JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Мы разработали эффективный способ истощения кишечных бактерий за три дня, а затем трансплантации фекальной микробиоты через зонд фекальной жидкости, приготовленной из свежего или замороженного содержимого кишечника, у мышей. Мы также представляем оптимизированный метод определения частоты бактерий, покрытых IgA, в кишечнике.

Аннотация

Микробиота кишечника играет плейотропную роль в здоровье и болезнях человека. Трансплантация фекальной микробиоты (ТФМ) является эффективным методом исследования биологической функции кишечных бактерий в целом или на видовом уровне. Было опубликовано несколько различных методов FMT. В этой статье мы представляем протокол ТФМ, который успешно истощает кишечную микробиоту в течение нескольких дней, после чего происходит трансплантация фекальной микробиоты из свежего или замороженного содержимого кишечника донора обычным мышам. ПЦР в реальном времени применяется для проверки эффективности бактериального истощения. Затем применяется секвенирование 16S рибосомной РНК (рРНК) для проверки относительной численности и идентичности кишечной микробиоты у мышей-реципиентов. Мы также представляем метод обнаружения бактерий, покрытых иммуноглобулином А (IgA), в кишечнике на основе проточной цитометрии.

Введение

Разнообразная микробиота кишечника играет важную роль в поддержании гомеостаза хозяина. Этот микробиом помогает в различных физиологических процессах, начиная от пищеварения и усвоения питательных веществ из пищи, защиты от инфекции патогенов, регуляции развития иммунной системы и иммунного гомеостаза1. Нарушение микробного состава кишечника связано со многими заболеваниями, включая рак2, аутоиммунные заболевания3, воспалительные заболевания кишечника4, неврологические заболевания5 и метаболические заболевания 6,7. Стерильные мыши (GF) являются мощными инструментами в моделях трансплантации фекальной микробиоты для изучения биологических эффектов микробиоты8. Тем не менее, условия содержания GF очень строгие, и проведение трансплантации фекальной микробиоты (ТФМ) у этих мышей является дорогостоящим. Кроме того, мыши GF имеют другие барьерные и слизистые свойства, которые регулируют проникновение бактерий, по сравнению с обычными мышами9. Эти факторы ограничивают широкое применение мышей GF в исследованиях. Альтернативой мышам GF является истощение микробиоты у обычных мышей с помощью коктейля антибиотиков с последующей ТФМ. Ранее описанные методы ТФМ недостаточно хорошо описаны и непоследовательны; поэтому необходимо разработать осуществимый, эффективный и воспроизводимый протокол для выполнения ТФМ с использованием обычных мышей.

Несколько шагов имеют решающее значение для успешной ТФМ. Эффективность истощения микробиоты является первым важным шагом. Сообщалось о применении одного антибиотика широкого спектра действия (например, стрептомицина10) или коктейля антибиотиков (тройной или четырехкратный прием антибиотиков)11,12. Четырехкомпонентное лечение антибиотиками, включающее ампициллин, метронидазол, неомицин и ванкомицин, было признано наиболее эффективным режимом лечения и использовалось в нескольких исследованиях 13,14,15. В дополнение к типу используемого антибиотика, способ введения, дозировка и продолжительность лечения антибиотиками влияют на эффективность бактериального истощения. Некоторые исследователи применяют антибиотики в питьевой воде для устранения бактерий в желудочно-кишечном тракте15. Тем не менее, трудно контролировать дозировку антибиотиков, которые каждая мышь получает таким образом. Поэтому в последующих исследованиях ученые лечили мышей антибиотиками путем перорального зондирования в течение 1–2 недель12 для достижения удовлетворительного истощения. Тем не менее, долгосрочное использование антибиотиков может быть проблематичным, так как антибиотики сами по себе могут влиять на некоторые заболевания у грызуновмодели 16. Поэтому необходимы более быстрые и эффективные методы истощения микробиоты.

Подготовка фекальной жидкости является еще одним ключевым этапом для обеспечения успешной ТФМ. В желудочно-кишечном тракте pH колеблется от 1 в желудке до 7 в проксимальном и дистальном отделе кишечника9. Микробиота в желудке ограничена из-за высокой кислотности и включает Helicobacter pylori17. Проксимальный отдел кишечника вырабатывает желчные кислоты для циркуляции печени и кишечника и содержит микробиоту, связанную с перевариванием жиров, белков и глюкозы. Дистальный отдел кишечного тракта содержит большое количество анаэробных бактерий и демонстрирует высокое микробное разнообразие18. Учитывая пространственную неоднородность микробиоты кишечника, крайне важно изолировать содержимое кишечника из разных областей кишечного тракта для приготовления каловой жидкости. Кроме того, другие факторы, включая характер донорского образца (например, свежий или замороженный образец), частоту трансплантации и продолжительность, имеют решающее значение при проведении ТФМ. Замороженный стул чаще всего используется для колонизации обычных мышей микробиотой кишечника человека19. Напротив, ТФМ с использованием свежего стула от животных-доноров более целесообразна и обычно используется в животных моделях20,21. Частота и продолжительность ТФМ варьируются в зависимости от плана эксперимента и моделей. В предыдущих исследованиях ТФМ проводилась либо ежедневно, либо через день. Продолжительность трансплантации составляла от 3 дней22 до 5 недель23. В дополнение к вышеперечисленным факторам, поддержание асептической хирургической среды и использование стерилизованных хирургических инструментов имеет решающее значение для предотвращения неожиданного бактериального загрязнения окружающей среды.

Микробиота кишечника обладает потенциалом для регулирования накопления клеток, экспрессирующих иммуноглобулин А (IgA). IgA, преобладающий изотип антител, имеет решающее значение для защиты хозяина от инфекции путем нейтрализации и исключения. Высокоаффинный IgA трансцитозируется в просвет кишечника и может связывать и покрывать вызывающие патогены. Напротив, покрытие IgA может обеспечить преимущество колонизации для бактерий24. В отличие от патоген-индуцированного IgA, местный комменсальный индуцированный IgA имеет более низкое сродство и специфичность25. Сообщается, что доля кишечных бактерий, покрытых IgA, значительно увеличивается при некоторых заболеваниях25,26. Бактерии, покрытые IgA, могут инициировать петлю положительной обратной связи по продукцииIgA27. Таким образом, относительный уровень бактерий, покрытых IgA, может предсказать величину воспалительной реакции в кишечнике. Фактически, эта комбинация может быть обнаружена с помощью проточной цитометрии28. Используя сортировку на основе IgA, Floris et al.27, Palm et al.25 и Andrew et al.29 получили фекальные бактерии IgA+ и IgA- от мышей и охарактеризовали таксон-специфичную кишечную микробиоту с помощью секвенирования 16S рРНК.

В этом исследовании мы описываем оптимизированный метод эффективного истощения кишечных доминантных бактерий и колонизации обычных мышей свежей или замороженной фекальной микробиотой, выделенной из содержимого подвздошной и толстой кишки. Мы также демонстрируем метод, основанный на проточной цитометрии, для обнаружения IgA-связывающих бактерий в кишечнике.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

протокол

Эксперименты на животных проводились в соответствии с действующими этическими нормами ухода за животными и их использования в Китае.

ПРИМЕЧАНИЕ: Животные содержались в специфической, свободной от патогенов (SPF), контролируемой среде в течение 12-часового цикла света и темноты при температуре 25 °C. Пища облучалась перед кормлением мышей. Питьевая вода и клетки перед использованием подвергались автоклавированию. Восьминедельные самцы мышей C57BL/6J были использованы в исследовании после 1 недели акклиматизации. Они были разделены на несколько групп в зависимости от дизайна эксперимента. Каждая группа состояла как минимум из трех мышей.

1. Истощение микробиоты кишечника

  1. Приготовление коктейля с антибиотиком
    1. Приготовьте раствор антибиотика в стерильном фосфатно-солевом буфере (PBS) с 0,5 мг/мл ванкомицина гидрохлорида, 1 мг/мл метронидазола, 1 мг/мл натриевой соли ампициллина и 1 мг/мл сульфата неомицина.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Хранить антибиотики при температуре 2–8 °C и избегать попадания прямого света. Приготовьте раствор коктейля с антибиотиком в свежем виде и используйте сразу.
  2. Схема лечения
    1. В течение 3 дней перорально вводите мышке 200 мкл приготовленного коктейля антибиотиков с помощью иглы #10. Держите мышь вертикально в одной руке, а другой рукой отрегулируйте угол наклона иглы, чтобы не дотянуться до живота.
      ПРИМЕЧАНИЕ: С мышью нужно обращаться осторожно, чтобы избежать борьбы, потому что повреждение поверхности пищевода и желудка может привести к воспалению или смерти.
    2. Добавляйте в питьевую воду антибиотики в тех же концентрациях, которые указаны в пункте 1.1.1.
    3. Три дня спустя принесите мышь в жертву с помощью асфиксии CO2 .
    4. Рассекайте брюшную полость асептически с помощью стерильных инструментов. На расстоянии 2 см от слепой кишки срежьте 2-сантиметровый тракт подвздошной кишки. С помощью стерильного пинцета зажать один конец тракта, выдавите свежее содержимое из тракта в предварительно взвешенные пробирки.
    5. Чтобы собрать содержимое слепой кишки, разрежьте ее пополам хирургическими ножницами. Выдавите содержимое каждой половинки слепой кишки в заранее отвеянные пробирки.
  3. Оценка эффективности истощения кишечной микробиоты.
    1. Взвесьте содержимое кишечника, выделенное из подвздошной или слепой кишки наивных мышей и мышей, получавших коктейль антибиотиков, и извлеките ДНК микробиоты кала с помощью набора в соответствии с инструкциями производителя. Определите концентрацию ДНК по формуле:

      образец концентрации (мкг/мл) = наружный диаметр260 x 50
       
    2. Построение стандартной кривой.
      1. Амплифицируйте гены E. coli с помощью полимеразной цепной реакции (ПЦР) с использованием специфичных V3-V4 праймеров. Преденатурировать при 95 °C в течение 1 мин, амплигировать в течение 40 циклов при 95 °C в течение 10 с, 60 °C в течение 30 с, 72 °C в течение 30 с.
      2. Сконструируйте плазмиду, связав амплифицированный продукт с вектором ТА. Клонируйте культуру с помощью векторного набора TA в соответствии с инструкцией производителя.
      3. Измерьте концентрацию плазмид (нг/мкл) на основе значения OD260 , как описано в шаге 1.3.1.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Единица измерения концентрации плазмид отличается от единицы измерения концентрации ДНК.
      4. Рассчитайте количество копий по следующей формуле, где MW обозначает молекулярную массу:

        копий в 1 мкл = концентрация (нг/мкл) x 10-9 x 6,02 x 1023/(МВтплазмида x 660)
         
      5. Восстановите плазмиду с помощью дважды дистиллированной воды до конечной концентрации 40 г/л. Приготовьте серию 10-кратного градиентного разведения с восемью ступенями. Постройте стандартную кривую, построив график значенияC T (ось Y) относительно log (плазмида копий) (ось X) после амплификации ПЦР, гдеC T обозначает пороговый цикл для амплификации мишени. Извлекаем уравнение из графика (в данном случае оно было y = -3,07x + 45,07, R2 = 0,994).
    3. Амплифицируйте 1 мкл образцов ДНК, полученных на шаге 1.3.1, выделенных из подвздошной или слепой кишки из наивной контрольной группы и группы лечения коктейлем антибиотиков, методом ПЦР в реальном времени, как описано на шаге 1.3.2.1. Рассчитайте число копий в 1 мкл образцов ДНК на основе стандартной кривой на шаге 1.3.2.5, а затем рассчитайте общее количество копий по следующей формуле:
      Общее количество копий (на мг) в взвешенных образцах = количество копий × общий объем ДНК/начальный вес образца
  4. Анализ ДНК микробиоты путем секвенирования областей 16S рРНК V3 и V4.

2. Трансплантация фекальной микробиоты

  1. Подготовка каловых жидкостей как для свежих, так и для замороженных образцов кала
    ПРИМЕЧАНИЕ: Перед использованием все инструменты замачиваются в 75% спирте, чтобы избежать ранее существовавшего бактериального загрязнения. Крайне важно избегать загрязнения при сборе содержимого подвздошной кишки и толстой кишки.
    1. Принесите в жертву 3–5 мышей-доноров путем удушьяСО2 .
    2. Соберите содержимое подвздошной кишки, как описано в шаге 1.2.4.
    3. Чтобы собрать содержимое в толстой кишке, сделайте первый надрез возле анального отверстия и разрежьте верхний 2-сантиметровый тракт. Извлеките содержимое, как описано в шаге 1.2.4. Соберите образцы за 1 минуту, чтобы уменьшить воздействие воздуха.
    4. Для замороженной фекальной жидкости соберите содержимое подвздошной кишки или толстой кишки, как описано в шагах 2.1.2 и 2.1.3, и мгновенно заморозьте содержимое в жидком азоте.
    5. Храните образцы в морозильной камере при температуре -80 °C до использования.
  2. Скапливаем и взвешиваем содержимое, добавляем в свежие стерильные пробирки с бусинами. Для замороженных образцов разморозьте фекальные гранулы на льду перед взвешиванием.
  3. Добавьте стерильный PBS в пробирку и ресуспендируйте фекальные гранулы в PBS (1 мл PBS/0,2 г фекальных гранул) с помощью иглы шприца объемом 5 мл. Полностью гомогенизируйте фекальные гранулы шариками и вортексом 3 раза по 1 минуте каждая.
  4. Центрифугируйте при давлении 800 x g в течение 3 мин, затем отфильтруйте надосадочную жидкость, пропуская через сетчатый фильтр 70 мкм. Соберите отфильтрованную каловую жидкость в стерильную пробирку и немедленно используйте для ТФМ.

3. Процедура трансплантации фекальной микробиоты

  1. Вводите 200 мкл подготовленной фекальной жидкости мышам с истощенной микробиотой через зонд через рот каждый второй день в течение 7 дней. Мышам с контролем зонда с 200 мкл стерильного PBS.
  2. Принесите мышей в жертву путем удушенияСО2 и соберите содержимое подвздошной кишки и толстой кишки в соответствии с шагами 2.1.2 и 2.1.3. Хранить образцы при температуре -80 °C до дальнейшей обработки.
  3. Извлеките ДНК микробиоты содержимого подвздошной кишки и толстой кишки, как описано в шаге 1.3.1. Верифицировать состав микробиоты в кишечнике трансплантированных мышей с помощью секвенирования 16S рРНК.

4. Измерение бактерий с покрытием IgA

  1. Подготовка образцов
    1. Соберите 50 мг фекальных гранул у мышей-доноров, как описано в шагах 2.1.2 и 2.1.3, и инкубируйте в 1 мл стерильного PBS при 4 °C в течение 1 ч. Гомогенизируйте гранулы с помощью бисера в течение 5 с.
    2. Центрифугируйте раствор при 300 x g в течение 10 мин при 4 °C. Соберите надосадочную жидкость после фильтрации через сетчатое фильтр 70 мкм.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Избегайте высокоскоростного центрифугирования.
    3. Добавьте 5 мкл надосадочной жидкости к 1 мл 1% бычьего сывороточного альбумина (БСА) в PBS (буфер FACS). Гранулируйте при 8 000 х г в течение 5 минут при 4 °C и выбросьте надосадочную жидкость.
    4. Повторно суспендируйте гранулу в 1 мл буфера FACS, центрифугируйте при 8 000 x g в течение 5 минут при 4 °C и выбросьте надосадочную жидкость.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Используемый здесь объем может нуждаться в оптимизации. Слишком большое количество надосадочной жидкости на этом этапе может замаскировать положительный сигнал бактерий, покрытых IgA.
    5. Повторно суспендируйте гранулу в 100 мкл PBS, содержащей 10% козьей сыворотки, и инкубируйте на льду или при 4 °C в течение 30 минут. Добавьте 1 мл буфера FACS в пробирку и центрифугируйте при 8 000 x g в течение 5 минут при 4 °C в гранулы.
  2. Проточная цитометрия
    1. Ресуспендируют гранулу, полученную на стадии 4.1.5, с 200 мкл буфера FACS, содержащего биотин-антитело против мышиного IgA (1:100) и APC-конъюгированное антитело к биотину (1:100), и инкубируют в течение 30 мин при 4 °С.
    2. Добавьте 1 мл буфера FACS в пробирку и центрифугируйте при 8 000 x g в течение 5 минут при 4 °C. Выбросьте надосадочную жидкость.
    3. Окрашивайте гранулу с этапа 4.2.2 путем добавления 200 мкл буфера FACS, содержащего зеленый флуоресцентный краситель нуклеиновых кислот (1:200), и инкубируйте при 4 °C в течение 5 минут.
    4. Добавьте 1 мл буфера FACS и центрифугуйте при 8 000 x g в течение 5 минут при 4 °C в гранулы.
    5. Перед измерением суспендируйте гранулу в 250 мкл буфера FACS.
    6. Получите данные с помощью проточного цитометра и проанализируйте их с помощью программного обеспечения FlowJo.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Результаты

График ТФМ, использованный в данном исследовании, представлен на рисунке 1. После лечения коктейлем антибиотиков эффективность истощения кишечной микробиоты анализировали путем секвенирования области 16S рРНК. Мы обнаружили 196 видов в подвздошной киш?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Обсуждение

Антибиотики, используемые в процедуре истощения, обладают различными антибактериальными свойствами. Ванкомицин специфичен к грамположительным бактериям30. Пероральный доксициклин может вызывать значительные изменения состава кишечной микробиоты у са...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Эта работа была выполнена при поддержке Выдающегося междисциплинарного проекта Западно-Китайской больницы Сычуаньского университета (грант No: ZYJC18024) и Национального фонда естественных наук Китая (грант: 81770101 и 81973540).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
5 mL syringe needleSheng guang biotech5mL
70 µm cell strainerBD biosciences352350
Ampicillin sodium saltAMERESCO0339
APC StreptavidinBD biosciences554067
Biotin anti-mouse IgA antibodyBiolegend407003
Bovine serum albiumin (BSA)SigmaB2064-50G
C57BL/6J miceChengdu Dashuo
CO2Xiyuan biotech
E.Coil genome DNATsingKe
Eppendorf tubesAxygenMCT150-C
Fast DNA stool mini HandbookQIAGEN51604
MetronidazoleShyuanyeS17079-5g
Neomycin sulfateSIGMAN-1876
Oral gavage needleYuke biotech10#
pClone007 Versatile simple TA vector kitTsingKe007VS
Phosphate Buffer Saline (PBS)HycloneSH30256
Precellys lysing kitPrecellysKT03961-1-001.2
RT PCR SYBR MIXVazymeQ411-01
SYTO BC green Fluorescent Nucleic Acid StainThermo fisher scientificS34855
V338 F primerTsingKeACTCCTACGGGAGGCAGCAG
V806 R primerTsingKeGGACTACHVGGGTWTCTAAT
Vancomycin hydrochlorideSigmaV2002
Equipments
BD FACSCalibur flow cytometerBD biosciences
Bead beater vortxScilogex
BIORAD CFX ConnectBIORAD
Centrifuge machineEppendorf
Illumina MiSeqIllumina
Nanodrop nucleic acid measurements machineThermo fisher scientific
Surgical instrumentsYuke biotech
Software
Adobe Illustrator CC 2015Version 2015
BIORAD CFX qPCR SOFTWARE
FlowJo software
Graphpad prism 7
Database
Silva (SSU132) 16S rRNA database

Ссылки

  1. Honda, K., Littman, D. R. The microbiota in adaptive immune homeostasis and disease. Nature. 535 (7610), 75-84 (2016).
  2. Weng, M. T., et al. Microbiota and gastrointestinal cancer. Journal of the Formosan Medical Association. 118 (1), 32-41 (2019).
  3. Lee, Y. K., Menezes, J. S., Umesaki, Y., Mazmanian, S. K. Proinflammatory T-cell responses to gut microbiota promote experimental autoimmune encephalomyelitis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108, Suppl 1 4615-4622 (2011).
  4. Lankelma, J. M., Nieuwdorp, M., de Vos, W. M., Wiersinga, W. J. The gut microbiota in internal medicine: implications for health and disease. Netherlands Journal of Medicine. 73 (2), 61-68 (2015).
  5. Soto, M., et al. Gut microbiota modulate neurobehavior through changes in brain insulin sensitivity and metabolism. Molecular Psychiatry. 23, 2287-2301 (2018).
  6. Turnbaugh, P. J., et al. An obesity-associated gut microbiome with increased capacity for energy harvest. Nature. 444 (7122), 1027-1031 (2006).
  7. Le Roy, T., et al. Intestinal microbiota determines development of non-alcoholic fatty liver disease in mice. Gut. 62 (12), 1787-1794 (2013).
  8. Anhe, F. F., et al. Treatment with camu camu (Myrciaria dubia) prevents obesity by altering the gut microbiota and increasing energy expenditure in diet-induced obese mice. Gut. 68 (3), 453-464 (2019).
  9. Reikvam, D. H., et al. Depletion of murine intestinal microbiota: effects on gut mucosa and epithelial gene expression. PLoS ONE. 6 (3), 17996(2011).
  10. Bao, H. D., et al. Alterations in the diversity and composition of mice gut microbiota by lytic or temperate gut phage treatment. Applied Microbiology and Biotechnology. 102 (23), 10219-10230 (2018).
  11. Ishikawa, D., et al. The Microbial Composition of Bacteroidetes Species in Ulcerative Colitis Is Effectively Improved by Combination Therapy With Fecal Microbiota Transplantation and Antibiotics. Inflammatory Bowel Diseases. 24 (12), 2590-2598 (2018).
  12. Samuelson, D. R., et al. Alcohol-associated intestinal dysbiosis impairs pulmonary host defense against Klebsiella pneumoniae. PLoS Pathogens. 13 (6), 1006426(2017).
  13. Cho, Y., et al. The Microbiome Regulates Pulmonary Responses to Ozone in Mice. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 59 (3), 346-354 (2018).
  14. Kang, C., et al. Gut Microbiota Mediates the Protective Effects of Dietary Capsaicin against Chronic Low-Grade Inflammation and Associated Obesity Induced by High-Fat Diet. MBio. 8 (3), (2017).
  15. Kaliannan, K., Wang, B., Li, X. Y., Kim, K. J., Kang, J. X. A host-microbiome interaction mediates the opposing effects of omega-6 and omega-3 fatty acids on metabolic endotoxemia. Scientific Reports. 5, 11276(2015).
  16. Dapito, D. H., et al. Promotion of hepatocellular carcinoma by the intestinal microbiota and TLR4. Cancer Cell. 21 (4), 504-516 (2012).
  17. Hold, G. L., Hansen, R. Impact of the Gastrointestinal Microbiome in Health and Disease: Co-evolution with the Host Immune System. Current Topics in Microbiology and Immunology. 421, 303-318 (2019).
  18. Suzuki, T. A., Nachman, M. W. Spatial Heterogeneity of Gut Microbial Composition along the Gastrointestinal Tract in Natural Populations of House Mice. PLoS ONE. 11 (9), 0163720 (2016).
  19. McDonald, J. A. K., et al. Inhibiting Growth of Clostridioides difficile by Restoring Valerate, Produced by the Intestinal Microbiota. Gastroenterology. 155 (5), 1495-1507 (2018).
  20. Ramai, D., Zakhia, K., Ofosu, A., Ofori, E., Reddy, M. Fecal microbiota transplantation: donor relation, fresh or frozen, delivery methods, cost-effectiveness. Annals of Gastroenterology. 32 (1), 30-38 (2019).
  21. Hu, J., et al. Standardized Preparation for Fecal Microbiota Transplantation in Pigs. Frontiers in Microbiology. 9, 1328(2018).
  22. Tian, H. L., et al. Treatment of Slow Transit Constipation With Fecal Microbiota Transplantation: A Pilot Study. Journal of Clinical Gastroenterology. 50 (10), 865-870 (2016).
  23. Wong, S. H., et al. Gavage of Fecal Samples From Patients with Colorectal Cancer Promotes Intestinal Carcinogenesis in Germ-free and Conventional Mice. Gastroenterology. 153 (6), 1621-1633 (2017).
  24. Macpherson, A. J., Yilmaz, B., Limenitakis, J. P., Ganal-Vonarburg, S. C. IgA Function in Relation to the Intestinal Microbiota. Annual Review of Immunology. 26 (36), 359-381 (2018).
  25. Palm, N. W., et al. Immunoglobulin a coating identifies colitogenic bacteria in inflammatory bowel disease. Cell. 158 (5), 1000-1010 (2014).
  26. Asquith, M., et al. Perturbed mucosal immunity and dysbiosis accompany clinical disease in a rat model of spondyloarthritis. Arthritis Rheumatology. 68 (9), 2151-2162 (2016).
  27. Fransen, F., et al. BALB/c and C57BL/6 Mice Differ in Polyreactive IgA Abundance, which Impacts the Generation of Antigen-Specific IgA and Microbiota Diversity. Immunity. 43 (3), 527-540 (2015).
  28. Bunker, J. J., et al. Innate and Adaptive Humoral Responses Coat Distinct Commensal Bacteria with Immunoglobulin A. Immunity. 43 (3), 541-553 (2015).
  29. Kau, A. L., et al. Functional characterization of IgA-targeted bacterial taxa from undernourished Malawian children that produce diet-dependent enteropathy. Science Translational Medicine. 7 (276), 224(2015).
  30. Serri, A., Mahboubi, A., Zarghi, A., Moghimi, H. R. PAMAM-dendrimer Enhanced Antibacterial Effect of Vancomycin Hydrochloride Against Gram-Negative Bacteria. Journal of Pharmaceutical Sciences. 22 (1), 10-21 (2018).
  31. Boynton, F. D. D., Ericsson, A. C., Uchihashi, M., Dunbar, M. L., Wilkinson, J. E. Doxycycline induces dysbiosis in female C57BL/6NCrl mice. BMC Research Notes. 10 (1), 644(2017).
  32. Le Bastard, Q., et al. Fecal microbiota transplantation reverses antibiotic and chemotherapy-induced gut dysbiosis in mice. Scientific Reports. 8 (1), 6219(2018).
  33. Harris, V. C., et al. Effect of Antibiotic-Mediated Microbiome Modulation on Rotavirus Vaccine Immunogenicity: A Human, Randomized-Control Proof-of-Concept Trial. Cell Host Microbe. 24 (2), 197-207 (2018).
  34. Nakamura, S., et al. Antimicrobial susceptibility of Clostridium difficile from different sources. Microbiology and Immunology. 26 (1), 25-30 (1982).
  35. Robertson, S. J., et al. Comparison of Co-housing and Littermate Methods for Microbiota Standardization in Mouse Models. Cell Reports. 27 (6), 1910-1919 (2019).
  36. Chagwedera, D. N., et al. Nutrient Sensing in CD11c Cells Alters the Gut Microbiota to Regulate Food Intake and Body Mass. Cell Metabolism. 30 (2), 364-373 (2019).
  37. Truax, A. D., et al. The Inhibitory Innate Immune Sensor NLRP12 Maintains a Threshold against Obesity by Regulating Gut Microbiota Homeostasis. Cell Host Microbe. 24 (3), 364-378 (2018).
  38. Li, Y., et al. Gut microbiota dependent anti-tumor immunity restricts melanoma growth in Rnf5(-/-) mice. Nature Communications. 10, 16(2019).
  39. Tian, Z., et al. Beneficial Effects of Fecal Microbiota Transplantation on Ulcerative Colitis in Mice. Digestive Diseases and Sciences. 61 (8), 2262-2271 (2016).
  40. Tang, G., Yin, W., Liu, W. Is frozen fecal microbiota transplantation as effective as fresh fecal microbiota transplantation in patients with recurrent or refractory Clostridium difficile infection: A meta-analysis. Diagnostic Microbiology and Infectious Disease. 88 (4), 322-329 (2017).
  41. Satokari, R., Mattila, E., Kainulainen, V., Arkkila, P. E. Simple faecal preparation and efficacy of frozen inoculum in faecal microbiota transplantation for recurrent Clostridium difficile infection--an observational cohort study. Alimentary Pharmacology and Therapeutics. 41 (1), 46-53 (2015).
  42. Takahashi, M., et al. Faecal freezing preservation period influences colonization ability for faecal microbiota transplantation. Journal of Applied Microbiology. 126 (3), 973-984 (2019).
  43. Wos-Oxley, M. L., et al. Comparative evaluation of establishing a human gut microbial community within rodent models. Gut Microbes. 3 (3), 234-249 (2012).
  44. Le Roy, T., et al. Comparative Evaluation of Microbiota Engraftment Following Fecal Microbiota Transfer in Mice Models: Age, Kinetic and Microbial Status Matter. Frontiers in Microbiology. 9, 3289(2018).
  45. Wrzosek, L., et al. Transplantation of human microbiota into conventional mice durably reshapes the gut microbiota. Scientific Reports. 8 (1), 6854(2018).
  46. Staley, C., et al. Stable engraftment of human microbiota into mice with a single oral gavage following antibiotic conditioning. Microbiome. 5 (1), 87(2017).
  47. Cao, H., et al. Dysbiosis contributes to chronic constipation development via regulation of serotonin transporter in the intestine. Scientific Reports. 7 (1), 10322(2017).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

IgAFMT16S

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены