JoVE Logo
Yazarlar
Bize Ulaşın

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Birincil kirpik nöral projenitör hücre proliferasyonu, nöronal farklılaşma ve yetişkin nöronal fonksiyon temelde önemlidir. Burada, ciliogenesis ve primer neurosphere kültürleri kullanılarak nöral kök / progenitör hücreler ve farklılaşmış nöronların cilia proteinlerin sinyal kaçakçılığı incelemek için bir yöntem açıklanmaktadır.

Özet

The primary cilium is fundamentally important for the proliferation of neural stem/progenitor cells and for neuronal differentiation during embryonic, postnatal, and adult life. In addition, most differentiated neurons possess primary cilia that house signaling receptors, such as G-protein-coupled receptors, and signaling molecules, such as adenylyl cyclases. The primary cilium determines the activity of multiple developmental pathways, including the sonic hedgehog pathway during embryonic neuronal development, and also functions in promoting compartmentalized subcellular signaling during adult neuronal function. Unsurprisingly, defects in primary cilium biogenesis and function have been linked to developmental anomalies of the brain, central obesity, and learning and memory deficits. Thus, it is imperative to study primary cilium biogenesis and ciliary trafficking in the context of neural stem/progenitor cells and differentiated neurons. However, culturing methods for primary neurons require considerable expertise and are not amenable to freeze-thaw cycles. In this protocol, we discuss culturing methods for mixed populations of neural stem/progenitor cells using primary neurospheres. The neurosphere-based culturing methods provide the combined benefits of studying primary neural stem/progenitor cells: amenability to multiple passages and freeze-thaw cycles, differentiation potential into neurons/glia, and transfectability. Importantly, we determined that neurosphere-derived neural stem/progenitor cells and differentiated neurons are ciliated in culture and localize signaling molecules relevant to ciliary function in these compartments. Utilizing these cultures, we further describe methods to study ciliogenesis and ciliary trafficking in neural stem/progenitor cells and differentiated neurons. These neurosphere-based methods allow us to study cilia-regulated cellular pathways, including G-protein-coupled receptor and sonic hedgehog signaling, in the context of neural stem/progenitor cells and differentiated neurons.

Giriş

Birincil kirpik bir mikrotübül tabanlı dinamik hücre içi bölümü olduğu bir embriyonik nöronal gelişim 1, 2 boyunca sonik kirpi (Shh) yolu da dahil olmak üzere, hücresel sinyal yollarını, koordine duyusal anten ve yetişkin nöronal fonksiyon 3 bölmeli hücre içi sinyal, 4 olarak işlev . Örneğin 5 Patched Shh reseptörü gibi, bu yolların, bileşenleri sinyal; yol aktivatör Smoothened (SMO) 6; ve Gpr161 7, negatif Shh yolu düzenler yetim G-protein kenetli reseptör (GPCR), dinamik bir tarzda cilia lokalize. Çoklu GPCR'ler, 10 beyin 7, 8, 9, nöronlarda kirpikler lokalize bildirilmiştir sup>, 11, 12, 13, 14, 15, 16. Kirpikler ve kirpikler tarafından oluşturulan sinyal geçiş yollarında bazı kusurların çoklu dokuları etkiler ve birlikte ciliopathies 17, 18, 19 olarak bilinir. Ciliopathy hastalık spektrumu sıklıkla kraniofasial anormallikler 20, 21, 22 olarak nöro kusurları içerir. Buna ek olarak, hipotalamus nöronları birincil kirpikler merkezi tokluk yolları düzenler ve kusurları gibi Bardet Biedel sendromu 24 olarak sendrom ciliopathies şişmanlığın yansıtma, merkezi şişmanlık 23 ile sonuçlanır. Buna ek olarak, kirpikler sinyalleşme, nöropeptit alıcı centr düzenlerark tokluk 14, 11 geçiş yolu. Bu tür hipokampal nöronlar somatostatin reseptör 3 olarak adenilat siklaz III (ACIII) ve GPCR'lerin Siliyer lokalizasyonu yeni nesne tanıma kusurları ve 25, 26 hafıza noksanlıkları neden olur ve siliyer bütünlüğü 27 bir zamanda gelişmiştir. kirpikler tarafından oluşturulan sinyal gelişimsel açıdan yakın bir doku homeostazında bağlanırlar; Özellikle, sil serebellum 28, 29 granül progenitörlerinden kaynaklanan Shh alt tip medulloblastoma ilerlemesi için önemlidir. Böylece, birincil kirpikler embriyonik, postnatal ve erişkin nöronal gelişim ve işlevi sırasında önemli roller oynarlar.

