PDK CIHR işletim hibe (MOP 86.523) tarafından desteklenen

1. Cerrahi Teknik <ol><li> Aseptik teknik kullanılarak deneyler ve özel kurum hayvan kullanımını protokolleri takip yapılmalıdır. Canlı doku ile temas eden alet ve malzemeler (çözümleri, test maddeler, izleyiciler, iğne, vb), hayvan refahı ve çalışma üzerindeki olası olumsuz etkileri üzerinde enfeksiyon ve olumsuz etkilerini önlemek için steril olmalıdır. </li></ol> 2. Anestezi <ol><li> Sıçanlar bir veteriner izofluran buharlaştırıcı sistemi kullanılarak anestezi olacaktır. Isofluran gaz buharlaştırmak için 0.8 L / dak hızında tıbbi sınıf oksijen kullanın. Ekli anestezi kutusunda hayvan koyun ve nefes yavaşladı ve hayvan oturaklı kadar izofluran konsantrasyonu% 4 çevirmeli. </li><li> Sonra, stereotaksik çerçeve için gaz maskesi ek gaz akışını değiştirmek ve stereotaksik aparat hayvan. Izofluran konsantrasyonu% 2 aşağı çevirin ve anestezi monitör. Büyük hayvanların (&gt; 300g) yüksek konsantrasyonda izofluran bir gerektirebilir. Anestezi, ameliyat sırasında takip ve izofluran dozu buna göre ayarlanması gerekir. Derinlik ve nefes alma oranı sürekli olarak değerlendirilir ve derin bir ağrı olmaması için ayak tutam değerlendirme (her 5 dakikada bir) yapılmalıdır. </li><li> Ameliyat tamamlandıktan sonra, izofluran kapatın ve hayvan stereotaksik cihazdan çıkarılması önce birkaç dakika nefes oksijen izin. Vücut ısısı, cerrahi battaniye ve / hayvan kapsayan ya da operasyon sırasında düzenli bir ısıtma battaniye kullanarak sağlanmalıdır. </li></ol> 3. Göz içi Enjeksiyonlar için Şırınga Hazırlama <ol><li> Öncelikle, göz içi enjeksiyonları gerçekleştirmek için şırınga sistemi monte edin. 10 mcL RN Gaz geçirmez 1701 Hamilton Şırınga enjeksiyon için kullanılır. Herhangi bir iğne veya şırınga ucundaki RN fındık hediye çıkarın. </li><li> Sıkıştırma uydurma, halkalı PFA halkalı PEEK kabına yerleştirin. Sonra şırınganın ucunu tamamen uydurma eklemek ve gevşek üstünden RN somun vida. </li><li> RN fındık açıklıktan, sıkıştırma uydurma içine 1 / 16 inç PEEK hortumun bir ucunu. PEEK tüp tam oturduğundan emin olun. PEEK boru sızdırmazlık halkalı sıkıştırmak için RN somunu sıkın. </li><li> Çift RN cam bağlaç iki ucunda 3.2 Adım gerçekleştirin. RN somun sıkma PEEK hortumun bir ucunu Çift RN cam coupler serbest ucunu takın. </li><li> Çekti cam mikropipet enjeksiyon sistemi için iğne ve namlu oluşturacaktır. Cam pipetler imal için 1.5 mm OD kalın duvarlı cam kapiller tüp kullanın ve cam pipet Çift RN cam coupler serbest ucunu takın. Pipet düzeltmek için RN somunu sıkın. </li><li> Çekti cam mikropipetler ince uçlu göz içi enjeksiyonları gerçekleştirmek için genellikle çok küçük. Uygun çaplı bir ipucu oluşturmak için, cerrahi mikroskop kullanarak, görsel rehberliği altında cam pipet ucu kırmak. Buzlu cam bir örnek slayt sonuna pipet kırmak için uygundur. Bir açıda tutun ve pipet ucu sonu yaratmak için cam buzlanma boyunca ovmak. İdeal olarak, son ucu biraz kesik olmalıdır. Bu iyi bir ipucu üretmek için birkaç girişimleri alabilir, bu nedenle kullanmadan önce birden fazla pipetler çekin. </li><li> Enjeksiyon sistemi, hidrolik. Bu nedenle, şırınga, PEEK boru ilintileyici, Çift RN cam coupler ve cam mikropipet kullanmadan önce madeni yağ ile doldurulmalıdır. Hamilton Şırınga A.Ş. (PRMKIT) Astar kiti kullanarak, priming şırınga mineral yağ ile doldurun. Viskoz yağ kolayca geçmesine izin için büyük çaplı bir iğne kullanın. Iğne 10 mcL Hamilton şırınga varil içinde uygun Hamilton 90030 iğne ile değiştirin. Daha sonra, mineral yağ enjekte ederken, bir mühür sağlamak amacıyla, Hamilton 90030 iğne üzerinde lastik septum yerleştirin. </li><li> Emişli şırınga Hamilton 90030 iğne enjeksiyon sistemi 10 mcL Hamilton şırınga varil arkasına yerleştirin. Bir mühür oluşturmak için şırınga sonuna septum sıkıca basın. </li><li> Pistonu yavaşça bastırın. Enjeksiyon sistemi cam elemanları ile mineral yağ geçmek, ve nihayet cam pipet dolum. Yolu boyunca herhangi bir hava kabarcığı kaldırmak için tüm yağ enjeksiyon sistemi üzerinden itin. Mineral yağ dolum şırınga çalışıyorsa sürekli hava kabarcığı oluşumunu önlemek için petrol dağıtımı ise, yavaş yavaş iğneyi çıkartın. Yedek emişli şırınga ve tekrar enjekte. </li><li> Tüm sistemi ücretsiz mineral yağ ve kabarcık ile dolduğunda, 10 mcL Hamilton şırınga orijinal piston yerleştirin. Piston ek mineral yağ sistemden kaldırmak için, seyahat sonuna kadar basınız. Cam mikropipet temiz ve% 70 etanol ile temiz şırınga silin. </li><li> Withdraw namlu 2 mcL işareti şırınga pistonu. Cam mikropipet sonunda, mineral yağ ve istenilen sıvı enjekte edilecek arasında bir tampon bölge hava ile doldurun. Pipet varil mikropipet sonunda istenilen çözüm yerleştirerek ve Hamilton şırınga pistonu çekilme doldurulabilir. Çözüm fazla 4-5 mcL bir yetişkin sıçan göz içine enjekte etmeyin. </li></ol> 4. Göz İçi Enjeksiyon Yöntemi: Küresel Retina Hedefleme <ol><li> Anestezi ve güvenli stereotaksik frame (Bölüm 2 açıklandığı gibi) hayvan ile Alcaine gözün kornea topikal uyutmak için damla kullanın. Parmaklar ve yer anestezik çözüm kornea yüzeyinde bir damla ile göz kapaklarını açın. </li><li> Bir cam pipet vitreus odasına yerleştirin ve pipet konumunu korumak ve başka istenen bir çözüm sunar şırınga pistonu bastırmak için: Enjeksiyon iki kişi gerekir. </li><li> Cerrahi mikroskop, kavrama cam mikropipet ve parmaklarınızla Çift RN cam coupler altında. Enjeksiyon yerinde ters &quot;V&quot; şeklinde oluşturan serbest elin parmakları ile göz kapaklarının sürün. Göz, göz kapaklarının çekiş uygulayarak limbus arkasında arka yüzeyinin açığa yörüngesinin yükselmiş olacak. Enjeksiyon yerinde karşısında parmakları ile &quot;V&quot; şeklinde oluşturarak, bir beşik enjekte zaman göz istikrarın sağlanması için oluşturulmuştur. </li><li> Hafifçe aşağı doğru bir açıyla, sklerasına ile kan damarlarının yoksun bir bölgede konjonktiva ile cam mikropipet ucuna takın ve. Pipet sklerasına nüfuz ettiğinde, küçük bir &quot;pop&quot; hissetmeniz gerekir. Hafifçe aşağı doğru bir açıyla pipet takma iğne takarken lens vurma şansını azaltır. </li><li> Şırınga tutan kişi, şimdi şırınga 2 mcL işareti Medyumu çözüm 4 mcL enjekte edilmelidir. Enjeksiyon toplam yaklaşık bir iki saniye sürer. &gt; Çok yavaş bir hızda enjekte 3 saniye vitreus haznesinden çözümün ilk yayılmasını azaltır. Böylece prosedürün başarısı doğrulayarak, mikroskop altında vitreus haznesinden kızarma enjekte çözüm görmek mümkün olacak. </li><li> Mikropipet yaklaşık 5 saniye süreyle sabit tutun ve daha sonra iğne takılı olduğu gibi aynı yöne çekilecekti. Konjonktiva, skleral ponksiyon mühür yardımcı, küçük bir açıklık içinde geri flep. </li><li> Kurtarma sırasında kornea kuruma önlenmesi, hayvan ve bir kurtarma kafesine geri dönmek için oftalmik göz merhemi (Tears Naturale PM) ile kornea yüzeyinde örtün. </li><li> Post-cerrahi analjezikler hayvan bakımı makamlarının kurallarına göre idare olmalı ve hayvanların ameliyattan sonra dikkatlice izlenmelidir. </li></ol> 5. Optik Sinir Stump Retina Ganglion Hücreleri seçerek Hedefleme <ol><li> Optik sinir güdük izleyiciler, uyuşturucu, plazmid, siRNA&#39;lar veya viral vektörlerin uygulanması aşağıdaki axotomy doğrudan retrograd taşıma yoluyla retina ganglion hücrelerinin hedefliyor. Bu ilk &quot;Optik Sinir transeksiyonu Protokolü&quot; 22 göre optik sinir transeksiyonu performans tarafından gerçekleştirilir. </li><li> Gelfoam kullanarak, optik sinir içine veya direkt enjeksiyon: bu yordamı gerçekleştirmek için iki ana yöntem vardır. </li><li> Ancak deneysel tedaviler sunan, üstün colliculus 1 hafta önce axotomy retrograd izleyiciler enjekte edilerek ön-etiket retina ganglion hücrelerinin arzu optik sinir gelfoam yöntemi, izleme retrograd benzer. Bu bazı durumlarda nöron izleyiciler deneysel maddeler ya da tam tersi retrograd taşıma ile karışabilir, çünkü hücre izlemek için önemlidir. </li><li> Optik sinir kesilir hemen sonra, deneysel bir çözüm batırılmış gelfoam küçük bir parça, transeksiyon optik sinir güdük üzerine yerleştirilir. Orbital içeriği daha sonra önceki konumuna geri döndü. Göz, optik sinir üzerinde kalmasını sağlayarak, forseps, aşağı yörüngesine gelfoam parçası itmek için kullanmak için gerekli bir nötral pozisyonda iade edilir. </li><li> Enjeksiyon tekniği retrograd axoplasmic akış tarafından taşınan olmak için akson sitoplazmasında erişmek gerekir maddelerin teslimi için daha etkilidir. Bu siRNA&#39;lar ve plazmid, ve bazı durumlarda viral vektörlerin içerir. 5-10 mcL Hamilton şırınga transeksiyon optik sinir içine istenilen çözüm enjekte etmek için kullanılır. </li><li> Ince uçlu Dumont forseps ile optik sinir kenar tutuş. Eğim artık görünmez olana kadar, paralel sinir, optik sinir içine iğne ucunu. Her tarafta takılı iğne sinir kaplı olacaktır. Kısa bir konik iğne arzu edilir. </li><li> N sonraeedle sinir eklenir, hafifçe ince uçlu forseps ile sinir tarafı sıkmak ve şırınga bir çeyrek tur saat yönünde veya saat yönünün tersine dönerken çözüm dörtte biri enjekte. </li><li> Adım 5.7 iğne tam bir dönüşü tamamlamış ve şırınga tüm içeriğini enjekte kadar tekrar devam edin. En iyi sonuçlar için bir gaz geçirmez 10 mcL Hamilton şırınga kullanarak çözüm toplam 10 mcL enjekte edilir. </li><li> Sinir şırınga ucu çıkarın. Bu akson uçlarında alımı için ek bir havuz oluşturacak yörüngesinin içinde sinir kaynatılır fazla enjekte edilen sıvı bırakın. </li><li> Kendi orijinal konumuna yörünge içeriği ile döner, yara kapatın ve hayvan kurtarmak için izin verir. </li><li> Post-cerrahi analjezikler hayvan bakımı makamlarının kurallarına göre idare olmalı ve hayvanların ameliyattan sonra dikkatlice izlenmelidir. </li></ol> 6. Temsilcisi Sonuçlar: Göziçi enjeksiyonları küresel retinada tüm hücreleri hedef ve vitreus odasına bitişik, en içteki nöronal tabaka, retina ganglion hücrelerinin bulunmaktadır yaralı RGCs teslim maddeler için iyi çalışır. RGCs transeksiyon optik sinir güdük maddelerin sunarak doğrudan hedef olabilir. Şekil 1&#39;de gösterildiği gibi sinir güdük peptidler, uyuşturucu, vektörler, plazmid ya da siRNA&#39;lar kullanarak Fluorogold retrograd etiketli RGCs hedeflenebilir. Şekil 1A-C, üstün colliculus içine Fluorogold enjekte edilerek önceden etiketli RGCs somata bir Cy3 etiketli peptid lokalizasyonu gösteriyor. Cy3 etiketli peptidler axotomy hemen sonra optik sinir enjekte edildi ve retina fiksasyonu sırasında doku liç peptidler önlemek için canlı görüntülendi. Şekil 1D-F Cy3 etiketli siRNA&#39;lar ve axotomized RGCs Fluorogold retrograd tracer lokalizasyonu gösteriyor. Cy3 etiketli siRNA&#39;lar axotomy hemen sonra optik sinir güdük içine enjekte edildi ve retina canlı görüntülü. <img src="/files/ftp_upload/2261/2261fig1.jpg" alt="Şekil 1" /> Şekil 1 flatmounted retina, optik sinir güdük içine etiketli peptidler veya siRNA&#39;lar ya axotomy ve enjeksiyon sonrası 1 gün RGCs Epifloresans mikrograflar . (A) Fluorogold retrograd 1 gün postaxotomy axotomized RGCs etiketleme (B) etiketli peptidler retrograd ulaşım, optik sinir içine axotomy ve peptid enjeksiyon sonrası 1 gün sonra RGCs Cy3 floresan. (C) Overlay ve (A) ve (B) Fluorogold etiketli RGCs Cy3 etiketli peptidler seçici lokalizasyonu gösteren. (DF), Fluorogold etiketli RGCs (D) hücre gövdeleri de bindirme (F) gösterildiği gibi, 24 saat önce optik sinir güdük içine enjekte Cy3 etiketli siRNA&#39;lar (E) ile doldurulur. AC ölçek çubuğu 50 mm. DF Ölçek çubuğu 20 mm.

<ol>
	<li>Bahr, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Live+or+let+die+-+retinal+ganglion+cell+death+and+survival+during+development+and+in+the+lesioned+adult+CNS.">Live or let die - retinal ganglion cell death and survival during development and in the lesioned adult CNS.</a> Trends Neurosci. 23, 483-4890 (2000).</li><li>Isenmann, S., Kretz, A., Cellerino, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+determinants+of+retinal+ganglion+cell+development,+survival,+and+regeneration.">Molecular determinants of retinal ganglion cell development, survival, and regeneration.</a> Prog Retin Eye Res. 22, 483-543 (2003).</li><li>Koeberle, P. D., Bahr, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Growth+and+guidance+cues+for+regenerating+axons:+where+have+they+gone.">Growth and guidance cues for regenerating axons: where have they gone.</a> J Neurobiol. 59, 162-180 (2004).</li><li>Weishaupt, J. H., Bahr, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Degeneration+of+axotomized+retinal+ganglion+cells+as+a+model+for+neuronal+apoptosis+in+the+central+nervous+system+-+molecular+death+and+survival+pathways.">Degeneration of axotomized retinal ganglion cells as a model for neuronal apoptosis in the central nervous system - molecular death and survival pathways.</a> Restor. Neurol. Neurosci. 19, 1-2 (2001).</li><li>Arai-Gaun, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heme+oxygenase-1+induced+in+muller+cells+plays+a+protective+role+in+retinal+ischemia-reperfusion+injury+in+rats.">Heme oxygenase-1 induced in muller cells plays a protective role in retinal ischemia-reperfusion injury in rats.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 45, 4226-4232 (2004).</li><li>Bainbridge, J. W., Tan, M. H., Ali, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+therapy+progress+and+prospects:+the+eye.">Gene therapy progress and prospects: the eye.</a> Gene Ther. 13, 1191-1197 (2006).</li><li>Polo, A. D. i. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prolonged+delivery+of+brain-derived+neurotrophic+factor+by+adenovirus-infected+Muller+cells+temporarily+rescues+injured+retinal+ganglion+cells.">Prolonged delivery of brain-derived neurotrophic factor by adenovirus-infected Muller cells temporarily rescues injured retinal ganglion cells.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 95, 3978-3983 (1998).</li><li>Herard, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=siRNA+targeted+against+amyloid+precursor+protein+impairs+synaptic+activity+in+vivo.">siRNA targeted against amyloid precursor protein impairs synaptic activity in vivo.</a> Neurobiol Aging. 27, 1740-1750 (2006).</li><li>Koeberle, P. D., Bahr, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+upregulation+of+GLAST-1+is+an+indirect+antiapoptotic+mechanism+of+GDNF+and+neurturin+in+the+adult+CNS.">The upregulation of GLAST-1 is an indirect antiapoptotic mechanism of GDNF and neurturin in the adult CNS.</a> Cell Death Differ. 15, 471-483 (2008).</li><li>Koeberle, P. D., Gauldie, J., Ball, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+adenoviral-mediated+gene+transfer+of+interleukin-10,+interleukin-4,+and+transforming+growth+factor-beta+on+the+survival+of+axotomized+retinal+ganglion+cells.">Effects of adenoviral-mediated gene transfer of interleukin-10, interleukin-4, and transforming growth factor-beta on the survival of axotomized retinal ganglion cells.</a> Neuroscience. 125, 903-920 (2004).</li><li>Naik, R., Mukhopadhyay, A., Ganguli, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+delivery+to+the+retina:+focus+on+non-viral+approaches.">Gene delivery to the retina: focus on non-viral approaches.</a> Drug Discov Today. 14, 306-315 (2009).</li><li>van Adel, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivery+of+ciliary+neurotrophic+factor+via+lentiviral-mediated+transfer+protects+axotomized+retinal+ganglion+cells+for+an+extended+period+of+time.">Delivery of ciliary neurotrophic factor via lentiviral-mediated transfer protects axotomized retinal ganglion cells for an extended period of time.</a> Hum Gene Ther. 14, 103-115 (2003).</li><li>Alexander, J. J., Hauswirth, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adeno-associated+viral+vectors+and+the+retina.">Adeno-associated viral vectors and the retina.</a> Adv Exp Med Biol. 613, 121-128 (2008).</li><li>Allocca, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=AAV-mediated+gene+transfer+for+retinal+diseases.">AAV-mediated gene transfer for retinal diseases.</a> Expert Opin Biol Ther. 6, 1279-1294 (2006).</li><li>Surace, E. M., Auricchio, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Versatility+of+AAV+vectors+for+retinal+gene+transfer.">Versatility of AAV vectors for retinal gene transfer.</a> Vision Res. 48, 353-359 (2008).</li><li>Garcia-Valenzuela, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Axon-mediated+gene+transfer+of+retinal+ganglion+cells+in+vivo.">Axon-mediated gene transfer of retinal ganglion cells in vivo.</a> J Neurobiol. 32, 111-122 (1997).</li><li>Koeberle, P. D., Wang, Y., Schlichter, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kv1.1+and+Kv1.3+channels+contribute+to+the+degeneration+of+retinal+ganglion+cells+after+optic+nerve+transection+in+vivo.">Kv1.1 and Kv1.3 channels contribute to the degeneration of retinal ganglion cells after optic nerve transection in vivo.</a> Cell Death Differ. 17, 134-144 (2010).</li><li>Kugler, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transduction+of+axotomized+retinal+ganglion+cells+by+adenoviral+vector+administration+at+the+optic+nerve+stump:+an+in+vivo+model+system+for+the+inhibition+of+neuronal+apoptotic+cell+death.">Transduction of axotomized retinal ganglion cells by adenoviral vector administration at the optic nerve stump: an in vivo model system for the inhibition of neuronal apoptotic cell death.</a> Gene Ther. 6, 1759-1767 (1999).</li><li>Lingor, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Down-regulation+of+apoptosis+mediators+by+RNAi+inhibits+axotomy-induced+retinal+ganglion+cell+death+in+vivo.">Down-regulation of apoptosis mediators by RNAi inhibits axotomy-induced retinal ganglion cell death in vivo.</a> Brain. 128, 550-558 (2005).</li><li>Leon, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lens+injury+stimulates+axon+regeneration+in+the+mature+rat+optic+nerve.">Lens injury stimulates axon regeneration in the mature rat optic nerve.</a> J Neurosci. 20, 4615-4626 (2000).</li><li>Mansour-Robaey, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+ocular+injury+and+administration+of+brain-derived+neurotrophic+factor+on+survival+and+regrowth+of+axotomized+retinal+ganglion+cells.">Effects of ocular injury and administration of brain-derived neurotrophic factor on survival and regrowth of axotomized retinal ganglion cells.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 91, 1632-1636 (1994).</li><li>D'Onofrio, P. M., Magharious, M. M., Koeberle, P. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optic+Nerve+Transection:+A+Model+of+Adult.">Optic Nerve Transection: A Model of Adult.</a> J Vis Exp. , .</li></ol>

Optik sinir transeksiyonu yetişkin MSS nöron apoptozis yüksek tekrarlanabilir bir model. Bu yazının gösterdiği deneysel manipülasyonlar yaralanma sonrası RGC apopitoz mekanizmalarının çalışma izin verir. Göziçi enjeksiyonları retina küresel hedefleme için yararlıdır. Bu prosedür, cam pipet ucu ile lens kesmemeye kritik olduğu gibi, bazı pratik gerektirir. Lens hasar değiştirerek hücre sağkalım ve rejenerasyon 20, 21, büyüme faktörlerinin salınımı...

A correction to the article Methods for Experimental Manipulations after Optic Nerve Transection in the Mammalian CNS was made.

Erratum: Methods for Experimental Manipulations after Optic Nerve Transection in the Mammalian CNS

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Stereotaxic Frame</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Stoelting, Kopf, WPI</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Rat Gas Mask</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Stoelting, Kopf, WPI</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Anesthesia System</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>VetEquip</td>
<td>901806</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Isoflurane (PrAErrane)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Baxter Corp</td>
<td>DIN 02225875</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Surgical Microscope</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>WPI, Zeiss, Leica</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Alcaine Eye Drops</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Alcon</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Tears Naturale P.M.</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Alcon</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Fine tip Dumont forceps</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fine Science Tools</td>
<td>11252-00</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>10 &mu;l Hamilton Syringe (1701RN; 26s/2&#x201D;/2)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Hamilton Syringe Co.</td>
<td>80030</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>1/16 inch Compression Fittings</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Hamilton Syringe Co.</td>
<td>55751-01</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>1/16 inch OD, 0.010 inch ID, PEEK Tubing</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Supelco, Bellefonte, PA</td>
<td>Z226661</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Dual RN Glass Coupler</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Hamilton Syringe Co.</td>
<td>55752-01</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Mineral Oil Priming Kit: includes syringe, needles, rubber septa</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Hamilton Syringe Co.</td>
<td>PRMKIT</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

methods for experimental manipulations after optic nerve transection in the mammalian cns

Retina ganglion hücrelerinin (RGCs) MSS nöronlar olduğunu retina optik sinir yoluyla beyne görsel bilgi çıktı. Optik sinir göz yörüngesinin içinde erişilebilir ve tüm RGC nüfus aksonlar tamamen kesme, (axotomized) transeksiyon olabilir. Optik sinir transeksiyonu yetişkin MSS 1-4 apoptotik nöron hücre ölümü tekrarlanabilir bir model. Bu model özellikle çekici, göz vitreus kamara göz içi enjeksiyonları ile deneysel manipülasyonlar izin retina ilaç dağıtım için bir kapsül gibi davranır çünkü. Vitreus sıvı ile kimyasal difüzyon tüm RGC nüfus üzerine hareket etmelerini sağlar. Viral vektörler, plazmid ya da kısa müdahale RNA&#39;lar (siRNA) 5-12 retina hücreleri enfekte veya transfect için vitreus odasına teslim edilebilir. Adeno Associated Virus (AAV) vektörleri yüksek tropizm enjeksiyon yerinde 6, 7, 13-15 yakın hücrelerinin% 90 yaklaşan bir enfeksiyon oranı ile, hedef RGCs için yararlı. Ayrıca, RGCs seçici hedef üstün colliculus 10 siRNA&#39;lar, plazmid veya viral vektörler içine optik sinir 16-19 veya enjekte vektörler kesik ucuna uygulayarak transfekte olabilir. Bu araştırmacılar, diğer seyirci nöron veya glia çevreleyen karıştırıcı etkisi olmadan yaralı nöronal nüfus apoptotik mekanizmalar çalışma sağlar. RGC apoptozis, hücre ölümü hücrelerin hızla dejenere sonra 3-4 gün postaxotomy, gecikmiş sayede ders karakteristik bir zaman vardır. Bu apoptozis de dahil yollar yönelik deneysel manipülasyonlar için bir pencere sağlar. Axotomy zaman sinir kesim hemen sonra, doğrudan transeksiyon optik sinir güdük RGCs hedef manipülasyonlar yapılmaktadır. Buna karşın, madde bir göz içi yolla teslim edildiğinde, onlar, axotomized RGCs apoptoz başlaması önceki cerrahi öncesi veya ameliyat sonrası ilk 3 gün içinde enjekte edilebilir. Bu yazıda, optik sinir transeksiyonu sonra deneysel manipülasyonlar için çeşitli yöntemler göstermektedir.

Watch this Scientific Journal Video about Methods for Experimental Manipulations after Optic Nerve Transection in the Mammalian CNS at JoVE.com

Methods for Experimental Manipulations after Optic Nerve Transection in the Mammalian CNS

Optik Sinir transeksiyonu yetişkin MSS yaralanma yaygın olarak kullanılan bir model. Bu model, küresel retina hedef ya da doğrudan hedef, retina ganglion hücrelerinin yaralı nöronal nüfus bir dizi deneysel manipülasyon yapmak için idealdir.

Memeli MSS Optik Sinir transeksiyonu sonra Deneysel İşlemler Yöntemleri

Retinal ganglion cells (RGCs) are CNS neurons that output visual information from the retina to the brain, via the optic nerve. The optic nerve can be ...

methods-for-experimental-manipulations-after-optic-nerve-transection

Research

JoVE Journal

Neuroscience

13.3K Görüntüleme.  University of Toronto. Optik Sinir transeksiyonu yetişkin MSS yaralanma yaygın olarak kullanılan bir model. Bu model, küresel retina hedef ya da doğrudan hedef, retina ganglion hücrelerinin yaralı nöronal nüfus bir dizi deneysel manipülasyon yapmak için idealdir.

Video: Methods for Experimental Manipulations after Optic Nerve Transection in the Mammalian CNS

Optic Nerve Transection: A Model of Adult Neuron Apoptosis in the Central Nervous System

Retinal ganglion cells (RGCs) are CNS neurons that output visual information from the retina to the brain, via the optic nerve. 
The optic nerve can be accessed within the orbit of the eye and completely transected (axotomized), cutting the axons of the entire RGC population. Optic nerve 
transection is a reproducible model of apoptotic neuronal cell death in the adult CNS 1-4. This model is particularly attractive because the vitreous
 chamber of the eye acts as a capsule for drug delivery to the retina, permitting experimental manipulations via intraocular injections. The diffusion of chemicals 
through the vitreous fluid ensures that they act upon the entire RGC population. Moreover, RGCs can be selectively transfected by applying short interfering RNAs 
(siRNAs), plasmids, or viral vectors to the cut end of the optic nerve 5-7 or injecting vectors into their target, the superior colliculus 8. 
This allows researchers to study apoptotic mechanisms in the desired neuronal population without confounding effects on other bystander neurons or surrounding glia. 
An additional benefit is the ease and accuracy with which cell survival can be quantified after injury. The retina is a flat, layered tissue and RGCs are localized in 
the innermost layer, the ganglion cell layer. The survival of RGCs can be tracked over time by applying a fluorescent tracer (3% Fluorogold) to the cut end of the 
optic nerve at the time of axotomy, or by injecting the tracer into the superior colliculus (RGC target) one week prior to axotomy. The tracer is retrogradely transported, labeling 
the entire RGC population. Because the ganglion cell layer is a monolayer (one cell thick), RGC densities can be quantified in flat-mounted tissue, without the need 
for stereology. Optic nerve transection leads to the apoptotic death of 90% of injured RGCs within 14 days postaxotomy 9-11. RGC apoptosis has a 
characteristic time-course whereby cell death is delayed 3-4 days postaxotomy, after which the cells rapidly degenerate. This provides a time window for 
experimental manipulations directed against pathways involved in apoptosis.

Optic Nerve transection is a widely used model of adult CNS injury. Ninety percent of retinal ganglion cells (RGCs) whose axons are completely transected (axotomy) die within 14 days after axotomy. This model is easily amenable to experimental manipulations and highly reproducible.

Optik Sinir transeksiyonu: Santral Sinir Sistemi Yetişkin Nöron Apoptoz Bir Model

Retinal ganglion cells (RGCs) are CNS neurons that output visual information from the retina to the brain, via the optic nerve. 
The optic nerve can be ...

Nörobilim

An Optic Nerve Crush Injury Murine Model to Study Retinal Ganglion Cell Survival

Injury to the optic nerve can lead to axonal degeneration, followed by a gradual death of retinal ganglion cells (RGCs), which results in irreversible vision loss. Examples of such diseases in human include traumatic optic neuropathy and optic nerve degeneration in glaucoma. It is characterized by typical changes in the optic nerve head, progressive optic nerve degeneration, and loss of retinal ganglion cells, if uncontrolled, leading to vision loss and blindness.
The optic nerve crush (ONC) injury mouse model is an important experimental disease model for traumatic optic neuropathy, glaucoma, etc. In this model, the crush injury to the optic nerve leads to gradual retinal ganglion cells apoptosis. This disease model can be used to study the general processes and mechanisms of neuronal death and survival, which is essential for the development of therapeutic measures. In addition, pharmacological and molecular approaches can be used in this model to identify and test potential therapeutic reagents to treat different types of optic neuropathy.
Here, we provide a step by step demonstration of (I) Baseline retrograde labeling of retinal ganglion cells (RGCs) at day 1, (II) Optic nerve crush injury at day 4, (III) Harvest the retinae and analyze RGC survival at day 11, and (IV) Representative result.

This protocol shows how to retrogradely label retinal ganglion cells, and how to subsequently make an optic nerve crush injury in order to analyze retinal ganglion cell survival and apoptosis. It is an experimental disease model for different types of optic neuropathy, including glaucoma.

Retina Ganglion Hücre Survival Eğitim Bir Optik Sinir Crush Yaralanma murin Modeli

Injury to the optic nerve can lead to axonal degeneration, followed by a gradual death of retinal ganglion cells (RGCs), which results in irreversible ...

Transplantation of Olfactory Ensheathing Cells to Evaluate Functional Recovery after Peripheral Nerve Injury

Olfactory ensheathing cells (OECs) are neural crest cells which allow growth and regrowth of the primary olfactory neurons. Indeed, the primary olfactory system is characterized by its ability to give rise to new neurons even in adult animals. This particular ability is partly due to the presence of OECs which create a favorable microenvironment for neurogenesis. This property of OECs has been used for cellular transplantation such as in spinal cord injury models. Although the peripheral nervous system has a greater capacity to regenerate after nerve injury than the central nervous system, complete sections induce misrouting during axonal regrowth in particular after facial of laryngeal nerve transection. Specifically, full sectioning of the recurrent laryngeal nerve (RLN) induces aberrant axonal regrowth resulting in synkinesis of the vocal cords. In this specific model, we showed that OECs transplantation efficiently increases axonal regrowth.
OECs are constituted of several subpopulations present in both the olfactory mucosa (OM-OECs) and the olfactory bulbs (OB-OECs). We present here a model of cellular transplantation based on the use of these different subpopulations of OECs in a RLN injury model. Using this paradigm, primary cultures of OB-OECs and OM-OECs were transplanted in Matrigel after section and anastomosis of the RLN. Two months after surgery, we evaluated transplanted animals by complementary analyses based on videolaryngoscopy, electromyography (EMG), and histological studies. First, videolaryngoscopy allowed us to evaluate laryngeal functions, in particular muscular cocontractions phenomena. Then, EMG analyses demonstrated richness and synchronization of muscular activities. Finally, histological studies based on toluidine blue staining allowed the quantification of the number and profile of myelinated fibers.
All together, we describe here how to isolate, culture, identify and transplant OECs from OM and OB after RLN section-anastomosis and how to evaluate and analyze the efficiency of these transplanted cells on axonal regrowth and laryngeal functions.

Olfactory ensheathing cells (OECs) are neural crest cells which allow growth of the primary olfactory neurons. This specific property can be used for cellular transplantation. We present here a model of cellular transplantation based on the use of OECs in a laryngeal nerve injury model.

Periferik Sinir Hasarı Sonrası Fonksiyonel Kurtarma Değerlendirmesinde Koku Ensheathing Hücre Nakli

Olfactory ensheathing cells (OECs) are neural crest cells which allow growth and regrowth of the primary olfactory neurons. Indeed, the primary olfactory ...

Motor Nerve Transection and Time-lapse Imaging of Glial Cell Behaviors in Live Zebrafish

The nervous system is often described as a hard-wired component of the body even though it is a considerably fluid organ system that reacts to external stimuli in a consistent, stereotyped manner, while maintaining incredible flexibility and plasticity. Unlike the central nervous system (CNS), the peripheral nervous system (PNS) is capable of significant repair, but we have only just begun to understand the cellular and molecular mechanisms that govern this phenomenon. Using zebrafish as a model system, we have the unprecedented opportunity to couple regenerative studies with in vivo imaging and genetic manipulation. Peripheral nerves are composed of axons surrounded by layers of glia and connective tissue. Axons are ensheathed by myelinating or non-myelinating Schwann cells, which are in turn wrapped into a fascicle by a cellular sheath called the perineurium. Following an injury, adult peripheral nerves have the remarkable capacity to remove damaged axonal debris and re-innervate targets. To investigate the roles of all peripheral glia in PNS regeneration, we describe here an axon transection assay that uses a commercially available nitrogen-pumped dye laser to axotomize motor nerves in live transgenic zebrafish. We further describe the methods to couple these experiments to time-lapse imaging of injured and control nerves. This experimental paradigm can be used to not only assess the role that glia play in nerve regeneration, but can also be the platform for elucidating the molecular mechanisms that govern nervous system repair.

Although the peripheral nervous system (PNS) is capable of significant repair after injury, little is known about the cellular and molecular mechanisms that govern this phenomenon. Using live, transgenic zebrafish and a reproducible nerve transection assay, we can study dynamic glial cell behaviors during nerve degeneration and regeneration.

Motor Sinir transeksiyonu ve Canlı Zebra balığı Glial Hücre Davranışlarının Time-lapse Görüntüleme

The  nervous system is often described as a hard-wired component of the body even  though it is a considerably fluid organ system that reacts to external ...

Fast Micro-iontophoresis of Glutamate and GABA: A Useful Tool to Investigate Synaptic Integration

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of the dendritic tree, which eventually leads to neuronal output of action potentials at the axon. The influence of diverse spatial and temporal parameters of specific synaptic input on neuronal output is currently under investigation, e.g. the distance-dependent attenuation of dendritic inputs, the location-dependent interaction of spatially segregated inputs, the influence of GABAergig inhibition on excitatory integration, linear and non-linear integration modes, and many more.
With fast micro-iontophoresis of glutamate and GABA it is possible to precisely investigate the spatial and temporal integration of glutamatergic excitation and GABAergic inhibition. Critical technical requirements are either a triggered fluorescent lamp, light-emitting diode (LED), or a two-photon scanning microscope to visualize dendritic branches without introducing significant photo-damage of the tissue. Furthermore, it is very important to have a micro-iontophoresis amplifier that allows for fast capacitance compensation of high resistance pipettes. Another crucial point is that no transmitter is involuntarily released by the pipette during the experiment.
Once established, this technique will give reliable and reproducible signals with a high neurotransmitter and location specificity. Compared to glutamate and GABA uncaging, fast iontophoresis allows using both transmitters at the same time but at very distant locations without limitation to the field of view. There are also advantages compared to focal electrical stimulation of axons: with micro-iontophoresis the location of the input site is definitely known and it is sure that only the neurotransmitter of interest is released. However it has to be considered that with micro-iontophoresis only the postsynapse is activated and presynaptic aspects of neurotransmitter release are not resolved. In this article we demonstrate how to set up micro-iontophoresis in brain slice experiments.

In this article we introduce fast micro-iontophoresis of neurotransmitters as a technique to investigate integration of postsynaptic signals with high spatial and temporal precision.

Glutamat ve GABA hızlı Micro-iyontoforez: Synaptic Entegrasyon Araştırma yararlı bir araç

One of the fundamental interests in neuroscience is to understand the integration of excitatory and inhibitory inputs along the very complex structure of ...

In vivo Imaging of Optic Nerve Fiber Integrity by Contrast-Enhanced MRI in Mice

The rodent visual system encompasses retinal ganglion cells and their axons that form the optic nerve to enter thalamic and midbrain centers, and postsynaptic projections to the visual cortex. Based on its distinct anatomical structure and convenient accessibility, it has become the favored structure for studies on neuronal survival, axonal regeneration, and synaptic plasticity. Recent advancements in MR imaging have enabled the in vivo visualization of the retino-tectal part of this projection using manganese mediated contrast enhancement (MEMRI). Here, we present a MEMRI protocol for illustration of the visual projection in mice, by which resolutions of (200 &#181;m)3 can be achieved using common 3 Tesla scanners. We demonstrate how intravitreal injection of a single dosage of 15 nmol MnCl2 leads to a saturated enhancement of the intact projection within 24 hr. With exception of the retina, changes in signal intensity are independent of coincided visual stimulation or physiological aging. We further apply this technique to longitudinally monitor axonal degeneration in response to acute optic nerve injury, a paradigm by which Mn2+ transport completely arrests at the lesion site. Conversely, active Mn2+ transport is quantitatively proportionate to the viability, number, and electrical activity of axon fibers. For such an analysis, we exemplify Mn2+ transport kinetics along the visual path in a transgenic mouse model (NF-&#954;B p50KO) displaying spontaneous atrophy of sensory, including visual, projections. In these mice, MEMRI indicates reduced but not delayed Mn2+ transport as compared to wild type mice, thus revealing signs of structural and/or functional impairments by NF-&#954;B mutations.
In summary, MEMRI conveniently bridges in vivo assays and post mortem histology for the characterization of nerve fiber integrity and activity. It is highly useful for longitudinal studies on axonal degeneration and regeneration, and investigations of mutant mice for genuine or inducible phenotypes.

In vivo Imaging of Optic Nerve Fiber Integrity by Contrast-Enhanced MRI in Mice

This video illustrates a method, using a clinical 3 T scanner, for contrast-enhanced MR imaging of the na&#239;ve mouse visual projection and for repetitive and longitudinal in vivo studies of optic nerve degeneration associated with acute optic nerve crush injury and chronic optic nerve degeneration in knock-out mice (p50KO).

Farelerde kontrastlı MR ile optik sinir lifi Dürüstlük İn vivo

The rodent visual system encompasses retinal ganglion cells and their axons that form the optic nerve to enter thalamic and midbrain centers, and ...

Spinal Cord Transection in the Larval Zebrafish

Mammals fail in sensory and motor recovery following spinal cord injury due to lack of axonal regrowth below the level of injury as well as an inability to reinitiate spinal neurogenesis. However, some anamniotes including the zebrafish Danio rerio exhibit both sensory and functional recovery even after complete transection of the spinal cord. The adult zebrafish is an established model organism for studying regeneration following spinal cord injury, with sensory and motor recovery by 6&#160;weeks post-injury. To take advantage of in vivo analysis of the regenerative process available in the transparent larval zebrafish as well as genetic tools not accessible in the adult, we use the larval zebrafish to study regeneration after spinal cord transection. Here we demonstrate a method for reproducibly and verifiably transecting the larval spinal cord. After transection, our data shows sensory recovery beginning at 2&#160;days post-injury (dpi), with the C-bend movement detectable by 3 dpi and resumption of free swimming by 5 dpi. Thus we propose the larval zebrafish as a companion tool to the adult zebrafish for the study of recovery after spinal cord injury.

After spinal transection, adult zebrafish have functional recovery by six weeks post-injury. To take advantage of larval transparency and faster recovery, we present a method for transecting the larval spinal cord. After transection, we observe sensory recovery beginning at 2&#160;days post-injury, and C-bend movement by 3 days post-injury.

Larva Zebra balığı Omurilik Kesisi

Mammals fail in sensory and motor recovery following spinal cord injury due to lack of axonal regrowth below the level of injury as well as an inability ...

Minimally-invasive Technique for Injection into Rat Optic Nerve

The rat optic nerve is a useful model for stem cell regeneration research. Direct injection into the rat optic nerve allows delivery into the central nervous system in a minimally-invasive surgery without bone removal. This technique describes an approach to visualization and direct injection of the optic nerve following minor fascial dissection from the orbital ridge, using a conjunctival traction suture to gently pull the eye down and out. Representative examples of an injected optic nerve show successful injection of dyed beads.

Direct injection into the rat optic nerve is useful for regenerative research. We demonstrate a minimally-invasive technique for direct injection into a rat optic nerve that does not involve opening the skull. Using this method, surgical complications are minimized and recovery is more rapid.

Sıçan Optik Sinir içine Enjeksiyon için minimal invaziv Tekniği

The rat optic nerve is a useful model for stem cell regeneration research. Direct injection into the rat optic nerve allows delivery into the central ...

Visual Evoked Potential Recording in a Rat Model of Experimental Optic Nerve Demyelination

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to monitor the disease course in the follow-up period. Changes in the VEP parameters closely correlate with pathological damage in the optic nerve. This protocol provides a detailed description about the rodent model of optic nerve microinjection, in which a partial demyelination lesion is produced in the optic nerve. VEP recording techniques are also discussed. Using skull implanted electrodes, we are able to acquire reproducible intra-session and between-session VEP traces. VEPs can be recorded on individual animals over a period of time to assess the functional changes in the optic nerve longitudinally. The optic nerve demyelination model, in conjunction with the VEP recording protocol, provides a tool to investigate the disease processes associated with demyelination and remyelination, and can potentially be employed to evaluate the effects of new remyelinating drugs or neuroprotective therapies.

Focal demyelination is induced in the optic nerve using lysolecithin microinjection. Visual evoked potentials are recorded via skull electrodes implanted over the visual cortex to examine the signal conduction along the visual pathway in vivo. This protocol details the surgical procedures underlying electrode implantation and optic nerve microinjection.

Deneysel Optik Sinir demyelinizasyon bir Rat Modelinde Görsel Uyarılmış Potansiyel Kayıt

The visual evoked potential (VEP) recording is widely used in clinical practice to assess the severity of optic neuritis in its acute phase, and to ...

Exposure of the Pig CNS for Histological Analysis: A Manual for Decapitation, Skull Opening, and Brain Removal

Pigs have become increasingly popular in large-animal translational neuroscience research as an economically and ethically feasible substitute to non-human primates. The large brain size of the pig allows the use of conventional clinical brain imagers and the direct use and testing of neurosurgical procedures and equipment from the human clinic. Further macroscopic and histological analysis, however, requires postmortem exposure of the pig central nervous system (CNS) and subsequent brain removal. This is not an easy task, as the pig CNS is encapsulated by a thick, bony skull and spinal column. The goal of this paper and instructional video is to describe how to expose and remove the postmortem pig brain and the pituitary gland in an intact state, suitable for subsequent macroscopic and histological analysis.

The goal of this paper and instructional video is to describe how to expose and remove the postmortem pig brain and pituitary gland in an intact state, suitable for subsequent macroscopic and histological analysis.