Un paquete de herramientas analíticas establecidas para investigar la alteración en estado sólido de excipientes basados en lípidos

Resumen

Esta publicación muestra la aplicación de la difracción de rayos X y la calorimetría diferencial de barrido como estándares de oro para investigar el estado sólido de los excipientes a base de lípidos (LBE). Comprender la alteración del estado sólido en las EBL y su efecto sobre el rendimiento de los productos farmacéuticos de las mismas es el factor clave para la fabricación de formas farmacéuticas robustas basadas en lípidos.

Resumen

Los excipientes a base de lípidos (LBE) son poco tóxicos, biocompatibles y de base natural, y su aplicación apoya la sostenibilidad de la fabricación farmacéutica. Sin embargo, el principal desafío es su estado sólido inestable, que afecta la estabilidad del producto farmacéutico. Las propiedades físicas críticas de los lípidos para su procesamiento, como la temperatura y viscosidad de fusión, la reología, etc., están relacionadas con su estructura molecular y su cristalinidad. Los aditivos, así como el estrés térmico y mecánico involucrado en el proceso de fabricación, afectan el estado sólido de los lípidos y, por lo tanto, el rendimiento de los productos farmacéuticos de los mismos. Por lo tanto, comprender la alteración en el estado sólido es crucial. En este trabajo, la combinación de difracción de rayos X en polvo y calorimetría diferencial de barrido (DSC) se presenta como el estándar de oro para la caracterización del estado sólido de los lípidos. La difracción de rayos X es el método más eficiente para detectar el polimorfismo y el crecimiento de cristales. La disposición polimórfica y la longitud de la lámina se caracterizan en las regiones de ángulo amplio y pequeño de la difracción de rayos X, respectivamente. La región de dispersión de rayos X de ángulo pequeño (SAXS) se puede utilizar aún más para investigar el crecimiento de cristales. Se puede indicar la transición de fase y la separación. DSC se utiliza para examinar el comportamiento térmico de los lípidos, estimar la miscibilidad de aditivos y / o ingredientes farmacéuticos activos (API) en la matriz lipídica y proporcionar diagramas de fase. Se presentan cuatro estudios de caso en los que las EBL se utilizan como material de recubrimiento o como matriz de encapsulación para proporcionar sistemas multipartículas recubiertos de lípidos y nanosuspensiones lipídicas, respectivamente. El estado sólido lipídico y su posible alteración durante el almacenamiento se investigan y se correlacionan con la alteración en la liberación del API. Los métodos microscópicos cualitativos, como la microscopía de luz polarizada y la microscopía electrónica de barrido, son herramientas complementarias para investigar la cristalización a nivel micro. Se deben agregar métodos analíticos adicionales basados en el proceso de fabricación seleccionado. La relación estructura-función-procesabilidad debe entenderse cuidadosamente para diseñar productos farmacéuticos basados en lípidos robustos y estables.

Introducción

Los lípidos son una clase de materiales que contienen hidrocarburos alifáticos de cadena larga y sus derivados. Cubren una amplia gama de estructuras químicas, incluyendo ácidos grasos, acilgliceroles, esteroles y ésteres de esteroles, ceras, fosfolípidos y esfingolípidos¹. El uso de lípidos como excipientes farmacéuticos comenzó en 1960 para incrustar fármacos en una matriz de cera para proporcionar formulaciones de liberación sostenida². Desde entonces, los excipientes a base de lípidos (LBE) han ganado una gran atención para diversas aplicaciones, como la liberación modificada de fármacos, el enmascaramiento del sabor, la encapsulación de fármacos y la biodisponibilidad mejorada de fármacos. Los LBE se pueden aplicar en una amplia gama de formas farmacéuticas a través de procesos de fabricación versátiles, a saber, recubrimiento termofusible, secado por pulverización, extrusión de lípidos sólidos, impresión 3D, comprimidos y homogeneización a alta presión, entre otros. Formas farmacéuticas como tabletas, películas de desintegración oral, sistemas de multipartículas, nano y micropartículas, pellets y formas impresas en 3D son el resultado ^2,3,4.

Los LBE poseen el estado de "General Reconocido como Seguro", baja toxicidad, buena biocompatibilidad y tolerancia mejorada del paciente. Su origen natural y su amplia disponibilidad les permiten potenciar la fabricación farmacéutica ecológica y sostenible. Sin embargo, el uso de LBE se ha asociado con formas de dosificación inestables. Las alteraciones en las propiedades de los productos a base de lípidos después del almacenamiento han sido ampliamente reportadas. El estado sólido de las EBL y la existencia de polimorfismo lipídico se consideran las principales razones de la inestabilidad de las formas de dosificación basadas en lípidos 5,6,7,8.

Las propiedades mecánicas y físicas de los lípidos están estrechamente relacionadas con sus propiedades de cristalización y la estructura de su red cristalina, que muestra distintas jerarquías de organización estructural. Cuando se utilizan lípidos en la fabricación de productos farmacéuticos, la estructura cristalina se ve afectada por los parámetros del proceso aplicados, como la temperatura, los disolventes orgánicos, el cizallamiento y las fuerzas mecánicas, lo que a su vez afecta el rendimiento del producto farmacéutico 5,7,9,10,11,12 . Para comprender esta relación estructura-función, es importante conocer los fundamentos de la cristalización lipídica y la estructura cristalina y los métodos analíticos para cribarlos.

A nivel molecular, la unidad más pequeña de un cristal lipídico se denomina "célula unitaria". Una repetición tridimensional regular de células unitarias construye las redes cristalinas, con interacciones moleculares más fuertes junto con sus direcciones laterales que las longitudinales, lo que explica la construcción en capas de cristales lipídicos. El empaquetamiento transversal repetido de las cadenas de hidrocarburos se conoce como subcelda 1,12,13 (Figura 1). Las laminillas son el empaquetamiento lateral de las moléculas lipídicas. En el paquete de cristal, las interfaces entre diferentes laminillas están hechas de grupos extremos metilo, mientras que los grupos de glicerol polar se colocan en las partes interiores de la lámina¹⁴. Para diferenciar cada cadena de ácidos grasos en la lámina, se emplea el término folio, que representa una subcapa compuesta por cadenas individuales de ácidos grasos. Los acilgliceroles se pueden organizar en longitudes de cadena de foliolas dobles (2L) o triples (3L)¹⁴. La energía superficial de las laminillas las impulsa a apilarse epitaxialmente entre sí, para proporcionar nanocristalitos. Diferentes factores de procesamiento, como la temperatura y la velocidad de enfriamiento, afectan el número de laminillas apiladas y, por lo tanto, el grosor del cristalito (~ 10-100 nm). La agregación de cristalitos conduce a la formación de esferulitas a microescala, y la agregación de esferulitas proporciona a la red cristalina de LBE un comportamiento macroscópico definido¹³.

Las transiciones de estado sólido comienzan a nivel molecular. La transición geométrica de una subcélula a otra se llama polimorfismo. Tres polimorfos principales de forma α, β'' y β se encuentran generalmente en los acilgliceroles, ordenados de acuerdo con el aumento de la estabilidad. La inclinación de la lámina con respecto a los grupos finales ocurre durante las transiciones polimórficas ^1,13. Las transiciones polimórficas mediadas por fusión y almacenamiento son experimentadas por LBE. Las transiciones de almacenamiento ocurren cuando la forma metaestable se almacena por debajo de su temperatura de fusión, mientras que las transiciones mediadas por fusión ocurren a medida que la temperatura aumenta por encima del punto de fusión de una forma metaestable provocando la fusión y la cristalización sucesiva de la forma más estable.

Además, la separación de fases y el crecimiento de cristales también pueden ocurrir. La separación de fases es impulsada por la cristalización multifásica inicial y el crecimiento de una fase o más. Las interacciones partícula-partícula, incluyendo la sinterización, las interacciones moleculares, las características microestructurales y los componentes extraños, también pueden desencadenar el crecimiento de cristales ^1,5.

El monitoreo de las transiciones de estado sólido de las EBL y su impacto en el rendimiento de las formas de dosificación es de gran importancia. Entre otros, la calorimetría diferencial de barrido (DSC) y la difracción de rayos X, específicamente la dispersión simultánea de rayos X pequeños y gran angular (SWAXS), son dos estándares de oro para evaluar el estado sólido lipídico.

DSC se usa comúnmente para medir los cambios de entalpía del material de interés asociado con el flujo de calor en función del tiempo y la temperatura. El método es ampliamente utilizado para la detección del comportamiento térmico de los lípidos, como las posibles vías de fusión y cristalización, la temperatura y la entalpía correspondientes de diferentes formas polimórficas, así como las fracciones menores y principales de las composiciones lipídicas. Estos datos pueden ser utilizados para representar la heterogeneidad, las fases múltiples y el polimorfismo lipídico ^5,7,13.

Las técnicas de difracción de rayos X son los métodos más poderosos para la determinación de estructuras en estado sólido. Al poseer una nanoestructura ordenada con laminillas repetidas, la reflexión del haz de rayos X de los cristales lipídicos se puede investigar utilizando la ley de Bragg:

d = λ/2sinθ (Ecuación 1)

donde λ es la longitud de onda de rayos X de 1.542 Å, θ es el ángulo de difracción del haz disperso, y d es el espaciado interplanar de capas repetidas, definida como longitud laminar en lípidos. La región de ángulo pequeño de la radiografía se puede utilizar perfectamente para detectar el patrón de espaciado largo y calcular la longitud de la lámina (d). Cuanto mayor sea la distancia repetida d, menor será el ángulo de dispersión (1-15°, región de ángulo pequeño) ya que d es inversamente proporcional al pecado θ. La disposición subcelular de los lípidos se puede caracterizar como el patrón de espaciado corto en la región gran angular de la difracción de rayos X. Tanto los patrones de espaciado largo como corto de los lípidos (longitud de la lámina y disposición de las subcélulas) se pueden usar para indicar la transformación polimórfica monotrópica. Por ejemplo, la forma α (hexagonal) puede modificarse a β (triclínica) debido a un cambio en el ángulo de inclinación de las cadenas, con alteraciones en la longitud de la lámina (patrón de espaciado largo, en la región de ángulo pequeño, 1-15°) y en el modo de empaquetamiento de sección transversal (patrón de espaciado corto, en la región gran angular, 16-25°) (Figura 2).

La información obtenida de la región SAXS se puede utilizar para investigar el crecimiento del cristal midiendo su espesor (D) a través de la ecuación de Scherrer¹⁵:

D = Kλ/FWHMcosθ (Ecuación 2)

Donde, FWHM es el ancho en radianes del máximo de difracción medido a una altura media entre el fondo y el pico, generalmente conocido como ancho completo a medio máximo (FWHM); θ es el ángulo de difracción; λ es la longitud de onda de rayos X (1.542 Å) y K (constante de Scherrer) es un número adimensional que proporciona información sobre la forma del cristal (en caso de ausencia de información detallada de la forma K = 0.9 es una buena aproximación). Tenga en cuenta que la ecuación de Scherrer se puede utilizar para estimar tamaños medios de cristal de hasta aproximadamente 100 nm, ya que el ensanchamiento del pico es inversamente proporcional al tamaño del cristalito. Por lo tanto, su aplicación es útil para determinar el grosor de las nanoplaquetas e, indirectamente, el número de laminillas agregadas. Ejemplos del uso de este enfoque bien conocido para la detección de las propiedades cristalinas de los lípidos en el desarrollo de la formulación farmacéutica y la inestabilidad correspondiente en el rendimiento del producto se pueden encontrar en 5,12,16,17,18.

El monitoreo del estado sólido de los LBE dentro de cada etapa de desarrollo a través de técnicas analíticas bien establecidas proporciona una estrategia efectiva para diseñar procesos de fabricación de alto rendimiento y productos farmacéuticos estables a base de lípidos.

Esta publicación presenta la aplicación crítica de un análisis exhaustivo de estado sólido de las EBL para monitorear los cambios en el estado sólido y su correlación con la alteración en el perfil de liberación del ingrediente farmacéutico activo (API) de la forma farmacéutica de dosificación. Los sistemas multiparticulados basados en cristales API recubiertos de lípidos mediante recubrimiento termofusible y las suspensiones de nanolípidos producidas mediante homogeneización a alta presión se toman como casos de estudio. El enfoque de esta publicación es la aplicación de la difracción de rayos X en polvo y DSC como herramientas analíticas. Los dos primeros ejemplos muestran el efecto de la transformación polimórfica y el crecimiento de cristales, respectivamente, en la alteración en la liberación de API de muestras recubiertas. El último ejemplo revela la correlación entre el estado sólido estable de los lípidos y el rendimiento estable del producto farmacéutico en sistemas multipartículas recubiertos de lípidos y en suspensiones de nanolípidos.

Protocolo

1. Calorimetría diferencial de barrido (DSC)

1. Preparación del instrumento
   1. Utilice un calorímetro de barrido diferencial equipado con un intracooler, un muestreador automático y el software para el control del instrumento y el análisis de datos.
   2. Encienda el suministro de gas nitrógeno y ajuste la presión entre 0,2 y 0,5 bar y encienda el instrumento DSC y el cambiador automático de muestras.
   3. Abra el software y active el modo de espera haciendo clic en el botón Sí . Permitir el equilibrio del dispositivo durante al menos una hora
   4. Purgue el horno con nitrógeno, haga clic en el icono Nuevo método y vaya a Definición del método. Active la opción Modulación de temperatura en la ventana de resumen.  Vaya a la pestaña de encabezado y seleccione el método haciendo clic en "muestra".
   5. Vaya a la pestaña Programa de temperatura, seleccione Purgar 2 MFC y en MFC protector, ambos a 50 ml / min.
   6. Insértese el siguiente método de medición: en espera a 20 °C, ciclo de calentamiento a 5 K/min desde 20 °C hasta por encima de la temperatura de fusión de los lípidos, mantenimiento isotérmico a esta temperatura durante 5 min, ciclo de enfriamiento a 0 °C a 5 K/min a -20 °C, temperatura final de restablecimiento de emergencia a una temperatura de 10 grados °C por encima de la temperatura más alta del programa, y temperatura de espera final a 20 °C.
   7. Vaya a la pestaña de calibración y seleccione el archivo de temperatura y sensibilidad adecuado. Guardar el método
2. Preparación y medición de muestras
   1. Pesar 3-4 mg de cada muestra en crisoles de aluminio. Registre el peso exacto cargado en cada crisol y selle el crisol de aluminio con una tapa perforada.
   2. Coloque los crisoles en la bandeja del muestreador automático y active el modo de muestreador automático en el software y el método relacionado con la carga para cada muestra.
   3. Complete la posición de la muestra, el nombre de la muestra y el peso de cada muestra, y la posición del crisol de referencia en la ventana Vista de bandeja de muestras e inicie las mediciones.
3. Análisis de datos
   1. Abra los datos sin procesar utilizando el software para el análisis de datos y trace la temperatura frente al flujo de calor, haciendo clic en el botón "X-time / X-temperature"
   2. En la ventana emergente, haga clic en "Ocultar segmentos isotérmicos". En el lado izquierdo de la pantalla, seleccione solo las curvas que se van a analizar (por ejemplo, deshaga clic en los datos "Adicionales").
   3. Comprobar el comportamiento térmico de los lípidos como eventos endotérmicos y exotérmicos de energía absorbida o liberada en forma de calor, respectivamente, en función de la temperatura.
   4. Haga clic en la curva, seguida de Evaluación y Área, para calcular la entalpía de fusión como el área bajo la curva de endotermos.
   5. Seleccione los límites de integración moviendo las líneas verticales alrededor de 2 a 3 grados centígrados antes y después del inicio y el punto final del pico.
   6. Seleccione una línea base lineal para la integración de picos. El área entre la curva y la línea de base es proporcional al cambio en la entalpía. Haga clic en Aplicar para finalizar el cálculo. Del mismo modo, calcule la entalpía de cristalización como el área bajo la curva de exotermas
   7. Determine el inicio de la temperatura de fusión (To) haciendo clic en la curva a analizar y luego en Evaluación e inicio.
   8. Seleccione los límites de cuantificación moviendo las líneas verticales a la sección más recta de la curva. Esto suele ser alrededor de 5-10 ° C antes y después del pico. Luego, determine la temperatura de fusión haciendo clic en la curva a analizar, seguida de Evaluación y Pico. El valor obtenido es el máximo máximo.

2. Dispersión de rayos X de ángulo pequeño y gran angular (SWAXS)

1. Preparación del instrumento
   1. Utilice un sistema de dispersión de rayos X, componiendo una cámara de enfoque puntual fijada a un generador de rayos X de tubo sellado y equipada con una unidad de control y software relacionado.
   2. Utilice cobre (λ = 1,54 Å) a 50 kV y 1 mA como fuente de rayos X y dos detectores sensibles colocados linealmente para cubrir las regiones de dispersión de rayos X de ángulo pequeño y amplio.
   3. Garantizar los requisitos de seguridad para proteger de la exposición a los rayos X.
   4. Encienda el sistema de agua de refrigeración en la unidad de control, la bomba de vacío, las válvulas de gas y el sistema de control de potencia y seguridad.
   5. Encienda las válvulas de control de voltaje y purga para los detectores a un flujo de gas entre 10 y 20 ml / min.
   6. Encienda el tubo de rayos X y la opción de espera y espere aproximadamente 10 minutos. Apague el modo de espera y encienda el tubo de rayos X a plena potencia (>50 kV) y espere al menos 30 minutos.
   7. Inicie el software de control y haga clic en RESTABLECER TPF. Elija el filtro Tugsten y establezca la posición. Vaya a Posición para fijar la posición del filtro de tungsteno
2. Preparación y medición de muestras
   1. Asegúrese de que las muestras estén disponibles como polvo fino. Si es necesario, muele las muestras suavemente a bajas temperaturas para proporcionar un polvo fino.
   2. Llene las muestras en capilares de vidrio especiales con un diámetro externo de aproximadamente 2 mm, evitando cualquier atrapamiento de aire en los capilares. Selle el capilar de vidrio con cera y colóquelo cuidadosamente en el soporte capilar.
   3. Encienda el motor para la rotación de la muestra y cierre la válvula de vacío hasta que la presión sea inferior a 5 mbar.
   4. En el software, fije la configuración de mediciones seleccionando una resolución de posición de 1024. Fijar el tiempo de exposición a 1200 s.
   5. Configure los límites de energía haciendo clic en el toque Herramientas, luego haga clic en energía y resolución, y haga clic en reiniciar. Configure los límites de energía en un rango adecuado entre 400-900.
   6. Abra el obturador de seguridad e inicie las mediciones. Asegúrese de que la ventana de medición muestre un máximo de 80 recuentos por segundo. Si esto no se da, adapte la posición del filtro.
3. Análisis de datos
   1. Exporte los datos como archivos p00. Los datos consisten en la intensidad de transmisión y absorción frente al número de canales y el ángulo de difracción.
   2. Transfiera los datos para su evaluación a un software estadístico y corrija los datos normalizando las intensidades utilizando la masa de dispersión medida con el filtro de tungsteno.
   3. Crear una gráfica de intensidad normalizada frente a dos veces el ángulo de difracción [(2Θ) 2xtheta].
   4. Utilice la función de "lector de pantalla" para encontrar picos de difracción en las regiones SAXS y WAXS.
   5. Aplique la ecuación de Bragg para calcular los picos de difracción con la intensidad máxima en un espaciado d corto y largo para las regiones WAXS y SAXS, respectivamente.
   6. Calcule las proporciones de la posición máxima de la región SAXS para averiguar la simetría cristalina de los lípidos (por ejemplo, laminar, hexagonal, cúbico).
   7. Utilice el pico de difracción principal de la región SAXS para cuantificar el espesor del cristalito (D). Ajuste el pico en una función gaussiana a través de mínimos cuadrados clásicos y obtenga el FWHM haciendo clic en Análisis, Picos y líneas de base, Analizador de picos, Diálogo Abrir.
   8. En la ventana emergente, seleccione la opción "Fit Peaks Pro". Seleccione una línea base constante con y = 0, seleccione el pico de difracción principal de la región SAXS y haga clic en "Control de ajuste" para seleccionar los parámetros de ajuste máximo.
   9. Elija la función GaussAmp. Establezca los parámetros y_0, xc_1 y A_1 como fijos y obtenga el FWHM del ajuste. Usa la ecuación de Scherrer para calcular el espesor del cristalito.

3. Ensayos de disolución

1. Liberación de API de sistemas multipartículas recubiertos
   1. Utilice el aparato USP 2 (paleta) para estudios de disolución.
   2. Llenar los recipientes de prueba de disolución con tampón fosfato pH 6,8 y calentar a 37 °C.
   3. Pesar triplicados de muestras de partículas recubiertas equivalentes a una dosis única de API y colocar las muestras en recipientes de prueba de disolución.
   4. Arranque la paleta a una velocidad de 100 rpm.
   5. Configure el muestreador automático para tomar muestras de 1 ml en los siguientes puntos de muestreo: 30 min, 60 min, 90 min, 2 h, 4 h, 6 h, 8 h, 10 h, 12 h, 18 h y 24 h.
   6. Analizar las muestras mediante un método de HPLC adecuado 5,7,17.
   7. Analice los datos trazando la versión acumulativa de la API en función del tiempo.
   8. Realizar los experimentos para muestras almacenadas a largo plazo (25 °C, 60% de humedad relativa) y aceleradas (40 °C y 70% de humedad relativa).
2. Liberación de API a partir de nanopartículas lipídicas sólidas (SLN)
   1. Preparar líquido pulmonar simulado (SLF) mezclando 0,02% (p/p) de dipalmitoilfosfatidilcolina en solución salina tampón fosfato de Dulbecco (D-PBS), con la siguiente composición: KCl (2,683 mM), KH 2 PO 4 (1,47 mM), NaCl (136,893 mM), Na₂HPO_4· 2H 2O (8.058 mM), CaCl_2· 2H 2O (0.884 mM), y MgCl_2· 6H₂O (0.492 mM). Precalentar a 37 °C.
   2. Utilice casetes de diálisis con una bolsa de membrana de celulosa de un corte controlado de 7.000 Da por triplicado para cada muestra.
   3. Asigne un casete de diálisis para cada tiempo de muestreo: 0,5 h, 1,5 h, 3 h, 5 h, 7 h y 24 h. Hidratar los casetes de diálisis durante 2 min sumergiéndolos en SLF. Luego, seque cuidadosamente su superficie con toallas de papel suaves.
   4. Inyectar 3 ml de la muestra (nanosuspensión lipídica), equivalente a 600 μg de dexametasona, en cada casete.
   5. Sumerja cada casete en 200 ml de SLF a 37 °C (condiciones de fregadero) y agite el sistema a 125 rpm.
   6. Tome muestras de 200 mg del interior del casete utilizando una jeringa en cada momento de muestreo determinado.
   7. Determinar el contenido de la API utilizando el método HPLC-MS desarrollado¹⁸.
   8. Calcule la API liberada de SLN por balance de masa, de acuerdo con¹⁸, brevemente como la diferencia entre la cantidad total de API en SLN y la cantidad restante de API después del muestreo.
   9. Repita el proceso para las muestras almacenadas.

Resultados

Correlación entre la transición polimórfica de la liberación de lípidos y API en cristales API recubiertos de lípidos:
Los cristales API recubiertos con monoestearato de glicerol se miden mediante DSC y rayos X directamente después del recubrimiento y después de 3 meses de almacenamiento en condiciones aceleradas (40 °C, 75% de humedad relativa)⁷. El monoestearato de glicerilo es un sistema multifásico que contiene 40% -55% monoglicéridos, 30% -45% diglicér...

Discusión

La difracción de rayos X en polvo y DSC se describieron en este manuscrito como estándares de oro para el análisis de estado sólido de LBE. La difracción de rayos X en polvo tiene la excelente ventaja de procesar las mediciones in situ, con una manipulación mínima del estado sólido de las muestras durante las mediciones. Además, los mismos capilares llenos se pueden almacenar en diferentes condiciones después de las mediciones iniciales para investigar la alteración del estado sólido durante el almac...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
CaCl2·2H2O	Sigma-Aldrich	223506
Cassettes with a cellulose membrane bag with a cut-off of 7000 Da, Thermo Scientific Slide-A-Lyzer 7K	Fisher Scientific Inco, USA
Control software of x-ray system	HECUS dedicated house equipment
Control unit of x-ray system	HECUS dedicated house equipment
Differential scanning calorimeter (DSC) aluminum crucibles and lids	Netzsch, Germany
Differential scanning calorimeter DSC 204 F1 Phoenix (NETZSCH, Germany).	Netzsch, Germany
Dipalmitoylphosphatidylcholine (DPPC)	Sigma-Aldrich	850355P
Dissolution paddle apparatus II, Erweka DT 828 LH	Erweka GmbH, Langen, Germany
Dynasan 116	IOI OLEO		Tripalmitin
Geleol	Gattefosse		Glyceryl monosterarate
KCl	Sigma-Aldrich	529552
KH2PO4	Sigma-Aldrich	P0662
Kolliphor P 188	BASF Chem Trade		Poloxamer 188
MgCl2·6H2O	Sigma-Aldrich	M2670
Na2HPO4·2H2O	Sigma-Aldrich	S9763
NaCl	Sigma-Aldrich	S9888
Netzsch DSC 204F1 Software Version 8.0.1	Netzsch, Germany	6.239.2-64.51.00
Origin Pro (OriginLab, Northampton, MA) (statistical software	OriginLab, Northampton, MA
Proteous Analysis Software	Netzsch, Germany
Tween 65			Polysorbate 65
Witepsol PMF 1683	IOI OLEO		Triglycerol ester of stearatic/palmitic acid (partially esterified)
Witepsol PMF 282	IOI OLEO		Diglycerol ester of stearic acid
X-ray HECUS system composed of a point-focusing camera and two linearly positioned sensitive detectors	HECUS dedicated house equipment