Nöral kök hücreler (NSC'lerde) subventriküler bölgede lateral ventrikül (SVZ), hipokampusun dentat girus subgranuler kısmında ve ikametmemelilerde 30, 31, 32'de hipotalamusta üçüncü ventrikül ventriküler bölgesi. NSC'lerde multipotent olan kendini yenileme kapasitesini sahiptir ve beyin gelişimi ve rejeneratif tıpta 30 için önemlidir. SVZ'una en NSC'lerde hareketsiz olan ve, birçok durumda, yan karıncık 33 dışarı uzanan bir tek birinci cilium sahiptirler. Özellikle Shh, TGFp, ve reseptör tirozin kinaz yollarında 2, 34, 35, 36 ile ilgili olarak, alt-hücresel tepkiler oluşturmada farklı reseptörlerinin lokalizasyonu, yoluyla birincil kirpik sinyaller. Birincil kirpikler yanal ventrikil içine uzanan yana, birincil kirpikler beyin-omurilik sıvısı (CSF) NSCs 37 aktif hale getirmek için sitokinleri tespit olduğu hipotezi Yukarı. Son çalışmalar, Shh sinyal yolu ve birinci kirpikler koku epiteli, akciğer ve böbrek 38, 39, 40, 41 dahil olmak üzere birçok dokuda, tamir kök hücrelerin aktivasyonu ve rejenerasyonu için önemli olduğunu düşündürmektedir. Bununla birlikte, CSF mekanizma NSC'lerde ile iletişim kurar ve ana kirpikler olup bilinmemektedir katılmaktadırlar. kültür içinde yapışık NSC'lerde kirpikli edilir; Bu tür siliyalarda Smo'nun ve Gpr161 olarak Shh yolu bileşenlerinin, lokalize; ve 42 tepkili Sus bulunmaktadır. Bu nedenle, NSC'lerde bir Shh yolu incelemek için önemli model sistemi, siliyer ticareti ve nöronal farklılaşma yol olarak hizmet edebilir. Buna ek olarak, NSC'lerde ayırt nöronları da siliyer trafik deneyleri için de kullanılabilir.

Neurospheres neura çoğalması kaynaklanan serbest yüzen hücre kümeleri oluşturulurspesifik büyüme faktörleri ve yapışkan olmayan yüzeylerin 43, 44 varlığında büyüme l kök / progenitör hücreler. Neurospheres normal gelişimi ve hastalığın 31, 45, 46, 47 nöral kök / progenitör hücreleri incelemek için in vitro kültür modellerinde önemli vermektedir. Burada, nöral kök / progenitör hücrelerin kültürlenmesi için ve sinir / glia içine farklılaşması için bir neurosphere bazlı analiz tarif eder. Özellikle nöral kök / progenitör hücreler ve farklılaşmış nöronların (Şekil 1) tüycüklere bileşenleri sinyal kaçakçılığı vurgulamaktadır. birincil nöronları kültür aksine, birinci Neurospheres, kültür nispeten kolay birden fazla geçit için uygun olan ve donma-erime döngüleri ve sinir / glia farklılaşmayı geçirebilmektedir. Daha da önemlisi, bu neurosphere türetilmiş nöral tespitkök / progenitör hücreleri ve farklılaşmış nöronların kültür içinde kirpikli ve bu bölmelerin siliyer fonksiyonu ile ilgili sinyal molekülleri yerini belirleyen. Neurosphere tabanlı kültürleme metotları NSC'lerde ve farklılaşmış nöronların ciliogenesis ve siliyer kaçakçılığı çalışmak için ideal bir model sistem olarak hizmet edebilir.

