JoVE Logo
Yazarlar
Bize Ulaşın

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Bağırsak bakterilerini üç gün içinde tüketmek için etkili bir yol belirledik ve ardından farelerde taze veya donmuş bağırsak içeriğinden hazırlanan dışkı sıvısının gavajı yoluyla dışkı mikrobiyotası nakli yaptık. Ayrıca bağırsaktaki IgA kaplı bakterilerin sıklığını tespit etmek için optimize edilmiş bir yöntem sunuyoruz.

Özet

Bağırsak mikrobiyotası, insan sağlığı ve hastalığında pleiotropik roller oynar. Fekal mikrobiyota transplantasyonu (FMT), bağırsak bakterilerinin biyolojik fonksiyonunu bir bütün olarak veya tür düzeyinde araştırmak için etkili bir yöntemdir. Birkaç farklı FMT yöntemi yayınlanmıştır. Burada, bağırsak mikrobiyotasını birkaç gün içinde başarılı bir şekilde tüketen ve ardından taze veya donmuş donör bağırsak içeriğinden dışkı mikrobiyotasının konvansiyonel farelere nakledildiği bir FMT protokolü sunuyoruz. Bakteri tükenmesinin etkinliğini test etmek için gerçek zamanlı PCR uygulanır. 16S ribozomal RNA'nın (rRNA) dizilimi daha sonra alıcı farelerde bağırsak mikrobiyotasının nispi bolluğunu ve kimliğini test etmek için uygulanır. Ayrıca bağırsakta immünoglobulin A (IgA) kaplı bakterilerin akış sitometrisine dayalı bir tespit yöntemi sunuyoruz.

Giriş

Farklı bir bağırsak mikrobiyotası, konak homeostazının korunmasında önemli bir rol oynar. Bu mikrobiyom, besinlerin gıdalardan sindirilmesi ve emilmesi, patojenlerin enfeksiyonuna karşı savunma, bağışıklık sistemi gelişiminin düzenlenmesi ve bağışıklık homeostazı gibi çeşitli fizyolojik süreçlere yardımcı olur1. Bağırsak mikrobiyal bileşimindeki bozulma, kanser2, otoimmün hastalıklar3, inflamatuar bağırsak hastalığı4, nörolojik hastalıklar5 ve metabolik hastalıklar 6,7 dahil olmak üzere birçok hastalıkla ilişkilendirilmiştir. Mikropsuz (GF) fareler, mikrobiyotanın biyolojik etkilerini incelemek için fekal mikrobiyota transplantasyon modellerinde güçlü araçlardır8. Bununla birlikte, GF barınma ortamı çok katıdır ve bu farelerde dışkı mikrobiyota nakli (FMT) yapmak pahalıdır. Ayrıca, GF fareleri, geleneksel farelere kıyasla bakteri penetrasyonunu düzenleyen farklı bariyer ve mukozal özelliklere sahiptir9. Bu faktörler, GF farelerinin çalışmalarda geniş uygulamasını sınırlar. GF fareleri kullanmanın bir alternatifi, geleneksel farelerde mikrobiyotayı bir antibiyotik kokteyli ve ardından FMT kullanarak tüketmektir. Daha önce bildirilen FMT yöntemleri iyi tanımlanmamıştır ve tutarsızdır; bu nedenle, geleneksel fareler kullanarak FMT gerçekleştirmek için uygulanabilir, verimli ve tekrarlanabilir bir protokol oluşturmak gereklidir.

Başarılı bir FMT için birkaç adım çok önemlidir. Mikrobiyota tükenmesinin etkinliği ilk önemli adımdır. Bakteri tükenmesi için, tek bir geniş spektrumlu antibiyotik (ör., streptomisin10) veya bir antibiyotik kokteyli (üçlü veya dörtlü antibiyotik tedavisi) kullanımı bildirilmiştir 11,12. Ampisilin, metronidazol, neomisin ve vankomisin içeren dörtlü antibiyotik tedavisinin en etkili rejim olduğu bulunmuştur ve çeşitli çalışmalarda kullanılmıştır 13,14,15. Kullanılan antibiyotiğin türüne ek olarak, antibiyotik tedavisinin uygulama yolu, dozu ve süresi bakteri tükenmesinin etkinliğini etkiler. Bazı araştırmacılar, gastrointestinal sistemdeki bakterileri yok etmek için içme suyuna antibiyotik uygularlar15. Bununla birlikte, her farenin bu şekilde aldığı antibiyotik dozunu kontrol etmek zordur. Bu nedenle, sonraki çalışmalarda, araştırmacılar fareleri 1-2 hafta boyunca oral gavaj ile antibiyotiklerle tedavi ettiler12 tatmin edici bir tükenme elde etmek için. Bununla birlikte, antibiyotiklerin kendileri kemirgenmodellerinde bazı hastalıkları etkileyebileceğinden, antibiyotiklerin uzun süreli kullanımı sorunlu olabilir. Bu nedenle, mikrobiyota tükenmesi için daha hızlı ve daha verimli yöntemler garanti edilmektedir.

Fekal sıvı hazırlığı, başarılı FMT'yi sağlamak için bir diğer önemli adımdır. Gastrointestinal sistemde pH, midede 1 ile proksimal ve distal bağırsakta7 arasında değişir 9. Midedeki mikrobiyota yüksek asidite nedeniyle sınırlıdır ve Helicobacter pylori17'yi içerir. Proksimal bağırsak, karaciğer-bağırsak dolaşımı için safra asidi üretir ve yağ, protein ve glikoz sindirimi ile ilişkili mikrobiyota içerir. Distal bağırsak sistemi bol miktarda anaerobik bakteri içerir ve yüksek mikrobiyal çeşitlilik sergiler18. Bağırsak mikrobiyotasının mekansal heterojenliği göz önüne alındığında, dışkı sıvısı hazırlığı için bağırsak içeriğinin bağırsak yollarının farklı bölgelerinden izole edilmesi zorunludur. Ek olarak, donör numunenin doğası (örneğin, taze veya donmuş numune), transplantasyon sıklığı ve süresi dahil olmak üzere diğer faktörler FMT yapılırken çok önemlidir. Donmuş dışkı en yaygın olarak geleneksel fareleri insan bağırsak mikrobiyotası19 ile kolonize etmek için kullanılır. Buna karşılık, hayvan donörlerinden alınan taze dışkı kullanılarak FMT daha uygundur ve hayvan modellerinde yaygın olarak kullanılır20,21. FMT frekansı ve süresi deney tasarımına ve modellerine bağlı olarak değişir. Önceki çalışmalarda FMT ya her gün ya da iki günde bir yapılıyordu. Nakil süresi 3 gün22 ile 5 hafta23 arasında değişmekteydi. Yukarıdaki faktörlere ek olarak, aseptik bir cerrahi ortamın sürdürülmesi ve sterilize edilmiş cerrahi aletlerin kullanılması, beklenmedik çevresel bakteriyel kontaminasyonu önlemek için çok önemlidir.

Bağırsak mikrobiyotası, İmmünoglobulin A (IgA) eksprese eden hücrelerin birikimini düzenleme potansiyeline sahiptir. Baskın bir antikor izotipi olan IgA, nötralizasyon ve dışlama yoluyla konakçıyı enfeksiyondan korumada kritik öneme sahiptir. Yüksek afiniteli IgA, bağırsak lümenine transsitozlanır ve rahatsız edici patojenleri bağlayabilir ve kaplayabilir. Buna karşılık, IgA ile kaplama, bakteriler için bir kolonizasyon avantajı sağlayabilir24. Patojen kaynaklı IgA'nın aksine, yerli kommensal kaynaklı IgA daha düşük afiniteye ve özgüllüğe sahiptir25. IgA ile kaplı bağırsak bakterilerinin oranının bazı hastalıklarda önemli ölçüde arttığı bildirilmektedir25,26. IgA kaplı bakteriler, IgA üretiminin pozitif bir geri besleme döngüsünü başlatabilir27. Bu nedenle, IgA kaplı bakterilerin nispi seviyesi, bağırsaktaki inflamatuar yanıtın büyüklüğünü tahmin edebilir. Aslında, bu kombinasyon akış sitometrisi28 ile tespit edilebilir. IgA tabanlı sıralama kullanarak, Floris ve ark.27, Palm ve ark.25 ve Andrew ve ark.29, farelerden IgA+ ve IgA-dışkı bakterileri elde etti ve 16S rRNA dizilemesi yoluyla taksona özgü kaplamalı bağırsak mikrobiyotasını karakterize etti.

Bu çalışmada, bağırsak baskın bakterileri verimli bir şekilde tüketmek ve ileum ve kolon içeriğinden izole edilmiş taze veya donmuş dışkı mikrobiyotası ile geleneksel fareleri kolonize etmek için optimize edilmiş bir yöntem tanımlanmıştır. Ayrıca bağırsaktaki IgA bağlayıcı bakterileri tespit etmek için akış sitometrisine dayalı bir yöntem gösteriyoruz.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protokol

Hayvan deneyleri, Çin'deki hayvan bakımı ve kullanımı için mevcut etik düzenlemelere uygun olarak gerçekleştirilmiştir.

NOT: Hayvanlar, 25 ° C'de 12 saatlik aydınlık ve karanlık döngüler altında belirli bir patojen içermeyen (SPF), kontrollü bir ortamda barındırıldı. Yiyecekler farelere verilmeden önce ışınlandı. İçme suyu ve kafesler kullanılmadan önce otoklavlandı. Çalışmada 1 haftalık iklimlendirmenin ardından sekiz haftalık erkek C57BL / 6J fareleri kullanıldı. Deney tasarımına göre birkaç gruba ayrıldılar. Her grup en az üç fareden oluşuyordu.

1. Bağırsak mikrobiyota tükenmesi

  1. Antibiyotik kokteyl hazırlama
    1. 0.5 mg / mL vankomisin hidroklorür, 1 mg / mL metronidazol, 1 mg / mL ampisilin sodyum tuzu ve 1 mg / mL neomisin sülfat içeren steril fosfat tamponlu salin (PBS) içinde bir antibiyotik çözeltisi hazırlayın.
      NOT: Antibiyotikleri 2–8 °C'de saklayın ve doğrudan ışıktan kaçının. Antibiyotik kokteyl solüsyonunu taze olarak hazırlayın ve hemen kullanın.
  2. Tedavi rejimi
    1. 3 gün boyunca, bir fareye # 10 iğne ile 200 μL hazırlanmış antibiyotik kokteyli oral yoldan uygulayın. Mideye ulaşmasını önlemek için iğnenin açısını ayarlamak için diğer elinizi kullanırken fareyi bir elinizle dikey olarak tutun.
      NOT: Yemek borusu ve midenin yüzey hasarı iltihaplanma veya ölümle sonuçlanabileceğinden, zorlanmayı önlemek için fare nazikçe tutulmalıdır.
    2. İçme suyuna adım 1.1.1'de belirtildiği gibi aynı konsantrasyonlarda antibiyotik ekleyin.
    3. Üç gün sonra, fareyi CO2 boğulması ile feda edin.
    4. Steril aletler kullanarak karnı aseptik olarak inceleyin. Çekumdan 2 cm uzakta bir mesafede, ileumun 2 cm'lik bir yolunu kesin. Kanalın bir ucunu sıkıştırmak için steril cımbız kullanarak, kanaldaki taze içeriği önceden tartılmış tüplere sıkın.
    5. Çekumun içeriğini toplamak için cerrahi makasla ikiye bölün. Çekumun her iki yarısının içeriğini önceden tartılmış tüplere sıkın.
  3. Bağırsak mikrobiyota tükenme etkinliğini değerlendirin.
    1. Saf farelerden ve antibiyotik kokteyli ile tedavi edilmiş farelerden ileum veya çekumdan izole edilen bağırsak içeriğini tartın ve üreticinin talimatlarına göre bir kit kullanarak dışkı mikrobiyota DNA'sını çıkarın. DNA konsantrasyonunu aşağıdaki formüle göre belirleyin:

      konsantrasyonnumunesi (μg/mL) = OD260 x 50
       
    2. Standart bir eğri oluşturun.
      1. V3-V4'e özgü primerler kullanarak bir polimeraz zincir reaksiyonu (PCR) ile E. Coli genlerini amplifiye edin. 95 °C'de 1 dakika boyunca denatüre edin, 10 saniye boyunca 95 °C'lik 40 döngü için yükseltin, 30 saniye boyunca 60 °C, 30 saniye boyunca 72 °C'de yükseltin.
      2. Amplifiye edilmiş ürünü bir TA vektörüne bağlayarak bir plazmit oluşturun. Kültürü, üreticinin talimatlarına göre bir TA vektör kiti ile klonlayın.
      3. Adım260'de açıklandığı gibi OD 1.3.1 değerine dayalı olarak plazmit konsantrasyonunu (ng/μL) ölçün.
        NOT: Plazmit konsantrasyonu birimi, DNA konsantrasyonu biriminden farklıdır.
      4. MW'nin moleküler ağırlık anlamına geldiği aşağıdaki formülü kullanarak kopya numaralarını hesaplayın:

        1 μL'de kopyalar = konsantrasyon (ng/μL) x 10-9 x 6.02 x 1023/(MWplazmid x 660)
         
      5. Plazmidi çift damıtılmış su ile 40 μg/μL'lik nihai konsantrasyona kadar sulandırın. Sekiz aşamalı 10x gradyan seyreltme serisi hazırlayın. PCR amplifikasyonundansonra CT değerini (Y ekseni) loga (Kopyaplazmit) (X ekseni) karşı çizerek standart bir eğri oluşturun, burada CT, hedef amplifikasyon için eşik döngüsü anlamına gelir. Denklemi çizimden çıkarın (bu durumda, y = -3.07x + 45.07,R2 = 0.994 idi).
    3. Adım 1.3.1'de elde edilen, saf bir kontrol grubundan ve antibiyotik kokteyli tedavi grubundan ileum veya çekumdan ekstrakte edilen DNA örneklerinin 1 μL'sini, adım 1.3.2.1'de açıklandığı gibi gerçek zamanlı PCR ile çoğaltın. Adım 1.3.2.5'teki standart eğriye dayalı olarak DNA örneklerinin 1 μL'deki kopya sayısını hesaplayın ve ardından aşağıdaki formülü kullanarak toplam kopya sayısını hesaplayın:
      Ağırlıklı numunelerdeki toplam kopya sayısı (mg başına) = kopya sayıları × toplam DNA hacmi/numunenin başlangıç ağırlığı
  4. 16S rRNA, V3 ve V4 bölgelerini dizileyerek mikrobiyota DNA'sını analiz edin.

2. Fekal mikrobiyota nakli

  1. Hem taze hem de donmuş dışkı örnekleri için dışkı sıvısı hazırlama
    NOT: Önceden var olan bakteriyel kontaminasyonu önlemek için tüm aletler kullanımdan önce %75 alkole batırılır. İleum ve kolon içeriği toplanırken kontaminasyondan kaçınmak çok önemlidir.
    1. CO2 boğulması ile 3-5 donör fareyi kurban edin.
    2. ileumun içeriğini adım 1.2.4'te açıklandığı gibi toplayın.
    3. İçeriği kolonda toplamak için, anüsün yakınında ilk kesiyi yapın ve üst 2 cm'lik yolu kesin. İçeriği adım 1.2.4'te açıklandığı gibi ayıklayın. Havaya maruz kalmayı azaltmak için numuneleri 1 dakika içinde toplayın.
    4. Donmuş dışkı sıvısı için, adım 2.1.2 ve 2.1.3'te açıklandığı gibi ileum veya kolon içeriğini toplayın ve içeriği sıvı nitrojen içinde hızlı dondurun.
    5. Numuneleri kullanıma hazır olana kadar -80 °C dondurucuda saklayın.
  2. İçindekileri toplayın ve tartın, boncuklu taze steril tüplere ekleyin. Dondurulmuş numuneler için, tartmadan önce dışkı peletlerini buz üzerinde çözün.
  3. Tüpe steril PBS ekleyin ve 5 mL'lik bir şırınga iğnesi kullanarak dışkı peletlerini PBS'de (1 mL PBS / 0.2 g dışkı peleti) yeniden süspanse edin. Dışkı peletini boncuklarla tamamen homojenize edin ve her biri 3 dakika boyunca 1x'i girdaplayın.
  4. 800 x g'da 3 dakika santrifüjleyin, ardından 70 μm'lik bir hücre süzgecinden geçirerek süpernatanları filtreleyin. Filtrelenmiş dışkı sıvısını steril bir tüpte toplayın ve hemen FMT için kullanın.

3. Fekal mikrobiyota nakli prosedürü

  1. Mikrobiyota tükenmiş farelere 7 gün boyunca her iki günde bir oral gavaj yoluyla 200 μL hazırlanmış dışkı sıvısı uygulayın. 200 μL steril PBS ile gavaj kontrol fareleri.
  2. Fareleri CO2 asfiksiyonu ile kurban edin ve içeriği 2.1.2 ve 2.1.3 adımlarına göre ileum ve kolondan toplayın. Numuneleri daha sonraki işlemlere kadar -80 °C'de saklayın.
  3. Adım 1.3.1'de açıklandığı gibi ileum ve kolon içeriğinin mikrobiyota DNA'sını çıkarın. Nakledilen farelerin bağırsaklarındaki mikrobiyota bileşimini 16S rRNA dizilimi ile doğrulayın.

4. IgA kaplı bakteri ölçümü

  1. Numune hazırlama
    1. Adım 2.1.2 ve 2.1.3'te tarif edildiği gibi donör farelerden 50 mg dışkı peleti toplayın ve 1 saat boyunca 4 ° C'de 1 mL steril PBS içinde inkübe edin. 5 saniye boyunca bir boncuk çırpıcı kullanarak peletleri homojenize edin.
    2. Çözeltiyi 300 x g'da 4 ° C'de 10 dakika santrifüjleyin. 70 μm'lik bir süzgeçten süzdükten sonra süpernatanı toplayın.
      NOT: Yüksek hızlı santrifüjlemeden kaçının.
    3. PBS'de (FACS tamponu) 1 mL% 1 sığır serum albüminine (BSA) 5 μL süpernatan ekleyin. 4 ° C'de 5 dakika boyunca 8.000 x g'da pelet yapın ve süpernatanı atın.
    4. Peleti 1 mL FACS tamponunda yeniden süspanse edin, 8.000 x g'da 4 ° C'de 5 dakika santrifüjleyin ve süpernatanı atın.
      NOT: Burada kullanılan hacmin optimize edilmesi gerekebilir. Bu aşamada süpernatantın çok fazla olması, IgA kaplı bakterilerin pozitif sinyalini maskeleyebilir.
    5. Pelet% 10 keçi serumu içeren 100 μL PBS'de yeniden süspanse edin ve buz üzerinde veya 4 ° C'de 30 dakika inkübe edin. Tüpe 1 mL FACS tamponu ekleyin ve peletlemek için 4 ° C'de 5 dakika boyunca 8.000 x g'da santrifüjleyin.
  2. Akış sitometrisi
    1. Adım 4.1.5'te elde edilen peleti, biyotin anti-fare IgA antikoru (1:100) ve APC konjuge anti-biyotin antikoru (1:100) içeren 200 μL FACS tamponu ile yeniden süspanse edin ve 4 °C'de 30 dakika inkübe edin.
    2. Tüpe 1 mL FACS tamponu ekleyin ve 4 ° C'de 5 dakika boyunca 8.000 x g'da santrifüjleyin. Süpernatanı atın.
    3. Yeşil floresan nükleik asit boyası (1:200) içeren 200 μL FACS tamponu ekleyerek peleti adım 4.2.2'den boyayın ve 4 °C'de 5 dakika inkübe edin.
    4. 1 mL FACS tamponu ekleyin ve pelete 4 ° C'de 5 dakika boyunca 8.000 x g'da santrifüjleyin.
    5. Ölçümden önce peleti 250 μL FACS tamponunda yeniden süspanse edin.
    6. Verileri bir akış sitometresi kullanarak elde edin ve FlowJo yazılımını kullanarak analiz edin.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Sonuçlar

Bu çalışmada kullanılan FMT programı Şekil 1'de özetlenmiştir. Antibiyotik kokteyli ile tedaviden sonra, bağırsak mikrobiyota tükenmesinin etkinliği, 16S rRNA bölgesi dizilenerek analiz edildi. Naif farelerin ileumunda 196 tür tespit edilirken, 3 günlük antibiyotik tedavisi ile bakteri türü hızla 35'e düşürüldü (Şekil 2A). Sadece antibiyotik kokteyl tedavisi gören farelerde tespit edilen sekiz tür vard...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Tartışmalar

Tükenme işleminde kullanılan antibiyotikler farklı antibakteriyel özelliklere sahiptir. Vankomisin, gram pozitif bakteriler için spesifiktir30. Oral doksisiklin, dişi C57BL / 6NCrl farelerinde önemli bağırsak mikrobiyota bileşimi değişikliklerine neden olabilir31. Neomisin, bağırsakta yaşayan bakterilerin çoğunu hedef alan geniş spektrumlu bir antibiyotiktir32. Bununla birlikte, bağırsak iltihab?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Açıklamalar

Yazarların ifşa edecek hiçbir şeyi yok.

Teşekkürler

Bu çalışma, Batı Çin Hastanesi, Sichuan Üniversitesi (Hibe Nr: ZYJC18024) ve Çin Ulusal Doğa Bilimleri Vakfı'nın (Hibe: 81770101 ve 81973540) Üstün disiplinlerarası projesi sponsorluğunda gerçekleştirilmiştir.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
5 mL syringe needleSheng guang biotech5mL
70 µm cell strainerBD biosciences352350
Ampicillin sodium saltAMERESCO0339
APC StreptavidinBD biosciences554067
Biotin anti-mouse IgA antibodyBiolegend407003
Bovine serum albiumin (BSA)SigmaB2064-50G
C57BL/6J miceChengdu Dashuo
CO2Xiyuan biotech
E.Coil genome DNATsingKe
Eppendorf tubesAxygenMCT150-C
Fast DNA stool mini HandbookQIAGEN51604
MetronidazoleShyuanyeS17079-5g
Neomycin sulfateSIGMAN-1876
Oral gavage needleYuke biotech10#
pClone007 Versatile simple TA vector kitTsingKe007VS
Phosphate Buffer Saline (PBS)HycloneSH30256
Precellys lysing kitPrecellysKT03961-1-001.2
RT PCR SYBR MIXVazymeQ411-01
SYTO BC green Fluorescent Nucleic Acid StainThermo fisher scientificS34855
V338 F primerTsingKeACTCCTACGGGAGGCAGCAG
V806 R primerTsingKeGGACTACHVGGGTWTCTAAT
Vancomycin hydrochlorideSigmaV2002
Equipments
BD FACSCalibur flow cytometerBD biosciences
Bead beater vortxScilogex
BIORAD CFX ConnectBIORAD
Centrifuge machineEppendorf
Illumina MiSeqIllumina
Nanodrop nucleic acid measurements machineThermo fisher scientific
Surgical instrumentsYuke biotech
Software
Adobe Illustrator CC 2015Version 2015
BIORAD CFX qPCR SOFTWARE
FlowJo software
Graphpad prism 7
Database
Silva (SSU132) 16S rRNA database

Referanslar

  1. Honda, K., Littman, D. R. The microbiota in adaptive immune homeostasis and disease. Nature. 535 (7610), 75-84 (2016).
  2. Weng, M. T., et al. Microbiota and gastrointestinal cancer. Journal of the Formosan Medical Association. 118 (1), 32-41 (2019).
  3. Lee, Y. K., Menezes, J. S., Umesaki, Y., Mazmanian, S. K. Proinflammatory T-cell responses to gut microbiota promote experimental autoimmune encephalomyelitis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108, Suppl 1 4615-4622 (2011).
  4. Lankelma, J. M., Nieuwdorp, M., de Vos, W. M., Wiersinga, W. J. The gut microbiota in internal medicine: implications for health and disease. Netherlands Journal of Medicine. 73 (2), 61-68 (2015).
  5. Soto, M., et al. Gut microbiota modulate neurobehavior through changes in brain insulin sensitivity and metabolism. Molecular Psychiatry. 23, 2287-2301 (2018).
  6. Turnbaugh, P. J., et al. An obesity-associated gut microbiome with increased capacity for energy harvest. Nature. 444 (7122), 1027-1031 (2006).
  7. Le Roy, T., et al. Intestinal microbiota determines development of non-alcoholic fatty liver disease in mice. Gut. 62 (12), 1787-1794 (2013).
  8. Anhe, F. F., et al. Treatment with camu camu (Myrciaria dubia) prevents obesity by altering the gut microbiota and increasing energy expenditure in diet-induced obese mice. Gut. 68 (3), 453-464 (2019).
  9. Reikvam, D. H., et al. Depletion of murine intestinal microbiota: effects on gut mucosa and epithelial gene expression. PLoS ONE. 6 (3), 17996(2011).
  10. Bao, H. D., et al. Alterations in the diversity and composition of mice gut microbiota by lytic or temperate gut phage treatment. Applied Microbiology and Biotechnology. 102 (23), 10219-10230 (2018).
  11. Ishikawa, D., et al. The Microbial Composition of Bacteroidetes Species in Ulcerative Colitis Is Effectively Improved by Combination Therapy With Fecal Microbiota Transplantation and Antibiotics. Inflammatory Bowel Diseases. 24 (12), 2590-2598 (2018).
  12. Samuelson, D. R., et al. Alcohol-associated intestinal dysbiosis impairs pulmonary host defense against Klebsiella pneumoniae. PLoS Pathogens. 13 (6), 1006426(2017).
  13. Cho, Y., et al. The Microbiome Regulates Pulmonary Responses to Ozone in Mice. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 59 (3), 346-354 (2018).
  14. Kang, C., et al. Gut Microbiota Mediates the Protective Effects of Dietary Capsaicin against Chronic Low-Grade Inflammation and Associated Obesity Induced by High-Fat Diet. MBio. 8 (3), (2017).
  15. Kaliannan, K., Wang, B., Li, X. Y., Kim, K. J., Kang, J. X. A host-microbiome interaction mediates the opposing effects of omega-6 and omega-3 fatty acids on metabolic endotoxemia. Scientific Reports. 5, 11276(2015).
  16. Dapito, D. H., et al. Promotion of hepatocellular carcinoma by the intestinal microbiota and TLR4. Cancer Cell. 21 (4), 504-516 (2012).
  17. Hold, G. L., Hansen, R. Impact of the Gastrointestinal Microbiome in Health and Disease: Co-evolution with the Host Immune System. Current Topics in Microbiology and Immunology. 421, 303-318 (2019).
  18. Suzuki, T. A., Nachman, M. W. Spatial Heterogeneity of Gut Microbial Composition along the Gastrointestinal Tract in Natural Populations of House Mice. PLoS ONE. 11 (9), 0163720 (2016).
  19. McDonald, J. A. K., et al. Inhibiting Growth of Clostridioides difficile by Restoring Valerate, Produced by the Intestinal Microbiota. Gastroenterology. 155 (5), 1495-1507 (2018).
  20. Ramai, D., Zakhia, K., Ofosu, A., Ofori, E., Reddy, M. Fecal microbiota transplantation: donor relation, fresh or frozen, delivery methods, cost-effectiveness. Annals of Gastroenterology. 32 (1), 30-38 (2019).
  21. Hu, J., et al. Standardized Preparation for Fecal Microbiota Transplantation in Pigs. Frontiers in Microbiology. 9, 1328(2018).
  22. Tian, H. L., et al. Treatment of Slow Transit Constipation With Fecal Microbiota Transplantation: A Pilot Study. Journal of Clinical Gastroenterology. 50 (10), 865-870 (2016).
  23. Wong, S. H., et al. Gavage of Fecal Samples From Patients with Colorectal Cancer Promotes Intestinal Carcinogenesis in Germ-free and Conventional Mice. Gastroenterology. 153 (6), 1621-1633 (2017).
  24. Macpherson, A. J., Yilmaz, B., Limenitakis, J. P., Ganal-Vonarburg, S. C. IgA Function in Relation to the Intestinal Microbiota. Annual Review of Immunology. 26 (36), 359-381 (2018).
  25. Palm, N. W., et al. Immunoglobulin a coating identifies colitogenic bacteria in inflammatory bowel disease. Cell. 158 (5), 1000-1010 (2014).
  26. Asquith, M., et al. Perturbed mucosal immunity and dysbiosis accompany clinical disease in a rat model of spondyloarthritis. Arthritis Rheumatology. 68 (9), 2151-2162 (2016).
  27. Fransen, F., et al. BALB/c and C57BL/6 Mice Differ in Polyreactive IgA Abundance, which Impacts the Generation of Antigen-Specific IgA and Microbiota Diversity. Immunity. 43 (3), 527-540 (2015).
  28. Bunker, J. J., et al. Innate and Adaptive Humoral Responses Coat Distinct Commensal Bacteria with Immunoglobulin A. Immunity. 43 (3), 541-553 (2015).
  29. Kau, A. L., et al. Functional characterization of IgA-targeted bacterial taxa from undernourished Malawian children that produce diet-dependent enteropathy. Science Translational Medicine. 7 (276), 224(2015).
  30. Serri, A., Mahboubi, A., Zarghi, A., Moghimi, H. R. PAMAM-dendrimer Enhanced Antibacterial Effect of Vancomycin Hydrochloride Against Gram-Negative Bacteria. Journal of Pharmaceutical Sciences. 22 (1), 10-21 (2018).
  31. Boynton, F. D. D., Ericsson, A. C., Uchihashi, M., Dunbar, M. L., Wilkinson, J. E. Doxycycline induces dysbiosis in female C57BL/6NCrl mice. BMC Research Notes. 10 (1), 644(2017).
  32. Le Bastard, Q., et al. Fecal microbiota transplantation reverses antibiotic and chemotherapy-induced gut dysbiosis in mice. Scientific Reports. 8 (1), 6219(2018).
  33. Harris, V. C., et al. Effect of Antibiotic-Mediated Microbiome Modulation on Rotavirus Vaccine Immunogenicity: A Human, Randomized-Control Proof-of-Concept Trial. Cell Host Microbe. 24 (2), 197-207 (2018).
  34. Nakamura, S., et al. Antimicrobial susceptibility of Clostridium difficile from different sources. Microbiology and Immunology. 26 (1), 25-30 (1982).
  35. Robertson, S. J., et al. Comparison of Co-housing and Littermate Methods for Microbiota Standardization in Mouse Models. Cell Reports. 27 (6), 1910-1919 (2019).
  36. Chagwedera, D. N., et al. Nutrient Sensing in CD11c Cells Alters the Gut Microbiota to Regulate Food Intake and Body Mass. Cell Metabolism. 30 (2), 364-373 (2019).
  37. Truax, A. D., et al. The Inhibitory Innate Immune Sensor NLRP12 Maintains a Threshold against Obesity by Regulating Gut Microbiota Homeostasis. Cell Host Microbe. 24 (3), 364-378 (2018).
  38. Li, Y., et al. Gut microbiota dependent anti-tumor immunity restricts melanoma growth in Rnf5(-/-) mice. Nature Communications. 10, 16(2019).
  39. Tian, Z., et al. Beneficial Effects of Fecal Microbiota Transplantation on Ulcerative Colitis in Mice. Digestive Diseases and Sciences. 61 (8), 2262-2271 (2016).
  40. Tang, G., Yin, W., Liu, W. Is frozen fecal microbiota transplantation as effective as fresh fecal microbiota transplantation in patients with recurrent or refractory Clostridium difficile infection: A meta-analysis. Diagnostic Microbiology and Infectious Disease. 88 (4), 322-329 (2017).
  41. Satokari, R., Mattila, E., Kainulainen, V., Arkkila, P. E. Simple faecal preparation and efficacy of frozen inoculum in faecal microbiota transplantation for recurrent Clostridium difficile infection--an observational cohort study. Alimentary Pharmacology and Therapeutics. 41 (1), 46-53 (2015).
  42. Takahashi, M., et al. Faecal freezing preservation period influences colonization ability for faecal microbiota transplantation. Journal of Applied Microbiology. 126 (3), 973-984 (2019).
  43. Wos-Oxley, M. L., et al. Comparative evaluation of establishing a human gut microbial community within rodent models. Gut Microbes. 3 (3), 234-249 (2012).
  44. Le Roy, T., et al. Comparative Evaluation of Microbiota Engraftment Following Fecal Microbiota Transfer in Mice Models: Age, Kinetic and Microbial Status Matter. Frontiers in Microbiology. 9, 3289(2018).
  45. Wrzosek, L., et al. Transplantation of human microbiota into conventional mice durably reshapes the gut microbiota. Scientific Reports. 8 (1), 6854(2018).
  46. Staley, C., et al. Stable engraftment of human microbiota into mice with a single oral gavage following antibiotic conditioning. Microbiome. 5 (1), 87(2017).
  47. Cao, H., et al. Dysbiosis contributes to chronic constipation development via regulation of serotonin transporter in the intestine. Scientific Reports. 7 (1), 10322(2017).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

Fekal Mikrobiyota TransplantasyonuBa rsak MikrobiyotasIgA kapl BakterilerBa rsak BakterileriFMT ProtokolBakteri T kenmesiGer ek Zamanl PCR16S Ribozomal RNA DizilemeFlow SitometriBiyolojik FonksiyonAl c Fareler

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır