Эта работа финансировалась стипендий Стэнфордского Дин (SEJdV), Национальные институты здравоохранения Pioneer Award директора (TRC DP0035350), премии Фонда Мак-Найт ученого (TRC) и R01 EY022638 (TRC).

1. Создание Channelrhodopsin мух <ol><li> Крест UAS-ChR2 мух с Gal4 водитель по вашему выбору, мы используем G105-Gal4, которая выражается в Фома-1 нейроны в оптической доле. </li><li> Чтобы исключить возможность визуального ответ на синей световой стимуляции, как муха линии в AW фоне + norpA. </li><li> Конечный результат: W + norpA; G105-Gal4/UAS-ChR2 + </li><li> После взрослых мух eclose, положить выбранный женщин на свежие продукты питания, с добавлением 10 мкМ полностью транс-ретиналь (кофактор необходимых для ChR2) и защищенном от света месте, за 3 дня до проведения поведенческого анализа. </li></ol> 2. Сделайте 10 мкМ All-транс-ретиналь Расширение питания <ol><li> Растворите 100 мг полностью транс-ретиналь в 17,6 мл 95% этанола, чтобы сделать 20 мМ сетчатки. Храните все-транс-ретиналь, защищенном от света во все времена. </li><li> Растопить стандартной пищи лету кукурузной муки в микроволновой печи, и дайте остыть до теплого на ощупь. </li><li> Смешать 50 мкл 20 мМвсе-транс-ретиналь во флаконы по 10 мл лету пищи. </li><li> Пусть флаконы охладить и хранить в защищенном от света. </li></ol> 3. Оборудование <ol><li> Внесите советы: Стандартный 1.000 мкл советы пипетки срезают вблизи острия, создавая поры диаметром ~ 2,25 мм. </li><li> Платформа (см. Рисунок 1). <ol><li> База Delrin, 17 см х 25 см, была построена с резьбовыми отверстиями на каждом углу, чтобы соответствовать ¼ &quot;NPT разъемы шланг охлаждающей жидкости. </li><li> Вертикальный держатель, изготовленный из Delrin, присоединен к центру базы. Габаритные размеры составляют 25 мм х 40 мм х 65 мм (ширина х глубина х высота). Шириной 10 мм паз проходит вдоль держателя, с накатанной головкой на дне. Платформа крепится к верхней части держателя 25 мм X 40 мм X 10 мм, с диаметром 3,5 мм отверстие в соответствие с паз в держателе. </li></ol></li><li> Светодиодные массивы (см. Рисунок 1). <ol><li> Четыре руки шланг охлаждающей жидкости, ~ 18 см длиной, прикреплены к платформе барельефыэлектронной использованием разъема шланг охлаждающей жидкости. Шланг охлаждающей жидкости используется только в качестве структурной поддержки и не используется для целей охлаждения. </li><li> Правильно расположенные канавки нарезать последний кусочек шланга охлаждающей жидкости из каждой рукой, чтобы прикрепить радиатор к концу каждой руке. </li><li> Синий светодиод Rebel Tri-Stars устанавливается на каждый радиатор использованием нарезанные тепловой липкой ленты. Carclo 18 ° Tri-объектив прикреплен к каждой Tri-Star. </li><li> Светодиодные Tri-Stars подключены к BuckPuck DC драйверов и блока питания, как указано. Мы устроили нашу установку с каждой BuckPuck питание два Tri-Звезды в серии. </li><li> Освещение всех четырех светодиодных Tri-Звезды на 700 мА дали освещения из 713 Вт / м 2 на нашей платформе. </li></ol></li><li> Камера: камера установлена ​​на небольшой штатив и сосредоточились на верхней части платформы. </li></ol> 4. Анализ поведенческих <ol><li> Коротко обезболивания мух на льду. </li><li> Поместите отдельные мухи в пипетку советов, с помощью липкой ленты, чтобы закрытьОба конца чаевых. </li><li> После того, как мухи проснулись и активно изучают пипетки наконечник, удалите пленку и поместить пипеткой в ​​паз в вертикальный держатель. Винт используется для защиты кончика пипетки на место и закрыть нижнюю часть чаевых. </li><li> Как муха исследует пипетки чаевые (обычно 30 - 60 сек), начало записи камеры непосредственно перед муха выходит из наконечника на платформу. </li><li> После того, как муха вышли на платформу, подождите 1-2 SECO, и включить синих светодиодов. Используйте таймер вручную измерять время, пока муха начинает полет. </li></ol>

<ol>
	<li>Venken, K., Simpson, J., Bellen, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+manipulations+of+genes+and+cells+in+the+nervous+system+of+the+fruit+fly.">Genetic manipulations of genes and cells in the nervous system of the fruit fly.</a> Neuron. 72, 202-230 (2011).</li><li>Gordon, M., Scott, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motor+control+in+a+Drosophila+taste+circuit.">Motor control in a Drosophila taste circuit.</a> Neuron. 61, 373-384 (2009).</li><li>Suh, G. S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light+activation+of+an+innate+olfactory+avoidance+response+in+Drosophila.">Light activation of an innate olfactory avoidance response in Drosophila.</a> Current Biology. 17, 905-908 (2007).</li><li>Zhang, W., Ge, W., Wang, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+toolbox+for+light+control+of+Drosophila+behaviors+through+Channelrhodopsin+2-mediated+photoactivation+of+targeted+neurons.">A toolbox for light control of Drosophila behaviors through Channelrhodopsin 2-mediated photoactivation of targeted neurons.</a> European Journal of Neuroscience. 26, 2405-2416 (2007).</li><li>Nagel, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Channelrhodopsin-2,+a+directly+light-gated+cation-selective+membrane+channel.">Channelrhodopsin-2, a directly light-gated cation-selective membrane channel.</a> Proceedings of the National Academy of Science. 100, 13940-13945 (2003).</li><li>de Vries, S., Clandinin, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Loom-sensitive+neurons+link+computation+to+action+in+the+Drosophila+visual+system.">Loom-sensitive neurons link computation to action in the Drosophila visual system.</a> Current Biology. 22, 353-362 (2012).</li><li>Card, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Escape+behaviors+in+insects.">Escape behaviors in insects.</a> Current Opinion in Neurobiology. 22, 1-7 (2012).</li><li>Card, G., Dickinson, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visually+mediated+motor+planning+in+the+escape+response+of+Drosophila.">Visually mediated motor planning in the escape response of Drosophila.</a> Current Biology. 18, 1300-1307 (2008).</li><li>Fotowat, H., Fayyazuddin, A., Bellen, H. J., Gabbiani, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+neuronal+pathway+for+visually+guided+escape+in+Drosophila+melanogaster.">A novel neuronal pathway for visually guided escape in Drosophila melanogaster.</a> Journal of Neurophysiology. 102, 875-885 (2009).</li><li>Card, G., Dickinson, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Performance+trade-offs+in+the+flight+initiation+of+Drosophila+melanogaster.">Performance trade-offs in the flight initiation of Drosophila melanogaster.</a> The Journal of Experimental Biology. 211, 341-353 (2008).</li><li>Hammond, S., O'Shea, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Escape+flight+initiation+in+the+fly.">Escape flight initiation in the fly.</a> Journal of Comparative Phsyiology A. 193, 471-476 (2007).</li><li>Benzer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+mutants+of+Drosophila+isolated+by+countercurrent+distribution.">Behavioral mutants of Drosophila isolated by countercurrent distribution.</a> PNAS. 58, 1112-1119 (1967).</li><li>Bloomquist, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+of+a+putative+phospholipase+C+gene+of+Drosophila,+norpA,+and+its+role+in+phototransduction.">Isolation of a putative phospholipase C gene of Drosophila, norpA, and its role in phototransduction.</a> Cell. 54, 723-733 (1988).</li><li>Gohl, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+versatile+in+vivo+system+for+directed+dissection+of+gene+expression+patterns.">A versatile in vivo system for directed dissection of gene expression patterns.</a> Nature Methods. 8, 231-237 (2011).</li><li>Zhang, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Red-shifted+optogenetic+excitation:+a+tool+for+fast+neural+control+derived+from+Volvox+cateri.">Red-shifted optogenetic excitation: a tool for fast neural control derived from Volvox cateri.</a> Nature Neuroscience. 11, 631-633 (2008).</li></ol>

Нет конфликта интересов объявлены.

<html> Мы показали, optogenetic стимуляции побег поведения, купаясь свободно гуляющих мух в ярко-синий свет. Этот подход может быть легко адаптирована для изучения поведения в других свободно гуляющих мух, и можно масштабировать до больших платформ просто плитка светодиодных массивов мы испол?...

Растущий арсенал генетически закодирована инструменты были разработаны для работы нейронной активности в отдельных клетках дрозофилы 1. Эти инструменты позволяют неинвазивной активации или глушителей конкретных нейронов в нетронутой и свободно движущихся животных. Среди них Channelrhodopsin2 (ChR2), светло-активированных катионов канал, предлагает основные преимущества, так как он может быть временно управлять и быстро индуцированной. Когда нейроны, которые выражают ChR2 подвергаются ярко-синий (470 нм) света они быстро деполяризовать и обладают повышенной теплотехнической 3-5. Такие целевые активации специфических нейронов в свободном перемещении животных показали достаточность частности нейронов поведения, такие как CO 2 избежании 3, хоботок расширения 2,4, и гигантские волокна опосредованный ответ испуга 4. Однако, как интенсивный источник света необходимо стимулировать ChR2 также стимулировать фоторецепторы, применяя опtogenetic методов зрительной системы была ограничена. Объединив optogenetic подход с мутацией, которая ухудшает фототрансдукции, мы показали, что активация конкретного кластера нейронов в оптической доле мухи может управлять поведением побег используется, чтобы избежать столкновения 6. Большинство, если не все, визуально животные проявляют побег поведение, чтобы избежать столкновения с встречным объектов. Ходьба или стационарного мух, когда представлены надвигающегося столкновения, взлет в полете, от встречного столкновения 7-9. Эти взлетов характеризуется поднятыми крыльями до взлета и неустойчивую траекторию полета 10,11. Эта реакция отличается от гигантского волокна опосредованной реакции испуга, прыжки, которые не предшествовали поднятыми крыльями, и обычно приводят в свободном падении падение 4,9. После определения конкретного кластера ткацкий станок чувствительных нейронов в зрительных долей, Фома-1 нейроны, которые uniquЭли настроен для кодирования приближается объектов, мы стремились исследовать их участие в ткацком станке поведения побег мухи. Здесь мы демонстрируем использование optogenetics выборочно активировать эти нейроны и вызывает бегство поведение мухи. Мы используем Gal4-UAS транскрипционных активаторов системы управления экспрессией ChR2 в Фома-1 нейроны. ChR2 требует кофакторов все-транс-ретиналь и как этому можно найти в низких уровнях в Drosophila центральной нервной системы, оно должно быть дополнено в рационе мух. 3,4 Как яркий свет используется для активации ChR2 и мухи проявляют сильное поведение phototactic 12, мы стремились исключить возможность визуального ответ на стимул. Для этого мы использовали животных, которые были гомозиготных мутантных по нулевой аллель гена norpA, который кодирует одним из важнейших компонентов фототрансдукции каскада, фосфолипазы C-β. Фоторецепторов в таких мутантных мух не могут ответственD на свет 13. Чтобы проверить optogenetic стимуляции побег ответ, мы должны изолировать одну муху и купать его в ярко-синим светом. Чтобы сделать это, мы размещаем отдельные мухи в пипетки советов. Одна пипетка головка помещена в специально держателя, так что муха будет geotactically ходить кончик и выходит на прямоугольной платформе. Муха может свободно ходить на вершине этой платформы. Платформа окружен четырьмя синий светодиод массивов, каждый из которых содержит 3 светодиода, ориентированных на верхней части платформы. После того, как муха на платформе, светодиоды горят, и ответ мухи записывается с помощью высокоскоростной камеры 6.

<table border="1"><tbody><tr><td></td><td></td><td></td><td> Реагент </td></tr><tr><td> All-транс сетчатки </td><td> Предварительная научная и химической Inc </td><td> R3041 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> Оборудование </td></tr><tr><td> Радиатор 9,2 ° C / Вт </td><td> Luxeonstar </td><td> LPD30-30B </td><td> 30 мм квадратных X 30 мм </td></tr><tr><td> Carclo 18 ° Tri-объективом </td><td> Luxeonstar </td><td> 10507 </td><td></td></tr><tr><td> Синий светодиод на Rebel Tri-Star базы </td><td> Luxeonstar </td><td> MR-B0030-20T </td><td> 470 нм, 174 лм @ 700 мА. </td></tr><tr><td> 700 мА BuckPuck DC Driver </td><td> Luxeonstar </td><td> 3021-DE-700 </td><td></td></tr><tr><td> Жгут проводов для Driver BuckPuck </td><td> Luxeonstar </td><td> 3021-HE </td><td></td></tr><tr><td> Нарезанные тепловой клейкой ленты </td><td> Luxeonstar </td><td> LXT-S-12 </td><td> 20 мм базы Hex </td></tr><tr><td> Snap-Loc шланг охлаждающей жидкости, ¼ &quot;ID </td><td> McMaster-Carr </td><td> 5307K49 </td><td></td></tr><tr><td> Snap-Loc охлаждающей жидкости шланга </td><td> McMaster-Carr </td><td> 5307K39 </td><td> ¼ &quot;NPT </td></tr><tr><td> Лаборатория класс Переключение режима Программируемый источник питания постоянного тока </td><td> BK Precision </td><td> 1698 </td><td></td></tr><tr><td> Камера Exilim </td><td> Casio </td><td> EX-FH20 </td><td></td></tr></tbody></table>

optogenetic stimulation of escape behavior in drosophila melanogaster

Все большее число генетически закодирована инструменты становятся доступны, которые позволяют неинвазивным манипуляции с нейронной активности специфических нейронов дрозофилы 1. Главными среди них являются optogenetic инструменты, которые позволяют активации или глушителей конкретных нейронов в нетронутой и свободно движущихся животных с использованием яркого света. Channelrhodopsin (ChR2) является светло-активированных катионов канал, который при активации синий свет, вызывает деполяризацию нейронов, что выразить это. ChR2 была эффективна для выявления нейроны важны для конкретного поведения, такие как CO 2 избегания, хоботок расширение и гигантские волокна опосредованная реакция испуга 2-4. Однако, как яркие источники света используются для стимуляции ChR2 также стимулировать фоторецепторы, эти optogenetic методы ранее не были использованы в зрительной системе. Здесь мы объединяем optogenetic подход с мутацией, которая ухудшает фототрансдукции для демонстрацииnstrate, что активация кластера ткацкий станок-чувствительных нейронов в оптической доле мухи, Фома-1 нейроны, может управлять поведением побег используется, чтобы избежать столкновения. Мы использовали нулевой аллель из важнейших компонентов фототрансдукции каскада, фосфолипазы C-β, кодируемого геном norpA, оказывать летит слепым, а также использовать Gal4-UAS транскрипционных активаторов системы для управления экспрессией ChR2 в Фома-1 нейронов. Индивидуальные мух помещают на небольшой платформе окружении синих светодиодов. Если светодиоды горят, летит быстро взлета в полете, подобно визуально приводом станка-выход поведения. Мы считаем, что этот метод может быть легко адаптирована для изучения других поведения в свободном перемещении мухи.

Слепой летит выражения либо ChR2 или G105 драйвера только показывают низкую скорость взлета после их освещения с ярко-синим светом. Слепой летит выставлены с той же скоростью взлета независимо от освещения (рис. 2), предполагая, что эти взлетов было спонтанным, а не за счет освещени?...

Watch this Scientific Journal Video about Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster at JoVE.com

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Генетически закодированный инструменты optogenetic позволяет неинвазивным манипуляции конкретных нейронов в<em&gt; Drosophila</em&gt; Мозг. Такие инструменты могут определить нейроны, активации достаточно, чтобы вызвать или подавить частности поведения. Здесь мы представляем метод для активации Channelrhodopsin2, что выражается в целевых нейронов в свободно гуляющих мух.

Optogenetic Стимулирование Побег поведения в<em&gt; Дрозофилы</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

optogenetic-stimulation-of-escape-behavior-in-drosophila-melanogaster

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

17.3K Views.  Stanford University. Генетически закодированный инструменты optogenetic позволяет неинвазивным манипуляции конкретных нейронов в Drosophila Мозг. Такие инструменты могут определить нейроны, активации достаточно, чтобы вызвать или подавить частности поведения. Здесь мы представ?...

Video: Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Одноместный Recordings сенсиллы в Насекомые Дрозофилы И Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated. Thus, simultaneous recordings of neuronal activity and behavior are essential to correlate brain activity to behavior. For such behavioral analyses, the fruit fly, Drosophila melanogaster, allows us to incorporate genetically encoded calcium indicators such as GCaMP1, to monitor neuronal activity, and to use sophisticated genetic manipulations for optogenetic or thermogenetic techniques to specifically activate identified neurons2-5. Use of a thermogenetic technique has led us to find critical neurons for feeding behavior (Flood et al., under revision). As a main part of feeding behavior, a Drosophila adult extends its proboscis for feeding6 (proboscis extension response; PER), responding to a sweet stimulus from sensory cells on its proboscis or tarsi. Combining the protocol for PER7 with a calcium imaging technique8 using GCaMP3.01, 9, I have established an experimental system, where we can monitor activity of neurons in the feeding center &#x2013; the suboesophageal ganglion (SOG), simultaneously with behavioral observation of the proboscis. I have designed an apparatus ("Fly brain Live Imaging and Electrophysiology Stage": "FLIES") to accommodate a Drosophila adult, allowing its proboscis to freely move while its brain is exposed to the bath for Ca2+ imaging through a water immersion lens. The FLIES is also appropriate for many types of live experiments on fly brains such as electrophysiological recording or time lapse imaging of synaptic morphology. Because the results from live imaging can be directly correlated with the simultaneous PER behavior, this methodology can provide an excellent experimental system to study information processing of neuronal networks, and how this cellular activity is coupled to plastic processes and memory.

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, extends its proboscis for feeding, responding to a sugar stimulus from its proboscis or tarsus. I have combined observations of the proboscis extension response (PER) with a calcium imaging technique, allowing us to monitor the activity of neurons in the brain, simultaneously with behavioral observation.

Одновременная запись кальция Сигналы от выявленных нейронов и пищевое поведение DROSOPHILA MELANOGASTER</em

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated.  Thus, ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

Определение спонтанную двигательную активность в<em&gt; Дрозофилы</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution has been a long sought tool for neuroscientists in the systems-level search for the neural circuitry governing complex behavioral states. Optogenetics is a cutting-edge tool that is revolutionizing the field of neuroscience and represents one of the first systematic approaches to enable causal testing regarding the relation between neural signaling events and behavior. By combining optical and genetic approaches, neural signaling can be bi-directionally controlled through expression of light-sensitive ion channels (opsins) in mammalian cells. The current protocol describes delivery of specific wavelengths of light to opsin-expressing cells in deep brain structures of awake, freely-moving rodents for neural circuit modulation. Theoretical principles of light transmission as an experimental consideration are discussed in the context of performing in vivo optogenetic stimulation. The protocol details the design and construction of both simple and complex laser configurations and describes tethering strategies to permit simultaneous stimulation of multiple animals for high-throughput behavioral testing.

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

Optogenetics has become a powerful tool for use in behavioral neuroscience experiments. This protocol offers a step-by-step guide to the design and set-up of laser systems, and provides a full protocol for carrying out multiple and simultaneous in vivo optogenetic stimulations compatible with most rodent behavioral testing paradigms.

В естественных условиях Optogenetic возбуждение нервной системы грызунов Центральной

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution ...

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by stressed conspecifics due to an odorant released during stress known as the Drosophila stress odorant (dSO). Through the use of the T-maze apparatus, one can quantify the avoidance of the dSO by responder flies in a very affordable and robust assay. Conditions necessary to obtain a strong performance are presented here. A stressful experience is necessary for the flies to emit dSO, as well as enough emitter flies to cause a robust avoidance response to the presence of dSO. Genetic background, but not their group size, strongly altered the avoidance of the dSO by the responder flies. Canton-S and Elwood display a higher performance in avoiding the dSO than Oregon and Samarkand strains. This behavioral assay will allow identification of mechanisms underlying this social behavior, and the assessment of the influence of genes and environmental conditions on both emission and avoidance of the dSO. Such an assay can be included in batteries of simple diagnostic tests used to identify social deficiencies of mutants or environmental conditions of interest.

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Here, we present a protocol to quantify the avoidance of stressed individuals. This paradigm is powerful yet user-friendly and can be used to assess the influence of genes and environment on one kind of social interaction in Drosophila melanogaster.

Простой Анализ для количественного определения социального избегания у<em&gt; Дрозофилы</em

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by ...

Optogenetic Stimulation of the Auditory Nerve

Direct electrical stimulation of spiral ganglion neurons (SGNs) by cochlear implants (CIs) enables open speech comprehension in the majority of implanted deaf subjects1-6. Nonetheless, sound coding with current CIs has poor frequency and intensity resolution due to broad current spread from each electrode contact activating a large number of SGNs along the tonotopic axis of the cochlea7-9. Optical stimulation is proposed as an alternative to electrical stimulation that promises spatially more confined activation of SGNs and, hence, higher frequency resolution of coding. In recent years, direct infrared illumination of&#160;the cochlea has been used to evoke responses in the auditory nerve10. Nevertheless it requires higher energies than electrical stimulation10,11 and uncertainty remains as to the underlying mechanism12. Here we describe a method based on optogenetics to stimulate SGNs with low intensity blue light, using transgenic mice with neuronal expression of channelrhodopsin 2 (ChR2)13 or virus-mediated expression of the ChR2-variant CatCh14. We used micro-light emitting diodes (&#181;LEDs) and fiber-coupled lasers to stimulate ChR2-expressing SGNs through a small artificial opening (cochleostomy) or the round window. We assayed the responses by scalp recordings of light-evoked potentials (optogenetic auditory brainstem response: oABR) or by microelectrode recordings from the auditory pathway and compared them with acoustic and electrical stimulation.

Cochlear implants (CIs) enable hearing by direct electrical stimulation of the auditory nerve. However, poor frequency and intensity resolution limits the quality of hearing with CIs. Here we describe optogenetic stimulation of the auditory nerve in mice as an alternative strategy for auditory research and developing future CIs.

Optogenetic Стимуляция слухового нерва

Direct electrical stimulation of spiral ganglion neurons (SGNs) by cochlear implants (CIs) enables open speech comprehension in the majority of implanted ...

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a straightforward manner. As we previously demonstrated 1, in a two-dimensional chamber, we first force the flies to form a tight group, subsequently allowing them to take their preferred distance from each other. After the flies have settled, we measure the distance to the closest neighbor (or social space), processing a static picture with free online software (ImageJ). The analysis of the distance to the closest neighbor allows researchers to determine the effects of genetic and environmental factors on social interaction, while controlling for potential confounding factors. Diverse factors such as climbing ability, time of day, sex, and number of flies, can modify social spacing of flies. We thus propose a series of experimental controls to mitigate these confounding effects. This assay can be used for at least two purposes. First, researchers can determine how their favorite environmental shift (such as isolation, temperature, stress or toxins) will impact social spacing 1,2. Second, researchers can dissect the genetic and neural underpinnings of this basic form of social behavior 1,3. Specifically, we used it as a diagnostic tool to study the role of orthologous genes thought to be involved in social behavior in other organisms, such as candidate genes for autism in humans 4.

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

Условия, влияющие на социальное пространство в<em&gt; Дрозофилы</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To complicate matters even further, the odors detected by the insect nervous system usually are not single compounds but mixtures whose composition and concentration ratios vary. This leads to an almost infinite amount of different olfactory stimuli which have to be evaluated by the nervous system.
To understand which aspects of an odor stimulus determine its evaluation by the fly, it is therefore desirable to efficiently examine odor-guided behavior towards many odorants and odor mixtures. To directly correlate behavior to neuronal activity, behavior should be quantified in a comparable time frame and under identical stimulus conditions as in neurophysiological experiments. However, many currently used olfactory bioassays in Drosophila neuroethology are rather specialized either towards efficiency or towards resolution.
Flywalk, an automated odor delivery and tracking system, bridges the gap between efficiency and resolution. It allows the determination of exactly when an odor packet stimulated a freely walking fly, and to determine the animal&#180;s dynamic behavioral reaction.

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

The automated tracking system Flywalk is used for high-resolution quantification of odor-guided behavior in Drosophila melanogaster.

Высокое разрешение Количественное запаха, руководствуясь поведения в<em&gt; Дрозофилы</em&gt; Использование<em&gt; Flywalk</em&gt; Парадигма

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We demonstrate a simple way to tap into the fly reward system, modify experiences related to natural reward, and use voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states. The approach serves as a relevant tool to study the neurons and genes that play a role in experience-mediated changes of internal state. The protocol is composed of two discrete parts: exposing the flies to rewarding and nonrewarding experiences, and assaying voluntary ethanol consumption as a measure of the motivation to obtain a drug reward. The two parts can be used independently to induce the modulation of experience as an initial step for further downstream assays or as an independent two-choice feeding assay, respectively. The protocol does not require a complicated setup and can therefore be applied in any laboratory with basic fly culture tools.

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for inducing rewarding and nonrewarding experiences in fruit flies (Drosophila melanogaster) using voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states.

Простой способ измерить изменения в Reward обращаемость за помощью<em&gt; Дрозофилы</em

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We ...

Quantification of Drosophila Grooming Behavior

Drosophila grooming behavior is a complex multi-step locomotor program that requires coordinated movement of both forelegs and hindlegs. Here we present a grooming assay protocol and novel chamber design that is cost-efficient and scalable for either small or large-scale studies of Drosophila grooming. Flies are dusted all over their body with Brilliant Yellow dye and given time to remove the dye from their bodies within the chamber. Flies are then deposited in a set volume of ethanol to solubilize the dye. The relative spectral absorbance of dye-ethanol samples for groomed versus ungroomed animals are measured and recorded. The protocol yields quantitative data of dye accumulation for individual flies, which can be easily averaged and compared across samples. This allows experimental designs to easily evaluate grooming ability for mutant animal studies or circuit manipulations. This efficient procedure is both versatile and scalable. We show work-flow of the protocol and comparative data between WT animals and mutant animals for the Drosophila type I Dopamine Receptor (DopR).

This protocol describes a scalable individual grooming assay technique in Drosophila that yields robust, quantitative data to measure grooming behavior. The method is based on comparing the difference in dye accumulation on the bodies of un-groomed versus groomed animals over a set period of time.

Количественное определение поведения дрозофилы

Drosophila grooming behavior is a complex multi-step locomotor program that requires coordinated movement of both forelegs and hindlegs. Here we present a ...