Protokol

Yetişkin Fare Beyninden nöroküreleri 1. İzolasyonu

  1. izofluran aşırı dozda tarafından (yaklaşık 2 aylık) bir yetişkin fare Euthanize. Fare nefes durdu ve ölümden sonra hemen teşrih ettiğini tekrar kontrol edin.
  2. makas kullanarak, kafatası açmak için bir orta hat kesi yapmak. beyin çıkarın.
  3. Buz üzerinde 10 cm'lik bir tabak içinde soğuk PBS beyin yerleştirin. Lateral ventrikül 48 SVZ'unda elde etmek için tüm montaj diseksiyon yöntemi takip edin.
  4. Bir 1.5 ml tüp içine yanal ventrikül yerleştirin PBS içinde% 0.05 tripsin-EDTA 500 uL ekleyin ve bir su banyosu içinde 37 ° C 'de 15 dakika süre ile boru inkübe edin.
  5. 15 dakika sonra, durdurma ortamının 500 uL ekleyin ve hafifçe 20 pipetleyin - 1 ml ucu ile 30 kez. pipetleme sırasında hava kabarcıkları oluşturan kaçının.
    NOT: Bu adım, hücre hayatta kalması için kritik öneme sahiptir.
  6. 8 dakika boyunca 500 x g'de hücreleri dönerler. Süpernatantı atın 1 mL PBS ekleyin ve tekrar süspansiyon tyavaşça 1 ml ucu ile 5x pipetleme o hücreleri.
  7. 8 dakika boyunca 500 x g'de Spin. 1 ml ucu kullanılarak Süpernatant atılır ve bazal ortamın 1 ml.
  8. (İsteğe bağlı) hücresel kalıntı gözlenirse, 70 um'lik bir hücre süzgecinden-hücreleri geçer.
  9. hemositometre ile hücrelerinin sayısını; Genel olarak, yaklaşık 30,000 - 60,000 hücre / SVZ elde edilir.
  10. % 5 CO2 ile 37 ° C 'de MGK orta ve kültür 10 mL, 10 cm tabak içine bir SVZ'unda hücreleri Plate.
  11. Küreler 49 arasında füzyon önlemek için (isteğe bağlı),% 5 CO2 ile 37 ° C 'de MGK orta ve kültür 1.5 mL ile doldurulmuş olan bir ultra-düşük-bağlayıcı 6-plaka tek bir bölmesinde 1.000 hücreleri koydu.
    Not: 5-7 gün sonra, Neurospheres (Şekil 2A) gözlenebilir. kültürleme süresi farenin yaşına veya genetik kökenli farklı olabilir.
  12. kültürünü korumak için her 3-4 günde MGK orta 2 mL ekleyin(Mevcut ortamı çıkarmayın).

Neurospheres ve Ciliogenesis Testleri Farklılaşma Kapasitesinin 2. Analiz

  1. farklılaşma kapasitesini analiz etmek için, farklılaşma ortamında yapışkan koşullar altında nöroküreleri analiz eder.
  2. otoklavda veya kullanımdan önce UV'ye maruz kalma ile 12 mm yuvarlak lamelleri sterilize edin. yapışkan bir hücre kültürü için, aseptik şartlar altında, bir 24-çukurlu plaka iyi bir steril 12 mm yuvarlak kapak cam koydu.
  3. Kaplama% 0.002 poli-L-lisin (PLL) 500 uL 10 s için cam kapak. çözelti aspire ve 10-15 dakika süre ile kurutulur.
  4. Laminin çözeltisi (5 ug / ml) 500 ul ilave edin. 37 ° C'de 1 saat boyunca cam kapak inkübe edin.
  5. laminin aspire ve farklılaşma orta veya MGK ortamında (farklılaşmamış kontrol) 500 uL ekleyin.
  6. mikroskop altında 200 uL ucu ile 200 um küre - farklılaşma deneyinde, bir 100 çekme. Eklemekfarklılaşma ortamında 7-10 gün için 24 plaka ve kültür her oyuğuna 5-10 Neurospheres.
  7. , Farklılaşmamış nöroküreleri analiz MGK ortamda 1-2 gün için 24 plaka ve kültür, her sıra için 5-10 nöroküreleri ekleyin. Ekli Neurospheres yayılmış ve bir tek tabaka (Şekil 2B) gibi büyür.
  8. dikkatle Ortamın çıkarılmasından sonra, oda sıcaklığında 15 dakika boyunca PBS içinde% 4 paraformaldehit (PFA) ile hücrelerin düzeltmek ve daha sonra oda sıcaklığında 5 dakika boyunca iki kez PBS ile yıkayın. plakası 1-2 ay için 4 ° C'de saklanabilir.
    Not: (nöral kök / progenitör hücre işaretleme maddesi) Nestin karşı immun boyama gerçekleştirmek MGK orta nöral kök / progenitör hücreler ve farklılaşma ortamında farklılaşmış hücreleri görselleştirmek için, β-tübülin III (Tuj1 monoklonal nöronal markeri), GFAP (glial fibrilar asidik protein , astrosit markeri), ve O4 (oligodendrosit işaretleme maddesi) (Şekil 2B-D). (Arl13b karşı birincil ci immun boyama gerçekleştirmek, kirpikler analiz etmeklia işaretleme maddesi) ve Gpr161 (siliyer GPCR) (Şekil 3).
  9. Bir slayt camına montaj çözümü ile kapak camı monte edin. fazla çözeltiyi almak için slayt cam yatırın.

Neurospheres içinde Ciliogenesis 3. Analiz

  1. immün bozulmamış neurospheres hücreleri analiz etmek için, kültür ortamının transferi 1 mL 1.5 ml tüp birden Neurospheres içeren ve 8 dakika boyunca 500 x g'de aşağı doğru döndürün. 15 dakika boyunca ortam çıkarıldıktan sonra% 4 (PFA) ile küreler düzeltmek ve PBS ile yıkayın. , 8 dakika boyunca 500 x g'de Küreler Spin süpernatant kaldırmak ve 4 ° C'de% 30 sukroz ile küreler O / N inkübe edin.
  2. 1 ml ucu kullanılarak Süpernatant atılır ve bir kesim 1 ml ucu oct kullanmanın çözeltisinin 500 uL ekleyin. Ekim viskoz olduğu gibi, açma genişletmek için uç kenarını kesin.
  3. bir tek kullanımlık plastik dondurma kalıp (10 mm x 10 mm x 5 mm) içine Neurospheres içeren Ekim çözeltisini.
  4. m Freezeen az 15 dakika boyunca kuru buz üzerinde eski.
  5. (İsteğe bağlı) deney durdurun ve 1 yıla kadar bir -80 ° C dondurucu içinde kalıp saklayın.
  6. Bir kriyostat ile bölümleri kesme; bölümlerin kalınlığının 15-30 um olmalıdır.
  7. Bir neurosphere birincil kirpikler görselleştirmek için, Arl13b karşı immun boyama (Şekil 4) gerçekleştirir.

4. Kültür ve nöroküreleri ve Yapışık NSC'lerde Passage

  1. Geçiş Neurospheres küre boyutu 100-200 um arasında iken; Neurospheres (300 mm veya üzeri) çok büyük olduğu zaman, bunlar deneyler için ideal değildir.
  2. 1 ml ucunu kullanarak bir 50 ml tüp içine nöroküreleri aktarın ve 8 dakika boyunca 500 x g'de aşağı doğru döndürün.
  3. Bir aspiratör kullanılarak Süpernatant atılır, PBS içinde% 0.05 tripsin-EDTA 500 uL ekleyin ve 37 ° C'de 5 dakika inkübe edilir. Tripsin miktarı, küre sayısına bağlı olarak değişmektedir.
  4. yavaşça serum ortamına ve boru 500 mcL1 ml ucu t 20 kez.
  5. 8 dakika boyunca 500 x g'de Spin. 1 ml ucu kullanılarak Süpernatant atılır ve bazal ortamın 1 ml.
  6. (İsteğe bağlı) hücresel döküntü veya çözünmemiş Neurospheres görülürse, 70 um'lik bir hücre süzgecinden-hücreleri geçer.
  7. Geçiş MGK ortamı içinde 10,000 hücre / cm2'lik bir yoğunlukta bir 10 cm'lik bir tabakta hücreleri; Hücreler bir hafta sonra bir sonraki geçişi için hazır olacaktır.
  8. (İsteğe bağlı) 500.000 ila 1.000.000 hücre / ml süspansiyon elde etmek üzere orta dondurma ekleyin hücreleri dondurmak için. Kriyo-dondurma kaplar kullanılarak hücreler dondurma; ayrışmamış nöroküreler da dondurulabilir.
  9. Yapışkan kültür için, 50,000 hücre / PLL- ve üzerine cm2 hücreleri dillute 1-2 gün MGK orta lamelleri ve kültür laminin kaplı.

5. Açlık ve kirpikler analizi

  1. Starvasyon ortamını (Tablo 1) hazırlayın.
  2. 1-2 gün, ilk pl sonraayrışma, diğer bir yerde oyuk (kontrol) ve starvasyon ortamlarında MGK ortamına, değişim de (deney) sonra, uçucu hücrelerin ating.
  3. Kültür 24 saat yapışık hücreleri.
  4. Oda sıcaklığında 15 dakika boyunca PBS içinde% 4 PFA hücreleri saptamak ve oda sıcaklığında her biri 5 dakika için PBS ile iki kez yıkanır.
  5. (İsteğe bağlı) deney durdurun ve 1-2 ay için 4 ° C'de PBS içinde lamelleri ile 24 oyuklu plakalar saklayın.
  6. 7, 50 boyanması için bir immüno-floresan protokolü gerçekleştirin.
  7. Montaj çözümü kullanarak lamelleri monte edin. karanlıkta, oda sıcaklığında sürgü cam O / N kurutun.
  8. Gerekli büyütmede bir bileşik mikroskop görüntüleri elde edin. eşlik yazılımı kullanılarak kontrol edilen bir mikroskop, kamera ve amaçları (40X / 1.3 yağ ve 63X / 1.4 yağ) kullanın. 0.5-0.8 um aralıklarla (Şekil 5) yeterli z bölümleri al.
  9. siliyer lokalizasyonu kantitatif analizinde içinyapışkan hücreler, DAPI kanalı içine bakarak birleşik hücreler ile 3-8 ardışık alanlardan görüntülerin yığınlarını edinirler. ImageJ / Fiji kullanılarak primer kirpikler sayısını ölçmek. Tipik olarak,> ImageJ Eklentileri "Hücre sayacı" aracını kullanın GPCR pozitif kirpik bulunan hücreleri saymak için iletişim kutusunu analiz; görüntülerin yığınları gelen maksimum çıkıntılar sayımı ve dışa amacıyla aynı deneyden tüm görüntüler için ImageJ / Fiji.Use benzer görüntü yeğinliğinin doğruluğu ve kontrast parametrelerinden de ihraç edilebilir.

Neurospheres 6. transfeksiyonu

  1. Uyun, 24 saat süreyle kapak slipleri hücreleri ayrışmış. 24 kuyucuklu bir plakanın tek bir bölmesinde 500 uL MGK ortam içinde tipik olarak 75,000 ila 150,000 hücre bir hücre yoğunluğuna kullanın.
  2. 5 saniye boyunca burgaç halinde bir 0.5 mL mikrotüp düşük serum ortamına 25 uL ve transfeksiyon reaktifi 1.5 uL karıştırın.
  3. Ayrı bir 0.5 mL microtub endotoksin içermeyen plazmid DNA'nın 2.5 ug eklemedüşük serum ortamında 25 uL içeren ve 5 saniye girdap oluşturarak karıştırın örn.
  4. İkinci mikrotüp içeren DNA transfeksiyon reaktifi 1 uL ekleyin ve 5 saniye boyunca burgaç halinde karıştırın.
  5. İlk mikrotüp DNA içeren tüp karışımı ekleyin ve pipetleme karıştırın.
  6. Oda sıcaklığında 10-15 dakika inkübe karışımı. İnkübasyondan sonra, yavaşça MGK orta en (500 uL / ​​oyuk) ile ilgili oyuklara transfeksiyon karışımı, damla damla ilave edilir.
  7. ortamı (NSC ortamı) ya da starvasyon ortamını (500 uL / ​​oyuk) kontrol etmek için ortam 24 saat sonra transfeksiyon değiştirin.
  8. 24 saat sonra% 4 PFA orta değiştirerek hücreleri saptamak ve immun boyama yapmak; tipik olarak,% 10 transfeksiyon verimliliği kadar bu protokolü kullanılarak elde edilir.

Sonuçlar

Bir hafta MGK ortamında SVZ'unda hücreleri kaplama sonra, yüzer Neurospheres (Şekil 2A) gözlenmiştir. kürelerin büyüklükleri 50 ila 200 um arasında değişmektedir. Küreler nöral kök / progenitör hücreler elde edilmiştir olmadığını belirlemek için Neurospheres PLL- ve üzerine plakalanmıştır 2 gün MGK orta lamelleri laminin kaplı. Daha sonra nöral kök / progenitör hücre işaretleyici, Nestin karşı boyama yapıldı. İki gün küreler ...

Tartışmalar

Burada, üretmek ve yetişkin fare SVZ'unda gelen neurosphere kültürleri korumak için bir yöntem açıklanmaktadır. aşağıdaki gibi kültürleri ile ilgili birkaç uygun noktalardır. 200 um - İlk olarak, kürelerin büyüklükleri tipik olarak 50 arasındadır. Bir neurosphere çapı daha büyük 300'den um alır Deneyimlerimize göre,, geçiş için en uygun zaman cevapsız edilmiştir. Bu daha büyük küre çekirdek ölü hücreleri ihtiva etmektedir. Neurospheres yaygın sinir kök / progenitör hü...

Açıklamalar

The authors declare no competing financial interests.

Teşekkürler

Work in S.M.'s laboratory is funded by recruitment grants from CPRIT (R1220) and NIH (1R01GM113023-01).

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
12 mm round cover glassFisherbrand12-545-80 
24-well plateFalcon353047
4% paraformaldehyde (PFA)Affymetrix19943
50 mL tubeFalcon352098
95 mm x 15 mm petri dish, slippable lidFisherbrandFB0875714G10 cm dish
70 µm cell strainerFalcon352350
Alexa Fluor 488 Affinipure Donkey Anti-Rabbit IgG (H+L)Jackson Immunoresearch711-545-152Donkey anti Rabbit, Alexa 488 secondary antibody
Arl13B, Clone N295B/66NeuromabAB_11000053
B-27 Supplement (50X), serum freeThermoFisher Scientific17504001B27
CentrifugeThermo scientificST 40R
Cryogenic vialCorning430488
DAPISigmaD9542-10MG
Deoxyribonuclease I from bovine pancreaseSigmaD5025-15KUDnase I
Dimethyl sulfoxideSigmaD8418-100MLDMSO
Disposable Vinyl Specimen MoldsSakura Tissue-Tek Cryomold456510 mm x 10 mm x 5 mm
Dulbecco's Phosphate-buffered Saline 10X, Modified, without calcium chloride and magnesium chloride, liquid, sterile-filtered, suitable for cell cultureSigmaD1408-500MLDPBS
Dumont #5 ForcepsFine science tools11254-20
Fetal Bovine Serum (FBS)SigmaF9026-500ML
Fluoromount-G solutionSouthern Biotech0100-01mounting solution
GFAPDAKOZ0334
Goat anti Mouse IgG1 Secondary Antibody, Alexa Fluor 555 conjugateThermoFisher ScientificA-21127Goat anti Mouse IgG1, Alexa 555 secondary antibody
Goat anti Mouse IgG2a Secondary Antibody, Alexa Fluor 555 conjugateThermoFisher ScientificA-21137Goat anti Mouse IgG2a, Alexa 555 secondary antibody
Gpr161home madeN/A
human bFGFSigmaF0291FGF
hemocytometerHausser Scientific0.100 mm deepimproved neubauer
IsothesiaHenry ScheinNDC 11695-0500-2Isofluorane
Laminin from Engelbreth-Holm-Swarm Sarcoma basement membraneSigmaL2020Laminin
L-Glutamine (200 mM)SigmaG7513
Lipofectamine 3000 Transfection ReagentThermoFisher ScientificL3000
Mr. FrostyNalgene 5100-0036
N-2 supplement (100X)ThermoFisher Scientific17502001N2
Neurobasal mediumGibco21103-049
Normal Donkey SerumJackson ImmunoResearch017-000-121
OCT compoundSakura Tissue-Tek4583OCT
Penicillin-StreptomycinSigmaP4333-100ML
Poly-L-Lysine (PLL)SigmaP4707
Recombinant human EGF protein, CFR and D systems236-EG-200EGF
ScissorFine science tools14060-10
Superfrost plus microscope slideFisher scientific12-550-15slides
Triton X-100Bio-Rad161-0407
Trypsin-EDTA solution (10X)SigmaT4174-100Trypsin
COSTAR 6-Well Plate, With Lid Flat Bottom Ultra-Low Attachment Surface Polystyrene, SterileCorning3471ultra-low binding 6-well plate
β-tubulin IIICovanceMMS-435PTUJ1

Referanslar

  1. Mukhopadhyay, S., Rohatgi, R. G-protein-coupled receptors, Hedgehog signaling and primary cilia. Semin Cell Dev Biol. 33, 63-72 (2014).
  2. Goetz, S. C., Anderson, K. V. The primary cilium: a signalling centre during vertebrate development. Nat Rev Genet. 11, 331-344 (2010).
  3. Guemez-Gamboa, A., Coufal, N. G., Gleeson, J. G. Primary cilia in the developing and mature brain. Neuron. 82, 511-521 (2014).
  4. Louvi, A., Grove, E. A. Cilia in the CNS: the quiet organelle claims center stage. Neuron. 69, 1046-1060 (2011).
  5. Rohatgi, R., Milenkovic, L., Scott, M. P. Patched1 regulates hedgehog signaling at the primary cilium. Science. 317, 372-376 (2007).
  6. Corbit, K. C., et al. Vertebrate Smoothened functions at the primary cilium. Nature. 437, 1018-1021 (2005).
  7. Mukhopadhyay, S., et al. The ciliary G-protein-coupled receptor Gpr161 negatively regulates the Sonic hedgehog pathway via cAMP signaling. Cell. 152, 210-223 (2013).
  8. Hilgendorf, K. I., Johnson, C. T., Jackson, P. K. The primary cilium as a cellular receiver: organizing ciliary GPCR signaling. Curr Opin Cell Biol. 39, 84-92 (2016).
  9. Berbari, N. F., Johnson, A. D., Lewis, J. S., Askwith, C. C., Mykytyn, K. Identification of ciliary localization sequences within the third intracellular loop of G protein-coupled receptors. Mol Biol Cell. 19, 1540-1547 (2008).
  10. Berbari, N. F., Lewis, J. S., Bishop, G. A., Askwith, C. C., Mykytyn, K. Bardet-Biedl syndrome proteins are required for the localization of G protein-coupled receptors to primary cilia. Proc Natl Acad Sci USA. 105, 4242-4246 (2008).
  11. Loktev, A. V., Jackson, P. K. Neuropeptide Y family receptors traffic via the Bardet-Biedl syndrome pathway to signal in neuronal primary cilia. Cell Rep. 5, 1316-1329 (2013).
  12. Marley, A., Choy, R. W., von Zastrow, M. GPR88 reveals a discrete function of primary cilia as selective insulators of GPCR cross-talk. PLoS One. 8, e70857 (2013).
  13. Marley, A., von Zastrow, M. DISC1 regulates primary cilia that display specific dopamine receptors. PLoS One. 5, e10902 (2010).
  14. Omori, Y., et al. Identification of G Protein-Coupled Receptors (GPCRs) in Primary Cilia and Their Possible Involvement in Body Weight Control. PLoS One. 10, e0128422 (2015).
  15. Koemeter-Cox, A. I., et al. Primary cilia enhance kisspeptin receptor signaling on gonadotropin-releasing hormone neurons. Proc Natl Acad Sci USA. 111, 10335-10340 (2014).
  16. Brailov, I., et al. Localization of 5-HT(6) receptors at the plasma membrane of neuronal cilia in the rat brain. Brain Res. 872, 271-275 (2000).
  17. Hildebrandt, F. .. ,. ,. T. .. ,. &. a. m. p. ;. K. a. t. s. a. n. i. s. ,. N. .., Benzing, T., Katsanis, N. Ciliopathies. N Engl J Med. 364, 1533-1543 (2011).
  18. Waters, A. M., Beales, P. L. Ciliopathies: an expanding disease spectrum. Pediatr Nephrol. 26, 1039-1056 (2011).
  19. Badano, J. L., Mitsuma, N., Beales, P. L., Katsanis, N. The ciliopathies: an emerging class of human genetic disorders. Annu Rev Genomics Hum Genet. 7, 125-148 (2006).
  20. Novarino, G., Akizu, N., Gleeson, J. G. Modeling human disease in humans: the ciliopathies. Cell. 147, 70-79 (2011).
  21. Brugmann, S. A., Cordero, D. R., Helms, J. A. Craniofacial ciliopathies: A new classification for craniofacial disorders. Am J Med Genet A. 152A (12), 2995-3006 (2010).
  22. Valente, E. M., Rosti, R. O., Gibbs, E., Gleeson, J. G. Primary cilia in neurodevelopmental disorders. Nat Rev Neurol. 10, 27-36 (2014).
  23. Davenport, J. R., et al. Disruption of intraflagellar transport in adult mice leads to obesity and slow-onset cystic kidney disease. Curr Biol. 17, 1586-1594 (2007).
  24. Zaghloul, N. A., Katsanis, N. Mechanistic insights into Bardet-Biedl syndrome, a model ciliopathy. J Clin Invest. 119, 428-437 (2009).
  25. Einstein, E. B., et al. Somatostatin signaling in neuronal cilia is critical for object recognition memory. J Neurosci. 30, 4306-4314 (2010).
  26. Wang, Z., Phan, T., Storm, D. R. The type 3 adenylyl cyclase is required for novel object learning and extinction of contextual memory: role of cAMP signaling in primary cilia. J Neurosci. 31, 5557-5561 (2011).
  27. Berbari, N. F., et al. Hippocampal and cortical primary cilia are required for aversive memory in mice. PLoS One. 9, e106576 (2014).
  28. Han, Y. G., Alvarez-Buylla, A. Role of primary cilia in brain development and cancer. Curr Opin Neurobiol. 20, 58-67 (2010).
  29. Han, Y. G., et al. Dual and opposing roles of primary cilia in medulloblastoma development. Nat Med. 15, 1062-1065 (2009).
  30. Lim, D. A., Alvarez-Buylla, A. The Adult Ventricular-Subventricular Zone (V-SVZ) and Olfactory Bulb (OB) Neurogenesis. Cold Spring Harbor perspectives in biology. 8, (2016).
  31. Shimada, I. S., LeComte, M. D., Granger, J. C., Quinlan, N. J., Spees, J. L. Self-renewal and differentiation of reactive astrocyte-derived neural stem/progenitor cells isolated from the cortical peri-infarct area after stroke. J Neurosci. 32, 7926-7940 (2012).
  32. Mich, J. K., et al. Prospective identification of functionally distinct stem cells and neurosphere-initiating cells in adult mouse forebrain. eLife. 3, e02669 (2014).
  33. Mirzadeh, Z., Merkle, F. T., Soriano-Navarro, M., Garcia-Verdugo, J. M., Alvarez-Buylla, A. Neural stem cells confer unique pinwheel architecture to the ventricular surface in neurogenic regions of the adult brain. Cell stem cell. 3, 265-278 (2008).
  34. Pedersen, L. B., Mogensen, J. B., Christensen, S. T. Endocytic Control of Cellular Signaling at the Primary Cilium. Trends Biochem Sci. , (2016).
  35. Christensen, S. T., Clement, C. A., Satir, P., Pedersen, L. B. Primary cilia and coordination of receptor tyrosine kinase (RTK) signalling. J Pathol. 226, 172-184 (2012).
  36. Clement, C. A., et al. TGF-beta signaling is associated with endocytosis at the pocket region of the primary cilium. Cell reports. 3, 1806-1814 (2013).
  37. Taverna, E., Gotz, M., Huttner, W. B. The cell biology of neurogenesis: toward an understanding of the development and evolution of the neocortex. Annu Rev Cell Dev Biol. 30, 465-502 (2014).
  38. Joiner, A. M., Green, W. W., McIntyre, J. C. Primary Cilia on Horizontal Basal Cells Regulate Regeneration of the Olfactory Epithelium. J Neurosci. 35, 13761-13772 (2015).
  39. Inaba, M., Buszczak, M., Yamashita, Y. M. Nanotubes mediate niche-stem-cell signalling in the Drosophila testis. Nature. 523, 329-332 (2015).
  40. Peng, T., et al. Hedgehog actively maintains adult lung quiescence and regulates repair and regeneration. Nature. 526, 578-582 (2015).
  41. Rauhauser, A. A., et al. Hedgehog signaling indirectly affects tubular cell survival after obstructive kidney injury. Am J Physiol: Renal Physiol. 309, F770-F778 (2015).
  42. Chavez, M., et al. Modulation of Ciliary Phosphoinositide Content Regulates Trafficking and Sonic Hedgehog Signaling Output. Dev Cell. 34, 338-350 (2015).
  43. Lobo, M. V., et al. Cellular characterization of epidermal growth factor-expanded free-floating neurospheres. J. Histochem. Cytochem. 51, 89-103 (2003).
  44. Reynolds, B. A., Weiss, S. Generation of neurons and astrocytes from isolated cells of the adult mammalian central nervous system. Science. 255, 1707-1710 (1992).
  45. Pastrana, E., Silva-Vargas, V., Doetsch, F. Eyes wide open: a critical review of sphere-formation as an assay for stem cells. Cell stem cell. 8, 486-498 (2011).
  46. Nishino, J., Kim, I., Chada, K., Morrison, S. J. Hmga2 promotes neural stem cell self-renewal in young but not old mice by reducing p16Ink4a and p19Arf Expression. Cell. 135, 227-239 (2008).
  47. Shimada, I. S., Peterson, B. M., Spees, J. L. Isolation of locally derived stem/progenitor cells from the peri-infarct area that do not migrate from the lateral ventricle after cortical stroke. Stroke. 41, e552-e560 (2010).
  48. Mirzadeh, Z., Doetsch, F., Sawamoto, K., Wichterle, H., Alvarez-Buylla, A. The subventricular zone en-face: wholemount staining and ependymal flow. J Vis Exp. , (2010).
  49. Coles-Takabe, B. L., et al. Don't look: growing clonal versus nonclonal neural stem cell colonies. Stem Cells. 26, 2938-2944 (2008).
  50. Pal, K., et al. Smoothened determines beta-arrestin-mediated removal of the G protein-coupled receptor Gpr161 from the primary cilium. J Cell Biol. 212, 861-875 (2016).
  51. Caspary, T., Larkins, C. E., Anderson, K. V. The graded response to Sonic Hedgehog depends on cilia architecture. Dev Cell. 12, 767-778 (2007).
  52. Bangs, F. K., Schrode, N., Hadjantonakis, A. K., Anderson, K. V. Lineage specificity of primary cilia in the mouse embryo. Nat Cell Biol. 17, 113-122 (2015).
  53. Berbari, N. F., Bishop, G. A., Askwith, C. C., Lewis, J. S., Mykytyn, K. Hippocampal neurons possess primary cilia in culture. J Neurosci Res. 85, 1095-1100 (2007).
  54. Paridaen, J. T., Wilsch-Brauninger, M., Huttner, W. B. Asymmetric inheritance of centrosome-associated primary cilium membrane directs ciliogenesis after cell division. Cell. 155, 333-344 (2013).
  55. Kiprilov, E. N., et al. Human embryonic stem cells in culture possess primary cilia with hedgehog signaling machinery. J Cell Biol. 180, 897-904 (2008).
  56. Mukhopadhyay, S., et al. TULP3 bridges the IFT-A complex and membrane phosphoinositides to promote trafficking of G protein-coupled receptors into primary cilia. Genes Dev. 24, 2180-2193 (2010).
  57. Ishikawa, H., Marshall, W. F. Efficient live fluorescence imaging of intraflagellar transport in mammalian primary cilia. Methods Cell Biol. 127, 189-201 (2015).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

Development BiologySay 122birincil siln ral k k h crelern ral projenit r h crelerNeurosphereskirpiG proteini ba l resept rGpr161

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır