мг/мл) в hbSS без кальция и магния, и инкубировать в течение 50 мин при 37 градусах Цельсия, чтобы помочь сломать ткани.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Инкубацио время, возможно, потребуется оптимизировать с различными партиями коллагеназы / dispase и, как правило, колеблется от 40 минут до часа.
    5. Во время инкубации, аспирировать DMEM от пластин и заменить его на 0,3 мл средств управления. Храните тарелки при 35,5 градусов по Цельсию под 5% CO2 в увлажненной камере.
    6. После инкубации перенесите SCG в коллагеназу/диспазу в стерильную коническую трубку 15 мл. Используйте средства вскрытия для полоскания пластин и передачи раствора в трубку. Добавьте достаточное количество средств вскрытия, чтобы увеличить громкость примерно до 10 мл.
    7. Центрифуга при температуре 200 х г (1000 - 1200 об/мин) в течение 5 минут при комнатной температуре гранулировать образец. Аспирировать супернатанта, заботясь, чтобы не выбить гранулы. Переусердуйте гранулы с 10 мл средств вскрытия. Повторите центрифугу и отбросьте супернатант.
    8. Заменить 1 - 2 мл культуры среды. Используя узкоствольную, согнутую стерильную пастерную пипетку (предварительно покрытую культурной средой), механически разобщает сгустки, мягко тритурируя 5-6 раз. Пусть большие сгустки оседают около одной минуты. Перенесите супернатантную клеточную подвеску в новую трубку 10 мл.
    9. Повторите этот процесс еще 3 раза, с увеличением силы тритурации каждый раз, чтобы обеспечить почти полную диссоциацию SCGs. Передача супернатанта после каждого раунда тритурации в 10 мл трубки с супернатантом от первой тритурации.
    10. Добавьте достаточное количество культурных медиа, чтобы увеличить громкость до 8 - 10 мл. Аккуратно смешайте подвеску клетки и количественно плотность клеток с гемоцитометром.
    11. Распределив подвеску клетки в скважины при соответствующей плотности клеток для экспериментов. Смешайте подвеску клетки постоянно во время процесса покрытия, чтобы обеспечить равномерное распределение клеток в скважины.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Для морфологического анализа, пластины клеток около 8000 клеток / хорошо в 24 пластины и для геномных и протеомных протоколов, пластины клеток выше, чем 30000 клеток / хорошо.
    12. Перенесите пластины в стеклянный децикатор со стерильной водой внизу, чтобы создать увлажняемую камеру. Ввисьдостаточное количество CO 2 (около 120 мл), чтобы получить 5% CO2 окружающей среды в децикаторе, до уплотнения. Поддерживайте пластины при 35,5 градусов по Цельсию. В протоколе это называется Днем 0.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Эти пластины также могут поддерживаться в обычном инкубаторе CO2 5%. Описанный выше метод сводит к минимуму изменения температуры и рН, а также помогает предотвратить перекрестное загрязнение.

5. Поддержание культурных нейронов SCG и методов лечения

  1. На 1-й день (через 24 часа после покрытия), тщательно удалить половину культуры средств массовой информации, и заменить 2 ЗМ Ара-С (цитозин З-D-арабинофуранозид, антимитотический агент). Оставьте лечение на клетках на 48 ч. Как правило, эта продолжительность лечения достаточна для устранения не нейрональных клеток в культуре.
  2. На 3-й день аккуратно аспирировать половину среды и заменить средством управления.
  3. На 4-й день клетки готовы к экспериментальному лечению. Кормите культуры через день соответствующей средой, мягко заменяя половину среды в колодец свежей средой.
  4. Культурные нейроны SCG в среде, свободной от сыворотки, распространяются только на аксоны. Если эксперименты требуют наличия дендритов, лечить клетки либо 10% фетальной сыворотки теленка, 75-100 мкг/мл экстракта мембранной матрицы подвала или 50 нг/мл костного морфогенетического белка-7. Дендритный рост наблюдается в течение 48 часов после лечения с помощью сложной дендритической беседки, наблюдаемой в течение недели после лечения.

6. Иммуностинирование культурных нейронов SCG

  1. Постепенно заменить клеточной культуры среды в хорошо с 4% параформальдегида в 0,1 М фосфат буфера, рН 7,2 в капоте дыма.
    1. Удалите половину культурных средств массовой информации в колодец и заменить его мягко с 4% paraformaldehyde. Затем повторите процесс по крайней мере еще два раза, удалив две трети средств массовой информации в хорошо каждый раз и заменив 4% paraformaldehyde. В конце этого процесса, цвет средств массовой информации в хорошо должны были измениться с розового на бесцветный.
    2. После того, как вся среда была заменена на 4% параформальдегида, инкубировать скважины в течение 15 - 20 минут при комнатной температуре.
  2. При аналогичном процессе, как описано выше, постепенно заменяем 4% параформальдегидный раствор фосфатно-буферным солевым раствором (PBS), рН 7.2. Оставьте на 5 минут. Промыть скважины еще два раза в течение 5 минут каждый с PBS.
    1. После того, как 4% параформальдегид удаляется, переместить пластины на скамейку для дальнейшей обработки. Этот шаг является хорошей точкой остановки, где пластины могут храниться при 4 градусов по Цельсию на ночь.
  3. Удалите все PBS. Добавьте достаточное количество 0,1% Triton X-100 в PBS, чтобы покрыть клетки. Оставьте его на культурах в течение 5 минут, чтобы пронизать нейроны. Сроки этого шага имеет решающее значение для обеспечения хорошего окрашивания при сохранении целостности клеток.
  4. Тщательно удалите раствор Triton X-100 и промойте скважины три раза в течение 5 минут каждый раз с помощью PBS. Удалите решение PBS.
  5. Добавьте достаточно 5% BSA в PBS, чтобы покрыть клетки и инкубировать при комнатной температуре в течение 20 минут, чтобы уменьшить неспецифические связывания антител.
  6. Удалите блокирующий раствор и замените его моноклональным антителом мыши против белка MAP-2, разбавленного 5% BSA в PBS. Оставьте первичное антитело на клетках на ночь при 4 градусов по Цельсию.
  7. Удалите и сохраните первичное антитело для повторного использования. Первичные антитела могут быть повторно использованы по крайней мере дважды без потери интенсивности обнаружения.
  8. Промыть три раза с достаточным PBS, чтобы покрыть клетки. Оставьте PBS на клетках на 10 минут на полоскание.
  9. Удалите решение PBS и замените его флуоресцентным тегом спряженных Коза анти-мышь IgG вторичного антитела на 1:1000 разбавления в 5% BSA в PBS. Инкубировать в течение 2 часов в темноте при комнатной температуре.
  10. Удалите вторичное антитело и замените его PBS. Промыть скважины три раза с PBS в течение 10 минут на полоскание. Промыть колодцы один раз с водой, чтобы удалить любые соли.
  11. Намонтайте крышки на стеклянные горки, содержащие каплю аквозного монтатора, который подходит для флуоресцентно помеченных образцов. Храните слайды при 4 градусов по Цельсию в папке слайдов до готовности к визуализации.

7. Пример подготовки к анализу протеома с использованием жидкой хроматографии в сочетании с масс-спектрометрией

  1. Лиз культурных нейронов
    1. Аккуратно удалите все культурные средства массовой информации в колодцах. Замените его холодным, стерильным кальцием и без магния фосфатным солевым раствором (PBS), рН 7.4. Удалить быстро и заменить PBS и дайте ему сидеть в течение 5 минут. Этот шаг сделан для удаления любых белков, присутствующих в культурных средствах массовой информации.
    2. Тщательно удалите все PBS из всех скважин для конкретного лечения. Повторите процесс еще раз. Поддерживайте пластины над льдом при облизывания клеток, чтобы свести к минимуму повреждения нейронов и протеолиза.
    3. Добавьте 100 - 150 МКЛ из 50 мм бикарбоната аммония, рН 7,5 (NH4HCO3) водну из скважин и соскребли клетки с помощью стерильного клеточного скребка. Используя микропипюту, перенесите жидкость и повторите процесс выскабливания со всеми скважинами для конкретной обработки. Изучите скважины под микроскопом после соскабливания, чтобы убедиться, что большинство клеток были удалены.
      1. При низком количестве нейронов, использовать ограниченный объем, чтобы подлизить клетки, чтобы обеспечить достаточно высокую концентрацию для протеомного анализа.
    4. Заморозить раствор при -80 градусов по Цельсию на ночь, чтобы помочь с лизом клеток. Лисаты могут храниться на данном этапе до готовности к дальнейшей обработке.
    5. После размораживания, шприц образцов через шприц с 26 G или 28 G иглы механически лизать клетки.
    6. Sonicate образцы в sonicating водяной бане два раза в течение 10 минут. Добавьте лед в водяную баню, чтобы предотвратить перегрев и денатурацию белков. Центрифуга в течение 5 минут при 4 градусов по Цельсию при 12000 х г.
    7. Измерьте концентрацию белка. Типичные концентрации белка варьируются от 0,4 до 1 мкг/л
  2. Пример подготовки и переваривания трипсина для протеомного анализа
    1. Перенесите максимум 60 мкл лизата или 50 мкг белка в DNase-, RNase- и протеазную трубку объемом 1,5 мл. Если объем лизоля составляет менее 60 мкл, добавьте достаточно 50 мм бикарбоната аммония, чтобы составить объем.
    2. Добавьте 25 МКЛ из 0,2% кислотного лабильного сурфакта и вихря. Инкубировать трубку в блок нагреватель при 80 градусов по Цельсию в течение 15 минут. Центрифуга трубки на 12000 х г на 30 с.
    3. Добавьте 2,5 мл дитиотреитола 100 мМ и вихря. Это делает белок более доступным для алкиляции и пищеварения. Инкубировать трубку при 60 градусов по Цельсию в блок нагреватель в течение 30 минут. Охладить до комнатной температуры и центрифуги.
    4. Добавьте 2,5 МЛ 300 мМ иодоацетамида в образец и вихрь. Этот шаг помогает алкилат цистеинам и предотвращает их реформирование дисульфидных связей. Инкубировать трубки при комнатной температуре в темноте в течение 30 минут.
    5. Добавьте трипсин масс-спектрометрии (0,5 мкг/йл) в трубку при трипсине: соотношение белка 1:10. Пере дайджест образцов при 37 градусов по Цельсию на ночь.
    6. Добавьте 10 МКЛ из 5% трифтороатетической кислоты (ТФА) и вихря. Инкубировать образцы при 37 градусов по Цельсию в течение 90 минут. Этот шаг необходим для гидролизовки кислотного лабильного сурфакта для предотвращения помех во время масс-спектрометрии.
    7. Центрифуга образцов на 12000 х г при 4 кк в течение 30 минут и передачи супернатанта в хроматографии сертифицированных чистый стеклянный флакон с предварительной щели тефлон / силиконовые перегородки шапки. g Образцы могут храниться при -20 градусов по Цельсию до анализа масс-спектрометрии.
    8. Подайм пробные флаконы к жидкой хроматографии в сочетании с масс-спектрометрией высокой четкости.

Результаты

Изоляция и поддержание нейронных культур эмбриональных нейронов SCG
Диссоциированные клетки от крыс эмбриональной SCG были покрыты в поли-D-лизин покрытием пластины или coverslip и поддерживается в сыворотке свободной культуры средств массовой информации, содержащей B-нерв фактор...

Обсуждение

Эта статья описывает протоколы для культивирования симпатических нейронов от превосходных ганглиев шейки матки эмбриональных щенков крыс. Преимущества использования этой модели системы в том, что можно получить однородную популяцию нейронов, обеспечивающих аналогичную реакцию на ф...

Раскрытие информации

Авторов нечего раскрывать.

Благодарности

Эта работа была поддержана Фондом развития факультета и грантом Летней исследовательской программы в Колледже Святой Марии в Калифорнии. Авторы также хотели бы поблагодарить д-ра Памелу Лейн (Pamela Lein) из Калифорнийского университета в Дэвисе и д-ра Энтони Иавароне (Anthony Iavarone) из Калифорнийского университета в Беркли за их советы в ходе разработки этих протоколов. Авторы также хотели бы поблагодарить Хейли Нельсон в Управлении коммуникаций колледжа в колледже Сент-Мэри в Калифорнии за ее помощь в производстве видео и редактирования.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
2D nanoACQUITYWaters Corporation
Ammonium bicarbonateSigma-Aldrich9830
BMP-7R&D Systems354-BP
Bovine Serum AluminSigma-Aldrich5470
Cell scraperCorningCLS-3010
CollagenaseWorthington Biochemical4176
Corning Costar or Nunc Flat bottomed Cell culture platesFisher Scientific07-200, 140675, 142475
Cytosine- β- D-arabinofuranosideSigma-AldrichC1768
D-phosphate buffered saline (Calcium and magnesium free)ATCC30-2200
Dispase IIRoche4942078001
Distilled WaterThermo Fisher Scientific15230
DithiothreitolSigma-AldrichD0632
DMEM - Low glucose + Glutamine, + sodium pyruvateThermo Fisher Scientific11885
Fatty Acid Free BSACalbiochem12660920 mg/mL stock in low glucose DMEM
Fine forceps Dumont no.4 and no.5Ted Pella Inc5621, 5622
Forceps and Scissors for DissectionTed Pella Inc1328, 1329, 5002
Glass coverlips - 12mmNeuvitro CorporationGG-12
Goat-Anti Mouse IgG Alexa 488 conjugatedThermo Fisher ScientificA32723
Ham's F-12 Nutrient MixThermo Fisher Scientific11765
Hank's balanced salt soltion (Calcium and Magnesium free)Thermo Fisher Scientific14185
Insulin-Selenium-Transferrin (100X)Thermo Fisher Scientific41400-045
IodoacetamideSigma-AldrichA3221
L-GlutamineThermo Fisher Scientific25030
Leibovitz L-15 mediumThermo Fisher Scientific11415064
Mounting media for glass coverslipsThermo Fisher ScientificP36931, P36934
Mouse-anti- MAP2 antibody (SMI-52)BioLegendSMI 52
Nerve growth factorEnvigo Bioproducts (formerly Harlan Bioproducts)BT5017Stock 125 μg/mL in 0.2% Prionex in DMEM
ParaformaldehyeSpectrum ChemicalsP1010
Penicillin-Streptomycin (100X)Thermo Fisher Scientific15140
Poly-D-LysineSigma-AldrichP0899
PrionexMillipore52960010% solution, 100 mL
RapiGest SFWaters Corporation1860018615 X 1 mg
Synapt G2 High Definition Mass SpectrometryWaters Corporation
Trifluoro acetic acid - Sequencing gradeThermo Fisher Scientific2890410 X 1 mL
Triton X-100Sigma-AldrichX100
TrypsinPromega or NEBV511A, P8101S100 μg or 5 X 20 mg
Waters Total recovery vialsWaters Corporation186000385c

Ссылки

  1. Rees, R. P., Bunge, M. B., Bunge, R. P. Morphological Changes in the neuritic growth cone and target neuron during synaptic junction development in culture. Journal of Cell Biology. 9, (1976).
  2. Chandrasekaran, V., Lein, P. J. Regulation of Dendritogenesis in Sympathetic Neurons. Autonomic Nervous System. , (2018).
  3. Higgins, D., Burack, M., Lein, P., Banker, G. Mechanisms of neuronal polarity. Current Opinion in Neurobiology. 7 (5), 599-604 (1997).
  4. Lein, P., Guo, X., Hedges, A. M., Rueger, D., Johnson, M., Higgins, D. The effects of Extracellular Matrix And Osteogenic Protein-1 on the morphological differentiation of rat sympathetic neurons. International Journal of Developmental Neuroscience. 14 (3), 203-215 (1996).
  5. Kobayashi, M., Fujii, M., Kurihara, K., Matsuoka, I. Bone morphogenetic protein-2 and retinoic acid induce neurotrophin-3 responsiveness in developing rat sympathetic neurons. Molecular Brain Research. 53 (1-2), 206-217 (1998).
  6. Burnham, P., Louis, J. C., Magal, E., Varon, S. Effects of ciliary neurotrophic factor on the survival and response to nerve growth factor of cultured rat sympathetic neurons. Developmental Biology. 161 (1), 96-106 (1994).
  7. Hou, X. E., Li, J. Y., Dahlström, A. Clathrin light chain and synaptotagmin I in rat sympathetic neurons. Journal of the Autonomic Nervous System. 62 (1-2), 13-26 (1997).
  8. Harris, G. M., et al. Nerve Guidance by a Decellularized Fibroblast Extracellular Matrix. Matrix Biology. , 176-189 (2017).
  9. Wingerd, K. L., et al. α4 integrins and vascular cell adhesion molecule-1 play a role in sympathetic innervation of the heart. Journal of Neuroscience. 22 (24), 10772-10780 (2002).
  10. Higgins, D., Lein, P., Osterhout, D. J., Johnson, M., Banker, G., Goslin, K. Tissue culture of autonomic neurons. Culturing Nerve Cells. , 177-205 (1991).
  11. Lein, P., Johnson, M., Guo, X., Rueger, D., Higgins, D. Osteogenic protein-1 induces dendritic growth in rat sympathetic neurons. Neuron. 15 (3), 597-605 (1995).
  12. Bruckenstein, D. A., Higgins, D. Morphological differentiation of embryonic rat sympathetic neurons in tissue culture. Developmental Biology. 128 (2), 337-348 (1988).
  13. Voyvodic, J. T. Development and regulation of dendrites in the rat superior cervical ganglion. The Journal of Neuroscience. 7 (3), 904-912 (1987).
  14. Garred, M. M., Wang, M. M., Guo, X., Harrington, C. A., Lein, P. J. Transcriptional Responses of Cultured Rat Sympathetic Neurons during BMP-7-Induced Dendritic Growth. PLoS ONE. 6 (7), 21754 (2011).
  15. Pravoverov, K., et al. MicroRNAs are Necessary for BMP-7-induced Dendritic Growth in Cultured Rat Sympathetic Neurons. Cellular and Molecular Neurobiology. 39 (7), 917-934 (2019).
  16. Natera-Naranjo, O., Aschrafi, A., Gioio, A. E., Kaplan, B. B. Identification and quantitative analyses of microRNAs located in the distal axons of sympathetic neurons. RNA (New York, N.Y.). 16 (8), 1516-1529 (2010).
  17. Aschrafi, A., et al. Angiotensin II mediates the axonal trafficking of tyrosine hydroxylase and dopamine β-hydroxylase mRNAs and enhances norepinephrine synthesis in primary sympathetic neurons. Journal of Neurochemistry. 150 (6), 666-677 (2019).
  18. Ghogha, A., Bruun, D. a., Lein, P. J. Inducing dendritic growth in cultured sympathetic neurons. Journal of Visualized Experiments. (61), 4-8 (2012).
  19. Caceres, A., Banker, G., Steward, O., Binder, L., Payne, M. MAP2 is localized to the dendrites of hippocampal neurons which develop in culture. Brain Research. 315 (2), 314-318 (1984).
  20. Guo, X., Rueger, D., Higgins, D. Osteogenic protein-1 and related bone morphogenetic proteins regulate dendritic growth and the expression of microtubule-associated protein-2 in rat sympathetic neurons. Neuroscience Letters. 245 (3), 131-134 (1998).
  21. Mi, H., et al. PANTHER version 11: Expanded annotation data from Gene Ontology and Reactome pathways, and data analysis tool enhancements. Nucleic Acids Research. 45, 183-189 (2017).
  22. Chandrasekaran, V., et al. Retinoic acid regulates the morphological development of sympathetic neurons. Journal of Neurobiology. 42 (4), (2000).
  23. Courter, L. A., et al. BMP7-induced dendritic growth in sympathetic neurons requires p75 NTR signaling. Developmental Neurobiology. 76 (9), 1003-1013 (2016).
  24. Lein, P. J., Fryer, A. D., Higgins, D. Cell Culture: Autonomic and Enteric Neurons. Encyclopedia of Neuroscience. , 625-632 (2009).
  25. Neto, E., et al. Compartmentalized Microfluidic Platforms: The Unrivaled Breakthrough of In vitro Tools for Neurobiological Research. Journal of Neuroscience. 36 (46), 11573-11584 (2016).
  26. Sleigh, J. N., Weir, G. A., Schiavo, G. A simple, step-by-step dissection protocol for the rapid isolation of mouse dorsal root ganglia. BMC Research Notes. 9 (1), 82 (2016).
  27. Conrad, R., Jablonka, S., Sczepan, T., Sendtner, M., Wiese, S., Klausmeyer, A. Lectin-based isolation and culture of mouse embryonic motoneurons. Journal of Visualized Experiments. (55), e3200 (2011).
  28. Takeuchi, A., et al. Microfabricated device for co-culture of sympathetic neuron and iPS-derived cardiomyocytes. Proceedings of the Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society, EMBS. 2013, 3817-3820 (2013).
  29. Takeuchi, A., et al. Development of semi-separated co-culture system of sympathetic neuron and cardiomyocyte. Proceedings of the 31st Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society: Engineering the Future of Biomedicine, EMBC 2009. , 1832-1835 (2009).
  30. Chandrasekaran, V., Lea, C., Sosa, J. C., Higgins, D., Lein, P. J. Reactive oxygen species are involved in BMP-induced dendritic growth in cultured rat sympathetic neurons. Molecular and Cellular Neuroscience. 67, (2015).
  31. Kim, W. Y., et al. Statins decrease dendritic arborization in rat sympathetic neurons by blocking RhoA activation. Journal of Neurochemistry. 108 (4), 1057-1071 (2009).
  32. Dalby, B., et al. Advanced transfection with Lipofectamine 2000 reagent: Primary neurons, siRNA, and high-throughput applications. Methods. 33 (2), 95-103 (2004).
  33. Szpara, M. L., et al. Analysis of gene expression during neurite outgrowth and regeneration. BMC Neuroscience. 8 (1), 100 (2007).
  34. Pop, C., Mogosan, C., Loghin, F. Evaluation of rapigest efficacy for the digestion of proteins from cell cultures and heart tissue. Clujul Medical. 87 (4), 5 (2014).
  35. Vit, O., Petrak, J. Integral membrane proteins in proteomics. How to break open the black box. Journal of Proteomics. 153, 8-20 (2017).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

163GangliaSCG

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены