Работа выполнена при поддержке Национального института здоровья Грант R01 GM54408 присуждена LC Гриффит. Мы хотели бы поблагодарить Фреда Вольфа за всю его помощь в проектировании наш квадрат камеры и создания нашего анализа, Фрэнк Мелло в машине Brandeis University магазин для построения нашей камере, и Дэн Валенте и Тим Lebestky за полезные разговоры относительно анализа проблем.

Часть 1: Питание и управление мух <ol><li> Мухи должны быть выращены в бутылки, содержащие дрожжи без стандартных средствах массовой информации. Вам понадобится большое количество мух, так кресты должны быть установлены соответствующие подходы. Мухи должны быть выращены в 12-часовой световой: темно цикла при 25 º C. </li><li> Мухи должны быть собраны вскоре после eclosion (1-3 дней). Мухи могут быть разработаны на этой стадии использованием диффузора углекислый газ, и должны быть отсортированы в пробирки, содержащие в автоклаве или дрожжей, свободных средств массовой информации. Мы используем только для мужчин, хранится от 10 до пробирке. </li><li> Позвольте по крайней мере день или два после использования диоксида углерода до запуска поведенческих экспериментов. Бежим летит в наши поведенческие анализ 3-5 дней после ECLOSION. </li><li> Анализы всегда должно быть сделано в течение 2-3 час же временное окно каждый день, чтобы избежать вопросов циркадный ритм. </li></ol> Часть 2: Настройка системы слежения в контролируемой среде <ol><li> Все эксперименты проводятся в комнатных условиях, который поддерживает постоянную температуру 25 ° С с 70% влажности. </li><li> Приостановить цифровую видеокамеру над областью для записи (камера направлена ​​вниз). Так как наша программа отслеживания отличие основе, мы приостанавливаем камеры на световой короб. Камера записывает видео непосредственно на Dell компьютеру через FireWire соединение. Мы используем Sharp цифровую видеокамеру, подключить к компьютеру Dell с Windows MovieMaker (Vista-версия) для видео приобретения. </li><li> Воздух импульсов будет управляться в этот протокол, так что источник потока воздуха должны присутствовать в комнате. Использование резиновой трубки, подключить источник воздуха на угольный фильтр для фильтрации воздуха. </li><li> Использование более резиновой трубки, подключите другой стороне угольный фильтр колбу через полую резиновую пробку и заполните колбу около половины дюйма воды. Это будет увлажнять воздух. </li><li> Колба также должны иметь пистолет, который будет подключаться к Y-образный клапан с помощью резиновой трубки. </li><li> Одна ветвь Y-клапан должен быть подключен к расходомера. Другая ветвь должна подавать воздух на площадь камеры передвижения. </li></ol> Часть 3: Обеспечение летит к передвижению камеры <ol><li> Квадратная камера передвижения основана на дизайне от волка и соавт. 2002 1, с добавлением небольшого лотки, чтобы предотвратить падение мух от летящих в камере. Камера должна быть разобрана, а все компоненты должны быть тщательно протирать с 70% этанола и сушат перед использованием. </li><li> Анестезия сразу до проведения поведенческого анализа может привести к нарушению работы. Чтобы избежать этого, мухи осторожно постучал в камеру помощью воронки с небольшим розетки. Для того, чтобы выход нужного размера, придают синие кончика пипетки (для P1000) до конца воронки. Используйте ножницы, чтобы отрезать самом конце наконечником пипетки, чтобы сделать открытие, достаточно большой для лететь, чтобы пройти. </li><li> Начало нашей камере небольшой кусок оргстекла помощи винтов по краям. Когда винты удаляются, дыры могут быть использованы для доставки мух в камере. Позиция оргстекло верхней так, чтобы отверстие для винта сидит прямо над внутренней камере, а не от того, где винт обычно сидит. Возьмите пробирку с мухами и поместите его вверх ногами над воронкой, которая должна быть помещена в отверстие для винта. </li><li> Не перемещайте воронку, так как это может повредить или повреждения мух. Вместо этого, мягко взрыва все камеры, воронку и все, пока все мухи внутри камеры. Этот стук должно быть сделано на коврик для мыши, чтобы поглотить шок этого стучать. Когда мухи внутри, удалите воронку, и вновь позицию топ плексигласа над винтом кровати. Затем снова винт плексигласа топ на место. </li></ol> Часть 4: Запуск опорно-двигательного Пробирной <ol><li> Как только мухи загружена правильно, пусть они акклиматизироваться в камере в течение 30 минут. Этот период акклиматизации должна состояться в контролируемых условиях (25 º С, влажности 70%), а камеры должны быть размещены в верхней части светового короба (который должен быть включен). Включите другие огни комнаты прочь. </li><li> После акклиматизации период, переключатель Y-клапан в системе воздушного потока так, что воздух будет только поток расходомера. Включите воздух, и рампы воздуха до желаемой скорости (4,0-6,0 л / мин). Мы обычно используют 5,0-5,5 л / мин, но любой скорости в этом диапазоне будет работать. </li><li> Как только желаемый воздушной скорости достигается, переключатель Y-клапан так, чтобы воздушные потоки для передвижения камеры. Время этого воздушного импульса в течение 15 секунд, а затем резко повернуть воздуха выключен. При повороте с воздуха, включите камеру в режим записи. (Эта часть нужна практика, чтобы сделать все сразу). </li><li> Остановить запись после нужное время и SAVE. Мы записываем 30 секунд испытания с частотой 10 кадров в секунду (по крайней мере 8 исследований в генотипе). </li></ol> Часть 5: Анализ Видео <ol><li> Мы используемДинамическая система анализа изображения (ДИАС) программного обеспечения 3.2 для отслеживания движения 2. Для того, чтобы использовать это программное обеспечение, мы сначала преобразовать наше видео формата AVI с Quicktime 7.5.5. </li><li> Для отслеживания мухи на основе контраста, мы используем &quot;Autotrace на пороге&quot; функции. Затем мы используем &quot;Make Путь от следа&quot;, чтобы оцифровать эти следы. </li><li> Для вывода мгновенной скорости каждого летать, мы используем &quot;Вычислить параметры&quot;, чтобы производить файл базы данных (DIAS специфику). Используя эту функцию, мы также гладкие данные с помощью &quot;5,15,60,15,5&quot; Тьюки Сглаживание Window. </li><li> Как только эта информация выдается в виде файла базы данных, он может быть открыт в Microsoft Excel. Мы используем сценарий Matlab для компиляции мгновенной скорости движения в Excel и вычислять дополнительные параметры, необходимые для понимания динамики движения и боя структуры. </li></ol> Представитель Результаты: На рисунке 1 показана представитель следы от организмы дикого типа Кантон S (рис. 1, слева) и мух нуль для dCASK ген, были получены путем скрещивания двух крупных перекрывающихся делеций (Df (3R) x307 и Df (3R) x313) (рис. 1 , правая панель). мух dCASK нулевой Ранее было показано, что проблемы с использованием опорно-двигательного Paradigm буриданова 3, а в нашей парадигмы, по сравнению с Кантона S, они показывают значительно снизилась передвижения. Мы всегда одичал организмов типа сначала, чтобы удостовериться, что условия и поведение в пределах нормы на данный день. Мы наблюдали отклонения от стандартных ответов менее чем 5% от тестирования дней. Эти различия могут быть классифицированы проблемы с параметрами нашего контролируемой среде. <img src="/files/ftp_upload/1096/figure_1.png" alt="" width="600" height="298" /> Рисунок 1. ДИАС генерируемых следы и Кантон S диких мух типа (выше, слева) и опорно-двигательного-дефицитных dCASK Null мухи генерируется из перекрывающихся делеций (выше, справа). Следы представляют собой то, что видел в видеозаписи. Обе картины contrain следы от 8-10 мух работать в течение 30 секунд в анализе отслеживания видео следующие воздуха импульса. <img src="/files/ftp_upload/1096/figure_2.png" alt="" width="600" height="438" /> Рисунок 2. Дикие мухи типа были проведены в опорно-двигательного анализа (см. выше) после импульса воздуха (фиолетовый бары) и без воздуха импульса (синий). Во всех параметров рассчитывается путем анализа программы, не было никаких существенных различий между этими двумя условиями (определяется с двумя хвостами студент т-тест). Это свидетельствует о том, что после импульса воздухе, летит передвигаться как правило, в нашей установке.

<ol>
	<li>Wolf, F. W., Rodan, A. R., Tsai, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-Resolution+Analysis+of+Ethanol-Induced+Locomotor+Stimulation+in+Drosophila.">High-Resolution Analysis of Ethanol-Induced Locomotor Stimulation in Drosophila.</a> J Neurosci. 22 (24), 11035-11044 (2002).</li><li>Soll, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+computers+in+understanding+how+animal+cells+crawl.">The use of computers in understanding how animal cells crawl.</a> International review of cytology. 163, 43-104 (1995).</li><li>Martin, J. R., Ollo, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+Drosophila+Ca2+/calmodulin-dependent+protein+kinase+(Caki)+is+localized+in+the+central+nervous+system+and+implicated+in+walking+speed.">A new Drosophila Ca2+/calmodulin-dependent protein kinase (Caki) is localized in the central nervous system and implicated in walking speed.</a> The EMBO journal. 15 (8), 1865-1876 (1996).</li><li>Levine, J. D., Funes, P., Dowse, H. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resetting+the+Circadian+Clock+by+Social+Experience+in+Drosophila+melanogaster.">Resetting the Circadian Clock by Social Experience in Drosophila melanogaster.</a> Science. 298, 2010-2012 (2002).</li></ol>

В нашей установке умеренно сильный воздушный импульс временно останавливает летать движения. Когда импульс воздух заканчивается, мухи освобождаются от этого стационарного состояния и передвигаться нормально, как показано на рисунке 2. Потому что этот импульс воздуха эффективно синх?...

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Square Chamber</td>
<td>Tool</td>
<td>Machine Shop</td>
<td>N/A</td>
<td>Design from Wolf et al. 20021</td>
</tr>
<tr>
<td>Digital Camera</td>
<td>Camera</td>
<td>Sharp</td>
<td>ViewcamZ VL-23</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Flowmeter</td>
<td>Tool</td>
<td>Cole Parmer</td>
<td>SY-32003-12</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Light Box</td>
<td>Tool</td>
<td>DNASTAR, Inc.</td>
<td>Seq-Easy</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Charcoal Filter</td>
<td>Tool</td>
<td>Fisher Scientific</td>
<td>09-744-37</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>DIAS 3.2</td>
<td>Software</td>
<td>Soll technologies</td>
<td>N/A</td>
<td>www.solltechnologies.com</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>

high-resolution video tracking of locomotion in adult drosophila melanogaster

Мухи обеспечивают важной моделью для изучения сложного поведения из-за множества генетических инструментов, доступных для исследователей в этой области. Изучение опорно-двигательного поведения в<em&gt; Дрозофилы</em&gt; Полагается на способность быть в состоянии определить количество изменений в движении во время или в ответ на поставленную задачу. По этой причине, видео высокого разрешения системы слежения, например, один мы описываем в этой работе, является ценным инструментом для измерения передвижения в режиме реального времени. Наш протокол предполагает использование начального импульса воздуха сломать мухи импульс, после чего 1 / 32 периода съемок в квадратных камеры. Программа отслеживания затем используется для расчета мгновенной скорости каждого летать в камере в 10 мс шагом. Анализ программного обеспечения, то компилирует эти данные и выдает различные параметры, такие как средняя скорость, максимальная скорость, время, проведенное в движение, ускорение, и т.д. Этот протокол будет обсуждать надлежащего кормления и мух для поведенческих задач, обработки летает без обезболивания или иммобилизация , создание контролируемой среде, и, подбегая анализа от начала до конца.

Watch this Scientific Journal Video about High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila Melanogaster at JoVE.com

High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila Melanogaster

Исследование сложного поведения в опорно-двигательного<em&gt; Дрозофилы</em&gt; Зависит от способности количественной оценки изменений в движении данного мухи. В этой статье показано, как сделать это с помощью высокого разрешения, системы слежения.

Видео высокого разрешения отслеживания передвижения у взрослых дрозофилы

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field.  Studying ...

high-resolution-video-tracking-locomotion-adult-drosophila

Research

JoVE Journal

Biology

13.4K Views.  Brandeis. Исследование сложного поведения в опорно-двигательного Дрозофилы Зависит от способности количественной оценки изменений в движении данного мухи. В этой статье показано, как сделать это с помощью высокого разрешения, системы слежения.

Video: High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila Melanogaster

Dissection of Larval CNS in Drosophila Melanogaster

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to examine the expression of various novel and marker proteins.  Staining of whole larvae is impractical because the tough cuticle prevents antibodies from penetrating inside the body cavity.  In order to stain these tissues it is necessary to dissect the animal prior to fixing and staining.  In this article we demonstrate how to dissect Drosophila larvae without damaging the CNS.  Begin by tearing the larva in half with a pair of fine forceps, and then turn the cuticle "inside-out" to expose the CNS.  If the dissection is performed carefully the CNS will remain attached to the cuticle.  We usually keep the CNS attached to the cuticle throughout the fixation and staining steps, and only completely remove the CNS from the cuticle just prior to mounting the samples on glass slides.  We also show some representative images of a larval CNS stained with Eve, a transcription factor expressed in a subset of neurons in the CNS.  The article concludes with a discussion of some of the practical uses of this technique and the potential difficulties that may arise.

In this article we demonstrate how to dissect the central nervous system from third instar Drosophila larvae.

Препарирование личинок ЦНС у дрозофилы

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to ...

High-resolution Measurement of Odor-Driven Behavior in Drosophila Larvae

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral paradigm, the experimenter usually assumes that the rapid diffusion of odorant molecules from the source leads to the creation of a stable gradient in the dish. To establish a quantitative correlation between sensory inputs and behavioral responses, it is necessary to achieve a more thorough characterization of the odorant stimulus conditions. In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

Высокое разрешение Измерение Запах-Driven Поведение в личинки дрозофилы

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral ...

Visually Mediated Odor Tracking During Flight in Drosophila

Flying insects use visual cues to stabilize their heading in a wind stream. Many animals additionally track odors carried in the wind. As such, visual stabilization of upwind tracking directly aids in odor tracking. But do olfactory signals directly influence visual tracking behavior independently from wind cues? Additionally, recent advances in olfactory molecular genetics and neurophysiology have motivated novel quantitative behavioral analyses to assess the behavioral influence of (e.g.) genetically inactivating specific olfactory activation circuits. We modified a magnetic tether system originally devised for vision experiments by equipping the arena with narrow laminar flow odor plumes. Here we focus on experiments that can be performed after a fly is tethered and is able to navigate in the magnetic arena. We show how to acquire video images optimized for measuring body angle, how to judge stable odor tracking, and we illustrate two experiments to examine the influence of visual cues on odor tracking.

Here we describe how to optimize the acquired video image for an olfactory magnetic-tether (OMT) apparatus. We also describe two sample experimental protocols for studying visuo-olfactory fusion.

Визуально опосредованного отслеживание запаха во время полета у дрозофилы

Flying insects use visual cues to stabilize their heading in a wind stream. Many animals additionally track odors carried in the wind. As such, visual ...

Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

In Drosophila melanogaster, as in other insects, a waxy layer on the outer surface of the cuticle, composed primarily of hydrocarbon compounds, provides protection against desiccation and other environmental challenges. Several of these cuticular hydrocarbon (CHC) compounds also function as semiochemical signals, and as such mediate pheromonal communications between members of the same species, or in some instances between different species, and influence behavior. Specialized cells referred to as oenocytes are regarded as the primary site for CHC synthesis. However, relatively little is known regarding the involvement of the oenocytes in the regulation of the biosynthetic, transport, and deposition pathways contributing to CHC output. Given the significant role that CHCs play in several aspects of insect biology, including chemical communication, desiccation resistance, and immunity, it is important to gain a greater understanding of the molecular and genetic regulation of CHC production within these specialized cells. The adult oenocytes of D. melanogaster are located within the abdominal integument, and are metamerically arrayed in ribbon-like clusters radiating along the inner cuticular surface of each abdominal segment. In this video article we demonstrate a dissection technique used for the preparation of oenocytes from adult D. melanogaster. Specifically, we provide a detailed step-by-step demonstration of (1) how to fillet prepare an adult Drosophila abdomen, (2) how to identify the oenocytes and discern them from other tissues, and (3) how to remove intact oenocyte clusters from the abdominal integument. A brief experimental illustration of how this preparation can be used to examine the expression of genes involved in hydrocarbon synthesis is included. The dissected preparation demonstrated herein will allow for the detailed molecular and genetic analysis of oenocyte function in the adult fruit fly.

Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

In insects, the oenocytes produce cuticular hydrocarbon compounds. These compounds protect against desiccation and facilitate chemical communication. Here we demonstrate a dissection technique used to isolate the oenocytes from adult Drosophila melanogaster, and illustrate how this preparation can be utilized to study genes involved in hydrocarbon synthesis.

Препарирование Oenocytes от взрослых Дрозофилы</em

In Drosophila melanogaster, as in other insects, a waxy layer on the outer surface of the cuticle, composed primarily of hydrocarbon compounds, provides ...

Isolation of Drosophila melanogaster Testes

The testes of Drosophila melanogaster provide an important model for the study of stem cell maintenance and differentiation, meiosis, and soma-germline interactions. Testes are typically isolated from adult males 0-3 days after eclosion from the pupal case. The testes of wild-type flies are easily distinguished from other tissues because they are yellow, but the testes of white mutant flies, a common genetic background for laboratory experiments are similar in both shape and color to the fly gut. Performing dissection on a glass microscope slide with a black background makes identifying the testes considerably easier. Testes are removed from the flies using dissecting needles. Compared to protocols that use forceps for testes dissection, our method is far quicker, allowing a well-practiced individual to dissect testes from 200-300 wild-type flies per hour, yielding 400-600 testes. Testes from white flies or from mutants that reduce testes size are harder to dissect and typically yield 200-400 testes per hour.

Isolation of Drosophila melanogaster Testes

Drosophila melanogaster testes can be rapidly and efficiently isolated from adult males using dissecting needles. With practice, one can readily isolate in one or two days an amount of testes sufficient for the analysis of DNA or RNA by high throughput sequencing or more traditional molecular biology methods or of protein for antibody- or enzyme-based assays.

Изоляция Дрозофилы Семенники

The testes of Drosophila melanogaster provide an important model for the study of stem cell maintenance and differentiation, meiosis, and soma-germline ...

Insulin Injection and Hemolymph Extraction to Measure Insulin Sensitivity in Adult Drosophila melanogaster

Conserved nutrient sensing mechanisms exist between mammal and fruit fly where peptides resembling mammalian insulin and glucagon, respectively function to maintain glucose homeostasis during developmental larval stages 1,2. Studies on largely post-mitotic adult flies have revealed perturbation of glucose homeostasis as the result of genetic ablation of insulin-like peptide (ILP) producing cells (IPCs) 3. Thus, adult fruit flies hold great promise as a suitable genetic model system for metabolic disorders including type II diabetes. To further develop the fruit fly system, comparable physiological assays used to measure glucose tolerance and insulin sensitivity in mammals must be established. To this end, we have recently described a novel procedure for measuring oral glucose tolerance response in the adult fly and demonstrated the importance of adult IPCs in maintaining glucose homeostasis 4,5. Here, we have modified a previously described procedure for insulin injection 6 and combined it with a novel hemolymph extraction method to measure peripheral insulin sensitivity in the adult fly. Uniquely, our protocol allows direct physiological measurements of the adult fly's ability to dispose of a peripheral glucose load upon insulin injection, a methodology that makes it feasible to characterize insulin signaling mutants and potential interventions affecting glucose tolerance and insulin sensitivity in the adult fly.

Insulin Injection and Hemolymph Extraction to Measure Insulin Sensitivity in Adult Drosophila melanogaster

Conserved insulin signaling pathways found in the fruit fly Drosophila melanogaster make this organism a potential tool for modeling metabolic disorders including type II diabetes. To this end, it is critical to establish physiological assays to effectively measure systemic insulin action in peripheral glucose disposal in the adult fly.

Инъекции инсулина и гемолимфы добычи для измерения чувствительности к инсулину у взрослых Дрозофилы</em

Conserved nutrient sensing mechanisms exist between mammal and fruit fly where peptides resembling mammalian insulin and glucagon, respectively function ...

Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster

Aging is a phenomenon that results in steady physiological deterioration in nearly all organisms in which it has been examined, leading to reduced physical performance and increased risk of disease. Individual aging is manifest at the population level as an increase in age-dependent mortality, which is often measured in the laboratory by observing lifespan in large cohorts of age-matched individuals. Experiments that seek to quantify the extent to which genetic or environmental manipulations impact lifespan in simple model organisms have been remarkably successful for understanding the aspects of aging that are conserved across taxa and for inspiring new strategies for extending lifespan and preventing age-associated disease in mammals.
The vinegar fly, Drosophila melanogaster, is an attractive model organism for studying the mechanisms of aging due to its relatively short lifespan, convenient husbandry, and facile genetics. However, demographic measures of aging, including age-specific survival and mortality, are extraordinarily susceptible to even minor variations in experimental design and environment, and the maintenance of strict laboratory practices for the duration of aging experiments is required. These considerations, together with the need to practice careful control of genetic background, are essential for generating robust measurements. Indeed, there are many notable controversies surrounding inference from longevity experiments in yeast, worms, flies and mice that have been traced to environmental or genetic artifacts1-4. In this protocol, we describe a set of procedures that have been optimized over many years of measuring longevity in Drosophila using laboratory vials. We also describe the use of the dLife software, which was developed by our laboratory and is available for download (<a href="http://sitemaker.umich.edu/pletcherlab/software">http://sitemaker.umich.edu/pletcherlab/software</a>). dLife accelerates throughput and promotes good practices by incorporating optimal experimental design, simplifying fly handling and data collection, and standardizing data analysis. We will also discuss the many potential pitfalls in the design, collection, and interpretation of lifespan data, and we provide steps to avoid these dangers.

Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is a powerful model organism for exploring the molecular basis of longevity regulation. This protocol will discuss the steps involved in generating a reproducible, population-based measurement of longevity as well as potential pitfalls and how to avoid them.

Измерение продолжительности жизни в<em&gt; Дрозофилы</em

Aging is a phenomenon that results in steady physiological deterioration in nearly all organisms in which it has been examined, leading to reduced ...

Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

Large quantities of DNA, RNA, proteins and other cellular components are often required for biochemistry and molecular biology experiments. The short life cycle of Drosophila enables collection of large quantities of material from embryos, larvae, pupae and adult flies, in a synchronized way, at a low economic cost. A major strategy for propagating large numbers of flies is the use of a fly population cage. This useful and common tool in the Drososphila community is an efficient way to regularly produce milligrams to tens of grams of embryos, depending on uniformity of developmental stage desired. While a population cage can be time consuming to set up, maintaining a cage over months takes much less time and enables rapid collection of biological material in a short period. This paper describes a detailed and flexible protocol for the maintenance of a Drosophila melanogaster population cage, starting with 1.5 g of harvested material from the previous cycle.

Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

This manuscript reports a detailed protocol for culturing, on a regular basis, a population of Drosophila melanogaster using a fly population cage.

Поддержание<em&gt; Дрозофилы</em&gt; Население Кейдж

Large quantities of DNA, RNA, proteins and other cellular components are often required for biochemistry and molecular biology experiments. The short life ...

Optical Cross-Sectional Muscle Area Determination of Drosophila Melanogaster Adult Indirect Flight Muscles

Muscle mass wasting, known as muscle atrophy, is a common phenotype in Drosophila models of neuromuscular diseases. We have used the indirect flight muscles (IFMs) of flies, specifically the dorso-longitudinal muscles (DLM), as the experimental subject to measure the atrophic phenotype brought about by different genetic causes. In this protocol, we describe how to embed fly thorax muscles for semi thin sectioning, how to obtain a good contrast between muscle and the surrounding tissue, and how to process optical microscope images for semiautomatic acquisition of quantifiable data and analysis. We describe three specific applications of the methodological pipeline. First, we show how the method can be applied to quantify muscle degeneration in a myotonic dystrophy fly model; second, measurement of muscle cross-sectional area can help to identify genes that either promote or prevent muscle atrophy and/or muscle degeneration; third, this protocol can be applied to determine whether a candidate compound is able to significantly modify a given atrophic phenotype induced by a disease-causing mutation or by an environmental trigger.

Optical Cross-Sectional Muscle Area Determination of Drosophila Melanogaster Adult Indirect Flight Muscles

We report a method to quantify muscle area, which is an indirect method to determine muscle mass in Drosophila adults. We demonstrate the application of our methodology by analyzing the indirect flight muscles in a Drosophila model of Myotonic Dystrophy disease.

Определение области оптических поперечных мышц Drosophila Melanogaster взрослых косвенные рейса мышц

Muscle mass wasting, known as muscle atrophy, is a common phenotype in Drosophila models of neuromuscular diseases. We have used the indirect flight ...

Oral Bacterial Infection and Shedding in Drosophila melanogaster

The fruit fly Drosophila melanogaster is one of the best developed model systems of infection and innate immunity. While most work has focused on systemic infections, there has been a recent increase of interest in the mechanisms of gut immunocompetence to pathogens, which require methods to orally infect flies. Here we present a protocol to orally expose individual flies to an opportunistic bacterial pathogen (Pseudomonas aeruginosa) and a natural bacterial pathogen of D. melanogaster (Pseudomonas entomophila). The goal of this protocol is to provide a robust method to expose male and female flies to these pathogens. We provide representative results showing survival phenotypes, microbe loads, and bacterial shedding, which is relevant for the study of heterogeneity in pathogen transmission. Finally, we confirm that Dcy mutants (lacking the protective peritrophic matrix in the gut epithelium) and Relish mutants (lacking a functional immune deficiency (IMD) pathway), show increased susceptibility to bacterial oral infection. This protocol, therefore, describes a robust method to infect flies using the oral route of infection, which can be extended to the study of a variety genetic and environmental sources of variation in gut infection outcomes and bacterial transmission.

Oral Bacterial Infection and Shedding in Drosophila melanogaster

This protocol describes methods to orally expose and infect the fruit fly Drosophila melanogaster with bacterial pathogens, and to measure the number of infectious bacteria shed following gut infection. We further describe the effect of immune mutants on fly survival following oral bacterial infection.

Устные бактериальной инфекции и осыпания в Drosophila melanogaster

The fruit fly Drosophila melanogaster is one of the best developed model systems of infection and innate immunity. While most work has focused on systemic ...