Ein Paket etablierter Analysewerkzeuge zur Untersuchung der Festkörperveränderung lipidbasierter Hilfsstoffe

Zusammenfassung

Diese Publikation zeigt die Anwendung von Röntgenbeugung und dynamischer Differenzkalorimetrie als Goldstandards für die Untersuchung des Festkörpers lipidbasierter Hilfsstoffe (LBEs). Das Verständnis der Festkörperveränderung in LBEs und ihrer Auswirkungen auf die Leistung pharmazeutischer Produkte ist der Schlüsselfaktor für die Herstellung robuster lipidbasierter Darreichungsformen.

Zusammenfassung

Lipidbasierte Hilfsstoffe (LBEs) sind wenig toxisch, biokompatibel und natürlich, und ihre Anwendung unterstützt die Nachhaltigkeit der pharmazeutischen Herstellung. Die größte Herausforderung ist jedoch ihr instabiler Festkörper, der die Stabilität des pharmazeutischen Produkts beeinträchtigt. Kritische physikalische Eigenschaften von Lipiden für ihre Verarbeitung - wie Schmelztemperatur und Viskosität, Rheologie usw. - hängen mit ihrer molekularen Struktur und ihrer Kristallinität zusammen. Additive sowie thermische und mechanische Belastungen im Herstellungsprozess beeinflussen den Festkörper von Lipiden und damit deren Leistungsfähigkeit. Daher ist es entscheidend, die Veränderung im Festkörper zu verstehen. In dieser Arbeit wird die Kombination aus Pulverröntgenbeugung und dynamischer Differenzkalorimetrie (DSC) als Goldstandard für die Charakterisierung des Festkörpers von Lipiden eingeführt. Die Röntgenbeugung ist die effizienteste Methode, um Polymorphie und Kristallwachstum zu screenen. Die polymorphe Anordnung und die Lamellenlänge sind im Weitwinkel- bzw. Kleinwinkelbereich der Röntgenbeugung charakterisiert. Der Bereich der Röntgenkleinwinkelstreuung (SAXS) kann weiter genutzt werden, um das Kristallwachstum zu untersuchen. Phasenübergang und Trennung können angezeigt werden. DSC wird verwendet, um das thermische Verhalten von Lipiden zu screenen, die Mischbarkeit von Zusatzstoffen und/oder pharmazeutischen Wirkstoffen (API) in der Lipidmatrix abzuschätzen und Phasendiagramme bereitzustellen. Es werden vier Fallstudien vorgestellt, in denen LBEs entweder als Beschichtungsmaterial oder als Verkapselungsmatrix verwendet werden, um lipidbeschichtete multipartikuläre Systeme bzw. Lipidnanosuspensionen bereitzustellen. Der Lipid-Festkörper und seine mögliche Veränderung während der Lagerung werden untersucht und mit der Veränderung in der API-Freisetzung korreliert. Qualitative mikroskopische Methoden wie die Polarisationslichtmikroskopie und die Rasterelektronenmikroskopie sind komplementäre Werkzeuge zur Untersuchung der Kristallisation auf Mikroebene. Weitere Analysemethoden sollten basierend auf dem gewählten Herstellungsverfahren hinzugefügt werden. Die Beziehung zwischen Struktur-Funktion und Verarbeitbarkeit sollte sorgfältig verstanden werden, um robuste und stabile lipidbasierte pharmazeutische Produkte zu entwickeln.

Einleitung

Lipide sind eine Klasse von Materialien, die langkettige aliphatische Kohlenwasserstoffe und deren Derivate enthalten. Sie decken ein breites Spektrum chemischer Strukturen ab, darunter Fettsäuren, Acylglycerine, Sterole und Sterolester, Wachse, Phospholipide und Sphingolipide¹. Die Verwendung von Lipiden als pharmazeutische Hilfsstoffe begann 1960 zum Einbetten von Arzneimitteln in eine Wachsmatrix, um Formulierungen mit verzögerter Freisetzung bereitzustellen². Seitdem haben lipidbasierte Hilfsstoffe (LBEs) für verschiedene Anwendungen wie modifizierte Wirkstofffreisetzung, Geschmacksmaskierung, Arzneimittelverkapselung und verbesserte Bioverfügbarkeit von Arzneimitteln große Aufmerksamkeit erlangt. LBEs können in einer Vielzahl von pharmazeutischen Darreichungsformen über vielseitige Herstellungsverfahren angewendet werden, nämlich unter anderem Hotmelt-Beschichtung, Sprühtrocknung, Feststofflipidextrusion, 3D-Druck, Tablettierung und Hochdruckhomogenisierung. Darreichungsformen wie Tabletten, oral zerfallende Filme, multipartikuläre Systeme, Nano- und Mikropartikel, Pellets und 3D-gedruckte Formen sind das Ergebnis ^2,3,4.

LBEs besitzen den Status "General Recognized as Safe", geringe Toxizität, gute Biokompatibilität und verbesserte Patientenverträglichkeit. Ihre natürliche Herkunft und breite Verfügbarkeit ermöglichen es ihnen, eine umweltfreundliche und nachhaltige pharmazeutische Herstellung zu ermöglichen. Dennoch wurde die Verwendung von LBEs mit instabilen Darreichungsformen in Verbindung gebracht. Über Veränderungen der Eigenschaften lipidbasierter Produkte nach der Lagerung wurde weithin berichtet. Der Festkörper von LBEs und das Vorhandensein von Lipidpolymorphismus gelten als Hauptgründe für die Instabilität lipidbasierter Darreichungsformen 5,6,7,8.

Die mechanischen und physikalischen Eigenschaften von Lipiden stehen in engem Zusammenhang mit ihren Kristallisationseigenschaften und der Struktur ihres Kristallnetzwerks, das unterschiedliche Hierarchien der strukturellen Organisation aufweist. Wenn Lipide bei der Herstellung von pharmazeutischen Produkten verwendet werden, wird die Kristallstruktur durch die angewendeten Prozessparameter wie Temperatur, organische Lösungsmittel, Scherung und mechanische Kräfte beeinflusst, was wiederum die Leistung des pharmazeutischen Produkts beeinflusst 5,7,9,10,11,12 . Um diese Struktur-Funktions-Beziehung zu verstehen, ist es wichtig, die Grundlagen der Lipidkristallisation und Kristallstruktur sowie analytische Methoden zu kennen, um sie zu screenen.

Auf molekularer Ebene wird die kleinste Einheit eines Lipidkristalls als "Elementarzelle" bezeichnet. Eine regelmäßige dreidimensionale Wiederholung von Elementarzellen baut die Kristallgitter auf, mit stärkeren molekularen Wechselwirkungen entlang ihrer lateralen Richtungen als die longitudinalen, was den geschichteten Aufbau von Lipidkristallen erklärt. Die wiederholte Querschnittspackung von Kohlenwasserstoffketten wird als Teilzelle 1,12,13 bezeichnet (Abbildung 1). Lamellen sind die seitliche Packung von Lipidmolekülen. Im Kristallgehäuse bestehen die Grenzflächen zwischen verschiedenen Lamellen aus Methylendgruppen, während die polaren Glyceringruppen an den inneren Teilen der Lamelle¹⁴ angeordnet sind. Zur Unterscheidung jeder Fettsäurekette in der Lamelle wird der Begriff Leaflet verwendet, der eine Unterschicht darstellt, die aus einzelnen Fettsäureketten besteht. Acylglycerole können in doppelten (2L) oder dreifachen (3L) Blättchenkettenlängen¹⁴ angeordnet sein. Die Oberflächenenergie der Lamellen treibt sie dazu, sich epitaktisch zueinander zu stapeln, um Nanokristallite bereitzustellen. Verschiedene Verarbeitungsfaktoren wie Abkühltemperatur und -geschwindigkeit beeinflussen die Anzahl der gestapelten Lamellen und damit die Kristallitdicke (~10-100 nm). Die Aggregation von Kristalliten führt zur Bildung von Sphärulite im Mikromaßstab, und die Aggregation von Sphärulite verleiht dem Kristallnetzwerk von LBEs ein definiertes makroskopisches Verhalten¹³.

Festkörperübergänge beginnen auf molekularer Ebene. Der geometrische Übergang von einer Teilzelle zur anderen wird Polymorphismus genannt. Drei Hauptpolymorphe der α-, β'- und β-Form finden sich normalerweise in Acylglycerinen, geordnet nach erhöhter Stabilität. Das Kippen der Lamelle gegenüber den Endgruppen erfolgt während polymorpher Übergänge ^1,13. Speicherung und schmelzvermittelte polymorphe Übergänge werden von LBEs erfahren. Speicherübergänge treten auf, wenn die metastabile Form unter ihrer Schmelztemperatur gelagert wird, während schmelzvermittelte Übergänge auftreten, wenn die Temperatur über den Schmelzpunkt einer metastabilen Form steigt, was zum Schmelzen und zur sukzessiven Kristallisation der stabileren Form führt.

Darüber hinaus können auch Phasentrennung und Kristallwachstum auftreten. Die Phasentrennung wird durch anfängliche mehrphasige Kristallisation und Wachstum einer oder mehrerer Phasen vorangetrieben. Partikel-Partikel-Wechselwirkungen, einschließlich Sintern, molekulare Wechselwirkungen, mikrostrukturelle Merkmale und Fremdkomponenten, können ebenfalls Kristallwachstum auslösen ^1,5.

Die Überwachung der Festkörperübergänge von LBEs und ihrer Auswirkungen auf die Leistung von Darreichungsformen ist von großer Bedeutung. Unter anderem sind die dynamische Differenzkalorimetrie (DSC) und die Röntgenbeugung, insbesondere die simultane Klein- und Weitwinkel-Röntgenstreuung (SWAXS), zwei Goldstandards für die Beurteilung von Lipidfestkörpern.

DSC wird üblicherweise verwendet, um die Enthalpieänderungen des interessierenden Materials im Zusammenhang mit dem Wärmefluss als Funktion von Zeit und Temperatur zu messen. Das Verfahren wird häufig für das Screening des thermischen Verhaltens von Lipiden verwendet, wie mögliche Schmelz- und Kristallisationswege, entsprechende Temperatur und Enthalpie verschiedener polymorpher Formen sowie Neben- und Hauptfraktionen von Lipidzusammensetzungen. Diese Daten können verwendet werden, um die Heterogenität, mehrere Phasen und den Lipidpolymorphismus ^5,7,13 darzustellen.

Röntgenbeugungstechniken sind die leistungsfähigsten Methoden zur Strukturbestimmung im festen Zustand. Mit einer geordneten Nanostruktur mit wiederholten Lamellen kann die Reflexion von Röntgenstrahlen von Lipidkristallen mit dem Braggschen Gesetz untersucht werden:

d = λ/2sinθ (Gleichung 1)

wobei λ die Röntgenwellenlänge von 1,542 Å, θ der Beugungswinkel des gestreuten Strahls und d der interplanare Abstand wiederholter Schichten ist, definiert als Lamellenlänge in Lipiden. Der kleine Winkelbereich des Röntgenbildes kann perfekt genutzt werden, um das Muster mit langem Abstand zu erkennen und die Lamellenlänge (d) zu berechnen. Je größer der wiederholte Abstand d ist, desto kleiner ist der Streuwinkel (1-15°, kleiner Winkelbereich), da d umgekehrt proportional zu sin θ ist. Die Subzellanordnung von Lipiden kann als kurzes Abstandsmuster im Weitwinkelbereich der Röntgenbeugung charakterisiert werden. Sowohl die langen als auch die kurzen Abstandsmuster von Lipiden (Lamellenlänge und Subzellanordnung) können verwendet werden, um die monotrope polymorphe Transformation anzuzeigen. Zum Beispiel kann die α-Form (hexagonal) aufgrund einer Änderung des Neigungswinkels der Ketten zu β (triklin) verändert werden, mit Änderungen in der Lamellenlänge (langes Abstandsmuster, im kleinen Winkelbereich, 1-15°) und im Querschnittspackungsmodus (kurzes Abstandsmuster, im Weitwinkelbereich, 16-25°) (Abbildung 2).

Die aus der SAXS-Region gewonnenen Informationen können weiter verwendet werden, um das Kristallwachstum zu untersuchen, indem seine Dicke (D) über die Scherrer-Gleichung¹⁵ gemessen wird:

D = Kλ/FWHMcosθ (Gleichung 2)

Dabei ist FWHM die Breite in Bogenmaß des Beugungsmaximums, gemessen in einer halben Höhe zwischen dem Hintergrund und dem Peak, allgemein bekannt als volle Breite bei halbem Maximum (FWHM); θ ist der Beugungswinkel; λ ist die Röntgenwellenlänge (1,542 Å) und K (Scherrer-Konstante) ist eine dimensionslose Zahl, die Informationen über die Form des Kristalls liefert (im Falle des Fehlens detaillierter Forminformationen ist K = 0,9 eine gute Näherung). Bitte beachten Sie, dass die Scherrer-Gleichung verwendet werden kann, um mittlere Kristallgrößen von bis zu etwa 100 nm zu schätzen, da die Peakverbreiterung umgekehrt proportional zur Kristallitgröße ist. Daher ist seine Anwendung nützlich, um die Dicke von Nanoplättchen und indirekt die Anzahl der aggregierten Lamellen zu bestimmen. Beispiele für die Verwendung dieses bekannten Ansatzes zum Screening der Kristalleigenschaften von Lipiden in der pharmazeutischen Formulierungsentwicklung und der entsprechenden Instabilität der Produktleistung finden sich in 5,12,16,17,18.

Die Überwachung des Festkörpers von LBEs in jeder Entwicklungsphase durch etablierte Analysetechniken bietet eine effektive Strategie für die Entwicklung leistungsstarker Herstellungsprozesse und stabiler lipidbasierter pharmazeutischer Produkte.

Diese Publikation stellt die kritische Anwendung einer umfassenden Festkörperanalyse von LBEs zur Überwachung der Veränderungen im Festkörper und deren Korrelation mit der Veränderung des Freisetzungsprofils von pharmazeutischen Wirkstoffen (API) aus der pharmazeutischen Darreichungsform vor. Als Fallstudien dienen multipartikuläre Systeme, die auf lipidbeschichteten API-Kristallen mittels Hotmelt-Beschichtung basieren, und Nano-Lipidsuspensionen, die durch Hochdruckhomogenisierung hergestellt werden. Der Schwerpunkt dieser Publikation liegt auf der Anwendung von Pulverröntgenbeugung und DSC als Analysewerkzeuge. Die ersten beiden Beispiele zeigen den Effekt der polymorphen Transformation bzw. des Kristallwachstums auf die Veränderung der API-Freisetzung aus beschichteten Proben. Das letzte Beispiel zeigt die Korrelation zwischen dem stabilen Festkörper von Lipid und der stabilen Leistung des pharmazeutischen Produkts in lipidbeschichteten multipartikulären Systemen und in Nano-Lipidsuspensionen.

Protokoll

1. Dynamische Differenzkalorimetrie (DSC)

1. Instrumentenvorbereitung
   1. Verwenden Sie ein Differenzkalorimeter, das mit einem Intracooler, einem Autosampler und der Software für die Gerätesteuerung und Datenanalyse ausgestattet ist.
   2. Schalten Sie die Stickstoffgaszufuhr ein und stellen Sie den Druck zwischen 0,2–0,5 bar ein und schalten Sie das DSC-Gerät und den automatischen Probenwechsler ein.
   3. Öffnen Sie die Software und aktivieren Sie den Standby-Modus, indem Sie auf die Schaltfläche Ja klicken. Lassen Sie das Gerät mindestens eine Stunde lang äquilibrieren
   4. Reinigen Sie den Ofen mit Stickstoff, klicken Sie auf das Symbol Neue Methode und gehen Sie zur Methodendefinition. Aktivieren Sie im Übersichtsfenster die Option Temperaturmodulation.  Gehen Sie zur Registerkarte Kopfzeile und wählen Sie die Methode aus, indem Sie auf "Beispiel" klicken.
   5. Gehen Sie auf die Registerkarte Temperaturprogramm, wählen Sie Purge 2 MFC und auf Protective MFC, beide bei 50 ml/min.
   6. Fügen Sie folgende Messmethode ein: Standby bei 20 °C, Heizzyklus bei 5 K/min von 20 °C bis über die Schmelztemperatur des Lipids, isothermes Halten bei dieser Temperatur für 5 min, Kühlzyklus auf 0 °C bei 5 K/min bis -20 °C, endgültige Notrückstelltemperatur bei einer Temperatur 10 Grad °C über der höchsten Temperatur des Programms, und Endstandby-Temperatur bei 20 °C.
   7. Gehen Sie zur Registerkarte Kalibrierung und wählen Sie die entsprechende Temperatur- und Empfindlichkeitsdatei aus. Speichern der Methode
2. Probenvorbereitung und -messung
   1. Wiegen Sie 3-4 mg jeder Probe in Aluminiumtiegel. Notieren Sie das genaue Gewicht, das in jeden Tiegel geladen wird, und verschließen Sie den Aluminiumtiegel mit einem durchbrochenen Deckel.
   2. Legen Sie die Tiegel in das Autosampler-Fach und aktivieren Sie den Autosampler-Modus in der Software und ladebezogenen Methode für jede Probe.
   3. Geben Sie die Probenposition, den Probennamen und das Gewicht jeder Probe sowie die Position des Referenztiegels im Fenster Sample Tray View (Probenfachansicht) aus und starten Sie die Messungen.
3. Datenanalyse
   1. Öffnen Sie die Rohdaten mit der Software zur Datenanalyse und zeichnen Sie die Temperatur im Vergleich zum Wärmestrom, indem Sie auf die Schaltfläche "X-Zeit / X-Temperatur" klicken.
   2. Klicken Sie im Popup-Fenster auf "Isotherme Segmente ausblenden". Wählen Sie auf der linken Seite des Bildschirms nur die Kurven aus, die analysiert werden sollen (z.B. deaktivieren Sie die "zusätzlichen" Daten).
   3. Überprüfen Sie das thermische Verhalten von Lipiden als endotherme und exotherme Ereignisse absorbierter bzw. freigesetzter Energie in Form von Wärme als Funktion der Temperatur.
   4. Klicken Sie auf die Kurve, gefolgt von Auswertung und Fläche, um die Schmelzenthalpie als Fläche unter der Kurve der Endothermen zu berechnen.
   5. Wählen Sie die Integrationsgrenzen aus, indem Sie die vertikalen Linien vor und nach Beginn und Endpunkt des Peaks um 2 bis 3 Grad Celsius verschieben.
   6. Wählen Sie eine lineare Baseline für die Spitzenintegration aus. Die Fläche zwischen der Kurve und der Basislinie ist proportional zur Änderung der Enthalpie. Klicken Sie auf Anwenden, um die Berechnung abzuschließen. In ähnlicher Weise berechnen Sie die Kristallisationsenthalpie als die Fläche unter der Kurve der Exothermen
   7. Bestimmen Sie den Beginn der Schmelztemperatur (To), indem Sie auf die zu analysierende Kurve und dann auf Auswertung und Beginn klicken.
   8. Wählen Sie die Quantifizierungsgrenzen aus, indem Sie die vertikalen Linien auf den geradesten Abschnitt der Kurve verschieben. Dies liegt normalerweise bei 5-10 ° C vor und nach dem Höhepunkt. Bestimmen Sie dann die Schmelztemperatur, indem Sie auf die zu analysierende Kurve klicken, gefolgt von Auswertung und Peak. Der erhaltene Wert ist das Spitzenmaximum.

2. Klein- und Weitwinkel-Röntgenstreuung (SWAXS)

1. Instrumentenvorbereitung
   1. Verwenden Sie ein Röntgenstreusystem, indem Sie eine Kamera mit Punktfokussierung zusammenstellen, die an einem Röntgengenerator mit versiegelter Röhre befestigt und mit einer Steuereinheit und der zugehörigen Software ausgestattet ist.
   2. Verwenden Sie Cooper (λ = 1,54 Å) bei 50 kV und 1 mA als Röntgenquelle und zwei linear positionierte empfindliche Detektoren, um sowohl kleine als auch weitwinklige Röntgenstreubereiche abzudecken.
   3. Stellen Sie Sicherheitsanforderungen zum Schutz vor Röntgenstrahlenbelastung sicher.
   4. Schalten Sie das Kühlwassersystem an der Steuereinheit, der Vakuumpumpe, den Gasventilen und der Leistungs- und Sicherheitssteuerung ein.
   5. Schalten Sie die Spannungsregel- und Spülventile für die Detektoren bei einem Gasfluss zwischen 10–20 ml/min ein.
   6. Schalten Sie die Röntgenröhre und die Standby-Option ein und warten Sie ca. 10 Minuten. Schalten Sie den Standby-Modus aus und schalten Sie die Röntgenröhre auf volle Leistung (>50kV) ein und warten Sie mindestens 30 Minuten.
   7. Starten Sie die Steuerungssoftware und klicken Sie auf RESET TPF. Wählen Sie Tugsten Filter und legen Sie die Position fest. Gehen Sie zu Position, um die Position des Wolframfilters zu korrigieren
2. Probenvorbereitung und -messung
   1. Stellen Sie sicher, dass die Proben als feines Pulver verfügbar sind. Wenn nötig, mahlen Sie die Proben vorsichtig bei niedrigen Temperaturen, um ein feines Pulver zu erhalten.
   2. Füllen Sie die Proben in spezielle Glaskapillaren mit einem Außendurchmesser von ca. 2 mm, wobei Lufteinschlüsse in den Kapillaren vermieden werden. Verschließen Sie die Glaskapillare mit Wachs und legen Sie sie vorsichtig in den Kapillarhalter.
   3. Schalten Sie den Motor für die Probenrotation ein und schließen Sie das Vakuumventil, bis der Druck unter 5 mbar liegt.
   4. Korrigieren Sie in der Software die Messeinstellung, indem Sie eine Positionsauflösung von 1024 auswählen. Fixieren Sie die Belichtungszeit auf 1200 s.
   5. Richten Sie die Energiegrenzen ein, indem Sie auf Extras klicken, dann auf Energie und Auflösung klicken und auf Neustart klicken. Stellen Sie die Energiegrenzen auf einen geeigneten Bereich zwischen 400-900 ein.
   6. Öffnen Sie den Sicherheitsverschluss und starten Sie die Messungen. Stellen Sie sicher, dass das Messfenster maximal 80 Zählungen pro Sekunde anzeigt. Wenn dies nicht gegeben ist, passen Sie die Filterposition an.
3. Datenanalyse
   1. Exportieren Sie die Daten als p00-Dateien. Die Daten bestehen aus der Intensität der Transmission und Absorption gegenüber der Kanalanzahl und dem Beugungswinkel.
   2. Übertragen Sie die Daten zur Auswertung in eine statistische Software und korrigieren Sie die Daten, indem Sie die Intensitäten anhand der mit dem Wolframfilter gemessenen Streumasse normalisieren.
   3. Erstellen Sie ein Diagramm der normalisierten Intensität im Vergleich zum Zweifachen des Beugungswinkels [(2Θ) 2xtheta].
   4. Verwenden Sie die Funktion "Screenreader", um Beugungsspitzen in SAXS- und WAXS-Regionen zu finden.
   5. Wenden Sie die Bragg-Gleichung an, um die Beugungsspitzen mit maximaler Intensität in kurzen und langen d-Abständen für WAXS- bzw. SAXS-Bereiche zu berechnen.
   6. Berechnen Sie die Verhältnisse der Peakposition der SAXS-Region, um die Kristallsymmetrie der Lipide (z. B. lamellär, hexagonal, kubisch) herauszufinden.
   7. Verwenden Sie den Hauptbeugungspeak der SAXS-Region, um die Kristallitdicke (D) zu quantifizieren. Passen Sie den Peak über klassische kleinste Quadrate in eine Gaußfunktion ein und erhalten Sie den FWHM, indem Sie auf Analyse, Peaks und Baselines, Peakanalysator, Dialog Öffnen klicken.
   8. Wählen Sie im Popup-Fenster die Option "Fit Peaks Pro". Wählen Sie eine konstante Baseline mit y = 0, wählen Sie den Hauptbeugungspeak des SAXS-Bereichs und klicken Sie auf "Fit control", um die Peak-Fit-Parameter auszuwählen.
   9. Wählen Sie die Funktion GaussAmp. Stellen Sie die Parameter y_0, xc_1 und A_1 als fest ein und erhalten Sie die FWHM aus der Passung. Verwenden Sie die Scherrer-Gleichung, um die Kristallitdicke zu berechnen.

3. Auflösungstests

1. API-Freisetzung aus beschichteten multipartikulären Systemen
   1. Verwenden Sie USP-Gerät 2 (Paddel) für Auflösungsstudien.
   2. Die Auflösungstestgefäße werden mit einem Phosphatpuffer pH 6,8 gefüllt und auf 37 °C erhitzt.
   3. Proben beschichteter Partikel werden dreifach gewogen und in eine Einzeldosis API gegeben, und die Proben in Auflösungstestgefäße gegeben.
   4. Starten Sie das Paddel mit einer Drehzahl von 100 U/min.
   5. Stellen Sie den Autosampler so ein, dass an den folgenden Probenahmestellen Proben von 1 ml entnommen werden: 30 min, 60 min, 90 min, 2 h, 4 h, 6 h, 8 h, 10 h, 12 h, 18 h und 24 h.
   6. Analysieren Sie die Proben mit einer geeigneten HPLC-Methode 5,7,17.
   7. Analysieren Sie die Daten, indem Sie die kumulative API-Version im Zeitvergleich darstellen.
   8. Durchführung der Experimente für gelagerte Proben unter Langzeit (25 °C, 60% relative Luftfeuchtigkeit) und beschleunigt (40 °C und 70% relative Luftfeuchtigkeit).
2. API-Freisetzung aus festen Lipid-Nanopartikeln (SLN)
   1. Herstellung der simulierten Lungenflüssigkeit (SLF) durch Mischen von 0,02% (w/w) Dipalmitoylphosphatidylcholin in Dulbeccos Phosphatpuffersalzlösung (D-PBS) mit folgender Zusammensetzung: KCl (2,683 mM),_KH2PO4(1,47 mM), NaCl (136,893 mM), Na2HPO _4· 2H₂O (8.058 mM), CaCl_{2· 2H2O}(0,884 mM) und MgCl_2· 6H₂O (0,492 mM). Auf 37 °C vorheizen.
   2. Verwenden Sie Dialysekassetten mit einem Zellulosemembranbeutel mit einem kontrollierten Cut-off von 7.000 Da in dreifacher Ausfertigung für jede Probe.
   3. Weisen Sie für jede Probenahmezeit eine Dialysekassette zu: 0,5 h, 1,5 h, 3 h, 5 h, 7 h und 24 h. Hydratisieren Sie die Dialysekassetten für 2 Minuten, indem Sie sie in SLF eintauchen. Dann trocknen Sie ihre Oberfläche vorsichtig mit weichen Papiertüchern.
   4. In jede Kassette werden 3 ml der Probe (Lipid-Nanosuspension), entsprechend 600 μg Dexamethason, injiziert.
   5. Tauchen Sie jede Kassette in 200 ml SLF bei 37 °C (Sinkbedingungen) und rühren Sie das System bei 125 U/min.
   6. Nehmen Sie 200 mg Proben aus dem Inneren der Kassette mit einer Spritze zu jedem bestimmten Probenahmezeitpunkt.
   7. Bestimmung des API-Inhalts mit der entwickelten HPLC-MS-Methode¹⁸.
   8. Berechnen Sie die von SLN freigegebene API nach Massenbilanz gemäß¹⁸ kurz als Differenz zwischen der Gesamtmenge der API in SLN und der verbleibenden Menge der API nach der Stichprobe.
   9. Wiederholen Sie den Vorgang für gespeicherte Proben.

Ergebnisse

Korrelation zwischen polymorphem Übergang von Lipid und API-Freisetzung in lipidbeschichteten API-Kristallen:
API-Kristalle, die mit Glycerinmonostearat beschichtet sind, werden mittels DSC und Röntgenstrahlen direkt nach der Beschichtung und nach 3-monatiger Lagerung unter beschleunigten Bedingungen (40 °C, 75% relative ^{Luftfeuchtigkeit)} gemessen7. Glycerylmonostearat ist ein mehrphasiges System, das 40% -55% Monoglyceride, 30% -45% Diglyceride und 5% -15% Glycerid...

Diskussion

Pulverröntgenbeugung und DSC wurden in diesem Manuskript als Goldstandards für die Festkörperanalyse von LBEs beschrieben. Die Pulverröntgenbeugung hat den herausragenden Vorteil, dass die Messungen in situ verarbeitet werden, mit minimaler Festkörpermanipulation der Proben während der Messungen. Darüber hinaus können die gleich gefüllten Kapillaren nach ersten Messungen unter verschiedenen Bedingungen gelagert werden, um die Festkörperänderung während der Lagerung zu untersuchen. In dieser Arbeit ko...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
CaCl2·2H2O	Sigma-Aldrich	223506
Cassettes with a cellulose membrane bag with a cut-off of 7000 Da, Thermo Scientific Slide-A-Lyzer 7K	Fisher Scientific Inco, USA
Control software of x-ray system	HECUS dedicated house equipment
Control unit of x-ray system	HECUS dedicated house equipment
Differential scanning calorimeter (DSC) aluminum crucibles and lids	Netzsch, Germany
Differential scanning calorimeter DSC 204 F1 Phoenix (NETZSCH, Germany).	Netzsch, Germany
Dipalmitoylphosphatidylcholine (DPPC)	Sigma-Aldrich	850355P
Dissolution paddle apparatus II, Erweka DT 828 LH	Erweka GmbH, Langen, Germany
Dynasan 116	IOI OLEO		Tripalmitin
Geleol	Gattefosse		Glyceryl monosterarate
KCl	Sigma-Aldrich	529552
KH2PO4	Sigma-Aldrich	P0662
Kolliphor P 188	BASF Chem Trade		Poloxamer 188
MgCl2·6H2O	Sigma-Aldrich	M2670
Na2HPO4·2H2O	Sigma-Aldrich	S9763
NaCl	Sigma-Aldrich	S9888
Netzsch DSC 204F1 Software Version 8.0.1	Netzsch, Germany	6.239.2-64.51.00
Origin Pro (OriginLab, Northampton, MA) (statistical software	OriginLab, Northampton, MA
Proteous Analysis Software	Netzsch, Germany
Tween 65			Polysorbate 65
Witepsol PMF 1683	IOI OLEO		Triglycerol ester of stearatic/palmitic acid (partially esterified)
Witepsol PMF 282	IOI OLEO		Diglycerol ester of stearic acid
X-ray HECUS system composed of a point-focusing camera and two linearly positioned sensitive detectors	HECUS dedicated house equipment