Un ensemble d’outils analytiques établis pour étudier l’altération à l’état solide des excipients à base de lipides

Résumé

Cette publication montre l’application de la diffraction des rayons X et de la calorimétrie différentielle à balayage comme étalons de référence pour étudier l’état solide des excipients à base de lipides (LBE). Comprendre l’altération à l’état solide dans les LBE et son effet sur la performance des produits pharmaceutiques est le facteur clé pour la fabrication de formes posologiques robustes à base de lipides.

Résumé

Les excipients à base de lipides (LBE) sont peu toxiques, biocompatibles et naturels, et leur application soutient la durabilité de la fabrication pharmaceutique. Cependant, le principal défi est leur état solide instable, affectant la stabilité du produit pharmaceutique. Les propriétés physiques critiques des lipides pour leur traitement - telles que la température de fusion et la viscosité, la rhéologie, etc. - sont liées à leur structure moléculaire et à leur cristallinité. Les additifs, ainsi que les contraintes thermiques et mécaniques impliquées dans le processus de fabrication, affectent l’état solide des lipides et donc la performance des produits pharmaceutiques de ceux-ci. Par conséquent, la compréhension de l’altération de l’état solide est cruciale. Dans ce travail, la combinaison de la diffraction des rayons X en poudre et de la calorimétrie différentielle à balayage (DSC) est présentée comme l’étalon-or pour la caractérisation de l’état solide des lipides. La diffraction des rayons X est la méthode la plus efficace pour cribler le polymorphisme et la croissance cristalline. L’arrangement polymorphe et la longueur des lamelles sont caractérisés dans les régions grand angle et petit angle de diffraction des rayons X, respectivement. La région de diffusion des rayons X aux petits angles (SAXS) peut être utilisée pour étudier la croissance des cristaux. La transition de phase et la séparation peuvent être indiquées. La DSC est utilisée pour analyser le comportement thermique des lipides, estimer la miscibilité des additifs et / ou des ingrédients pharmaceutiques actifs (API) dans la matrice lipidique et fournir des diagrammes de phase. Quatre études de cas sont présentées dans lesquelles les LBE sont utilisés soit comme matériau de revêtement, soit comme matrice d’encapsulation pour fournir des systèmes multiparticules enrobés de lipides et des nanosuspensions lipidiques, respectivement. L’état solide lipidique et son altération potentielle pendant le stockage sont étudiés et corrélés à l’altération dans la libération de l’IPA. Les méthodes microscopiques qualitatives telles que la microscopie à lumière polarisée et la microscopie électronique à balayage sont des outils complémentaires pour étudier la cristallisation au niveau micro. D’autres méthodes d’analyse doivent être ajoutées en fonction du procédé de fabrication choisi. La relation structure-fonction-traitabilité doit être comprise avec soin pour concevoir des produits pharmaceutiques à base de lipides robustes et stables.

Introduction

Les lipides sont une classe de matériaux qui contiennent des hydrocarbures aliphatiques à longue chaîne et leurs dérivés. Ils couvrent un large éventail de structures chimiques, y compris les acides gras, les acylglycérols, les stérols et les esters de stérols, les cires, les phospholipides et les sphingolipides¹. L’utilisation des lipides comme excipients pharmaceutiques a commencé en 1960 pour intégrer des médicaments dans une matrice de cire afin de fournir des formulations à libération prolongée². Depuis lors, les excipients à base de lipides (LBE) ont attiré l’attention pour diverses applications, telles que la libération de médicaments modifiés, le masquage du goût, l’encapsulation de médicaments et l’amélioration de la biodisponibilité des médicaments. Les LBE peuvent être appliqués dans une large gamme de formes pharmaceutiques via des procédés de fabrication polyvalents, à savoir le revêtement thermofusible, le séchage par atomisation, l’extrusion de lipides solides, l’impression 3D, le comprimé et l’homogénéisation à haute pression, entre autres. Les formes posologiques telles que les comprimés, les films à désintégration orale, les systèmes multiparticulaires, les nanoparticules et microparticules, les granulés et les formes imprimées en 3D en sont le résultat ^2,3,4.

Les LBE possèdent le statut « General Recognized as Safe », une faible toxicité, une bonne biocompatibilité et une tolérance améliorée des patients. Leur origine naturelle et leur grande disponibilité leur permettent de favoriser une fabrication pharmaceutique verte et durable. Néanmoins, l’utilisation de LBE a été associée à des formes posologiques instables. Des altérations des propriétés des produits à base de lipides après stockage ont été largement rapportées. L’état solide des LBE et l’existence d’un polymorphisme lipidique sont considérés comme les principales raisons de l’instabilité des formes posologiques à base de lipides 5,6,7,8.

Les propriétés mécaniques et physiques des lipides sont étroitement liées à leurs propriétés de cristallisation et à la structure de leur réseau cristallin, qui montre des hiérarchies distinctes d’organisation structurelle. Lorsque les lipides sont utilisés dans la fabrication de produits pharmaceutiques, la structure cristalline est affectée par les paramètres du procédé appliqués, tels que la température, les solvants organiques, le cisaillement et les forces mécaniques, ce qui affecte à son tour la performance du produit pharmaceutique 5,7,9,10,11,12 . Pour comprendre cette relation structure-fonction, il est important de connaître les fondements de la cristallisation des lipides et de la structure cristalline et les méthodes analytiques pour les dépister.

Au niveau moléculaire, la plus petite unité d’un cristal lipidique est appelée « cellule unitaire ». Une répétition tridimensionnelle régulière des cellules unitaires construit les réseaux cristallins, avec des interactions moléculaires plus fortes le long de leurs directions latérales que les longitudinales, expliquant la construction en couches des cristaux lipidiques. Le tassement transversal répété des chaînes d’hydrocarbures est connu sous le nom de sous-cellule 1,12,13 (Figure 1). Les lamelles sont l’emballage latéral des molécules lipidiques. Dans l’emballage cristallin, les interfaces entre les différentes lamelles sont constituées de groupes méthyliques, tandis que les groupes glycérol polaire sont placés dans les parties intérieures de la lamelle¹⁴. Pour différencier chaque chaîne d’acides gras dans la lamelle, le terme foliole est utilisé, qui représente une sous-couche composée de chaînes d’acides gras simples. Les acylglycérols peuvent être disposés en longueurs de chaîne de folioles doubles (2L) ou triples (3L)¹⁴. L’énergie de surface des lamelles les pousse à s’empiler épitaxialement les unes aux autres, pour fournir des nano-cristallites. Différents facteurs de traitement tels que la température et la vitesse de refroidissement affectent le nombre de lamelles empilées et, par conséquent, l’épaisseur de cristallite (~10-100 nm). L’agrégation des cristallites conduit à la formation de sphérulites à l’échelle microscopique, et l’agrégation des sphérulites fournit au réseau cristallin des LBE un comportement macroscopique défini¹³.

Les transitions à l’état solide commencent au niveau moléculaire. La transition géométrique d’une sous-cellule à une autre est appelée polymorphisme. Trois polymorphes majeurs de α, β'-, et β-formes se trouvent généralement dans les acylglycérols, ordonnés en fonction d’une stabilité accrue. L’inclinaison de la lamelle par rapport aux groupes terminaux se produit lors des transitions polymorphes ^1,13. Les BLBE subissent des transitions polymorphes de stockage et de fusion médiées par la fusion. Les transitions de stockage se produisent lorsque la forme métastable est stockée en dessous de sa température de fusion, tandis que les transitions médiées par fusion se produisent lorsque la température s’élève au-dessus du point de fusion d’une forme métastable, provoquant la fusion et la cristallisation successive de la forme plus stable.

En outre, la séparation de phase et la croissance cristalline peuvent également se produire. La séparation de phase est entraînée par la cristallisation multiphasique initiale et la croissance d’une phase ou plus. Les interactions particule-particule, y compris le frittage, les interactions moléculaires, les caractéristiques microstructurales et les composants étrangers, peuvent également déclencher la croissance cristalline ^1,5.

La surveillance des transitions à l’état solide des ELB et de leur impact sur la performance des formes posologiques revêt une importance considérable. Entre autres, la calorimétrie différentielle à balayage (DSC) et la diffraction des rayons X, en particulier la diffusion simultanée des rayons X à petit et grand angle (SWAXS), sont deux étalons de référence pour évaluer l’état solide lipidique.

DSC est couramment utilisé pour mesurer les changements d’enthalpie du matériau d’intérêt associés au flux de chaleur en fonction du temps et de la température. La méthode est largement utilisée pour le criblage du comportement thermique des lipides, tels que les voies possibles de fusion et de cristallisation, la température et l’enthalpie correspondantes de différentes formes polymorphes, ainsi que les fractions mineures et principales des compositions lipidiques. Ces données peuvent être utilisées pour décrire l’hétérogénéité, les phases multiples et le polymorphisme lipidique ^5,7,13.

Les techniques de diffraction des rayons X sont les méthodes les plus puissantes pour la détermination de la structure à l’état solide. Possédant une nanostructure ordonnée avec des lamelles répétées, la réflexion du faisceau de rayons X à partir de cristaux lipidiques peut être étudiée en utilisant la loi de Bragg:

d = λ/2sinθ (Équation 1)

où λ est la longueur d’onde des rayons X de 1,542 Å, θ est l’angle de diffraction du faisceau diffusé, et d est l’espacement interplanaire des couches répétées, défini comme la longueur des lamelles dans les lipides. La région à petit angle de la radiographie peut être parfaitement utilisée pour détecter le long espacement et calculer la longueur de la lamelle (d). Plus la distance répétée d est grande, plus l’angle de diffusion est petit (1-15°, région à petit angle) puisque d est inversement proportionnel à sin θ. L’arrangement sous-cellulaire des lipides peut être caractérisé comme le motif d’espacement court dans la région grand angle de la diffraction des rayons X. Les modèles d’espacement long et court des lipides (longueur des lamelles et disposition des sous-cellules) peuvent être utilisés pour indiquer la transformation polymorphe monotropique. Par exemple, la forme α (hexagonale) peut être modifiée en β (triclinique) en raison d’un changement de l’angle d’inclinaison des chaînes, avec des modifications de la longueur des lamelles (long espacement, dans la région du petit angle, 1-15°) et du mode de tassement transversal (espacement court, dans la région grand angle, 16-25°) (figure 2).

Les informations obtenues à partir de la région SAXS peuvent en outre être utilisées pour étudier la croissance cristalline en mesurant son épaisseur (D) via l’équation de Scherrer¹⁵:

D = Kλ/FWHMcosθ (Équation 2)

Où, FWHM est la largeur en radians de la diffraction maximale mesurée à mi-hauteur entre le bruit de fond et le pic, généralement appelée pleine largeur à demi-maximum (FWHM); θ est l’angle de diffraction; λ est la longueur d’onde des rayons X (1,542 Å) et K (constante de Scherrer) est un nombre sans dimension qui fournit des informations sur la forme du cristal (en l’absence d’informations détaillées sur la forme, K = 0,9 est une bonne approximation). Veuillez noter que l’équation de Scherrer peut être utilisée pour estimer des tailles cristallines moyennes allant jusqu’à environ 100 nm puisque l’élargissement du pic est inversement proportionnel à la taille de la cristallite. Par conséquent, son application est utile pour déterminer l’épaisseur des nanoplaquettes et, indirectement, le nombre de lamelles agrégées. Des exemples d’utilisation de cette approche bien connue pour le criblage des propriétés cristallines des lipides dans le développement de la formulation pharmaceutique et l’instabilité correspondante dans les performances du produit peuvent être trouvés dans 5,12,16,17,18.

La surveillance de l’état solide des LBE à chaque stade de développement à l’aide de techniques analytiques bien établies fournit une stratégie efficace pour concevoir des procédés de fabrication performants et des produits pharmaceutiques stables à base de lipides.

Cette publication présente l’application critique d’une analyse complète à l’état solide des ELB pour surveiller les changements à l’état solide et sa corrélation avec la modification du profil de libération de l’ingrédient pharmaceutique actif (IPA) de la forme posologique pharmaceutique. Les systèmes multiparticules basés sur des cristaux d’API enrobés de lipides via un revêtement thermofusible et les suspensions nanolipidiques produites par homogénéisation à haute pression sont pris comme études de cas. Cette publication se concentre sur l’application de la diffraction des rayons X en poudre et de la DSC comme outils analytiques. Les deux premiers exemples montrent l’effet de la transformation polymorphe et de la croissance cristalline, respectivement, sur l’altération de la libération d’API à partir d’échantillons revêtus. Le dernier exemple révèle la corrélation entre l’état solide stable des lipides et la performance stable du produit pharmaceutique dans les systèmes multiparticules enrobés de lipides et dans les suspensions nanolipidiques.

Protocole

1. Calorimétrie différentielle à balayage (DSC)

1. Préparation des instruments
   1. Utilisez un calorimètre différentiel à balayage équipé d’un refroidisseur intra, d’un échantillonneur automatique et du logiciel de contrôle des instruments et d’analyse des données.
   2. Allumez l’alimentation en azote gazeux et réglez la pression entre 0,2 et 0,5 bar et mettez sous tension l’instrument DSC et le changeur d’échantillon automatique.
   3. Ouvrez le logiciel et activez le mode veille en cliquant sur le bouton Oui . Permettre l’équilibrage de l’appareil pendant au moins une heure
   4. Purgez le four avec de l’azote, cliquez sur l’icône Nouvelle méthode et accédez à Définition de la méthode. Activez l’option Modulation de température dans la fenêtre d’aperçu.  Allez dans l’onglet d’en-tête et sélectionnez la méthode en cliquant sur « échantillon ».
   5. Allez dans l’onglet Programme de température, sélectionnez Purger 2 MFC et sur MFC de protection, tous deux à 50 mL/min.
   6. Insérer la méthode de mesure suivante: veille à 20 °C, cycle de chauffage à 5 K/min de 20 °C ou au-dessus de la température de fusion des lipides, maintien isotherme à cette température pendant 5 min, cycle de refroidissement à 0 °C à 5 K/min à -20 °C, température de réinitialisation d’urgence finale à une température de 10 °C au-dessus de la température la plus élevée du programme, et température de veille finale à 20 °C.
   7. Accédez à l’onglet d’étalonnage et sélectionnez le fichier de température et de sensibilité approprié. Enregistrer la méthode
2. Préparation et mesure des échantillons
   1. Peser 3 à 4 mg de chaque échantillon dans des creusets en aluminium. Notez le poids exact chargé dans chaque creuset et scellez le creuset en aluminium avec un couvercle percé.
   2. Placez les creusets dans le plateau de l’échantillonneur automatique et activez le mode échantillonneur automatique dans le logiciel et la méthode associée à la charge pour chaque échantillon.
   3. Remplissez la position de l’échantillon, le nom de l’échantillon et le poids de chaque échantillon, ainsi que la position du creuset de référence dans la fenêtre Vue du plateau d’échantillon et commencez les mesures.
3. Analyse des données
   1. Ouvrez les données brutes à l’aide du logiciel d’analyse des données et tracez la température en fonction du flux de chaleur, en cliquant sur le bouton « X-time / X-temperature »
   2. Dans la fenêtre contextuelle, cliquez sur « Masquer les segments isothermes ». Sur le côté gauche de l’écran, sélectionnez uniquement les courbes à analyser (par exemple, décochez les données « Supplémentaires »).
   3. Vérifier le comportement thermique des lipides en tant qu’événements endothermiques et exothermiques d’énergie absorbée ou libérée sous forme de chaleur, respectivement, en fonction de la température.
   4. Cliquez sur la courbe, suivie de Evaluation et Aire, pour calculer l’enthalpie de fusion comme l’aire sous la courbe des endothermes.
   5. Sélectionnez les limites d’intégration en déplaçant les lignes verticales autour de 2 à 3 degrés Celsius avant et après le début et la fin du pic.
   6. Sélectionnez une ligne de base linéaire pour l’intégration de pointe. L’aire entre la courbe et la ligne de base est proportionnelle au changement d’enthalpie. Cliquez sur Appliquer pour terminer le calcul. De même, calculer l’enthalpie de cristallisation comme l’aire sous la courbe des exothermes
   7. Déterminez le début de la température de fusion (To) en cliquant sur la courbe à analyser, puis sur Evaluation et Début.
   8. Sélectionnez les limites de quantification en déplaçant les lignes verticales vers la section la plus droite de la courbe. C’est généralement autour de 5-10 ° C avant et après le pic. Ensuite, déterminez la température de fusion en cliquant sur la courbe à analyser, suivie de Evaluation et Peak. La valeur obtenue est le maximum de crête.

2. Diffusion des rayons X à petit et grand angle (SWAXS)

1. Préparation des instruments
   1. Utiliser un système de diffusion des rayons X, composant une caméra à mise au point fixée à un générateur de rayons X à tube scellé et équipée d’une unité de commande et du logiciel associé.
   2. Utilisez le tonnelier (λ = 1,54 Å) à 50 kV et 1 mA comme source de rayons X et deux détecteurs sensibles positionnés linéairement pour couvrir les régions de diffusion des rayons X à petit et grand angle.
   3. Assurer les exigences de sécurité pour protéger contre l’exposition aux rayons X.
   4. Allumez le système d’eau de refroidissement de l’unité de commande, la pompe à vide, les vannes de gaz et le système de contrôle de l’alimentation et de la sécurité.
   5. Allumez les vannes de contrôle de tension et de purge des détecteurs à un débit de gaz compris entre 10 et 20 mL/min.
   6. Allumez le tube à rayons X et l’option de veille et attendez environ 10 minutes. Désactivez le mode veille et mettez le tube à rayons X à pleine puissance (>50 kV) et attendez au moins 30 minutes.
   7. Démarrez le logiciel de contrôle et cliquez sur RESET TPF. Choisissez le filtre Tugsten et définissez la position. Allez dans Position pour fixer la position du filtre en tungstène
2. Préparation et mesure des échantillons
   1. Assurez-vous que les échantillons sont disponibles sous forme de poudre fine. Si nécessaire, broyer doucement les échantillons à basse température pour obtenir une poudre fine.
   2. Remplissez les échantillons dans des capillaires en verre spéciaux d’un diamètre extérieur d’environ 2 mm, en évitant tout piégeage d’air dans les capillaires. Scellez le capillaire en verre avec de la cire et placez-le soigneusement dans le support capillaire.
   3. Allumez le moteur pour la rotation de l’échantillon et fermez la soupape de dépression jusqu’à ce que la pression soit inférieure à 5 mbar.
   4. Dans le logiciel, corrigez le paramètre de mesure en sélectionnant une résolution de position de 1024. Fixer le temps d’exposition à 1200 s.
   5. Configurez les limites d’énergie en cliquant sur Outils, puis cliquez sur énergie et résolution, puis cliquez sur redémarrer. Réglez les limites d’énergie à une plage appropriée comprise entre 400 et 900.
   6. Ouvrez l’obturateur de sécurité et commencez les mesures. Assurez-vous que la fenêtre de mesure affiche un maximum de 80 comptages par seconde. Si ce n’est pas indiqué, adaptez la position du filtre.
3. Analyse des données
   1. Exportez les données sous forme de fichiers p00. Les données comprennent l’intensité de la transmission et de l’absorption par rapport au numéro de canal et à l’angle de diffraction.
   2. Transférez les données pour évaluation vers un logiciel statistique et corrigez les données en normalisant les intensités à l’aide de la masse de diffusion mesurée avec le filtre au tungstène.
   3. Créez un graphique d’intensité normalisée par rapport à deux fois l’angle de diffraction [(2Θ) 2xtheta].
   4. Utilisez la fonction de « lecteur d’écran » pour trouver des pics de diffraction dans les régions SAXS et CIRES.
   5. Appliquez l’équation de Bragg pour calculer les pics de diffraction avec l’intensité maximale en espacement D court et long pour les régions WAXS et SAXS, respectivement.
   6. Calculez les rapports de la position du pic de la région SAXS pour connaître la symétrie cristalline des lipides (par exemple, lamellaire, hexagonal, cubique).
   7. Utilisez le pic de diffraction principal de la région SAXS pour quantifier l’épaisseur de cristallite (D). Ajustez le pic dans une fonction gaussienne via les moindres carrés classiques et obtenez le FWHM en cliquant sur Analyse, Pics et lignes de base, Analyseur de pics, Ouvrir la boîte de dialogue.
   8. Dans la fenêtre contextuelle, sélectionnez l’option « Fit Peaks Pro ». Sélectionnez une ligne de base constante avec y = 0, sélectionnez le pic de diffraction principal de la région SAXS et cliquez sur « Ajuster le contrôle » pour sélectionner les paramètres d’ajustement du pic.
   9. Choisissez la fonction GaussAmp. Définissez les paramètres y_0, xc_1 et A_1 comme fixes et obtenez le FWHM de l’ajustement. Utilisez l’équation de Scherrer pour calculer l’épaisseur de la cristallite.

3. Tests de dissolution

1. Libération d’API par les systèmes multiparticules revêtus
   1. Utiliser l’appareil USP 2 (pagaie) pour les études de dissolution.
   2. Remplir les récipients d’essai de dissolution avec un tampon phosphate pH 6,8 et chauffer à 37 °C.
   3. Peser trois exemplaires d’échantillons de particules enrobées équivalant à une dose unique d’IPA et placer les échantillons dans des récipients d’essai de dissolution.
   4. Démarrez la palette à une vitesse de 100 tr/min.
   5. Régler l’échantillonneur automatique pour prélever des échantillons de 1 mL aux points d’échantillonnage suivants : 30 min, 60 min, 90 min, 2 h, 4 h, 6 h, 8 h, 10 h, 12 h, 18 h et 24 h.
   6. Analyser les échantillons par une méthode CLHP appropriée 5,7,17.
   7. Analysez les données en traçant la version cumulative de l’API en fonction du temps.
   8. Réaliser les expériences pour les échantillons stockés sous une température à long terme (25 °C, 60% d’humidité relative) et accélérée (40 °C et 70% d’humidité relative).
2. Libération d’API à partir de nanoparticules lipidiques solides (SLN)
   1. Préparer le liquide pulmonaire simulé (SLF) en mélangeant 0,02% (p / p) de dipalmitoylphosphatidylcholine dans la solution saline tampon phosphate de Dulbecco (D-PBS), avec la composition suivante: KCl (2,683 mM), KH 2 PO 4 (1,47 mM), NaCl (136,893 mM),_{Na 2}HPO_4· 2H2 O (8.058 mM), CaCl_2· 2H2 O (0,884 mM) et MgCl_2· 6H₂O (0,492 mM). Préchauffez-le à 37 °C.
   2. Utiliser des cassettes de dialyse avec un sac à membrane de cellulose d’un seuil contrôlé de 7 000 Da en triple exemplaire pour chaque échantillon.
   3. Attribuez une cassette de dialyse pour chaque temps d’échantillonnage : 0,5 h, 1,5 h, 3 h, 5 h, 7 h et 24 h. Hydratez les cassettes de dialyse pendant 2 min en les immergeant dans le SLF. Ensuite, séchez soigneusement leur surface avec des serviettes en papier douces.
   4. Injecter 3 mL de l’échantillon (lipide-nanosuspension), équivalent à 600 μg de dexaméthasone, dans chaque cassette.
   5. Immerger chaque cassette dans 200 ml de SLF à 37 °C (conditions d’évier) et agiter le système à 125 tr/min.
   6. Prélever des échantillons de 200 mg à l’intérieur de la cassette à l’aide d’une seringue à chaque moment d’échantillonnage déterminé.
   7. Déterminer le contenu de l’API à l’aide de la méthode HPLC-MS^{développée 18}.
   8. Calculer brièvement l’IPA libérée par SLN par bilan massique, selon¹⁸, comme la différence entre la quantité totale d’IPA dans SLN et la quantité restante d’IPA après échantillonnage.
   9. Répétez le processus pour les échantillons stockés.

Résultats

Corrélation entre la transition polymorphe des lipides et la libération d’API dans les cristaux d’API enrobés de lipides:
Les cristaux d’API enrobés de monostéarate de glycérol sont mesurés par DSC et rayons X directement après le revêtement et après 3 mois de stockage dans des conditions accélérées (40 °C, 75 % d’humidité relative)⁷. Le monostéarate de glycéryle est un système multiphasique contenant 40% à 55% de monoglycérides, 30% à 45% ...

Discussion

La diffraction des rayons X en poudre et la DSC ont été décrites dans ce manuscrit comme des étalons-or pour l’analyse à l’état solide des LBE. La diffraction des rayons X en poudre présente l’avantage exceptionnel de traiter les mesures in situ, avec une manipulation minimale des échantillons à l’état solide pendant les mesures. De plus, les mêmes capillaires remplis peuvent être stockés dans différentes conditions après les mesures initiales pour étudier l’altération de l’état sol...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
CaCl2·2H2O	Sigma-Aldrich	223506
Cassettes with a cellulose membrane bag with a cut-off of 7000 Da, Thermo Scientific Slide-A-Lyzer 7K	Fisher Scientific Inco, USA
Control software of x-ray system	HECUS dedicated house equipment
Control unit of x-ray system	HECUS dedicated house equipment
Differential scanning calorimeter (DSC) aluminum crucibles and lids	Netzsch, Germany
Differential scanning calorimeter DSC 204 F1 Phoenix (NETZSCH, Germany).	Netzsch, Germany
Dipalmitoylphosphatidylcholine (DPPC)	Sigma-Aldrich	850355P
Dissolution paddle apparatus II, Erweka DT 828 LH	Erweka GmbH, Langen, Germany
Dynasan 116	IOI OLEO		Tripalmitin
Geleol	Gattefosse		Glyceryl monosterarate
KCl	Sigma-Aldrich	529552
KH2PO4	Sigma-Aldrich	P0662
Kolliphor P 188	BASF Chem Trade		Poloxamer 188
MgCl2·6H2O	Sigma-Aldrich	M2670
Na2HPO4·2H2O	Sigma-Aldrich	S9763
NaCl	Sigma-Aldrich	S9888
Netzsch DSC 204F1 Software Version 8.0.1	Netzsch, Germany	6.239.2-64.51.00
Origin Pro (OriginLab, Northampton, MA) (statistical software	OriginLab, Northampton, MA
Proteous Analysis Software	Netzsch, Germany
Tween 65			Polysorbate 65
Witepsol PMF 1683	IOI OLEO		Triglycerol ester of stearatic/palmitic acid (partially esterified)
Witepsol PMF 282	IOI OLEO		Diglycerol ester of stearic acid
X-ray HECUS system composed of a point-focusing camera and two linearly positioned sensitive detectors	HECUS dedicated house equipment