JoVE Logo
Autoren
Kontakt

Anmelden

Zum Anzeigen dieser Inhalte ist ein JoVE-Abonnement erforderlich. Melden Sie sich an oder starten Sie Ihre kostenlose Testversion.

In diesem Artikel

  • Zusammenfassung
  • Zusammenfassung
  • Einleitung
  • Protokoll
  • Ergebnisse
  • Diskussion
  • Offenlegungen
  • Danksagungen
  • Materialien
  • Referenzen
  • Nachdrucke und Genehmigungen

Zusammenfassung

Wir haben eine effiziente Methode gefunden, um Darmbakterien innerhalb von drei Tagen zu dezimieren und anschließend die fäkale Mikrobiota über eine Sonde mit Stuhlflüssigkeit zu transplantieren, die aus frischem oder gefrorenem Darminhalt bei Mäusen hergestellt wurde. Außerdem stellen wir eine optimierte Methode vor, um die Häufigkeit von IgA-beschichteten Bakterien im Darm zu detektieren.

Zusammenfassung

Die Darmmikrobiota spielt eine pleiotrope Rolle für die menschliche Gesundheit und Krankheit. Die fäkale Mikrobiota-Transplantation (FMT) ist eine effektive Methode, um die biologische Funktion von Darmbakterien als Ganzes oder auf Artebene zu untersuchen. Es wurden verschiedene FMT-Methoden veröffentlicht. Hier stellen wir ein FMT-Protokoll vor, das die Darmmikrobiota innerhalb weniger Tage erfolgreich abbaut, gefolgt von der Transplantation der fäkalen Mikrobiota aus frischem oder gefrorenem Spenderdarminhalt auf konventionelle Mäuse. Die Real-Time-PCR wird eingesetzt, um die Wirksamkeit der bakteriellen Depletion zu testen. Die Sequenzierung der ribosomalen 16S-RNA (rRNA) wird dann angewendet, um die relative Häufigkeit und Identität der Darmmikrobiota bei Empfängermäusen zu testen. Wir stellen auch eine durchflusszytometrische Nachweismethode von Immunglobulin A (IgA)-beschichteten Bakterien im Darm vor.

Einleitung

Eine vielfältige Darmmikrobiota spielt eine wichtige Rolle bei der Aufrechterhaltung der Homöostase des Wirts. Dieses Mikrobiom unterstützt verschiedene physiologische Prozesse, die von der Verdauung und Aufnahme von Nährstoffen aus der Nahrung über die Abwehr von Infektionen mit Krankheitserregern, die Regulierung der Entwicklung des Immunsystems bis hin zur Immunhomöostasereichen 1. Eine Störung der mikrobiellen Zusammensetzung des Darms wurde mit vielen Krankheiten in Verbindung gebracht, darunter Krebs2, Autoimmunerkrankungen3, entzündliche Darmerkrankungen4, neurologische Erkrankungen5 und Stoffwechselerkrankungen 6,7. Keimfreie (GF) Mäuse sind leistungsstarke Werkzeuge in fäkalen Mikrobiota-Transplantationsmodellen, um die biologischen Auswirkungen der Mikrobiotazu untersuchen 8. Die Haltungsbedingungen in GF sind jedoch sehr streng, und die Durchführung einer fäkalen Mikrobiota-Transplantation (FMT) bei diesen Mäusen ist teuer. Darüber hinaus haben GF-Mäuse im Vergleich zu herkömmlichen Mäusen andere Barriere- und Schleimhauteigenschaften, die das Eindringen von Bakterien regulieren9. Diese Faktoren schränken die breite Anwendung von GF-Mäusen in Studien ein. Eine Alternative zur Verwendung von GF-Mäusen besteht darin, die Mikrobiota bei herkömmlichen Mäusen mit einem Antibiotika-Cocktail zu depletieren, gefolgt von FMT. Zuvor berichtete FMT-Methoden sind nicht gut beschrieben und widersprüchlich; Daher ist es notwendig, ein praktikables, effizientes und reproduzierbares Protokoll für die Durchführung der FMT mit herkömmlichen Mäusen zu etablieren.

Mehrere Schritte sind entscheidend für eine erfolgreiche FMT. Die Effizienz der Depletion der Mikrobiota ist der erste wichtige Schritt. Bei der Depletion von Bakterien wurde über die Verwendung eines einzelnen Breitbandantibiotikums (z. B. Streptomycin10) oder eines Antibiotikacocktails (Dreifach- oder Vierfach-Antibiotika-Behandlung) berichtet11,12. Die vierfache Antibiotika-Behandlung, die Ampicillin, Metronidazol, Neomycin und Vancomycin umfasst, hat sich als das wirksamste Regime erwiesen und wurde in mehreren Studien eingesetzt 13,14,15. Neben der Art des verwendeten Antibiotikums beeinflussen der Verabreichungsweg, die Dosierung und die Dauer der Antibiotikabehandlung die Wirksamkeit der bakteriellen Depletion. Einige Forscher wenden Antibiotika im Trinkwasser an, um Bakterien im Magen-Darm-Trakt zu beseitigen15. Es ist jedoch schwierig, die Dosierung von Antibiotika, die jede Maus auf diese Weise erhält, zu kontrollieren. Daher haben Forscher in nachfolgenden Studien Mäuse 1–2 Wochen lang mit Antibiotika durch orale Sonde behandelt12, um eine zufriedenstellende Depletion zu erreichen. Der langfristige Einsatz von Antibiotika kann jedoch problematisch sein, da die Antibiotika selbst einige Krankheiten in Nagetiermodellen beeinflussen können16. Daher sind schnellere und effizientere Methoden zur Erschöpfung der Mikrobiota gerechtfertigt.

Die Vorbereitung der Stuhlflüssigkeit ist ein weiterer wichtiger Schritt, um eine erfolgreiche FMT zu gewährleisten. Im Magen-Darm-Trakt reicht der pH-Wert von 1 im Magen bis 7 im proximalen und distalen Darm9. Die Mikrobiota im Magen ist aufgrund des hohen Säuregehalts begrenzt und umfasst Helicobacter pylori17. Der proximale Darm produziert Gallensäure für den Leber-Darm-Kreislauf und enthält Mikrobiota, die mit der Fett-, Protein- und Glukoseverdauung verbunden sind. Der distale Darmtrakt enthält reichlich anaerobe Bakterien und weist eine hohe mikrobielle Diversität auf18. Aufgrund der räumlichen Heterogenität der Darmmikrobiota ist es zwingend erforderlich, Darminhalt aus verschiedenen Regionen des Darmtrakts für die Aufbereitung der Stuhlflüssigkeit zu isolieren. Darüber hinaus sind andere Faktoren, einschließlich der Art der Spenderprobe (z. B. frische oder gefrorene Probe), der Transplantationshäufigkeit und -dauer bei der Durchführung der FMT entscheidend. Gefrorener Stuhl wird am häufigsten zur Besiedlung konventioneller Mäuse mit menschlicher Darmmikrobiotaverwendet 19. Im Gegensatz dazu ist FMT mit frischem Stuhl von tierischen Spendern geeigneter und wird in Tiermodellen häufig verwendet20,21. Die Häufigkeit und Dauer der FMT variiert je nach Versuchsdesign und Modellen. In früheren Studien wurde die FMT entweder täglich oder jeden zweiten Tag durchgeführt. Die Transplantationsdauer reichte von 3 Tagen22 bis 5 Wochen23. Zusätzlich zu den oben genannten Faktoren ist die Aufrechterhaltung einer aseptischen chirurgischen Umgebung und die Verwendung sterilisierter chirurgischer Instrumente von entscheidender Bedeutung, um eine unerwartete bakterielle Kontamination durch die Umwelt zu vermeiden.

Die Darmmikrobiota hat das Potenzial, die Ansammlung von Zellen zu regulieren, die Immunglobulin A (IgA) exprimieren. IgA, ein vorherrschender Antikörper-Isotyp, ist entscheidend für den Schutz des Wirts vor Infektionen durch Neutralisierung und Ausschluss. Hochaffines IgA wird in das Darmlumen transzytiert und kann Krankheitserreger binden und beschichten. Im Gegensatz dazu kann eine Beschichtung mit IgA einen Besiedlungsvorteil für Bakterien bieten24. Im Gegensatz zu pathogen-induziertem IgA weist indigenes kommensalinduziertes IgA eine geringere Affinität und Spezifitätauf 25. Es wird berichtet, dass der Anteil der mit IgA beschichteten Darmbakterien bei einigen Krankheiten signifikant erhöht ist25,26. IgA-beschichtete Bakterien können eine positive Rückkopplungsschleife der IgA-Produktion in Gang setzen27. Daher kann die relative Menge an IgA-beschichteten Bakterien das Ausmaß der Entzündungsreaktion im Darm vorhersagen. Tatsächlich kann diese Kombination mittels Durchflusszytometrie nachgewiesen werden28. Floris et al.27, Palm et al.25 und Andrew et al.29 erwarben mittels IgA-basierter Sortierung IgA+- und IgA-fäkale Bakterien von Mäusen und charakterisierten taxaspezifische beschichtete intestinale Mikrobiota mittels 16S rRNA-Sequenzierung.

In dieser Studie beschreiben wir eine optimierte Methode, um intestinale dominante Bakterien effizient zu depletieren und konventionelle Mäuse mit frischen oder gefrorenen fäkalen Mikrobiota zu besiedeln, die aus dem Inhalt des Ileums und des Dickdarms isoliert wurden. Wir demonstrieren auch eine auf Durchflusszytometrie basierende Methode zum Nachweis von IgA-bindenden Bakterien im Darm.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protokoll

Die Tierversuche wurden in Übereinstimmung mit den geltenden ethischen Vorschriften für die Pflege und Verwendung von Tieren in China durchgeführt.

HINWEIS: Die Tiere wurden in einer kontrollierten Umgebung mit spezifischem Krankheitserreger (LSF) unter 12-stündigen Hell- und Dunkelzyklen bei 25 °C untergebracht. Die Nahrung wurde bestrahlt, bevor sie an Mäuse verfüttert wurde. Trinkwasser und Käfige wurden vor dem Gebrauch autoklaviert. Acht Wochen alte männliche C57BL/6J-Mäuse wurden in der Studie nach 1 Woche Akklimatisierung verwendet. Sie wurden anhand des Versuchsdesigns in mehrere Gruppen eingeteilt. Jede Gruppe bestand aus mindestens drei Mäusen.

1. Erschöpfung der Darmmikrobiota

  1. Zubereitung von Antibiotika-Cocktails
    1. Bereiten Sie eine Antibiotikalösung in steriler phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) mit 0,5 mg/ml Vancomycinhydrochlorid, 1 mg/ml Metronidazol, 1 mg/ml Ampicillin-Natriumsalz und 1 mg/ml Neomycinsulfat vor.
      HINWEIS: Lagern Sie die Antibiotika bei 2–8 °C und vermeiden Sie direktes Licht. Bereiten Sie die antibiotische Cocktaillösung frisch zu und verwenden Sie sie sofort.
  2. Behandlungsschema
    1. Verabreichen Sie einer Maus 3 Tage lang oral 200 μl des vorbereiteten Antibiotika-Cocktails mit einer #10-Nadel. Halten Sie die Maus vertikal in einer Hand, während Sie mit der anderen Hand den Winkel der Nadel anpassen, um zu vermeiden, dass sie den Bauch erreicht.
      HINWEIS: Die Maus muss vorsichtig behandelt werden, um Probleme zu vermeiden, da Oberflächenschäden an Speiseröhre und Magen zu Entzündungen oder zum Tod führen können.
    2. Dem Trinkwasser werden Antibiotika in den gleichen Konzentrationen zugesetzt, wie in Schritt 1.1.1 angegeben.
    3. Drei Tage später opfert die Maus durch CO2 -Erstickung.
    4. Präparieren Sie den Bauch aseptisch mit sterilen Instrumenten. Schneiden Sie in einem Abstand von 2 cm vom Blinddarm einen 2 cm langen Trakt des Ileums ab. Klemmen Sie mit einer sterilen Pinzette ein Ende des Trakts ab und drücken Sie den frischen Inhalt aus dem Trakt in vorgewogene Röhrchen.
    5. Um den Inhalt des Blinddarms aufzufangen, schneiden Sie ihn mit einer chirurgischen Schere in zwei Hälften. Drücken Sie den Inhalt jeder Hälfte des Blinddarms in vorgewogene Röhrchen.
  3. Bewerten Sie die Wirksamkeit der Erschöpfung der Darmmikrobiota.
    1. Wiegen Sie den Darminhalt, der aus dem Ileum oder Blinddarm naiver Mäuse und mit Antibiotika-Cocktails behandelter Mäuse isoliert wurde, und extrahieren Sie die DNA der Stuhlmikrobiota mit einem Kit gemäß den Anweisungen des Herstellers. Bestimmen Sie die DNA-Konzentration nach der Formel:

      KonzentrationProbe (μg/ml) = OD260 x 50
       
    2. Konstruieren Sie eine Standardkurve.
      1. Amplifizieren Sie E. Coli-Gene mit einer Polymerase-Kettenreaktion (PCR) unter Verwendung von V3-V4-spezifischen Primern. Prädenaturierung bei 95 °C für 1 min, amplifizieren für 40 Zyklen von 95 °C für 10 s, 60 °C für 30 s, 72 °C für 30 s.
      2. Konstruieren Sie ein Plasmid, indem Sie das amplifizierte Produkt mit einem TA-Vektor verknüpfen. Klonen Sie die Kultur mit einem TA-Vektor-Kit gemäß den Anweisungen des Herstellers.
      3. Die Plasmidkonzentration (ng/μl) wird anhand des OD260-Wertes gemessen, wie in Schritt 1.3.1 beschrieben.
        HINWEIS: Die Einheit für die Plasmidkonzentration unterscheidet sich von der Einheit für die DNA-Konzentration.
      4. Berechnen Sie die Kopienzahlen mit der folgenden Formel, wobei MW für das Molekulargewicht steht:

        Kopien in 1 μL = Konzentration (ng/μL) x 10-9 x 6,02 x 1023/(MWPlasmid x 660)
         
      5. Das Plasmid wird mit doppelt destilliertem Wasser auf eine Endkonzentration von 40 μg/μl rekonstituiert. Bereiten Sie eine 10-fache Gradientenverdünnungsreihe mit acht Stufen vor. Erstellen Sie eine Standardkurve, indem Sieden CT-Wert (Y-Achse) nach der PCR-Amplifikation gegen den Logarithmus (Kopiertes Plasmid) (X-Achse) plotten, wobei C T für ThresholdCycle for Target Amplification steht. Extrahieren Sie die Gleichung aus dem Diagramm (in diesem Fall war es y = -3,07x + 45,07, R2 = 0,994).
    3. Amplifizieren Sie 1 μl der in Schritt 1.3.1 gewonnenen DNA-Proben, die aus dem Ileum oder Blinddarm einer naiven Kontrollgruppe und der Antibiotika-Cocktail-Behandlungsgruppe durch Echtzeit-PCR extrahiert wurden, wie in Schritt 1.3.2.1 beschrieben. Berechnen Sie die Kopienzahl der DNA-Proben in 1 μl auf der Grundlage der Standardkurve in Schritt 1.3.2.5 und berechnen Sie dann die Gesamtkopienzahl mit der folgenden Formel:
      Gesamtkopienzahl (pro mg) in den gewichteten Proben = Kopienzahl × Gesamt-DNA-Volumen/Anfangsgewicht der Probe
  4. Analysieren Sie die Mikrobiota-DNA, indem Sie die 16S-rRNA-Regionen V3 und V4 sequenzieren.

2. Transplantation der fäkalen Mikrobiota

  1. Stuhlflüssigkeitsaufbereitung für frische und gefrorene Stuhlproben
    HINWEIS: Alle Instrumente werden vor dem Gebrauch in 75%igem Alkohol eingeweicht, um bereits bestehende bakterielle Kontaminationen zu vermeiden. Es ist wichtig, eine Kontamination bei der Entnahme des Ileum- und Dickdarminhalts zu vermeiden.
    1. Tötet 3–5 Spendermäuse durch CO2 -Erstickung.
    2. Sammeln Sie den Inhalt des Ileums, wie in Schritt 1.2.4 beschrieben.
    3. Um den Inhalt im Dickdarm zu sammeln, machen Sie den ersten Schnitt in der Nähe des Anus und schneiden Sie den oberen 2 cm langen Trakt ab. Extrahieren Sie den Inhalt, wie in Schritt 1.2.4 beschrieben. Sammeln Sie die Proben in 1 Minute, um die Exposition gegenüber der Luft zu reduzieren.
    4. Bei gefrorener Fäkalienflüssigkeit den Ileum- oder Dickdarminhalt wie in den Schritten 2.1.2 und 2.1.3 beschrieben auffangen und den Inhalt in flüssigem Stickstoff schockfrosten.
    5. Lagern Sie die Proben bis zur Verwendung in einem Gefrierschrank bei -80 °C.
  2. Den Inhalt poolen und wiegen, in frische sterile Röhrchen mit Kügelchen geben. Bei gefrorenen Proben tauen Sie die Kotpellets vor dem Wiegen auf Eis auf.
  3. Geben Sie steriles PBS in das Röhrchen und resuspendieren Sie die Kotpellets in PBS (1 mL PBS / 0,2 g Kotpellets) mit einer 5 mL Spritzennadel. Homogenisieren Sie das Kotpellet vollständig mit Kügelchen und wirbeln Sie es 3x für je 1 min ein.
  4. Bei 800 x g für 3 min zentrifugieren, dann die Überstände durch ein 70 μm Zellsieb filtrieren. Sammeln Sie die gefilterte Fäkalienflüssigkeit in einem sterilen Röhrchen und verwenden Sie sie sofort für FMT.

3. Verfahren zur Transplantation der fäkalen Mikrobiota

  1. Verabreichen Sie den mikrobiota-erschöpften Mäusen 7 Tage lang jeden zweiten Tag 200 μl vorbereitete Stuhlflüssigkeit über eine orale Sonde. Sondenkontrollmäuse mit 200 μl sterilem PBS.
  2. Die Mäuse werden durch CO2 -Erstickung getötet und der Inhalt aus dem Ileum und dem Dickdarm gemäß den Schritten 2.1.2 und 2.1.3 entnommen. Lagern Sie die Proben bis zur Weiterverarbeitung bei -80 °C.
  3. Extrahieren Sie die Mikrobiota-DNA des Ileums und des Dickdarminhalts, wie in Schritt 1.3.1 beschrieben. Überprüfen Sie die Zusammensetzung der Mikrobiota im Darm transplantierter Mäuse durch 16S rRNA-Sequenzierung.

4. Messung von IgA-beschichteten Bakterien

  1. Probenvorbereitung
    1. 50 mg Kotpellets von Spendermäusen wie in den Schritten 2.1.2 und 2.1.3 beschrieben sammeln und 1 h lang in 1 ml sterilem PBS bei 4 °C inkubieren. Homogenisieren Sie die Pellets mit einem Rührbesen für 5 s.
    2. Die Lösung bei 300 x g für 10 min bei 4 °C zentrifugieren. Der Überstand wird nach dem Filtrieren durch ein 70-μm-Sieb aufgefangen.
      HINWEIS: Vermeiden Sie Zentrifugation mit hoher Geschwindigkeit.
    3. 5 μl des Überstands zu 1 ml 1 % Rinderserumalbumin (BSA) in PBS (FACS-Puffer) geben. Bei 8.000 x g für 5 min bei 4 °C pelletieren und den Überstand entsorgen.
    4. Das Pellet wird in 1 mL FACS-Puffer resuspendiert, 5 min bei 4 °C bei 8.000 x g zentrifugiert und der Überstand verworfen.
      HINWEIS: Die hier verwendete Lautstärke muss möglicherweise optimiert werden. Zu viel Überstand in diesem Schritt kann das positive Signal von IgA-beschichteten Bakterien überdecken.
    5. Das Pellet in 100 μl PBS mit 10 % Ziegenserum resuspendieren und 30 Minuten lang auf Eis oder bei 4 °C inkubieren. 1 mL FACS-Puffer in das Röhrchen geben und bei 8.000 x g für 5 min bei 4 °C zentrifugieren, um das Pellet zu pelletieren.
  2. Durchflusszytometrie
    1. Das in Schritt 4.1.5 erhaltene Pellet wird mit 200 μl FACS-Puffer resuspendiert, der einen Biotin-Anti-Maus-IgA-Antikörper (1:100) und einen APC-konjugierten Anti-Biotin-Antikörper (1:100) enthält, und 30 Minuten lang bei 4 °C inkubieren.
    2. 1 mL FACS-Puffer in das Röhrchen geben und bei 8.000 x g für 5 min bei 4 °C zentrifugieren. Entsorgen Sie den Überstand.
    3. Das Pellet aus Schritt 4.2.2 wird durch Zugabe von 200 μl FACS-Puffer mit grün fluoreszierender Nukleinsäurefärbung (1:200) gefärbt und 5 min bei 4 °C inkubiert.
    4. 1 ml FACS-Puffer zugeben und mit 8.000 x g für 5 min bei 4 °C zentrifugieren.
    5. Das Pellet wird vor der Messung in 250 μl FACS-Puffer resuspendiert.
    6. Erfassen Sie die Daten mit einem Durchflusszytometer und analysieren Sie sie mit der FlowJo-Software.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Ergebnisse

Der in dieser Studie verwendete FMT-Schema ist in Abbildung 1 dargestellt. Nach der Behandlung mit dem Antibiotika-Cocktail wurde die Wirksamkeit der intestinalen Mikrobiota-Depletion durch Sequenzierung der 16S rRNA-Region analysiert. Wir wiesen 196 Spezies im Ileum naiver Mäuse nach, während eine 3-tägige Antibiotikabehandlung die Bakterienspezies schnell auf 35 reduzierte (Abbildung 2A). Es wurden acht Spezies ausschließl...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Diskussion

Antibiotika, die bei der Depletionsprozedur verwendet werden, haben unterschiedliche antibakterielle Eigenschaften. Vancomycin ist spezifisch für grampositive Bakterien30. Orales Doxycyclin kann bei weiblichen C57BL/6NCrl-Mäusen signifikante Veränderungen der Zusammensetzung der Darmmikrobiota induzieren31. Neomycin ist ein Breitbandantibiotikum, das auf die meisten Darmbakterien abzielt32. Darmentzündungen beugt...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde unter dem Sponsor des herausragenden interdisziplinären Projekts des West China Hospital, der Sichuan University (Grant Nr: ZYJC18024) und der National Natural Science Foundation of China (Grant: 81770101 und 81973540) durchgeführt.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materialien

NameCompanyCatalog NumberComments
5 mL syringe needleSheng guang biotech5mL
70 µm cell strainerBD biosciences352350
Ampicillin sodium saltAMERESCO0339
APC StreptavidinBD biosciences554067
Biotin anti-mouse IgA antibodyBiolegend407003
Bovine serum albiumin (BSA)SigmaB2064-50G
C57BL/6J miceChengdu Dashuo
CO2Xiyuan biotech
E.Coil genome DNATsingKe
Eppendorf tubesAxygenMCT150-C
Fast DNA stool mini HandbookQIAGEN51604
MetronidazoleShyuanyeS17079-5g
Neomycin sulfateSIGMAN-1876
Oral gavage needleYuke biotech10#
pClone007 Versatile simple TA vector kitTsingKe007VS
Phosphate Buffer Saline (PBS)HycloneSH30256
Precellys lysing kitPrecellysKT03961-1-001.2
RT PCR SYBR MIXVazymeQ411-01
SYTO BC green Fluorescent Nucleic Acid StainThermo fisher scientificS34855
V338 F primerTsingKeACTCCTACGGGAGGCAGCAG
V806 R primerTsingKeGGACTACHVGGGTWTCTAAT
Vancomycin hydrochlorideSigmaV2002
Equipments
BD FACSCalibur flow cytometerBD biosciences
Bead beater vortxScilogex
BIORAD CFX ConnectBIORAD
Centrifuge machineEppendorf
Illumina MiSeqIllumina
Nanodrop nucleic acid measurements machineThermo fisher scientific
Surgical instrumentsYuke biotech
Software
Adobe Illustrator CC 2015Version 2015
BIORAD CFX qPCR SOFTWARE
FlowJo software
Graphpad prism 7
Database
Silva (SSU132) 16S rRNA database

Referenzen

  1. Honda, K., Littman, D. R. The microbiota in adaptive immune homeostasis and disease. Nature. 535 (7610), 75-84 (2016).
  2. Weng, M. T., et al. Microbiota and gastrointestinal cancer. Journal of the Formosan Medical Association. 118 (1), 32-41 (2019).
  3. Lee, Y. K., Menezes, J. S., Umesaki, Y., Mazmanian, S. K. Proinflammatory T-cell responses to gut microbiota promote experimental autoimmune encephalomyelitis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108, Suppl 1 4615-4622 (2011).
  4. Lankelma, J. M., Nieuwdorp, M., de Vos, W. M., Wiersinga, W. J. The gut microbiota in internal medicine: implications for health and disease. Netherlands Journal of Medicine. 73 (2), 61-68 (2015).
  5. Soto, M., et al. Gut microbiota modulate neurobehavior through changes in brain insulin sensitivity and metabolism. Molecular Psychiatry. 23, 2287-2301 (2018).
  6. Turnbaugh, P. J., et al. An obesity-associated gut microbiome with increased capacity for energy harvest. Nature. 444 (7122), 1027-1031 (2006).
  7. Le Roy, T., et al. Intestinal microbiota determines development of non-alcoholic fatty liver disease in mice. Gut. 62 (12), 1787-1794 (2013).
  8. Anhe, F. F., et al. Treatment with camu camu (Myrciaria dubia) prevents obesity by altering the gut microbiota and increasing energy expenditure in diet-induced obese mice. Gut. 68 (3), 453-464 (2019).
  9. Reikvam, D. H., et al. Depletion of murine intestinal microbiota: effects on gut mucosa and epithelial gene expression. PLoS ONE. 6 (3), 17996(2011).
  10. Bao, H. D., et al. Alterations in the diversity and composition of mice gut microbiota by lytic or temperate gut phage treatment. Applied Microbiology and Biotechnology. 102 (23), 10219-10230 (2018).
  11. Ishikawa, D., et al. The Microbial Composition of Bacteroidetes Species in Ulcerative Colitis Is Effectively Improved by Combination Therapy With Fecal Microbiota Transplantation and Antibiotics. Inflammatory Bowel Diseases. 24 (12), 2590-2598 (2018).
  12. Samuelson, D. R., et al. Alcohol-associated intestinal dysbiosis impairs pulmonary host defense against Klebsiella pneumoniae. PLoS Pathogens. 13 (6), 1006426(2017).
  13. Cho, Y., et al. The Microbiome Regulates Pulmonary Responses to Ozone in Mice. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 59 (3), 346-354 (2018).
  14. Kang, C., et al. Gut Microbiota Mediates the Protective Effects of Dietary Capsaicin against Chronic Low-Grade Inflammation and Associated Obesity Induced by High-Fat Diet. MBio. 8 (3), (2017).
  15. Kaliannan, K., Wang, B., Li, X. Y., Kim, K. J., Kang, J. X. A host-microbiome interaction mediates the opposing effects of omega-6 and omega-3 fatty acids on metabolic endotoxemia. Scientific Reports. 5, 11276(2015).
  16. Dapito, D. H., et al. Promotion of hepatocellular carcinoma by the intestinal microbiota and TLR4. Cancer Cell. 21 (4), 504-516 (2012).
  17. Hold, G. L., Hansen, R. Impact of the Gastrointestinal Microbiome in Health and Disease: Co-evolution with the Host Immune System. Current Topics in Microbiology and Immunology. 421, 303-318 (2019).
  18. Suzuki, T. A., Nachman, M. W. Spatial Heterogeneity of Gut Microbial Composition along the Gastrointestinal Tract in Natural Populations of House Mice. PLoS ONE. 11 (9), 0163720 (2016).
  19. McDonald, J. A. K., et al. Inhibiting Growth of Clostridioides difficile by Restoring Valerate, Produced by the Intestinal Microbiota. Gastroenterology. 155 (5), 1495-1507 (2018).
  20. Ramai, D., Zakhia, K., Ofosu, A., Ofori, E., Reddy, M. Fecal microbiota transplantation: donor relation, fresh or frozen, delivery methods, cost-effectiveness. Annals of Gastroenterology. 32 (1), 30-38 (2019).
  21. Hu, J., et al. Standardized Preparation for Fecal Microbiota Transplantation in Pigs. Frontiers in Microbiology. 9, 1328(2018).
  22. Tian, H. L., et al. Treatment of Slow Transit Constipation With Fecal Microbiota Transplantation: A Pilot Study. Journal of Clinical Gastroenterology. 50 (10), 865-870 (2016).
  23. Wong, S. H., et al. Gavage of Fecal Samples From Patients with Colorectal Cancer Promotes Intestinal Carcinogenesis in Germ-free and Conventional Mice. Gastroenterology. 153 (6), 1621-1633 (2017).
  24. Macpherson, A. J., Yilmaz, B., Limenitakis, J. P., Ganal-Vonarburg, S. C. IgA Function in Relation to the Intestinal Microbiota. Annual Review of Immunology. 26 (36), 359-381 (2018).
  25. Palm, N. W., et al. Immunoglobulin a coating identifies colitogenic bacteria in inflammatory bowel disease. Cell. 158 (5), 1000-1010 (2014).
  26. Asquith, M., et al. Perturbed mucosal immunity and dysbiosis accompany clinical disease in a rat model of spondyloarthritis. Arthritis Rheumatology. 68 (9), 2151-2162 (2016).
  27. Fransen, F., et al. BALB/c and C57BL/6 Mice Differ in Polyreactive IgA Abundance, which Impacts the Generation of Antigen-Specific IgA and Microbiota Diversity. Immunity. 43 (3), 527-540 (2015).
  28. Bunker, J. J., et al. Innate and Adaptive Humoral Responses Coat Distinct Commensal Bacteria with Immunoglobulin A. Immunity. 43 (3), 541-553 (2015).
  29. Kau, A. L., et al. Functional characterization of IgA-targeted bacterial taxa from undernourished Malawian children that produce diet-dependent enteropathy. Science Translational Medicine. 7 (276), 224(2015).
  30. Serri, A., Mahboubi, A., Zarghi, A., Moghimi, H. R. PAMAM-dendrimer Enhanced Antibacterial Effect of Vancomycin Hydrochloride Against Gram-Negative Bacteria. Journal of Pharmaceutical Sciences. 22 (1), 10-21 (2018).
  31. Boynton, F. D. D., Ericsson, A. C., Uchihashi, M., Dunbar, M. L., Wilkinson, J. E. Doxycycline induces dysbiosis in female C57BL/6NCrl mice. BMC Research Notes. 10 (1), 644(2017).
  32. Le Bastard, Q., et al. Fecal microbiota transplantation reverses antibiotic and chemotherapy-induced gut dysbiosis in mice. Scientific Reports. 8 (1), 6219(2018).
  33. Harris, V. C., et al. Effect of Antibiotic-Mediated Microbiome Modulation on Rotavirus Vaccine Immunogenicity: A Human, Randomized-Control Proof-of-Concept Trial. Cell Host Microbe. 24 (2), 197-207 (2018).
  34. Nakamura, S., et al. Antimicrobial susceptibility of Clostridium difficile from different sources. Microbiology and Immunology. 26 (1), 25-30 (1982).
  35. Robertson, S. J., et al. Comparison of Co-housing and Littermate Methods for Microbiota Standardization in Mouse Models. Cell Reports. 27 (6), 1910-1919 (2019).
  36. Chagwedera, D. N., et al. Nutrient Sensing in CD11c Cells Alters the Gut Microbiota to Regulate Food Intake and Body Mass. Cell Metabolism. 30 (2), 364-373 (2019).
  37. Truax, A. D., et al. The Inhibitory Innate Immune Sensor NLRP12 Maintains a Threshold against Obesity by Regulating Gut Microbiota Homeostasis. Cell Host Microbe. 24 (3), 364-378 (2018).
  38. Li, Y., et al. Gut microbiota dependent anti-tumor immunity restricts melanoma growth in Rnf5(-/-) mice. Nature Communications. 10, 16(2019).
  39. Tian, Z., et al. Beneficial Effects of Fecal Microbiota Transplantation on Ulcerative Colitis in Mice. Digestive Diseases and Sciences. 61 (8), 2262-2271 (2016).
  40. Tang, G., Yin, W., Liu, W. Is frozen fecal microbiota transplantation as effective as fresh fecal microbiota transplantation in patients with recurrent or refractory Clostridium difficile infection: A meta-analysis. Diagnostic Microbiology and Infectious Disease. 88 (4), 322-329 (2017).
  41. Satokari, R., Mattila, E., Kainulainen, V., Arkkila, P. E. Simple faecal preparation and efficacy of frozen inoculum in faecal microbiota transplantation for recurrent Clostridium difficile infection--an observational cohort study. Alimentary Pharmacology and Therapeutics. 41 (1), 46-53 (2015).
  42. Takahashi, M., et al. Faecal freezing preservation period influences colonization ability for faecal microbiota transplantation. Journal of Applied Microbiology. 126 (3), 973-984 (2019).
  43. Wos-Oxley, M. L., et al. Comparative evaluation of establishing a human gut microbial community within rodent models. Gut Microbes. 3 (3), 234-249 (2012).
  44. Le Roy, T., et al. Comparative Evaluation of Microbiota Engraftment Following Fecal Microbiota Transfer in Mice Models: Age, Kinetic and Microbial Status Matter. Frontiers in Microbiology. 9, 3289(2018).
  45. Wrzosek, L., et al. Transplantation of human microbiota into conventional mice durably reshapes the gut microbiota. Scientific Reports. 8 (1), 6854(2018).
  46. Staley, C., et al. Stable engraftment of human microbiota into mice with a single oral gavage following antibiotic conditioning. Microbiome. 5 (1), 87(2017).
  47. Cao, H., et al. Dysbiosis contributes to chronic constipation development via regulation of serotonin transporter in the intestine. Scientific Reports. 7 (1), 10322(2017).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Nachdrucke und Genehmigungen

Genehmigung beantragen, um den Text oder die Abbildungen dieses JoVE-Artikels zu verwenden

Genehmigung beantragen

Weitere Artikel entdecken

Transplantation der f kalen MikrobiotaDarmmikrobiotaIgA beschichtete BakterienDarmbakterienFMT Protokollbakterielle DepletionReal Time PCR16S ribosomale RNA SequenzierungDurchflusszytometrieBiologische FunktionEmpf ngerm use

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Kontakt

BIBLIOTHEKS-EMPFEHLUNG

JoVE-Newsletter

Forschung

Lehre

Autoren

Bibliothekare

ÜBER JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten