Um pacote de ferramentas analíticas estabelecidas para investigar a alteração do estado sólido de excipientes à base de lipídios

Resumo

Esta publicação mostra a aplicação da difração de raios X e da calorimetria exploratória diferencial como padrão-ouro para investigar o estado sólido de excipientes à base de lipídios (LBEs). Compreender a alteração do estado sólido em LBEs e seu efeito sobre o desempenho de produtos farmacêuticos é o fator-chave para a fabricação de formas de dosagem robustas à base de lipídios.

Resumo

Os excipientes à base de lipídios (LBEs) são de baixa toxicidade, biocompatíveis e de base natural, e sua aplicação suporta a sustentabilidade da fabricação farmacêutica. No entanto, o grande desafio é o seu estado sólido instável, afetando a estabilidade do produto farmacêutico. As propriedades físicas críticas dos lipídios para seu processamento - como temperatura de fusão e viscosidade, reologia, etc. - estão relacionadas à sua estrutura molecular e sua cristalinidade. Os aditivos, bem como o estresse térmico e mecânico envolvido no processo de fabricação, afetam o estado sólido dos lipídios e, portanto, o desempenho dos produtos farmacêuticos dos mesmos. Portanto, compreender a alteração no estado sólido é crucial. Neste trabalho, a combinação de difração de raios X em pó e calorimetria exploratória diferencial (DSC) é introduzida como padrão-ouro para a caracterização do estado sólido dos lipídios. A difração de raios X é o método mais eficiente para rastrear o polimorfismo e o crescimento de cristais. O arranjo polimórfico e o comprimento da lamela são caracterizados nas regiões de grande e pequeno ângulo da difração de raios X, respectivamente. A região de espalhamento de raios X de pequeno ângulo (SAXS) pode ser usada para investigar o crescimento de cristais. A transição de fase e a separação podem ser indicadas. O DSC é usado para rastrear o comportamento térmico dos lipídios, estimar a miscibilidade de aditivos e/ou ingredientes farmacêuticos ativos (IFA) na matriz lipídica e fornecer diagramas de fase. Quatro estudos de caso são apresentados em que os LBEs são usados como material de revestimento ou como matriz de encapsulamento para fornecer sistemas multiparticulados revestidos de lipídios e nanosuspensões lipídicas, respectivamente. O estado sólido lipídico e sua potencial alteração durante o armazenamento são investigados e correlacionados com a alteração na liberação do IFA. Métodos microscópicos qualitativos, como microscopia de luz polarizada e microscopia eletrônica de varredura, são ferramentas complementares para investigar a cristalização em nível micro. Devem ser acrescentados outros métodos analíticos com base no processo de fabrico seleccionado. A relação estrutura-função-processabilidade deve ser entendida cuidadosamente para projetar produtos farmacêuticos robustos e estáveis à base de lipídios.

Introdução

Os lipídios são uma classe de materiais que contêm hidrocarbonetos alifáticos de cadeia longa e seus derivados. Abrangem uma ampla gama de estruturas químicas, incluindo ácidos graxos, acilgliceróis, esteróis e ésteres de esteróis, ceras, fosfolipídios e esfingolípidos¹. O uso de lipídios como excipientes farmacêuticos iniciou-se em 1960 para incorporação de fármacos em uma matriz de cera para fornecer formulações de liberação sustentada². Desde então, os excipientes à base de lipídios (LBEs) ganharam ampla atenção para diversas aplicações, como liberação modificada de medicamentos, mascaramento de sabor, encapsulamento de medicamentos e aumento da biodisponibilidade de medicamentos. Os LBEs podem ser aplicados em uma ampla gama de formas de dosagem farmacêutica através de processos de fabricação versáteis, a saber, revestimento a quente, secagem por pulverização, extrusão de lipídios sólidos, impressão 3D, comprimidos e homogeneização de alta pressão, entre outros. Formas de dosagem como comprimidos, filmes de desintegração oral, sistemas multiparticulados, nano e micropartículas, pellets e formas impressas em 3D são o resultado ^2,3,4.

Os LBEs possuem o status "Geral Reconhecido como Seguro", baixa toxicidade, boa biocompatibilidade e melhor tolerância do paciente. Sua origem natural e ampla disponibilidade permitem que eles capacitem a fabricação farmacêutica verde e sustentável. No entanto, o uso de LBEs tem sido associado a formas de dosagem instáveis. Alterações nas propriedades de produtos à base de lipídios após o armazenamento têm sido amplamente relatadas. O estado sólido dos LBEs e a existência de polimorfismo lipídico são considerados os principais motivos para a instabilidade das formas de dosagem à base de lipídios 5,6,7,8.

As propriedades mecânicas e físicas dos lipídios estão intimamente relacionadas às suas propriedades de cristalização e à estrutura de sua rede cristalina, o que mostra hierarquias distintas de organização estrutural. Quando os lipídios são utilizados na fabricação de produtos farmacêuticos, a estrutura cristalina é afetada pelos parâmetros de processo aplicados, como temperatura, solventes orgânicos, cisalhamento e forças mecânicas, o que, por sua vez, afeta o desempenho do produto farmacêutico ^{5,7,9,10,11,12} . Para entender essa relação estrutura-função, é importante conhecer os fundamentos da cristalização lipídica e da estrutura cristalina e métodos analíticos para rastreá-los.

No nível molecular, a menor unidade de um cristal lipídico é denominada "célula unitária". Uma repetição tridimensional regular de células unitárias constrói as redes cristalinas, com interações moleculares mais fortes ao lado de suas direções laterais do que as longitudinais, explicando a construção em camadas de cristais lipídicos. O empacotamento transversal repetido das cadeias de hidrocarbonetos é conhecido como subcélula 1,12,13 (Figura 1). As lamelas são o empacotamento lateral das moléculas lipídicas. No pacote de cristais, as interfaces entre diferentes lamelas são feitas de grupos finais de metila, enquanto os grupos glicerol polar são colocados nas partes internas da lamela¹⁴. Para diferenciar cada cadeia de ácidos graxos na lamela, o termo folheto é empregado, que representa uma subcamada composta de cadeias únicas de ácidos graxos. Os acilgliceróis podem ser dispostos em comprimentos de cadeia de folheto duplos (2L) ou triplos (3L)¹⁴. A energia superficial das lamelas os leva a empilhar epitaxialmente uns aos outros, para fornecer nanocristalitos. Diferentes fatores de processamento, como temperatura e taxa de resfriamento, afetam o número de lamelas empilhadas e, portanto, a espessura do cristalito (~ 10-100 nm). A agregação de cristalitos leva à formação de esferulitos em microescala, e a agregação de esferulitos fornece à rede cristalina de LBEs um comportamento macroscópico definido¹³.

As transições de estado sólido começam no nível molecular. A transição geométrica de uma subcélula para outra é chamada de polimorfismo. Três polimorfos principais de forma α, β e β são geralmente encontrados em acilgliceróis, ordenados de acordo com o aumento da estabilidade. A inclinação da lamela em relação aos grupos finais ocorre durante as transições polimórficas ^1,13. Transições polimórficas mediadas por armazenamento e fusão são experimentadas por LBEs. As transições de armazenamento ocorrem quando a forma metaestável é armazenada abaixo de sua temperatura de fusão, enquanto as transições mediadas por fusão acontecem à medida que a temperatura sobe acima do ponto de fusão de uma forma metaestável, provocando fusão e cristalização sucessiva da forma mais estável.

Além disso, a separação de fases e o crescimento de cristais também podem ocorrer. A separação de fases é impulsionada pela cristalização multifásica inicial e pelo crescimento de uma fase ou mais. Interações partícula-partícula, incluindo sinterização, interações moleculares, características microestruturais e componentes estranhos, também podem desencadear o crescimento de cristais ^1,5.

O monitoramento das transições de estado sólido dos LBEs e seu impacto no desempenho das formas de dosagem é de importância significativa. Entre outros, a calorimetria exploratória diferencial (DSC) e a difração de raios X, especificamente o espalhamento simultâneo de raios-X de pequeno e grande ângulo (SWAXS), são dois padrões ouro para avaliar o estado sólido lipídico.

O DSC é comumente usado para medir as mudanças de entalpia do material de interesse associado ao fluxo de calor em função do tempo e da temperatura. O método é amplamente utilizado para a triagem do comportamento térmico de lipídios, como possíveis vias de fusão e cristalização, temperatura e entalpia correspondentes de diferentes formas polimórficas, bem como frações menores e principais de composições lipídicas. Esses dados podem ser utilizados para descrever a heterogeneidade, as múltiplas fases e o polimorfismo lipídico ^5,7,13.

