JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Этот протокол описывает выделение фотосистемы I (PSI) - Light Gatheringing Complex I (LHCI) из тканей растений. PSI вместе с PSII отвечает за преобразование света в химическую энергию в кислородных фотоавтотрофах и имеет квантовую эффективность ~1, что делает его мишенью для изучения передачи энергии, управляемой светом.

Аннотация

Этот метод используется для изоляции фотосистемы I (PSI) вместе с Светособирающим комплексом I (LHCI), его родной антенной, от растений. PSI-LHCI представляет собой большой мембранный белковый комплекс, координирующий сотни факторов сбора света и транспорта электронов, и является самой эффективной системой сбора света, найденной в природе. Фотоны, поглощенные четырьмя антенными белками LHCA, составляющими LHCI, переносятся посредством экситонного взаимодействия в реакционный центр ядра PSI и используются для облегчения светоуправляемого разделения зарядов через тилакоидную мембрану, обеспечивая восстановительную мощность и энергию для фиксации углерода у фотоавтотрофных организмов. Высокая квантовая эффективность PSI делает этот комплекс отличной моделью для изучения передачи энергии, управляемой светом. В этом протоколе растительная ткань механически гомогенизируется, а хлоропласты отделяются от объемного клеточного мусора путем фильтрации и центрифугирования. Затем выделенные хлоропласты осмотически лизируют, а тилакоидные мембраны восстанавливают с помощью центрифугирования и растворяют с использованием детергента n-додецил-бета-мальтозида. Растворенный материал загружают на анионообменную колонну для сбора большей части хлорофиллсодержащих комплексов. Более крупные комплексы выпадают в осадок из раствора, ресуспендируются в небольшом объеме и нагружаются сахарозными градиентами для разделения основных хлорофиллсодержащих комплексов. Полученные фракции градиента сахарозы характеризуются для идентификации зоны интереса, содержащей PSI-LHCI. Этот протокол очень похож на протокол, используемый при кристаллизации PSI-LHCI растений с некоторыми упрощениями и опирается на методы, разработанные в течение многих лет в лаборатории Натана Нельсона.

Введение

Кислородный фотосинтез является одной из важнейших химических реакций на нашей планете. Преобразование света в химическую энергию происходит в реакционных центрах двух фотосистем: фотосистемы I (PSI) и фотосистемы II (PSII)1 (рис. 1A). PSI — это большой, высококонсервативный мультисубъединичный пигментно-белковый комплекс, который развился более 3,5 миллиардов лет назад2,3 миллиарда лет. Этот комплекс, содержащий приблизительно 100 молекул хлорофилла и около 20 каротиноидов, облегчает перенос электронов через тилакоидную мембрану от пластоцианина к ферредоксину, действуя как конечный акцептор электронов фотосинтетической цепи переноса электронов 1,4,5 (рис. 1B, C). У растений такое разделение зарядов, вызванное светом, является результатом передачи световой энергии как от пигментов ядра антенны PSI, так и от пигментов периферических антенн комплекса сбора света I (LHCI) к реакционному центру PSI (рис. 1D). LHCI представляет собой специфичный для PSI антенный комплекс внутри тилакоидной мембраны, состоящий из четырех хлорофиллов a/b, связывающих антенные белки LHCA 6,7.

figure-introduction-1559
Фотосинтетическая цепь переноса электронов и общая структура комплекса PSI-LHCI. (A) Фотосинтетическая цепь переноса электронов содержит четыре основных фотосинтетических комплекса, связанных с мембраной, и три растворимых переносчика электронов. Поток электронов (красные стрелки) через транспортную цепь и закачка протонов (черные стрелки) в просвет используются для создания восстановительной мощности (NADPH) и производства АТФ для фиксации углерода 37,38,39,40. Создано с помощью Biorender.com. (Б) Структура растения PSI-LHCI с просветной стороны. PsaA и PsaB являются крупнейшими субъединицами PSI и составляют ядро комплекса. LHCI — это светособирающий антенный комплекс, связанный с PSI и состоящий из четырех антенн, LHCA1-4. (C) Комплекс PSI-LHCI координирует более 150 лигандов. Здесь показаны хлорофиллы (зеленый), каротиноиды (розовый), хиноны (фиолетовый), липиды (оранжевый) и кластеры FeS реакционного центра желтого/оранжевого цвета. (D) Реакционный центр PSI расщепляется на две ветви (A и B), начиная с P700, специальной пары хлорофиллов реакционного центра, переходящей в два акцессорных хлорофилла (A-1A/B), за которыми следует еще одна пара хлорофиллов (A,0A/B). За этими хлорофиллами следует филлохинон (A1A/B или QA/B в некоторых публикациях) в каждой ветви, прежде чем соединиться в железо-серном кластере Fx, за которым следуют еще два кластера, FA и FB, координируемые субъединицей PsaC. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

Первое выделение PSI из растений в 1966 году пролило свет на различия в содержании светособирающего пигмента между PSI и PSII, показав, что PSI был сильно обогащен β-каротином по сравнению с PSII и что цитохромы f и b6 (часть комплексов цитохрома b6f) не тесно связаны с PSI, но слабо связаны внутри тилакоидной мембраны.. Девять лет спустя, при частичной денатурации выделенного PSI с помощью обработки SDS, было показано, что диссоциация малых субъединиц PSI подавляет фоторедукцию NADP+ под действием PSI, в то время как сигнал P700 и большая часть хлорофиллов остаются в пределах оставшейся частицы PSI с большой молекулярной массой, что указывает на необходимость использования некоторых малых субъединиц PSI для полноценной биологической функции и местонахождение реакционногоцентра PSI. Исследование связи между ядром PSI и LHCI было впервые опубликовано в начале 1980-х годов, когда были обнаружены выделения разноразмерных видов PSI, содержащих различные соотношения хлорофилла A и P700, что позволяет предположить ассоциацию PSI с хлорофилл-содержащей периферийной антенной системой 10,11,12,13. Однако только в 2003 году была опубликована первая кристаллическая структура растения PSI14. Кристаллическая структура растения PSI-LHCI показала замечательную связь между ядром PSI растений и цианобактериями и дала первое представление о расположении хлорофилла в ядре PSI растения и антенне LHCI, что способствовало пониманию путей передачи энергии в комплексе PSI-LHCI14 растения. За последнее десятилетие было определено больше растительных структур PSI-LHCI, что добавило детали атомных уровней к структурному описанию сверхкомплекса 15,16,17,18,19.

PSI не только имеет квантовую эффективность, близкую к единице, но и может похвастаться самым отрицательным восстановительным потенциаломв природе 20,21. Полное понимание PSI-LHCI и его свойств имеет важное значение для понимания передачи энергии под действием света и применения биологических решений в будущих технологиях сбора света. Чтобы углубить понимание того, как PSI-LHCI и его многочисленные субъединицы могут достигать такого эффективного преобразования энергии, комплексы, изолированные для исследования, должны быть активными и цельными. Этот протокол позволяет проводить щадящую очистку комплекса в этом активном состоянии22,23.

При этом методе происходит механическое разрушение растительных тканей и выделение хлоропластов, содержащих фотосинтетическую цепь переноса электронов, путем центрифугирования. Тилакоидные мембраны отделяются после лизиса гипотонических хлоропластов и затем растворяются с помощью детергента n-додецил-бета-мальтозида (β-ДДМ). Солюбилизированные мембранные комплексы, содержащие хлорофилл, разделяют с помощью анионообменной хроматографии, а PSI-LHCI дополнительно отделяют с помощью центрифугирования с сахарозным градиентом. После удаления из градиента и после характеризации как с помощью спектроскопии, так и с помощью электрофореза полиакриламидного геля додецилсульфата натрия (SDS-PAGE) комплекс может быть подготовлен для дальнейших экспериментов. Эта процедура используется для очистки комплекса PSI-LHCI от растений без использования каких-либо аффинных меток. С незначительными модификациями он может быть адаптирован для получения комплекса из других организмов, стабилизировать альтернативные комплексы PSI или другие комплексы фотосинтетической цепи переноса электронов. Аналогичные протоколы были использованы для получения комплекса PSI, пригодного для структурного анализа с высоким разрешением 23,24,25,26,27,28,29,30.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

протокол

1. Приготовление тилакоидных оболочек из листьев шпината

  1. Работайте на льду и по возможности избегайте воздействия света. Низкая освещенность является достаточной, если поддерживаются высокие концентрации хлорофилла и принимаются меры к тому, чтобы образцы были максимально закрыты. Выполняйте все этапы центрифугирования при температуре 4 °C, если не указано иное.
  2. Удалите стебли из листьев шпината (500 г) с помощью ножниц, аккуратно вдавите листья в блендер и полностью покройте ледяной сахарозой, трицином, буфером NaCl (STN) (табл. 1). Гомогенизируйте растительную ткань в буфере STN в течение 10 с дважды (всего 20 с), оставляя 10 с между импульсами для предотвращения перегрева с использованием настройки импульсов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Типичное соотношение буфера к листьям составляет 1 л буфера STN на 500 г листьев шпината.
  3. Отфильтруйте мусор клеток через восемь слоев марли, закрепив слои марли над большим охлажденным стаканом или другой емкостью и вылив смешанную смесь через ткань. Используйте стеклянный стержень или ложку, чтобы перемешать клеточный мусор в фильтре, чтобы позволить лизату пройти.
  4. Гранулированные хлоропласты из клеточного лизата методом центрифугирования при 1000 х г в течение 9 мин. Ресуспендировать хлоропласты в 1 л гипотонического буфера (табл. 1). Чтобы ресуспендировать хлоропласты, используйте пипетку или закрученную гранулу хлоропласта в буфере и перенесите в тканевый измельчитель или аналогичный гомогенизатор соответствующего размера.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Воздействие гипотонического раствора и ресуспендирование в тканевом измельчителе лизирует хлоропласты.
  5. Центрифуга в течение 2 мин при 500 х г для удаления крахмала (собранного в виде белой гранулы). Аккуратно ресуспендируйте весь зеленый материал, который попал обратно в надосадочную жидкость, с помощью пипетки или небольшой кисточки, избегая при этом повторного суспензирования крахмала, насколько это возможно. Центрифугируйте раствор при давлении 12 000 x g в течение 10 мин для гранулирования тилакоидных мембран.
  6. Ресуспендируйте гранулированные мембраны в минимальных количествах буфера ресуспензии с высоким содержанием солей (Таблица 1), достаточно только для того, чтобы ресуспендировать мембраны с помощью пипетки или небольшой кисточки для рисования и гомогенизации с помощью гомогенизатора, как показано на шаге 1.4. Центрифуга при 8000 х г в течение 10 мин.
  7. Ресуспендировать, как и раньше, в минимальных количествах буфера STN2 (табл. 1), достаточных только для ресуспендирования мембран и измерения содержания хлорофилла с помощью УФ-ВИД спектрофотометра. Определяют концентрацию хлорофилла путем разведения образца на 1/1000 в 80% растворе ацетона и по методу Porra et al.31.
  8. Отрегулируйте желаемую концентрацию хлорофилла, обычно 3 мг/мл, равномерно добавив буфер STN2 и аликвоту в две или три центрифужные пробирки. Ожидаемый урожай с 500 г листьев составляет около 200 мг хлорофилла, но ожидаются вариации в зависимости от состояния исходного материала. Заморозьте при -80 °C до готовности к мембранной солюбилизации. Замороженные на этой стадии мембраны стабильны не менее 6 месяцев.

2. Мембранная солюбилизация

  1. Солюбилизируйте тилакоидные мембраны β-ДДМ. Добавьте достаточное количество моющего средства из запаса 10% β-ДДМ, чтобы достичь соотношения β-ДДМ к хлорофиллу 6:1. Выдерживать на льду в течение 30 минут. Осторожно перемешивайте каждые 5-10 минут, медленно переворачивая трубку несколько раз.
  2. Центрифугируйте при давлении 120 000 x g в течение 30 мин с помощью ультрацентрифуги для удаления нерастворимого материала. Выбросьте гранулу и сохраните надосадочную жидкость для последующих шагов.

3. Элюирование с помощью колонки с диэтиламиноэтилом (ДЭАЕ)

  1. Подготовьте анионообменную колонку из расчета 1,5 мл слоя на 1 мг общего хлорофилла в солюбилизированном образце. Подготовьте колонну и запустите при температуре 4 °C. Вылейте смолу в столбик, закрепленный на кольцевой подставке. Дайте смоле осесть, добавляя воду или буфер с низким содержанием соли в колонке, чтобы предотвратить высыхание колонны. Убедитесь, что на столбце нет пузырей, а верхняя часть плоская и ровная.
  2. Промойте колонку двумя объемами колонны (CV) буфера с низким содержанием солей в колонке (Таблица 1) и загрузите надосадочную жидкость из шага 2.2 в колонку. Дайте надосадочной жидкости полностью вбежать в колонку, прежде чем двигаться дальше.
  3. Промойте колонку в одном CV колонны с низким содержанием соли в буфере.
  4. Элюирование с использованием линейного градиента NaCl с буферами колонки с низким содержанием соли и высоким содержанием солей (5-250 мМ NaCl; Таблица 1) производится в общем объеме шесть CV (т.е., если объем слоя колонки составляет 30 мл, используют 90 мл буфера с низким содержанием солей и 90 мл буфера с высоким содержанием солей).
    1. Наполните два стакана буферами с низким и высоким содержанием соли. Капая буфер с низким содержанием соли в колонку, создайте солевой мост между буферами с высоким и низким содержанием соли, используя трубку, наполненную водой, чтобы постепенно перемешать их. Используйте мешалку, чтобы убедиться, что буфер с высоким содержанием соли, перемещающийся в буфер с низким содержанием соли, смешивается перед тем, как капнуть в колонку. Это гарантирует, что градиент NaCl будет линейным. Начните собирать дроби.
  5. Соберите 4 мл фракций (для типичного эксперимента с примерно 35 мг хлорофилла) и соедините темно-зеленые фракции, покрытые вокруг последней трети градиента (рис. 2A).

4. Осаждение полиэтиленгликоля (ПЭГ)

  1. К объединенным фракциям хлорофилла медленно добавляйте PEG6000 до конечной концентрации 8%. Концентрация ПЭГ может немного варьироваться; Если после достижения 8 осадков осадки не наблюдаются, увеличивайте концентрацию ПЭГ с шагом 2% до тех пор, пока не появятся осадки (раствор помутнеет).
  2. Центрифугируйте при давлении 3,214 х г в течение 5 мин. Полностью выбросьте надосадочную жидкость; Полное удаление всех остатков ПЭГ имеет важное значение для достижения хорошей солюбилизации на следующем этапе. Ресуспендируйте зеленый осадок в 2-5 мл буфера для ресуспензии после колонки (табл. 1).
  3. Чтобы убедиться, что тилакоиды были полностью вымыты из ПЭГ, открутите небольшую аликвоту ресуспендированного материала в настольной центрифуге при температуре 18 407 x g при 4 °C в течение 5 минут, чтобы убедиться, что материал растворим. На этом этапе допустим небольшой зеленый осадок, но большинство, если не все, хлорофилл должен остаться в растворе. Сохранить растворимую фракцию.

5. Приготовление градиентов сахарозы

  1. Приготовьте 10%-30% прерывистые градиенты сахарозы в пять слоев (10%, 15%, 20%, 25% и 30%) с буфером для градиента сахарозы (Таблица 1). Соберите градиенты сахарозы, тщательно распределив фракции сахарозы в полиалломерной центрифужной пробирке, начиная с 30% слоя и заканчивая 10% слоем. Отрегулируйте объем каждого слоя так, чтобы в верхней части пробирки было достаточно свободного места для загрузки желаемого объема образца.
  2. Загрузите образцы из растворимого материала из шага 4.2 в градиенты сахарозы. Загрузите в одну пробирку достаточное количество образца, равного 170 мкг хлорофилла, и 420 мкг хлорофилла в другую, чтобы получить градиенты при разных концентрациях для оценки однородности каждой полосы (рис. 3A).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Количество добавляемого образца является произвольным, но обычно подходит диапазон от 150 до 500 мкг хлорофилла.
  3. Центрифугируйте градиенты при давлении 100 000 x g в течение 16 часов, чтобы разделить различные комплексы в образце.

6. Удаление фракций сахарозы и осаждения ПЭГ

  1. После центрифугирования удалите градиенты с ротора и сделайте снимки трубок с помощью цифровой камеры или мобильного телефона. Изолируйте фракции, проколов иглой трубки на дне, а затем медленно сливая содержимое. Соберите различные фракции, содержащие хлорофилл, в центрифужные пробирки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: При желании образцы могут быть аликвотированы и заморожены для последующего анализа.
  2. Для некоторых применений желательно удаление сахарозы. Чтобы удалить сахарозу, используйте второй этап осаждения ПЭГ (или гелевой фильтрации). Отрегулируйте концентрацию NaCl во фракции PSI-LHCI до 120 мМ и добавьте PEG6000 до конечной концентрации 10%.
  3. Центрифугируйте образец в настольной центрифуге при давлении 18 407 x g при 4 °C в течение 5 минут. Ресуспендируйте зеленую гранулу в 30 мМ Tricine-NaOH pH 8,0, 50 мМ NaCl и 0,05% β-ДДМ.
  4. Центрифугируйте образец в настольной центрифуге при температуре 18 407 x g при 4 °C в течение 5 минут, чтобы убедиться, что весь материал остается в растворе.

7. Измерение содержания P700 PSI

ПРИМЕЧАНИЕ: Этот метод может быть использован для быстрого анализа PSI.

  1. Разбавьте образцы до наружного диаметра680 1-1,5 и инкубируйте в темноте с 10 мМ аскорбиновой кислотой в течение 1 ч для полного снижения P700.
  2. Измерьте спектр поглощения образца с помощью УФ-ВИД спектрометра. Измеряйте поглощение в диапазоне от 650 нм до 750 нм с интервалом данных 0,50 нм и скоростью сканирования 60 нм/мин для определения содержания P700.
  3. Подвергните образец воздействию яркого света (350 мкм фотонов/м2/с) и снова измерьте спектр во время экспозиции.
  4. Вычтите темный спектр из светового, чтобы увидеть, как P700 обесцвечивается на длине волны около 702 нм у растений.
  5. Определите содержание P700, используя поглощение при 700 нм и коэффициент экстинкции 64/мМоль/см, как описано в Hiyama and Ke 32,33,34.
  6. Измерьте общее количество хлорофилла (хлорофилла А и хлорофилла В) с помощью метода, описанного в Porra et al.31. Используйте эти концентрации для определения соотношения хлорофилла к P700.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Результаты

Этот протокол используется для выделения и определения характеристик активного PSI-LHCI из растительных тканей в течение трех дней. PSI-LHCI очищается путем выделения тилакоидных мембран растений, которые затем растворяются β-ДДМ. Типичный урожай на этапе мембранной подго?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Обсуждение

Используя этот протокол, комплекс PSI-LHCI из растительных тканей может быть очищен в его активном состоянии. Здесь использовались листья шпината, но эти методы можно применять и к заготовкам из различных растений23,40. Во всех случаях при вы...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Раскрытие информации

У авторов нет конфликта интересов, который можно было бы раскрыть.

Благодарности

Y.M. выражает признательность за поддержку со стороны Национального научного фонда в рамках Гранта No 2034021 и Министерства энергетики США, Управления по науке, Управления фундаментальных энергетических наук, Отдела химических наук, наук о Земле и биологических наук в рамках Гранта No. DE-SC0022956. C.G. поддерживается Национальным научным фондом в рамках премии No 00036806.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
15 mL Falcon tubeVWR62406-200Used for storing thylakoids
Bio rad Econo-Column 1.5 X 30 cmbiorad7374153
Cheesecloth grade 50, 100% cottonArkwright LLCB07D1FZZMBFrom Amazon
Glass rodsMillipore SigmaBR135825Any similar rod will suffice
Low profile 64 oz vitamix blenderVitamix
NaClSigma-AldrichS7653
Open top polyallomer centrifugation tubesSeton Scientific5030
Optima XE Ultracentrifugebeckman coulterA94471
Polyethylene glycol 6,000Hampton ResearchHR2-533
Potter-Elvehjen Tissue Grinder, 30 ml.WHEATON358049
SucroseSigma-AldrichS7903
SW 40 Tibeckman coulter331301
TOYOPEARL DEAE-650CTosoh Bioscience7988
TricineSigma-AldrichT0377
β-DDMGlycon - Biochemicals GmbHD97002Stored as 10% stocks at -20 °C

Ссылки

  1. Nelson, N., Junge, W. Structure and energy transfer in photosystems of oxygenic photosynthesis. Annual Review of Biochemistry. 84, 659-683 (2015).
  2. Fischer, W. W., Hemp, J., Johnson, J. E. Evolution of oxygenic photosynthesis. Annual Review of Earth and Planetary Sciences. 44 (1), 647-683 (2016).
  3. Yoon, H. S., Hackett, J. D., Ciniglia, C., Pinto, G., Bhattacharya, D. A molecular timeline for the origin of photosynthetic eukaryotes. Molecular Biology and Evolution. 21 (5), 809-818 (2004).
  4. Busch, A., Hippler, M. The structure and function of eukaryotic photosystem i. Biochimica et Biophysica Acta - Bioenergetics. 1807 (8), 864-877 (2011).
  5. Rochaix, J. D. Regulation of photosynthetic electron transport. Biochimica et Biophysica Acta - Bioenergetics. 1807 (3), 375-383 (2011).
  6. Croce, R., Morosinotto, T., Castelletti, S., Breton, J., Bassi, R. The Lhca antenna complexes of higher plants photosystem I. Biochimica et Biophysica Acta-Bioenergetics. 1556 (1), 29-40 (2002).
  7. Croce, R., Van Amerongen, H. Light-harvesting in photosystem I. Photosynthesis Research. 116 (2-3), 153-166 (2013).
  8. Anderson, J. M., Boardman, N. K. Fractionation of the photochemical systems of photosynthesis I. Chlorophyll contents and photochemical activities of particles isolated from spinach chloroplasts. Bibliotek for Laeger. 112 (3), 403-421 (1966).
  9. Bengis, C., Nelson, N. Purification and properties of the photosystem I reaction center from chloroplasts. Journal of Biological Chemistry. 250 (8), 2783(1975).
  10. Lam, E., Ortiz, W., Malkin, R. Chlorophyll a/b proteins of Photosystem I. FEBS Letters. 168 (1), 10-14 (1984).
  11. Kuang, T. Y., Argyroudi-Akoyunoglou, J. H., Nakatani, H. Y., Watson, J., Arntzen, C. J. The origin of the long-wavelength fluorescence emission band (77°K) from photosystem I. Archives of Biochemistry and Biophysics. 235 (2), 618-627 (1984).
  12. Mullet, J. E., Burke, J. J., Arntzen, C. J. A developmental study of Photosystem I peripheral chlorophyll proteins. Plant Physiology. 65 (5), 823-827 (1980).
  13. Mullet, J. E., Burke, J. J., Arntzen, C. J. Chlorophyll a/b proteins of Photosystem I. Plant Physiology. 65 (5), 814-822 (1980).
  14. Ben-Shem, A., Frolow, F., Nelson, N. Crystal structure of plant photosystem I. Nature. 426 (6967), 630-635 (2003).
  15. Mazor, Y., Borovikova, A., Nelson, N. The structure of plant photosystem I super-complex at 2.8 A resolution. eLife. 4, 07433(2015).
  16. Qin, X., Suga, M., Kuang, T., Shen, J. R. Photosynthesis. Structural basis for energy transfer pathways in the plant PSI-LHCI supercomplex. Science. 348 (6238), New York, N.Y. 989-995 (2015).
  17. Mazor, Y., Borovikova, A., Caspy, I., Nelson, N. Structure of the plant photosystem I supercomplex at 2.6 resolution. Nature Plants. 3, 17014(2017).
  18. Pan, X., et al. Structure of the maize photosystem I supercomplex with light-harvesting complexes I and II. Science. 360 (6393), New York, N.Y. 1109-1113 (2018).
  19. Wang, J., et al. Structure of plant photosystem I−light harvesting complex I supercomplex at 2.4 Å resolution. Journal of Integrative Plant Biology. 63 (7), 1367-1381 (2021).
  20. Jensen, P. E., et al. function, and regulation of plant photosystem I. Biochimica et Biophysica Acta - Bioenergetics. 1767 (5), 335-352 (2007).
  21. Nelson, N. Plant photosystem I - The most efficient nano-photochemical machine. Journal of Nanoscience and Nanotechnology. 9 (3), 1709-1713 (2009).
  22. Amunts, A., Toporik, H., Borovikova, A., Nelson, N. Structure determination and improved model of plant photosystem I. Journal of Biological Chemistry. 285 (5), 3478-3486 (2010).
  23. Gorski, C., et al. The structure of the Physcomitrium patens photosystem I reveals a unique Lhca2 paralogue replacing Lhca4. Nature Plants. 8 (3), 307-316 (2022).
  24. Perez-Boerema, A., et al. Structure of a minimal photosystem I from the green alga Dunaliella salina. Nature Plants. 6 (3), 321-327 (2020).
  25. Toporik, H., et al. The structure of a red-shifted photosystem I reveals a red site in the core antenna. Nature Communications. 11 (1), 5279(2020).
  26. Toporik, H., Li, J., Williams, D., Chiu, P. L., Mazor, Y. The structure of the stress-induced photosystem I-IsiA antenna supercomplex. Nature Structural and Molecular Biology. 26 (6), 443-449 (2019).
  27. Caspy, I., et al. Structure and energy transfer pathways of the Dunaliella Salina photosystem I supercomplex. Biochimica et Biophysica Acta - Bioenergetics. 1861 (10), 148253(2020).
  28. Naschberger, A., et al. Algal photosystem I dimer and high resolution model of PSI:plastocyanin complex. Nature Plants. 8 (10), 1191-1201 (2022).
  29. Furukawa, R., et al. Formation of a PSI-PSII megacomplex containing LHCSR and PsbS in the moss Physcomitrella patens. Journal of Plant Research. 132 (6), 867-880 (2019).
  30. Gisriel, C. J., et al. High-resolution cryo-electron microscopy structure of photosystem II from the mesophilic cyanobacterium, Synechocystis sp. PCC 6803. Proceedings of the National Academy of Sciences. 119 (1), 2116765118(2021).
  31. Porra, R. J., Thompson, W. A., Kriedemann, P. E. Determination of accurate extinction coefficients and simultaneous equations for assaying chlorophylls a and b extracted with four different solvents: verification of the concentration of chlorophyll standards by atomic absorption spectroscopy. Biochemica et Biophysica Acta. 12 (2), 103-107 (2004).
  32. Bassi, R., Simpson, D. Chlorophyll-protein complexes of barley photosystem I. European Journal of Biochemistry. 163 (2), 221-230 (1987).
  33. Hiyama, T., Ke, B. Difference spectra and excitation coefficients of P700. Biochimica et Biophysica Acta. 267 (459), 160-171 (1972).
  34. Anderson, J. M. P-700 content and polypeptide profile of chlorophyll-protein complexes of spinach and barley thylakoids. Biochimica et Biophysica Acta. 591 (1), 113-126 (1980).
  35. Caspy, I., et al. Dimeric and high-resolution structures of Chlamydomonas Photosystem I from a temperature-sensitive Photosystem II mutant. Communications Biology. 4 (1), 1-10 (2021).
  36. Caffarri, S., Kouřil, R., Kereïche, S., Boekema, E. J., Croce, R. Functional architecture of higher plant photosystem II supercomplexes. EMBO Journal. 28 (19), 3052-3063 (2009).
  37. Su, X., et al. Structure and assembly mechanism of plant C2S2M2-type PSII-LHCII supercomplex. Science. 357 (6353), 815-820 (2017).
  38. Malone, L. A., et al. Cryo-EM structure of the spinach cytochrome b 6 f at 3.6 Å resolution. Nature. 575 (7783), 535-539 (2019).
  39. Guo, H., Rubinstein, J. L. Structure of ATP synthase under strain during catalysis. Nature Communications. 13 (1), 2-10 (2022).
  40. Mazor, Y., Borovikova, A., Caspy, I., Nelson, N. Structure of the plant photosystem I supercomplex at 2.6 Å resolution. Nature Plants. 3, 17014(2017).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

IIPSI LHCIN

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены