Ronald L. Calabrese, Dieter Jaeger (Emory Üniversitesi) ve kullanışlı teknik tartışmalar için Ward Yuhas (Axon Instruments) minnettarım.

<ol><li> Hipotalamik beyin dilimleri, hazırlanan inkübe olan GnRH nöron GnRH peptid organizatörü (10) kontrolü altında yeşil floresan proteininin (GFP) ifade hayvanların daha önce ayrıntılı olarak kayıt odası (9) aktarılır. Hayvan beyin çıkarıldıktan sonra, beynin ilgi bölgelerde ortadan kaldırmak için bir jilet kullanılarak engellendi. Hipotalamus görüntülenmiştir böylece kaldırmak bölgeleri belirlemek için, beyin, dorsal yüzey üzerine yerleştirilir. Koronal ve sagital dilim yönelimleri, beyincik çıkarılır. Koronal kesit hazırlanması için, korteks rostral kısmı kaldırılır. Bu dilim oryantasyon, lateral korteks bölgelerinde beyin dilimleme için destek sağlamak ve beyin kayıt odasında beyin güvenli gümüş tellerin yerleştirilmesi için yeterli alan sağlar. Sagittal kesit hazırlanması için, beynin lateral bölgelerde kaldırılır ve korteksin rostral kısımları dilimleme beyin ve gümüş teller kayıt beyin güvenli yerleşim için destek sağlar. Engelleme işlemi boyunca, beyin sürekli bir cam pipet kullanarak soğuk yapay beyin omurilik sıvısı (ACSF) ile nemlendirilmiş. </li><li> Superglue küçük bir miktar kesme platformu üzerine yerleştirilir. Beyin bir spatula ile kaldırdı. Aşırı ACSF spatula yüzeye Kimwipe getirmek ve beyin uzak fazla ACSF çizim tarafından kaldırılır. Beyin tutkal üzerine hafifçe öne doğru kaydırılabilir. Güvence altına almak için beyin dokunmayın veya aşağı itmek için çok önemlidir. Beyin kendisi ağırlığı genellikle güvenli olduğundan emin olmak için yeterli. </li><li> Beyin ve kesme platformu sonra titreşimli mikrotom güvenli ve kesme soğuk ACSF ile doludur. Soğuk çözüm her iki firma beyin ve kesim işlemi esnasında hasara karşı korumak olabilir. Farklı beyin bölgeleri kalite dilim optimize soğukluk derecesi değişir. Hipotalamik dilim hazırlanması için ACSF sıcaklığı genellikle 0 ° C&#39;dir. </li><li> Dilimler yavaş yavaş kesilmesi gerekir ve her bir dilim beyin uzak serbestçe yüzen gerekir. Dilimleri kesme işlemi sırasında kıvrılabilir başlarsanız, bıçak ilerlemektedir hızını yavaşlattı olmalıdır. Bir küçük bir boya fırça açılma dilim ama bu risk dilimleri zarar ve böylece kaçınılmalıdır kullanabilirsiniz. Yavaş yavaş bıçak ilerleme hızı, bir boya fırçası kullanarak tercih edilir. </li><li> Olarak beynin her dilim kesilerek, kesim odasından geri ve bir dilim, bir sıcak su banyosu (yaklaşık 32 ° C) kuluçka odasına yerleştirilir. Dilim inkübatör sürekli oksijen ile% 95 O 2 ve% 5 CO 2 karışımı kullanılarak verilir. Genellikle, ön kayıt, 30 dakika ila 2 saat dilim inkübasyon aralıkları. </li><li> Cam pipet (M 3-6), daha önce açıklandığı gibi dikey bir çektirmenin kullanarak (9) imal edilir. Çekerek sıcaklık ve süresi pipet çektirmesi birini kullanır, cam birini kullanır ve ömür boyu çektirmenin ısıtma filament türü türüne göre değişir. Pipet ucu şekli de, kullanıcının tercihine bağlı olarak değişebilir. Biz, 0,1 mm bir açılış ile düzgün konik ucu ile iyi bir başarı elde ettik. Pipet daha büyük açıklıklar ise küçük açıklıklar uzun süre kayıtları neden başarısız nöronların zarar eğilimindedir. </li><li> Pipetler kapasitans azaltmak için Sylgard ile kaplı. Çekti pipet uçları hafifçe ikinci bir pipet kullanarak Sylgard 184 ile kaplanmıştır. Sylgarded ipuçları sonra bir ısı tabancası kullanarak ısı kurutulmuş. Bu pipetler sonra banyo perfüzat ile doldurulur. Pipet uçları görselleştirme artırmak için, Alexa-568 küçük bir miktar, pipetler doldurmadan önce, pipet çözüm olarak kullanılmak üzere banyo çözüm kısmına eklenir. Biz Alexa-568 tartmak değil, çözüm pembe göz açmak için yeterli değilsiniz. Pipet uçları daha sonra Texas kırmızı filtre altında görüntülenebilir. </li><li> Biz düşük direnç mühürler kullanarak (Tartışma) aksiyon potansiyelleri tespit kelepçe akım kayıtları elde etmek için bir yaklaşım geliştirdik. Kayıtlar hücrenin endojen dinlenme potansiyeli uygulanan mevcut kullanarak Axon Enstrüman 2B Axoclamp yapılmaktadır. Ancak, düşük direnç mühür nedeniyle, sadece 2B amplifikatör ile aksiyon potansiyelleri tespit olamazdı. Sinyal artırmak için ikinci bir amplifikatör (AM Sistemleri 3000) serisi ile Axoclamp 2B kullanılır. Bu yaklaşım, uzun vadeli kayıtları gevşek mühürler ve hizmet kolaylığı vardır. Teknik olarak, doğrudan, böylece voltaj kelepçe kayıt modunda yaklaşımı ile sorunları engellemeyi (Tartışma) aksiyon potansiyelleri ölçebilirsiniz. </li><li> Bir yaklaşım olarak tüm hücre kayıt yapılandırma için benzer bir biçimde, aynı zamanda daha önce seçilen iki nöron yüzeyine iki pipetler alır. Ne hem Yaklaşıyoraynı zamanda urons çifti, her nöron bağımsız denemeden daha çift kayıtları elde daha başarılı olmuştur. Bu süre zarfında tüm hücre kayıtları için yaklaşım sırasında yapıldığı gibi, mevcut enjeksiyon bakliyat 2B amplifikatör geçirilir. </li><li> Pozitif basınç ucu tıkanmasını önlemek için her iki pipetler sağlanmalıdır. Pozitif basınç çift kayıtları için en iyi tüp parçasının uzunluğu ile pipet sahibine bağlı bir doldurulmamış 3 ml boş şırınga kullanılarak oluşturulur. Şırınga kullanmak hem pipetler üzerindeki baskıyı sürdürmek için bir olanak sağlar. Pozitif basınç pipet kayıt odasının banyo çözümü yerleştirilmiş olarak en kısa sürede uygulanmalıdır. Bir sırayla pipetler ile seçilen nöronlar yaklaşır. Nöronun büyük yüzey üzerinde doğrudan ilk pipet yerleştirdikten sonra, bir şırınga yerinde bırakarak pozitif korur ve bu pozisyonda pipet bırakır. Bir sonra kayıt odasının üst döner ve pozisyona ikinci kayıt pipet düşürür. Seçilen nöronlar dilim farklı düzeylerde sık sık. Ilk pipet, daha yüzeysel nöron dilim ve pozisyon ikinci pipet derin nöron üzerine yerleştirilmiş olmalıdır. Bu konumlandırma, pipetler, dilim girerken dilim dikey düzlemde hafifçe hareket olarak ikinci pipet konumlandırma değişen ikinci pipet engeller. </li><li> Gevşek contaları (M 18-30) kullanılır. Pozitif basınç, her hücrenin yüzeyinde küçük bir gamzesi neden olacaktır. Bir pozitif basınç serbest ve çok hafif bir negatif basınç uygulayarak ilk nöron sızdırmazlık için çalışır. Pozitif basınç şırıngayı çıkararak piyasaya çıktı. Ağız yoluyla Emme boru serbest sonuna kadar uygulanır. Sağlıklı bir nöron membranı pozitif basıncı serbest bırakmak için hızlı bir şekilde cevap vermek ve pipet uyacaktır. Hafif emiş sağlıklı bir nöron uygun bir direnç ile bir mühür formu. </li> <li> Membranlar sadece cam çok temiz mühür beri bir nöron ve başarısız bir mühür çalıştığında, pipet yeniden kullanılabilir değildir. Bunun yerine, iyi perfüzyon üst dilim yüzey uzak pipet (ve mikroskop objektif) yükseltir banyo pipet kaldırır, temiz bir pipet değişiklik ve ardından başka bir hücreye mühür girişimi için dilim döner . Bu nedenle, kayıtlar için birden fazla potansiyel nöronlar seçmek için önemlidir. Hangi seçim için daha az 4-6 kayıt kalitesi nöronlar dilimleri için, çift kayıtları elde edilmesinde başarı sınırlıdır. </li><li> Direnç dayalı gevşek bir mühür kurduktan sonra, 2B amplifikatör mevcut enjeksiyon bakliyat sonlandırılır. 2B amplifer 3000 serisi amplifer ile seri yerleştirilir. Bu yapılandırmada, 2B amplifer 3000 serisi amplifer için giriş çıkış olarak hizmet vermektedir. İkincisi amplifer veri toplama için sinyal sağlar. </li><li> Mühür (adım 4) ve yükselteçlerin yeniden yapılandırılması (5 adım) daha sonra ikinci bir nöron için tekrarlanır. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/1678/1678fig1tmb.jpg" alt="Şekil 1" border="0" /> Şekil 1 A dönemde sagital bir dilim hazırlık gevşek mühür bağlı kayıt yapılandırma kullanarak iki GnRH nöron ateşleme arttı. Dilim bir kısır erkek elde edildi. Her bir aksiyon potansiyeli yukarı doğru sapma gösterir. Ikinci GnRH nöron aralıklı patlamaları sergileyen bir GnRH nöron (üst izleri) neredeyse sürekli ateş sergiler. Bu desen tek GnRH nöron aktivitesi in vivo (7) hormon salgılanması sırasında çok birim kayıtları çıkarılan tek birimlerinin benzer. Lütfen Şekil 1&#39;de bir büyük halini görmek için <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/1678/1678fig1.jpg">buraya tıklayınız</a> .

<ol>
	<li>Silverman, A. J., Knobil, E., Neill, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+gonadotropin+releasing-hormone+(GnRH)+neuronal+systems:+immunocytochemistry.">The gonadotropin releasing-hormone (GnRH) neuronal systems: immunocytochemistry.</a> The Physiology of Reproduction. , (1994).</li><li>Freeman, M. E., Knobil, E., Neill, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+neuroendocrine+control+of+the+ovarian+cycle+of+the+rat.+In:+The+physiology+of+reproduction.">The neuroendocrine control of the ovarian cycle of the rat. In: The physiology of reproduction.</a> The Physiology of Reproduction. , (1994).</li><li>Belchetz, P. E., Plant, T. M., Nakai, Y., Keogh, E. J., Knobil, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypophysial+responses+to+continuous+and+intermittent+delivery+of+hypopthalamic+gonadotropin-releasing+hormone.">Hypophysial responses to continuous and intermittent delivery of hypopthalamic gonadotropin-releasing hormone.</a> Science. 202, 631-633 (1978).</li><li>Maurer, J. A., Wray, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Luteinizing+hormone-releasing+hormone+quantified+in+tissues+and+slice+explant+cultures+of+postnatal+rat+hypothalami.">Luteinizing hormone-releasing hormone quantified in tissues and slice explant cultures of postnatal rat hypothalami.</a> Endocrinology. 140, 791-799 (1999).</li><li>Harris, G. C., Levine, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pubertal+acceleration+of+pulsatile+gonadotropin-releasing+hormone+release+in+male+rats+as+revealed+by+microdialysis.">Pubertal acceleration of pulsatile gonadotropin-releasing hormone release in male rats as revealed by microdialysis.</a> Endocrinology. 14, 163-171 (2003).</li><li>Sisk, C. L., Richardson, H. N., Chappell, P. E., Levine, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+gonadotropin-releasing+hormone+secretion+in+female+rats+during+peripubertal+development+and+on+proestrus.">In vivo gonadotropin-releasing hormone secretion in female rats during peripubertal development and on proestrus.</a> Endocrinology. 142, 2929-2936 (2001).</li><li>Cardenas, H., Ordog, T., O'Byrne, K. T., Knobil, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+unit+components+of+the+hypothalamic+multiunit+electrical+activity+associated+with+the+central+signal+generator+that+directs+the+pulsatile+secretion+of+gonadotropic+hormones.">Single unit components of the hypothalamic multiunit electrical activity associated with the central signal generator that directs the pulsatile secretion of gonadotropic hormones.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 90, 9630-9634 (1993).</li><li>Silverman, A. J., Wilson, R., Kesner, J. S., Knobil, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hypothalamic+localization+of+multiunit+electrical+activity+associated+with+pulsatile+LH+release+in+the+rhesus+monkey.">Hypothalamic localization of multiunit electrical activity associated with pulsatile LH release in the rhesus monkey.</a> Neuroendocrinology. 44, 168-171 (1986).</li><li>Roberts, C. B., O'Boyle, M. P., Suter, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dendrites+determine+the+contribution+of+after+depolarization+potentials+(ADPs)+to+generation+of+repetitive+action+potentials+in+hypothalamic+gonadotropin+releasing-hormone+(GnRH)+neurons.">Dendrites determine the contribution of after depolarization potentials (ADPs) to generation of repetitive action potentials in hypothalamic gonadotropin releasing-hormone (GnRH) neurons.</a> J Comput Neurosci. 26, 39-53 (2009).</li><li>Spergel, D. J., Kruth, U., Hanley, D. F., Sprengel, R., Seeburg, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=GABA-+and+glutamate-activated+channels+in+green+fluorescent+protein-tagged+gonadotropin-releasing+hormone+neurons+in+transgenic+mice.">GABA- and glutamate-activated channels in green fluorescent protein-tagged gonadotropin-releasing hormone neurons in transgenic mice.</a> J Neurosci. 19, 2037-2050 (1999).</li><li>Nelson, J. F., Felicio, L. S., Randall, P. K., Sims, C., Finch, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+longitudinal+study+of+estrous+cyclicity+in+aging+C57BL/6J+mice:+I.+Cycle+frequency,+length+and+vaginal+cytology.">A longitudinal study of estrous cyclicity in aging C57BL/6J mice: I. Cycle frequency, length and vaginal cytology.</a> Biol Reprod. 27, 327-339 (1982).</li><li>Gee, D. M., Flurkey, K., Finch, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Aging+and+the+regulation+of+luteinizing+hormone+in+C57BL/6J+mice:+impaired+elevations+after+ovariectomy+and+spontaneous+elevations+at+advanced+ages.">Aging and the regulation of luteinizing hormone in C57BL/6J mice: impaired elevations after ovariectomy and spontaneous elevations at advanced ages.</a> Biol Reprod. 28, 598-607 (1983).</li><li>Anson, B. D., Roberts, W. M., Walz, W., Boulton, A. A., Baker, G. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Loose-patch+voltage-clamp+technique.">Loose-patch voltage-clamp technique.</a> Neuromethods, Patch-clamp analysis: Advanced techniques. 35, 265-286 (2002).</li><li>Calabrese, B., Tabarean, T., Juranka, P., Morris, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanosensitivity+of+N-type+calcium+channel+currents.">Mechanosensitivity of N-type calcium channel currents.</a> Biophys J. 83, 2560-2574 (2002).</li><li>Higure, Y., Katayama, Y., Takeuchi, K., Ohtubo, Y., Yoshii, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+killing+of+single+neurons+by+irradiation+of+intracellularly+injected+dye.">Rapid killing of single neurons by irradiation of intracellularly injected dye.</a> Science. 206, 702-704 (1979).</li><li>Higure, Y., Katayama, Y., Takeuchi, K., Ohtubo, Y., Yoshii, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lucifer+Yellow+slows+voltage-gated+Na++current+inactivation+in+a+light-dependent+manner+in+mice.">Lucifer Yellow slows voltage-gated Na+ current inactivation in a light-dependent manner in mice.</a> J Physiol. 550, 159-167 (2003).</li></ol>

GnRH nöron (hormon salgılama dayalı) dahil olmak üzere bazı nöronlar ilgi etkinlik saat zaman ölçeklerinde (5-7) oluşur. Bu nedenle, tüm hücre yapılandırması, tüm hücre kayıt modunda intrasellüler haberciler diyaliz nedeniyle bazı deneysel hedefleri için en iyi seçenek değildir. İkincil olarak, tüm hücre kayıtları genellikle, yaş 120 gün daha az olan hayvanların ile sınırlıdır. Yaş, nöronal membranlar pekiştirmek için, yüksek direnç mühürleri elde etmek zor görünüyor. Ayrıca, yama, pipet ve membran arasında bir delik bırakarak, mührü bozan çatlaması, yüksek direnç sızdırmazlık alır. Bu kullanışsız bir kayıt ve hızlı bir şekilde iyonik dengesizlikler nedeniyle ölecek bir nöron yol açar. Çağın ötesinde, bir makul zaman tüm hücre kayıtları elde tahmin Düzenli over döngüleri, ve böylece, GnRH darbe jeneratörü istikrarlı aktivite (11, 12 C57Bl6 kadınlarda yaş 7-10 ay) yaşlarına kadar meydana gelmez güvenilir. Son olarak, tüm hücre kayıtları, iç ve dış iyon yoğunluğunun endojen oranları yok. Tüm hücre kayıtları ile, herhangi bir iyon konsantrasyonu iç pipet çözüm iyon konsantrasyonu eşittir . / Hücrenin görece küçük bir endojen hacmi yerine pipet çözüm nispeten daha büyük hacimli hızla dengeye ulaşır çünkü. Gevşek hücre bağlı yaklaşım, tüm hücre kayıtları birçok sınırlamaları circumvents. Birincisi, düşük dirençli bir mühür (M 15-30) kullanılabilir. Bunlar, yaşlı hayvanlarda nöronların bile oluşturmak için nispeten kolay. İkincisi, bir membran rüptürü mühürlü yama değildir. Bu nedenle, gevşek hücre bağlı kayıtları tüm hücre kayıtları daha teknik olarak çok daha kolay. Ayrıca, hücre zarı sağlam olduğundan, hücre içi bileşenleri diyaliz meydana gelmez ve endojen iyonik oranları korunur. Bir sinaptik akımları inceleyerek gevşek hücre bağlı yaklaşım olamaz ama nispeten non-invaziv bir şekilde nöronların uzun vadeli kayıtları için idealdir. Hücre bağlı kayıtları da herhangi bir standart hücre içi çözüm pipet kullanılarak yapılabilir. Bu, uzun süreli kayıt tamamlandığında, membran yama çatlaması ve hücre içi bir işaretleyici ile nöron etiketleme ek bir avantaj sunmaktadır. Voltaj-klemp kayıt modunda gevşek hücre bağlı yaklaşım kullanılmıştır. Ancak, gevşek hücre bağlı yapılandırma voltaj-klemp kayıt çeşitli metodolojik sorunları vardır. İlk olarak, kaydedilen sinyal faaliyet dolaylı bir ölçütüdür. (Sözde eylem akımı gibi) ölçülen sinyal membran (13) şarj kapasitif akım. Bu son derece önemli metodolojik bir konudur. Bir kayıt pipet kapasitans ve direnç kaydedilen sinyal filtre edebilirsiniz. Bu küçük eylem akımları headstage yüksek direnci nedeniyle çoğu yükselteçler, doğru ile telafi edilemez, pipet kapasitans şarj kayıp olduğunu kuvvetle muhtemeldir. Bu sinyalleri tespit edilmemiş gittiğinizde, nöronun belirgin ateş desen doğru ateş deseni yansıtmamaktadır. Aynı şekilde, eylem akımları ifade edilir (13) sırasında, kompanse pipet ve mühür dirençleri ölçümlerinde önemli hatalara yol açar. Bazı yükselteçler, kapasitans ve direnç için sinyal kaybı sınırlar pipet ve mühür, &quot;tazminat&quot; sağlar, ancak, en yükselteçlerin yüksek direnç baş aşamalarında optimal tazminat engel. İkincisi, yapay bir durum hücre cezası uygulanır. Bu çalışmalar, 0 mV gerilim-klemp modunda, hücre zarının etrafındaki alan, sabit bir potansiyel tutulur. Bu hücre zarı uygulanan hiçbir akım yoktur anlamına gelmez. Voltaj kelepçe ölçülen sinyal aslında sabit potansiyelini korumak için membran uygulanan akım miktarıdır. Bu nedenle, bu uygulanan akım hücre aktivitesini değiştirebilir. GnRH sistemi Çift kayıtları özellikle GnRH nöron ve yaygın dağılım sınırlı sayıda nedeniyle karşı karşıya olduğu zorluklardır. Çift kayıtları başarılı olması için, manipülatör, son derece kararlı olmalıdır. Elektrot bile hafif bir hareket nöron kayarak Kayıt işlemini bitirmek için pipet neden olabilir. Ayrıca, hücre pipet hareket (örneğin, hareketi telafi etmek için yeniden konumlandırma) ateş desen değiştirebilir. Bazı iyon kanalları N-tipi kalsiyum kanalları gibi mekanik hassas zarı streç tüm hücre ve hücre-bağlı kayıt yapılandırmaları (14) tekrarlanan aktiviteler neden olur. Son olarak, manipülatör sistemi son derece ince ve düzgün hareket yeteneğine sahip olmalıdır. Çift kayıtları ile, yukarıda da belirtildiği gibi, bir iki pipetler alır, aynı zamanda ve mühür girişimleri önceden seçilen iki nöron yüzeyineBir nörondan. Sonra bir girişimleri başarılı olursa, ikinci hücre mühür. Genellikle, her girişimi ile yüksek kaliteli kayıt mühür ve bekleyemezsiniz. Ancak, bu ikili kayıtları belirli bir sorun oluşturur. Bir ilk nöron ile başarılı olur, ancak ikinci başarısız olursa, bir pipet değiştirmek ve farklı bir hücre denemek gerekir. Bu nedenle, başarılı bir şekilde kapalı bir nöron bozmadan iyi perfüzyon (pipet değiştirmek için) en üst mikroskop daldırma objektif ve pipet hareket edebilmek olmalıdır. Çift kayıtları için gevşek hücre bağlı bir yaklaşım geliştirilmesi ve kullanımı GnRH nöronları inceleyen önemli bir teknik ilerlemedir. Mekanizmaları koordineli faaliyet altında yatan kritik soru bağlamında alanında ileriye taşımak pulsatil hormon salgılanması ile sonuçlanır. Yardımcı olacak faydalı sonuçlar üretmek için muhtemeldir.

dual somatic recordings from gonadotropin-releasing hormone (gnrh) neurons identified by green fluorescent protein (gfp) in hypothalamic slices

Gonadotropin-releasing hormon (GnRH), luteinizan hormon (LH) ve folikül uyarıcı hormon (FSH) hipofiz salınımını regüle eden küçük bir nöropeptid. Bu gonadotropinler üreme fonksiyonu düzenlenmesi için esastır. Hypophysiotropic portal sistemi (1) içine akson terminallerinin GnRH serbest GnRH içeren nöronlar medyan eminens hipotalamus ve proje boyunca diffüz dağıtılır. Portal kılcal damarlar, GnRH sistemik dolaşıma gonadotropinlerin salgılama ön hipofiz bezi gitti. GnRH salını sürekli değildir ama çok epizodik darbeleri oluşur. GnRH serbest aralıklı şekilde üreme için gereklidir (2, 3) olduğunu kurulmuştur. Muhtemelen birden fazla GnRH nöron temelini GnRH bakliyat faaliyet Koordinasyon. GnRH nöron Toplam peptid içeriği yaklaşık 1.0 pg /% 30 olasılıkla açıklanmaması bir havuz oluşan hücre (4),. Bir darbe sırasında GnRH (5, 6) düzeyleri, birden fazla GnRH nöron muhtemelen neurosecretion katılan öneririz. Aynı şekilde, tek bir birim faaliyeti birden fazla nöron aktivitesi (7) değişiklikler gösterir LH salıverilmesi süresince hipotalamik çoklu birim kayıtları ayıklanır. LH darbeler sırasında kaydedilen aktivite ile elektrotlar GnRH somata veya liflerini (8) ile ilişkilidir. Bu nedenle, en azından bu faaliyetin bazı GnRH nöron kaynaklanmaktadır. Mekanizmaları hipotalamik GnRH nöron senkronize ateş sonucu bilinmemektedir. GnRH nöron ateş koordine mekanizmaları nedenlerine açıklık karmaşık bir sorundur. İlk olarak, GnRH nöron sayısı nispeten az. Kemirgenler, 800-2500 GnRH nöron vardır. GnRH nöron epizodik GnRH sürümde yer olduğu açık değildir. Ayrıca, GnRH nöron diffüz (1) dağıtılmıştır. Bu ateş koordinasyon anlayışımızı karmaşık ve birçok teknik yaklaşımlar inatçı yaptı. Biz aksiyon potansiyelleri doğrudan saptanması için geçerli kelepçe modunda gevşek hücre bağlı kayıtları optimize edilmiş ve GnRH nöron çiftleri aynı anda kayıtları için izin veren bir kayıt bir yaklaşım geliştirdik.

Watch this Scientific Journal Video about Dual Somatic Recordings from Gonadotropin-Releasing Hormone GnRH Neurons Identified by Green Fluorescent Protein GFP in Hypothalamic Slices at JoVE.com

Dual Somatic Recordings from Gonadotropin-Releasing Hormone GnRH Neurons Identified by Green Fluorescent Protein GFP in Hypothalamic Slices

Faaliyet nöronal sistemler genellikle belirli bir nüfus içinde nöron senkron aksiyon potansiyeli deşarj gerektirir. Örneğin, bakliyat gonadotropin salgılatıcı hormon (GnRH) muhtemelen GnRH nöronları arasındaki koordine aktiviteyi gerektirir. Biz diffüz dağıtılan GnRH nöron eşzamanlı elektrofizyolojik kayıtlar elde etmek için güvenilir bir metodolojik yaklaşım sunuyoruz.

Çift Somatik Kayıtlar Gonadotropin-Releasing Hipotalamik Dilimleri Yeşil Floresan Protein (GFP) Belirlenmiş Hormon (GnRH) Nöronlar

Gonadotropin-Releasing Hormone (GnRH) is a small neuropeptide that regulates pituitary release of luteinizing hormone (LH) and follicle-stimulating ...

dual-somatic-recordings-from-gonadotropin-releasing-hormone-gnrh

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Dual Somatic Recordings from Gonadotropin-Releasing Hormone (GnRH) Neurons Identified by Green Fluorescent Protein (GFP) in Hypothalamic Slices

22.1K Görüntüleme.  University of Texas San Antonio - UTSA. Faaliyet nöronal sistemler genellikle belirli bir nüfus içinde nöron senkron aksiyon potansiyeli deşarj gerektirir. Örneğin, bakliyat gonadotropin salgılatıcı hormon (GnRH) muhtemelen GnRH nöronları arasındaki koordine aktiviteyi gerektirir. Biz diffüz dağıtılan GnRH nöron eşzamanlı elektrofizyolojik kayıtlar elde etmek için güvenilir bir metodolojik yaklaşım sunuyoruz.

Video: Dual Somatic Recordings from Gonadotropin-Releasing Hormone GnRH Neurons Identified by Green Fluorescent Protein GFP in Hypothalamic Slices

Patch Clamp Recordings from Mouse Retinal Neurons in a Dark-adapted Slice Preparation

Our visual experience is initiated when the visual pigment in our retinal photoreceptors absorbs photons of light energy and initiates a cascade of intracellular events that lead to closure of cyclic-nucleotide-gated channels in the cell membrane. The resulting change in membrane potential leads in turn to reductions in the amount of neurotransmitter release from both rod and cone synaptic terminals. To measure how the light-evoked change in photoreceptor membrane potential leads to downstream activity in the retina, scientists have made electrophysiological recordings from retinal slice preparations for decades1,2. In the past these slices have been cut manually with a razor blade on retinal tissue that is attached to filter paper; in recent years another method of slicing has been developed whereby retinal tissue is embedded in low gelling temperature agar and sliced in cool solution with a vibrating microtome3,4. This preparation produces retinal slices with less surface damage and very robust light-evoked responses. Here we document how this procedure can be done under infrared light to avoid bleaching the visual pigment.

Here we describe a procedure for generating dark-adapted slices of the mouse retina for electrophysiological recordings.

Patch Kelepçe bir Karanlık adapte Dilim Hazırlık Fare Retina Nöronlar Kayıtlar

Our visual experience is initiated when the visual pigment in our retinal photoreceptors absorbs photons of light energy and initiates a cascade of ...

Nörobilim

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated. Thus, simultaneous recordings of neuronal activity and behavior are essential to correlate brain activity to behavior. For such behavioral analyses, the fruit fly, Drosophila melanogaster, allows us to incorporate genetically encoded calcium indicators such as GCaMP1, to monitor neuronal activity, and to use sophisticated genetic manipulations for optogenetic or thermogenetic techniques to specifically activate identified neurons2-5. Use of a thermogenetic technique has led us to find critical neurons for feeding behavior (Flood et al., under revision). As a main part of feeding behavior, a Drosophila adult extends its proboscis for feeding6 (proboscis extension response; PER), responding to a sweet stimulus from sensory cells on its proboscis or tarsi. Combining the protocol for PER7 with a calcium imaging technique8 using GCaMP3.01, 9, I have established an experimental system, where we can monitor activity of neurons in the feeding center &#x2013; the suboesophageal ganglion (SOG), simultaneously with behavioral observation of the proboscis. I have designed an apparatus ("Fly brain Live Imaging and Electrophysiology Stage": "FLIES") to accommodate a Drosophila adult, allowing its proboscis to freely move while its brain is exposed to the bath for Ca2+ imaging through a water immersion lens. The FLIES is also appropriate for many types of live experiments on fly brains such as electrophysiological recording or time lapse imaging of synaptic morphology. Because the results from live imaging can be directly correlated with the simultaneous PER behavior, this methodology can provide an excellent experimental system to study information processing of neuronal networks, and how this cellular activity is coupled to plastic processes and memory.

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, extends its proboscis for feeding, responding to a sugar stimulus from its proboscis or tarsus. I have combined observations of the proboscis extension response (PER) with a calcium imaging technique, allowing us to monitor the activity of neurons in the brain, simultaneously with behavioral observation.

Belirlenen Nöronlar ve Beslenme Davranışı Kalsiyum sinyaller aynı anda kayıt Drosophila melanogaster</em

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated.  Thus, ...

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

Retrograd Floresan Etiketleme Belirlenen Nöronlar gelen Hedefli Hücre dışı Tek ünitesi Kayıt izin verir<em&gt; In vivo</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Imaging Calcium Responses in GFP-tagged Neurons of Hypothalamic Mouse Brain Slices

Despite an enormous increase in our knowledge about the mechanisms underlying the encoding of information in the brain, a central question concerning the precise molecular steps as well as the activity of specific neurons in multi-functional nuclei of brain areas such as the hypothalamus remain. This problem includes identification of the molecular components involved in the regulation of various neurohormone signal transduction cascades. Elevations of intracellular Ca2+ play an important role in regulating the sensitivity of neurons, both at the level of signal transduction and at synaptic sites.
New tools have emerged to help identify neurons in the myriad of brain neurons by expressing green fluorescent protein (GFP) under the control of a particular promoter. To monitor both spatially and temporally stimulus-induced Ca2+ responses in GFP-tagged neurons, a non-green fluorescent Ca2+ indicator dye needs to be used. In addition, confocal microscopy is a favorite method of imaging individual neurons in tissue slices due to its ability to visualize neurons in distinct planes of depth within the tissue and to limit out-of-focus fluorescence. The ratiometric Ca2+ indicator fura-2 has been used in combination with GFP-tagged neurons1. However, the dye is excited by ultraviolet (UV) light. The cost of the laser and the limited optical penetration depth of UV light hindered its use in many laboratories. Moreover, GFP fluorescence may interfere with the fura-2 signals2. Therefore, we decided to use a red fluorescent Ca2+ indicator dye. The huge Stokes shift of fura-red permits multicolor analysis of the red fluorescence in combination with GFP using a single excitation wavelength. We had previously good results using fura-red in combination with GFP-tagged olfactory neurons3. The protocols for olfactory tissue slices seemed to work equally well in hypothalamic neurons4. Fura-red based Ca2+ imaging was also successfully combined with GFP-tagged pancreatic &beta;-cells and GFP-tagged receptors expressed in HEK cells5,6. A little quirk of fura-red is that its fluorescence intensity at 650 nm decreases once the indicator binds calcium7. Therefore, the fluorescence of resting neurons with low Ca2+ concentration has relatively high intensity. It should be noted, that other red Ca2+-indicator dyes exist or are currently being developed, that might give better or improved results in different neurons and brain areas.

In this protocol, we update recent progress in imaging Ca2+ signals of GFP-tagged neurons in brain tissue slices using a red fluorescent Ca2+ indicator dye.

Hipotalamik Fare Beyin Dilimleri GFP etiketli Nöronlar in Görüntüleme Kalsiyum Cevapları

Despite an enormous increase in our knowledge about the mechanisms underlying the encoding of information in the brain, a central question concerning the ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

Akut Hipokampal Dilimler içinde Synaptically-uyarılmış astroglial ve Nöronal Cevaplarının İkili Elektrofizyolojik Kayıtlar

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Recording Electrical Activity from Identified Neurons in the Intact Brain of Transgenic Fish

Understanding the cell physiology of neural circuits that regulate complex behaviors is greatly enhanced by using model systems in which this work can be performed in an intact brain preparation where the neural circuitry of the CNS remains intact. We use transgenic fish in which gonadotropin-releasing hormone (GnRH) neurons are genetically tagged with green fluorescent protein for identification in the intact brain. Fish have multiple populations of GnRH neurons, and their functions are dependent on their location in the brain and the GnRH gene that they express1 . We have focused our demonstration on GnRH3 neurons located in the terminal nerves (TN) associated with the olfactory bulbs using the intact brain of transgenic medaka fish (Figure 1B and C). Studies suggest that medaka TN-GnRH3 neurons are neuromodulatory, acting as a transmitter of information from the external environment to the central nervous system; they do not play a direct role in regulating pituitary-gonadal functions, as do the well-known hypothalamic GnRH1 neurons2, 3 .The tonic pattern of spontaneous action potential firing of TN-GnRH3 neurons is an intrinsic property4-6, the frequency of which is modulated by visual cues from conspecifics2 and the neuropeptide kisspeptin 15. In this video, we use a stable line of transgenic medaka in which TN-GnRH3 neurons express a transgene containing the promoter region of Gnrh3 linked to enhanced green fluorescent protein7 to show you how to identify neurons and monitor their electrical activity in the whole brain preparation6.

In this video, we will demonstrate how to record electrical activity from identified single neurons in a whole brain preparation, which preserves complex neural circuits. We use transgenic fish in which gonadotropin-releasing hormone (GnRH) neurons are genetically tagged with a fluorescent protein for identification in the intact brain preparation.

Transgenik Balık Sağlam Beyin Tespit Edilen nöronlar Elektrik Aktivitesi Kayıt

Understanding the cell physiology of neural circuits that regulate complex behaviors is greatly enhanced by using model systems in which this work can be ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings from Morphologically- and Neurochemically-identified Hippocampal Interneurons

GABAergic inhibitory interneurons play a central role within neuronal circuits of the brain. Interneurons comprise a small subset of the neuronal population (10-20%), but show a high level of physiological, morphological, and neurochemical heterogeneity, reflecting their diverse functions. Therefore, investigation of interneurons provides important insights into the organization principles and function of neuronal circuits. This, however, requires an integrated physiological and neuroanatomical approach for the selection and identification of individual interneuron types. Whole-cell patch-clamp recording from acute brain slices of transgenic animals, expressing fluorescent proteins under the promoters of interneuron-specific markers, provides an efficient method to target and electrophysiologically characterize intrinsic and synaptic properties of specific interneuron types. Combined with intracellular dye labeling, this approach can be extended with post-hoc morphological and immunocytochemical analysis, enabling systematic identification of recorded neurons. These methods can be tailored to suit a broad range of scientific questions regarding functional properties of diverse types of cortical neurons.

Cortical networks are controlled by a small, but diverse set of inhibitory interneurons. Functional investigation of interneurons therefore requires targeted recording and rigorous identification. Described here is a combined approach involving whole-cell recordings from single or synaptically-coupled pairs of neurons with intracellular labeling, post-hoc morphological and immunocytochemical analysis.

Morphologically- ve nörokimyasal tanımlanan hipokampal internöronlardan gelen tüm hücre Patch-kelepçe Kayıtlar

GABAergic inhibitory interneurons play a central role within neuronal circuits of the brain. Interneurons comprise a small subset of the neuronal ...

Paired Whole Cell Recordings in Organotypic Hippocampal Slices

Pair recordings involve simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling not only direct electrophysiological characterization of the synaptic connections between individual neurons, but also pharmacological manipulation of either the presynaptic or the postsynaptic neuron. When carried out in organotypic hippocampal slice cultures, the probability that two neurons are synaptically connected is significantly increased. This preparation readily enables identification of cell types, and the neurons maintain their morphology and properties of synaptic function similar to that in native brain tissue. A major advantage of paired whole cell recordings is the highly precise information it can provide on the properties of synaptic transmission and plasticity that are not possible with other more crude techniques utilizing extracellular axonal stimulation. Paired whole cell recordings are often perceived as too challenging to perform. While there are challenging aspects to this technique, paired recordings can be performed by anyone trained in whole cell patch clamping provided specific hardware and methodological criteria are followed. The probability of attaining synaptically connected paired recordings significantly increases with healthy organotypic slices and stable micromanipulation allowing independent attainment of pre- and postsynaptic whole cell recordings. While CA3-CA3 pyramidal cell pairs are most widely used in the organotypic slice hippocampal preparation, this technique has also been successful in CA3-CA1 pairs and can be adapted to any neurons that are synaptically connected in the same slice preparation. In this manuscript we provide the detailed methodology and requirements for establishing this technique in any laboratory equipped for electrophysiology.

Pair recordings are simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling precise electrophysiological and pharmacological characterization of the synapses between individual neurons. Here we describe the detailed methodology and requirements for establishing this technique in organotypic hippocampal slice cultures in any laboratory equipped for electrophysiology.

Organotipik Hipokampal Dilimleri eşleştirilmiş Tüm Hücre Kayıtlar

Pair recordings involve simultaneous whole cell patch clamp recordings from two synaptically connected neurons, enabling not only direct ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings in Brain Slices

Whole-cell patch-clamp recording is an electrophysiological technique that allows the study of the&#160;electrical properties of a substantial part of the neuron. In this configuration, the micropipette is in tight contact with the cell membrane, which prevents current leakage and thereby provides more accurate ionic current measurements than the previously used intracellular sharp electrode recording method. Classically, whole-cell recording can be performed on neurons in various types of preparations, including cell culture models, dissociated neurons, neurons in brain slices, and in intact anesthetized or awake animals. In summary, this technique has immensely contributed to the understanding of passive and active biophysical properties of excitable cells. A major advantage of this technique is that it provides information on how specific manipulations (e.g., pharmacological, experimenter-induced plasticity) may alter specific neuronal functions or channels in real-time. Additionally, significant opening of the plasma membrane allows the internal pipette solution to freely diffuse into the cytoplasm, providing means for introducing drugs, e.g., agonists or antagonists of specific intracellular proteins, and manipulating these targets without altering their functions in neighboring cells. This article will focus on whole-cell recording performed on neurons in brain slices,&#160;a preparation that has the advantage of recording neurons in relatively well preserved brain circuits, i.e., in a physiologically relevant context. In particular,&#160;when combined with appropriate pharmacology, this technique is a powerful tool allowing identification of specific neuroadaptations that occurred following any type of experiences, such as learning, exposure to drugs of abuse, and stress. In summary, whole-cell patch-clamp recordings in brain slices provide means to measure in ex vivo preparation long-lasting changes in neuronal functions that have developed in intact awake animals.

This protocol describes basic procedural steps for performing whole-cell patch-clamp recordings. This technique allows the study of&#160;the electrical behavior of neurons, and when performed in brain slices, allows the assessment of various neuronal functions from neurons that are still integrated in relatively well preserved brain circuits.

Beyin Dilimleri tüm hücre Patch-kelepçe Kayıtlar

Whole-cell patch-clamp recording is an electrophysiological technique that allows the study of the&#160;electrical properties of a substantial part of the ...

Subcellular Patch-clamp Recordings from the Somatodendritic Domain of Nigral Dopamine Neurons

Dendrites of dopaminergic neurons receive and convey synaptic input, support action potential back-propagation and neurotransmitter release. Understanding these fundamental functions will shed light on the information transfer in these neurons. Dendritic patch-clamp recordings provide the possibility to directly examine the electrical properties of dendrites and underlying voltage-gated ion channels. However, these fine structures are not easily accessible to patch pipettes because of their small diameter. This report describes a step-by-step procedure to collect stable and reliable recordings from the dendrites of dopaminergic neurons in acute slices. Electrophysiological measurements are combined with post hoc recovery of cell morphology. Successful experiments rely on improved preparation of slices, solutions and pipettes, adequate adjustment of the optics and stability of the pipette in contact with the recorded structure. Standard principles of somatic patch-clamp recording are applied to dendrites but with a gentler approach of the pipette. These versatile techniques can be implemented to address various questions concerning the excitable properties of dendrites.

Subcellular patch-clamp recordings offer the possibility to investigate the functional properties of dendrites. However these fine structures are not easily accessible due to their small diameter. The protocol described here aims to facilitate the collection of stable and reliable recordings from the dendrites of dopamine neurons in slices in vitro.

Nigral Dopamin Nöronlar somatodendritik Domain hücre içi Patch-kelepçe Kayıtlar

Dendrites of dopaminergic neurons receive and convey synaptic input, support action potential back-propagation and neurotransmitter release. Understanding ...