As técnicas de difração de raios X são os métodos mais poderosos para a determinação de estruturas no estado sólido. Possuindo nanoestrutura ordenada com lamelas repetidas, a reflexão do feixe de raios-X de cristais lipídicos pode ser investigada usando a lei de Bragg:

d = λ/2sinθ (Equação 1)

onde λ é o comprimento de onda de raios-X de 1,542 Å, θ é o ângulo de difração do feixe disperso e d é o espaçamento interplanar de camadas repetidas, definido como comprimento de lamela em lipídios. A região de pequeno ângulo do raio-x pode ser perfeitamente usada para detectar o padrão de espaçamento longo e calcular o comprimento da lamela (d). Quanto maior a distância repetida d, menor o ângulo de dispersão (1-15°, região de ângulo pequeno), uma vez que d é inversamente proporcional ao pecado θ. O arranjo subcelular dos lipídios pode ser caracterizado como o padrão de espaçamento curto na região grande angular da difração de raios X. Ambos os padrões de espaçamento longo e curto dos lipídios (comprimento da lamela e arranjo subcelular) podem ser usados para indicar a transformação polimórfica monotrópica. Por exemplo, a forma α (hexagonal) pode ser alterada para β (triclínica) devido a uma mudança no ângulo de inclinação das correntes, com alterações no comprimento da lamela (padrão de espaçamento longo, na região de pequeno angular, 1-15°) e no modo de empacotamento transversal (padrão de espaçamento curto, na região grande angular, 16-25°) (Figura 2).

As informações obtidas da região SAXS podem ainda ser utilizadas para investigar o crescimento do cristal medindo sua espessura (D) através da equação de Scherrer¹⁵:

D = Kλ/FWHMcosθ (Equação 2)

Onde, FWHM é a largura em radianos do máximo de difração medido a uma altura intermediária entre o fundo e o pico, geralmente conhecido como largura total a meio máximo (FWHM); θ é o ângulo de difração; λ é o comprimento de onda de raios-X (1,542 Å) e K (constante de Scherrer) é um número adimensional que fornece informações sobre a forma do cristal (no caso da ausência de informações detalhadas sobre a forma K = 0,9 é uma boa aproximação). Por favor, note que a equação de Scherrer pode ser usada para estimar tamanhos médios de cristais de até cerca de 100 nm, uma vez que o pico de alargamento é inversamente proporcional ao tamanho do cristalito. Portanto, sua aplicação é útil para determinar a espessura das nanoplaquetas e, indiretamente, o número de lamelas agregadas. Exemplos de utilização dessa conhecida abordagem para triagem das propriedades cristalinas dos lipídios no desenvolvimento da formulação farmacêutica e da correspondente instabilidade no desempenho do produto podem ser encontrados em 5,12,16,17,18.

O monitoramento do estado sólido dos LBEs dentro de cada estágio de desenvolvimento por meio de técnicas analíticas bem estabelecidas fornece uma estratégia eficaz para projetar processos de fabricação de alto desempenho e produtos farmacêuticos estáveis à base de lipídios.

Esta publicação apresenta a aplicação crítica de uma análise abrangente do estado sólido dos LBEs para monitorar as mudanças no estado sólido e sua correlação com a alteração no perfil de liberação do ingrediente farmacêutico ativo (IFA) da forma farmacêutica farmacêutica. Sistemas multiparticulados baseados em cristais API revestidos de lipídios via revestimento a quente e suspensões nanolipídicas produzidas via homogeneização de alta pressão são tomados como estudos de caso. O foco desta publicação é a aplicação da difração de raios X em pó e do DSC como ferramentas analíticas. Os dois primeiros exemplos mostram o efeito da transformação polimórfica e do crescimento de cristais, respectivamente, sobre a alteração na liberação de API de amostras revestidas. O último exemplo revela a correlação entre o estado sólido estável dos lipídios e o desempenho estável do produto farmacêutico em sistemas multiparticulados revestidos de lipídios e em suspensões nanolipídicas.

Protocolo

1. Calorimetria exploratória diferencial (DSC)

1. Preparação do instrumento
   1. Use um calorímetro de varredura diferencial equipado com um intracooler, um amostrador automático e o software para controle de instrumentos e análise de dados.
   2. Ligue a fonte de gás nitrogênio e ajuste a pressão entre 0,2 e 0,5 bar e ligue o instrumento DSC e o trocador automático de amostras.
   3. Abra o software e ative o modo de espera clicando no botão Sim . Permitir o equilíbrio do dispositivo por pelo menos uma hora
   4. Limpe o forno com nitrogênio, clique no ícone Novo Método e vá para Definição do Método. Ative a opção Modulação de temperatura na janela de visão geral.  Vá para a guia de cabeçalho e selecione o método clicando em "amostra".
   5. Vá para a guia Programa de temperatura, selecione Purgar 2 MFC e em MFC protetor, ambos a 50 mL/min.
   6. Inserir o seguinte método de medição: Modo de espera a 20 °C, ciclo de aquecimento a 5 K/min de 20 °C até acima da temperatura de fusão dos lípidos, retenção isotérmica a esta temperatura durante 5 minutos, ciclo de arrefecimento a 0 °C a 5 K/min a -20 °C, temperatura final de reposição de emergência a uma temperatura de 10 graus °C acima da temperatura mais elevada do programa, e temperatura final de espera a 20 °C.
   7. Vá para a guia calibração e selecione o arquivo de temperatura e sensibilidade apropriado. Salvar o método
2. Preparação e medição de amostras
   1. Pesar 3-4 mg de cada amostra em cadinhos de alumínio. Registre o peso exato carregado em cada cadinho e sele o cadinho de alumínio com uma tampa perfurada.
   2. Coloque os cadinhos na bandeja do amostrador automático e ative o modo de amostrador automático no software e no método relacionado à carga para cada amostra.
   3. Preencha a posição da amostra, o nome da amostra e o peso de cada amostra, bem como a posição do cadinho de referência na janela Visualização da bandeja da amostra e inicie as medições.
3. Análise de dados
   1. Abra os dados brutos usando o software para análise de dados e plote a temperatura versus fluxo de calor, clicando no botão "X-time / X-temperature"
   2. Na janela estourada, clique em "Ocultar segmentos isotérmicos". No lado esquerdo da tela, selecione apenas as curvas a serem analisadas (por exemplo, desclique nos dados "Adicionais").
   3. Verificar o comportamento térmico dos lipídios como eventos endotérmicos e exotérmicos de energia absorvida ou liberada na forma de calor, respectivamente, em função da temperatura.
   4. Clique na curva, seguida de Avaliação e Área, para calcular a entalpia de fusão como a área sob a curva de endotermas.
   5. Selecione os limites de integração movendo as linhas verticais em torno de 2 a 3 graus Celsius antes e depois do início e do ponto final do pico.
   6. Selecione uma linha de base linear para a integração de pico. A área entre a curva e a linha de base é proporcional à mudança na entalpia. Clique em Aplicar para concluir o cálculo. Da mesma forma, calcule a entalpia de cristalização como a área sob a curva de exotermas
   7. Determine o início da temperatura de fusão (Para) clicando na curva a ser analisada e, em seguida, em Avaliação e Início.
   8. Selecione os limites de quantificação movendo as linhas verticais para a seção mais reta da curva. Isso geralmente ocorre em torno de 5-10 ° C antes e depois do pico. Em seguida, determine a temperatura de fusão clicando na curva a ser analisada, seguida de Avaliação e Pico. O valor obtido é o pico máximo.

2. Espalhamento de raios-X de pequeno e grande angular (SWAXS)

1. Preparação do instrumento
   1. Use um sistema de espalhamento de raios-x, compondo uma câmera de foco pontual fixada a um gerador de raios-X de tubo selado e equipada com uma unidade de controle e software relacionado.
   2. Use cooper (λ = 1,54 Å) a 50 kV e 1 mA como fonte de raios-X e dois detectores sensíveis posicionados linearmente para cobrir regiões de espalhamento de raios-X pequenas e grandes angulares.
   3. Garantir os requisitos de segurança para proteger da exposição a raios-x.
   4. Ligue o sistema de água de arrefecimento na unidade de controlo, na bomba de vácuo, nas válvulas de gás e no sistema de controlo de potência e segurança.
   5. Ligue as válvulas de controle de tensão e purga para os detectores em um fluxo de gás entre 10 e 20 mL/min.
   6. Ligue o tubo de raios X e a opção de espera e aguarde aproximadamente 10 min. Desligue o modo de espera e ligue o tubo de raios X para a potência máxima (>50kV) e aguarde pelo menos 30 minutos.
   7. Inicie o software de controle e clique em RESET TPF. Escolha Filtro de rebocador e defina a posição. Vá para Posição para fixar a posição do filtro de tungstênio
2. Preparação e medição de amostras
   1. Certifique-se de que as amostras estão disponíveis como pó fino. Se necessário, moer as amostras suavemente a baixas temperaturas para fornecer um pó fino.
   2. Encher as amostras em capilares de vidro especiais com um diâmetro externo de aproximadamente 2 mm, evitando qualquer aprisionamento de ar nos capilares. Sele o capilar de vidro com cera e coloque-o cuidadosamente no suporte capilar.
   3. Ligue o motor para a rotação da amostra e feche a válvula de vácuo até que a pressão esteja abaixo de 5 mbar.
   4. No software, corrija a configuração de medições selecionando uma resolução de posição de 1024. Fixe o tempo de exposição para 1200 s.
   5. Configure os limites de energia clicando no toque em Ferramentas, clique em energia e resolução e clique em reiniciar. Configure os limites de energia para uma faixa adequada entre 400-900.
   6. Abra o obturador de segurança e inicie as medições. Certifique-se de que a janela de medição mostre um máximo de 80 contagens por segundo. Se isso não for dado, adapte a posição do filtro.
3. Análise de dados
   1. Exporte os dados como arquivos p00. Os dados consistem na intensidade de transmissão e absorção versus o número de canais e o ângulo de difração.
   2. Transfira os dados para avaliação para um software estatístico e corrija os dados normalizando as intensidades usando a massa de dispersão medida com o filtro de tungstênio.
   3. Crie um gráfico de intensidade normalizada versus duas vezes o ângulo de difração [(2Θ) 2xtheta].
   4. Use a função de "leitor de tela" para encontrar picos de difração nas regiões SAXS e WAXS.
   5. Aplique a equação de Bragg para calcular os picos de difração com intensidade máxima em espaçamento d curto e longo para as regiões WAXS e SAXS, respectivamente.
   6. Calcule as razões da posição de pico da região SAXS para descobrir a simetria cristalina dos lipídios (por exemplo, lamelar, hexagonal, cúbico).
   7. Use o pico de difração principal da região SAXS para quantificar a espessura do cristalito (D). Ajuste o pico em uma função gaussiana através de mínimos quadrados clássicos e obtenha o FWHM clicando em Análise, Picos e linhas de base, Analisador de pico, Caixa de diálogo Abrir.
   8. Na janela de saída, selecione a opção "Fit Peaks Pro". Selecione uma linha de base constante com y = 0 e selecione o pico de difração principal da região SAXS e clique em "Controle de ajuste" para selecionar os parâmetros de ajuste de pico.
   9. Escolha a função GaussAmp. Defina os parâmetros y_0, xc_1 e A_1 como fixos e obtenha o FWHM a partir do ajuste. Use a equação de Scherrer para calcular a espessura do cristalito.

3. Ensaios de dissolução

1. Liberação de API de sistemas multiparticulados revestidos
   1. Use o aparelho USP 2 (pá) para estudos de dissolução.
   2. Encher os recipientes de ensaio de dissolução com tampão fosfato pH 6,8 e aquecer a 37 °C.
   3. Pesar triplicados de amostras de partículas revestidas equivalentes a uma dose única de IFA e colocar as amostras em recipientes de ensaio de dissolução.
   4. Inicie a raquete a uma velocidade de 100 rpm.
   5. Ajuste o amostrador automático para coletar amostras de 1 mL nos seguintes pontos de amostragem: 30 min, 60 min, 90 min, 2 h, 4 h, 6 h, 8 h, 10 h, 12 h, 18 h e 24 h.
   6. Analisar as amostras através de um método de HPLC adequado 5,7,17.
   7. Analise os dados plotando a versão cumulativa da API versus o tempo.
   8. Realizar os experimentos para amostras armazenadas em longo prazo (25 °C, 60% de umidade relativa) e acelerada (40 °C e 70% de umidade relativa).
2. Liberação de API a partir de nanopartículas lipídicas sólidas (SLN)
   1. Preparar fluido pulmonar simulado (SLF) misturando 0,02% (p/p) de dipalmitoilfosfatidilcolina na solução salina tampão fosfato de Dulbecco (D-PBS), com a seguinte composição: KCl (2,683 mM), KH 2 PO 4(1,47 mM), NaCl (136,893 mM), Na₂HPO_4· 2H 2O (8.058 mM), CaCl_2· 2H 2O (0,884 mM) e MgCl_2· 6H₂O (0,492 mM). Pré-aqueça-o a 37 °C.
   2. Use de diálise com um saco de membrana de celulose de um ponto de corte controlado de 7.000 Da em triplicado para cada amostra.
   3. Atribua um de diálise para cada tempo de amostragem: 0,5 h, 1,5 h, 3 h, 5 h, 7 h e 24 h. Hidrate as de diálise durante 2 minutos, imergindo-as em SLF. Em seguida, seque cuidadosamente sua superfície com toalhas de papel macias.
   4. Injetar 3 mL da amostra (nanosuspensão lipídica), equivalente a 600 μg de dexametasona, em cada.
   5. Mergulhe cada em 200 mL de SLF a 37 °C (condições de dissipação) e agite o sistema a 125 rpm.
   6. Colher 200 mg de amostras no interior do utilizando uma seringa em cada hora de amostragem determinada.
   7. Determine o conteúdo da API usando o método HPLC-MS desenvolvido¹⁸.
   8. Calcule a API liberada da SLN pelo balanço de massa, de acordo com¹⁸, brevemente como a diferença entre a quantidade total de API na SLN e a quantidade restante de API após a amostragem.
   9. Repita o processo para amostras armazenadas.

Resultados

Correlação entre a transição polimórfica de lipídios e a liberação de API em cristais de API revestidos de lipídios:
Os cristais API revestidos com monoestearato de glicerol são medidos via DSC e raio-x diretamente após o revestimento e após 3 meses de armazenamento em condições aceleradas (40 °C, 75% de umidade relativa)⁷. O monoestearato de glicerila é um sistema multifásico contendo 40%-55% de monoglicerídeos, 30%-45% de diglicerídeos e 5%-15% de ...

Discussão

Difração de raios X em pó e DSC foram descritos neste manuscrito como padrão-ouro para a análise do estado sólido de LBEs. A difração de raios X em pó tem a excelente vantagem de processar as medições in situ, com o mínimo de manipulação de estado sólido das amostras durante as medições. Além disso, os capilares cheios de mesmo tipo podem ser armazenados em diferentes condições após as medições iniciais para investigar a alteração do estado sólido durante o armazenamento. Neste trabalho...

Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
CaCl2·2H2O	Sigma-Aldrich	223506
Cassettes with a cellulose membrane bag with a cut-off of 7000 Da, Thermo Scientific Slide-A-Lyzer 7K	Fisher Scientific Inco, USA
Control software of x-ray system	HECUS dedicated house equipment
Control unit of x-ray system	HECUS dedicated house equipment
Differential scanning calorimeter (DSC) aluminum crucibles and lids	Netzsch, Germany
Differential scanning calorimeter DSC 204 F1 Phoenix (NETZSCH, Germany).	Netzsch, Germany
Dipalmitoylphosphatidylcholine (DPPC)	Sigma-Aldrich	850355P
Dissolution paddle apparatus II, Erweka DT 828 LH	Erweka GmbH, Langen, Germany
Dynasan 116	IOI OLEO		Tripalmitin
Geleol	Gattefosse		Glyceryl monosterarate
KCl	Sigma-Aldrich	529552
KH2PO4	Sigma-Aldrich	P0662
Kolliphor P 188	BASF Chem Trade		Poloxamer 188
MgCl2·6H2O	Sigma-Aldrich	M2670
Na2HPO4·2H2O	Sigma-Aldrich	S9763
NaCl	Sigma-Aldrich	S9888
Netzsch DSC 204F1 Software Version 8.0.1	Netzsch, Germany	6.239.2-64.51.00
Origin Pro (OriginLab, Northampton, MA) (statistical software	OriginLab, Northampton, MA
Proteous Analysis Software	Netzsch, Germany
Tween 65			Polysorbate 65
Witepsol PMF 1683	IOI OLEO		Triglycerol ester of stearatic/palmitic acid (partially esterified)
Witepsol PMF 282	IOI OLEO		Diglycerol ester of stearic acid
X-ray HECUS system composed of a point-focusing camera and two linearly positioned sensitive detectors	HECUS dedicated house equipment