Гетеротопная модель трансплантации сердца крысы с использованием сердца донора с системой кровообращения

Резюме

В этой статье мы опишем подготовку и технические детали трансплантации гетеротопического сердца у мышей с использованием сердечно-сосудистого донорского сердца.

Аннотация

Целью данного протокола является создание модели гетеротопической трансплантации сердца крысы с донорством донорских сердец после сердечной смерти (DCD). Существует две настройки для этого протокола: настройка донора сердца и настройка реципиента. В системе донорства сердца крысы Sprague Dawley обезболиваются, эндотрахеально интубируются и вентилируются. Правая сонная артерия канюлируется для доставки гепарина и паралитического агента векурония-бромида. Процесс DCD инициируется прекращением вентиляции. Через 20 минут сердце обнажается, а аорта дистальнее брахиоцефальной ветви пережимается. Через 25 минут после прекращения работы аппарата искусственной вентиляции легких ледяной раствор Висконсинского университета (UW) перфузируется через каротидный катетер для промывания сердца. Сердце получают путем разделения аорты, легочной артерии, полых вен и легочных вен и хранят в растворе UW для имплантации. В условиях реципиента крыса Льюиса подвергается анестезии изофлураном. Бупренорфин с медленным высвобождением вводится подкожно, чтобы способствовать плавному послеоперационному восстановлению. Через срединный разрез брюшной полости инфраренальная аорта и нижняя полая вена изолируются и пережимаются атравматичным сосудистым зажимом. Донорская сердечная аорта и легочная артерия пришиваются к брюшной аорте и полой вене реципиента соответственно с интервалом 8-0 Пролен. Сосудистый зажим удаляется для реперфузии сердца. Брюшная стенка закрывается, и крыса восстанавливается. Через определенный интервал времени (от 24 ч до 2 недель) крыса-реципиент обезболивается, трансплантированное сердце обнажается, и в левый желудочек через верхушку вводится баллонный катетер для регистрации развивающегося давления и dP/dt с помощью системы сбора данных. Сердечная ткань собирается для гистологии, иммунологии или молекулярного анализа. Успешная модель трансплантации сердца крысы от донора DCD позволит провести дальнейшие исследования кардиопротекторных подходов для улучшения результатов трансплантации сердца от доноров DCD.

Введение

Модель трансплантации сердца (HTx) на мелких животных имеет решающее значение для проведения исследований по изучению патофизиологических состояний, влияющих на трансплантированное сердце. Гетеротопическая HTx в мышиной модели, описанная Ото и Линдси, позволила исследователям изучить патофизиологические изменения, наблюдаемые в условиях ишемии и реперфузии^. Традиционно донорские сердца для трансплантации закупались у доноров с работающим сердцем, также известных как донорство после смерти мозга (DBD); тем не менее, наблюдается непропорционально большое увеличение числа пациентов, нуждающихся в HTx². В последнее время для трансплантации в экспериментальных^{условиях использовались} сердца от доноров сердечной смерти, также известных как донорство после сердечной смерти (DCD). Основное различие между донорскими сердцами DBD и DCD заключается в том, что в последнем случае сердца подвергаются ишемии различной продолжительности, что исключает их использование в рутинной практике HTx.

В ранее описанной литературе по мышиному гетеротопическому HTx использовались только состояния доноров работающего сердца ^4,5,6. Гетеротопическая трансплантация сердца DCD требует тонких модификаций, без которых пересаженное сердце не будет биться⁷ лет. Этот протокол направлен на то, чтобы поделиться с читателями усовершенствованной техникой DCD HTx на крысах. Глобальная ишемия миокарда является врожденной зависимостью от донорства органов DCD. Экспериментальная установка, имитирующая глобальную ишемию миокарда, была изучена только в установке ex vivo ⁵. Результаты исследований ex vivo могут быть неприменимы к работе по DCD HTx, поскольку существуют значительные различия между моделями глобальной ишемии in vivo (DCD) и ex vivo ⁵. Результаты, или их отсутствие, от вмешательств по смягчению реперфузионной ишемии миокарда в моделях ex vivo могут быть невоспроизводимыми в модели DCD HTx. Следовательно, важно смоделировать человеческий DCD HTx на животной модели, результаты которого могут иметь более высокую трансляционную ценность. Описанная здесь модель DCD HTx позволит исследователю точно смоделировать клинический DCD HTx и даст возможность смягчить реперфузионное повреждение за счет вмешательств как в сердце донора, так и в реципиенте. После выздоровления крысы-реципиента функция трансплантированного сердца, гистопатология и иммунология могут быть изучены через различные промежутки времени с момента трансплантации.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

протокол

Все эксперименты на животных проводились в соответствии с институциональными рекомендациями и Руководством по уходу за лабораторными животными и их использованию, опубликованным Национальными институтами здравоохранения (публикация NIH No 86-23, пересмотренная в 2011 году)⁸. Следующие процедуры были одобрены Комитетом по институциональному уходу за животными и их использованию Университета Содружества Вирджинии. Все процедуры выполнялись в соответствии с рекомендациями OSHA (Управление по охране труда и здоровья) и рекомендованными стерильными методами⁹. Крысы Sprague Dawley содержались в условиях контролируемой влажности при температуре 23 °C и 12-часовых темных/световых циклах.

1. Настройка лаборатории

ПРИМЕЧАНИЕ: Выделите специальное место для проведения операций по выживанию стерильных грызунов с помощью операционного микроскопа. Поддерживайте температуру окружающей среды в операционной как теплую; Использование согревающих подушечек как для хирургии, так и в процессе восстановления имеет важное значение для поддержания температуры тела крысы-реципиента.

1. Держите в запасе предметы первой необходимости (Таблица материалов), включая шприцы, физиологический раствор 0,9% (NaCl), анестетики (изофлуран, кетамин/ксилазин), гепарин, бромид векурония, раствор для консервации, ведро со льдом и анальгетик (бупренорфин с медленным высвобождением).
2. Аккуратно разложите микрохирургические инструменты (рисунок 1А, Б) на операционном поле. Держите под рукой комплект для мгновенной стерилизации, чтобы немедленно очистить загрязненные необходимые инструменты.

2. Донорский препарат ДКД in vivo

1. Обезболите крысу для интубации трахеи и канюляции сонной артерии. Усыпьте крысу Спрэг Доули (в возрасте 8-12 недель) в камере с 3% изофлураном, затем обезболите ее кетамином/ксилазином (100/10 мг/кг, внутримышечно).
2. Чтобы обнажить трахею и правую сонную артерию, поместите полностью обезболенную крысу в положение лежа на спине и очистите переднюю часть шеи и грудную клетку спиртом и раствором повидона. Сделайте V-образный разрез так, чтобы пик V был близко к челюсти крысы по средней линии, а каждая ветвь V указывала на соответствующее плечо. Отделите кожу от подкожной клетчатки и переверните кожу на грудь, чтобы обнажить мышцы ремня шеи (рисунок 2A).
   1. Интубируйте крысу, отделив мышцы средней линии ремня (грудино-сосцовую и грудиноподъязычную) щипцами, чтобы обнажить трахею (рисунок 2B). Обвите трахею шелком 5-0 и раскройте ее, частично разделив мышечную ткань между кольцами трахеи.
   2. Вставьте ангиокат 14 G в трахею и закрепите его шелком 5-0 (Рисунок 2C). Подключите ангиокалитер к аппарату искусственной вентиляции легких (1 мл/кг при 90 вдохов/мин).
   3. Для канюляции правой сонной артерии определите общую сонную артерию (она проходит параллельно и непосредственно с правой стороны трахеи), тщательно изолируйте ее по всей длине шеи, а дистальный (краниальный) конец обвяжите шелком 5-0.
   4. Приложите гемостат к свободному концу галстука для вытяжения, чтобы облегчить канюляцию сонной артерии.
   5. Мобилизуйте самый проксимальный аспект сонной артерии (по направлению к основанию шеи) и зажмите его с помощью сосудистого гемостата. Под операционным микроскопом используйте ножницы с микрорадужной оболочкой, чтобы открыть сонную артерию, частично разделив ее спереди на крайнем дистальном конце. Канюлеируйте сонную артерию с помощью ангиокаты 22 G и закрепите ее шелковой завязкой 5-0 (Рисунок 2D).
   6. Прикрепите адаптер для остановки потока в трех направлениях к ангиокатетеру для легкой доставки лекарств или раствора кардиоплегии в сонную артерию и подключите к датчику давления для контроля частоты сердечных сокращений и давления во время процесса DCD (Рисунок 2D). Следует заметить пульсирующий обратный ток крови при отпускании проксимального сосудистого зажима.
   7. После закрепления подсоедините катетер сонной артерии к датчику давления и подайте гепарин (1000 ЕД/кг) и бромид векурония (4 мг/кг).
   8. Начало процесса DCD: дайте бромиду векурония циркулировать в течение 1 минуты. Следите за любыми признаками дистресса животного и при необходимости вводите дополнительную анестезию. Остановите аппарат искусственной вентиляции легких (гипоксия/ишемия), чтобы начать процесс DCD. Наблюдайте за отсутствием дыхательной активности.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Время ишемии DCD начинается с момента прекращения поддержки аппарата искусственной вентиляции легких. У крыс 25 минут ишемии были определены как максимальный промежуток времени, который приводит к значительному, но обратимому повреждению⁷. Отслеживание давления покажет, что с момента прерывания вентиляционной поддержки на ~3,5 минуты системное давление падает до уровня ниже 50 мм рт.ст., давления, которое считается недостаточным для эффективной перфузии сердца (Рисунок 3).
3. Забор донорского сердца: выделите ~4-7 минут на закупку сердца и проведение холодной кардиоплегии. Для достижения целевого времени ишемии 25 мин начинайте закупку сердца через 18-21 мин после окончания вентиляционной поддержки.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Изменяйте продолжительность времени закупки в зависимости от опыта лица, выполняющего закупку.
   1. Разделите брюшную стенку вдоль реберного края, начиная с уровня мечевидной кости, а затем разделите грудную клетку параллельно грудине с обеих сторон до ключиц для выполнения двусторонней передней торакотомии (рисунок 4А). Для облегчения этого шага используйте операционный микроскоп с малым увеличением (5x).
   2. Переверните разделенную грудную стенку, закрепленную на ключицах, по направлению к голове и закрепите ее с помощью кровоостанавливающего средства (рисунок 4В).
   3. Обведите нижнюю полую вену (IVC) шелковой тканью 5-0, затем частично разделите ее микроножницами рядом с куполом печени (Рисунок 4C). Частично открытая НПВ позволяет выводить кардиоплегию, поскольку она растягивает правую сторону сердца.
   4. Рассеките плоскость между восходящей аортой и легочной артерией (ПА), затем изолируйте легочный ствол через поперечный синус с помощью тупых изогнутых щипцов до его бифуркации. Осторожно разделите легочную артерию вблизи точки ее бифуркации с помощью микроножниц (рис. 4C).
   5. Обведите дугу аорты тупым рассечением. Это необходимо для того, чтобы обеспечить доступ к небольшому сосудистому зажиму под прямым углом, который будет размещен поперек дуги аорты дистальнее начала безымянной артерии.
   6. Через 25 минут после окончания аппарата искусственной вентиляции легких зажмите дугу аорты и вручную доставьте кардиоплегию (10 мл раствора Университета Висконсина при 4 °C, в течение 2-3 минут) через каротидный катетер (рис. 4D).
   7. С помощью микроножниц разделите восходящую аорту дистально перед дугой аорты (рисунок 4E).
   8. Завяжите IVC по направлению к сердцу шелком 5-0 и разделите его дистально.
   9. Перелить легочные вены и верхнюю полую вену (ВПВ) вместе с шелком 5-0 (рис. 4F). Поскольку эти галстуки содержат большое количество ткани, галстук для рук предпочтительнее галстука для инструментов. Аккуратно потяните сердце вниз к животу с помощью ватного тампона, чтобы облегчить перевязку легочной вены, не стягивая предсердные придатки в завязку.
   10. Разделите легочные вены с помощью ножниц с микрорадужной оболочкой, соберите сердце и поместите его в холодный физиологический раствор (рис. 4G).

3. Гетеротопическая трансплантация сердца крысам при ДКД in vivo

1. Успокойте реципиента в изофлурановой камере (3% индукция), заколите волосы над животом и очистите область с помощью повидона и спирта. Не подвергайте реципиента антикоагуляции; Это приведет к обильному кровотечению из анастомозов и отторжению трансплантата.
2. Положите крысу лежа на грелку. Поместите щуп между крысой и грелкой для контроля температуры. Поддерживайте температуру тела крысы на уровне 38 °C. Поместите две предварительно стерилизованные центрифужные пробирки объемом 50 мл, наполненные теплым физиологическим раствором или стеклянными шариками, по обе стороны живота крысы, чтобы крысе было легче согреться.
3. Несмотря на вышеупомянутые шаги, если температура тела снижается ниже 37,5 °C, увеличьте комнатную температуру (RT) и покройте все открытые участки тела автоклавной алюминиевой фольгой, чтобы оставить достаточную площадь для проведения абдоминальной операции.
4. Вызвать общую анестезию 3% изофлураном через носовой конус и постепенно снизить до 2%.
5. Раскройте брюшную полость вдоль белой линии (рисунок 5А) и обнажите рабочее пространство, разместив ретракторы брюшной стенки (рисунок 5В).
6. С помощью стерильных ватных аппликаторов переместите расширенную или полную толстую кишку и поместите ее в теплую влажную марлю слева от оператора, периодически орошая теплой (38 °C) физиологической раствором (рис. 5C). Смещение толстой кишки в сторону обеспечивает больше места для сердец DCD, потому что они очень жесткие и требуют дополнительного места для размещения в брюшной полости.
7. Вскрыть забрюшинное пространство по средней линии с помощью тупого рассечения с помощью ватных тампонов. Обнажите инфраренальную аорту и НПВ.
8. С помощью атравматичного педиатрического многоуглового сосудистого зажима изолировать 3-5 мм инфраренальной аорты и НПВ для проведения анастомоза (рис. 5D).
9. Войдите в аорту с помощью иглы 30 G, установленной на шприце диаметром¹ 3 см, заполненном обычным физиологическим раствором, смешанным со 100 единицами гепарина. Промойте 0,2-0,3 мл раствора (рисунок 5Е). Промокните излишки раствора стерильными ватными аппликаторами, так как гепарин может впитаться и вызвать кровотечение из швовых линий.
10. С помощью микроножниц раскройте аорту по длинной оси, чтобы она соответствовала размеру донорской аорты. IVC не открывается в этом месте и не пытайтесь создать плоскость между IVC и аортой; Это приведет к кровотечению.
11. Правильная ориентация сердца донора во время анастомоза имеет решающее значение (Рисунок 5F). Ориентируйте донорское сердце для анастомоза таким образом, чтобы передняя поверхность правого желудочка была обращена к потолку, верхушка – вправо от оператора, а донорская аорта находилась немного ниже легочной артерии. Такая ориентация приводит к меньшему напряжению анастомоза легочной артерии.
    1. Анастомоз аорты: используйте игольчатый наконечник с заостренным концом и прецизионный пинцет для микрососудистого анастомоза. Выполняйте анастомозы с 8-0 Монофиламентный шов на конической игле 4 мм, нагруженной на иглодержатель с наконечником 0,3 мм со снятым фиксатором иглы-драйвера, для предотвращения случайного травмирования тканей при блокировке и разблокировке.
    2. Наложите шов на аортальный анастомоз в положении «6 часов». Это делается для обеспечения симметричной и гемостатической линии швов. Затем начните анастомоз в положении «12 часов» снаружи внутрь на донорской аорте и изнутри наружу на аорте реципиента (рис. 6A, B). Оставьте только 5-7 см рабочего шва и усеките остаток.
    3. Двигайтесь против часовой стрелки, двигайтесь на короткие расстояния к положению «6 часов», а затем завершите анастомоз против часов до положения «12 часов», перевернув сердце влево (рис. 6C).
    4. Перед завязыванием проверьте, нет ли ослабленной линии швов.
       ПРИМЕЧАНИЕ: Безопасный анастомоз должен быть симметричным и должен приближаться к донорской и реципиентной интиме без разрывов.
    5. Анастомоз легочной артерии: освободить легочную артерию от аорты и направить ее для анастомоза к НПВ без перекрутов. Подготовьте объем крови реципиента для наполнения сердца донора и предотвращения гипотензии путем введения 3-5 мл подкожного (затылка) физиологического раствора.
    6. Следите за дыхательным паттерном крысы и снижайте дозу изофлурана с 2,0% до 1,5% по мере того, как анастомоз легочной артерии близок к завершению.
    7. Вскройте головную голову НПВ по отношению к аортальному анастомозу с помощью микроножниц радужной оболочки глаза (рис. 6В). Используйте 0,2-0,3 мл физиологического раствора для промывания НПВ. Будет видно небольшое количество тромбов; Тщательно промойте их.
    8. В отличие от аортального анастомоза, легочный анастомоз начинают без наложения шва; Это будет препятствовать воздействию. Начните с положения «12 часов», двигая иглой снаружи внутрь на донорской легочной артерии и изнутри наружу на реципиентной НПВ. Завяжите шов и сначала завершите анастомоз задней стенки по часовой стрелке.
    9. Оказавшись в положении «6 часов», продолжайте накладывать шов по часовой стрелке, пока не будет достигнуто положение «12 часов», а затем завяжите его на коротком конце шва от предыдущего завязки. Следите за тем, чтобы не защемить анастомоз, так как любое сужение ограничит венозный отток от сердца. В среднем, для завершения обоих анастомозов требуется 30 минут или меньше.
    10. Поместите небольшие кусочки рассасывающегося гемостата поверх анастомоза, чтобы остановить кровотечение из отверстий от игл.
    11. Разжимайте сосуды и при необходимости добавляйте больше рассасывающихся гемостатиков в отверстия от игл (Рисунок 6E). Трансплантированное сердце начинает биться с редкими фибрилляциями, прежде чем оно возобновит ритмичное дыхание. Оставьте рассасывающееся кровоостанавливающее средство на месте на 5 минут, пока сердце бьется и нет явного кровотечения.
    12. После того, как гемостаз будет удовлетворен (~3-5 минут), используйте стерильные ватные аппликаторы для удаления излишков рассасывающегося гемостата, промывайте физиологическим раствором и возвращайте кишечник обратно в брюшную полость (Рисунок 6F). Поместите сальник поверх анастомоза, чтобы помочь гемостазу.
    13. Закройте брюшную стенку в два слоя монокрилом 5-0 на режущей игле 13 мм, сначала замкнув белую линию, а затем закройте кожу (рисунок 6G, H).

4. Восстановление и мониторинг

1. По завершении закрытия живота переверните крысу на живот на теплую подушку для восстановления. Продолжайте прием изофлурана через носовой конус в конусе в конусной конусной конусности в конусной конусности в течение 5 минут, затем прекратите.
2. Как только спонтанное дыхание станет регулярным, переместите крысу в чистую клетку для восстановления и положите ее на теплую подушку, чтобы продолжить процесс восстановления. Резкие движения крысы приведут к риску кровотечения или перекручиванию анастомоза. Анальгетик длительного действия, вводимый перед началом операции, значительно облегчает плавный процесс восстановления.

5. Заготовка и трансплантация контрольного бьющегося сердца

1. Закупите контрольное донорское сердце с работающим сердцем (КБД) в качестве контроля для оценки качества донорского сердца при отсутствии ишемии.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Донор КБД проходит все этапы, которые были описаны для сердца с ДКБ, за исключением прекращения вентиляционной поддержки. Сердца CBD получаются во время биения и полностью поддерживаются аппаратом искусственной вентиляции легких. Введение кардиоплегии останавливает сердце, а закупка и трансплантация завершаются таким же образом, как описано для сердца с DCD.

6. Оценка функции трансплантированного сердца:

1. Через заранее определенный интервал с момента трансплантации сердца (от 24 ч до 14 дней) сделайте анестезию крысу-реципиента (3% ингаляция изофлурана), положите ее на теплую подушку лежа на спине и откройте разрез брюшной полости, чтобы обнажить трансплантированное сердце.
2. Поместите катетер с баллонным наконечником через верхушку левого желудочка, чтобы измерить развившееся давление (DP), max +dP/dt и минимальное −dP/dt.
   ПРИМЕЧАНИЕ: В данном случае в качестве системы сбора данных для измерения артериального давления была использована станция PowerLab.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Результаты

От 24 до 14 дней после гетеротопической трансплантации сердца брюшная полость может быть вновь открыта, и сердце может быть подвергнуто воздействию для измерения давления, развиваемого левым желудочком. Катетер с баллонным наконечником вводится в левый желудочек серд...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Обсуждение

Для успешной гетеротопической крысы HTx с DCD крайне важно, чтобы была установлена тщательная и продуманная организация эксперимента. Детальная установка учитывает несколько факторов, в том числе: 1) выбор молодых крыс в качестве доноров DCD, 2) использование изофлурана в ?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Материалы

Name	Company	Catalog Number	Comments
5-0 nylon suture polyamide monofilament	Aros Surgical	SP17A05N-45
5-0 silk suture	Surgical Specialties	SP116
8-0 monofilament suture	Aros Surgical	T06A08N14-13
Autoclave	Steris	Amsco Lab 250
BD Insulin Syringe with Detachable Needle 1 mL Syringes	Fisher Scientific	14-820-28
BD Syringe with Luer-Lok Tips (Without Needle) 10 mL Syringes	Fisher Scientific	14-823-16E
Belzer University of Wisconsin cold storage solution	Bridge to Life Northbrook IL USA		Adenosine 1.34 g/L, Allopurinol 0.136 g/L, Glutathione 0.922 g/L, Lactobionic Acid (as Lactone) 35.83 g/L, Magnesium Sulfate heptahydrate 1.23 g/L, Pentafraction 50 g/L, Potassium Hydroxide 5.61 g/L, Potassium Phosphate monobasic 3.4 g/L, Raffinose pentahydrate 17.83 g/L
Buprenorfin SR Lab	Zoopharm LLC
Debakey atraumatic pediatric multi-angle vascular clamp	Aesculap	F341T
Exel International Disposable Safelet I.V. Catheters 14 G	Fisher Scientific	14-841-10
Exel International Disposable Safelet I.V. Catheters 22 G	Fisher Scientific	14-841-20
Fogarty catheter size 4F	Edwands Lifesciences	120404F
Forceps with curved tips	Accurate Surgical & Scientific Instruments Corporation	ASSI.228
Gaymar Heating pump	Braintree Scientific, Braintree, MA, USA	TP700
Germinator-500	Braintree Scientific
Heparin Sodium Injection, USP 1,000 U/mL	Pfizer	NDC 0069-0137-01
Iris micro-scissors with straight tips	Accurate Surgical & Scientific Instruments Corporation	ASSI.5253
Isoflurane USP	Patterson Veterinary	NDC 14043070406
Ketamine HCl 100 mg/mL	Henry Schein	NDC 6745710810
Lidocaine HCl 2%	Aspen Veterinary	07-892-4325
McKesson General Medical 6IN Q-TIPS 2STER WOOD 100/PACK	Fisher Scientific	NC0650323	sterile cotton tip applicators
Micro-scissors, right angle and curved tips	Braintree Scientific	SC-MS 154
Needle holder	Accurate Surgical & Scientific Instruments Corporation	ASSI.BSL158	with the lock mechanism removed
Normal Saline	Baxter Infusion supplies
PowerLab station	AD Instruments, Denver, CO		data acquisition system
Sodium Hydroxide/Hydrochloric Acid			adjust the solution to pH 7.4
Sprague Dawley rats			male, 8–16 weeks of age, <400 g in weight
Surgical Microscope	Leika	Model M525 F40
Surgicel	Ethicon		absorbable hemostat
Temperature probe Therma Waterproof Type T High Precision Thermocouple Meter	Thermoworks	THS-232-107
Tweezers with high precision point	Excelta	17-456-109
Vecuronium Bromide	Sigma-Aldrich	PHR1627	diluted in PBS for 100 mg/mL
Ventelite	Harvard Apparatus, Holliston, MA, USA
Xylazine 100 mg/mL	Pivetal Anased	NDC 04606675002